Postępy Biochemii 59 (2) 2013

219

Małgorzata Uzarska

1,*

Dorota Porowińska

1

Anna Bajek

1

Tomasz Drewa

1,2

1

Zakład

Inżynierii

Tkankowej,

Colle-

gium Medicum im. Ludwika Rydygie-

ra w Bydgoszczy, Uniwersytet Miko-

łaja Kopernika w Toruniu, Bydgoszcz

2

Oddział Urologii Ogólnej i Onkologicznej,

Specjalistyczny Szpitał Miejski im. Mikołaja

Kopernika w Toruniu, Toruń

*

Zakład Inżynierii Tkankowej, Collegium

Medicum im. Ludwika Rydygiera w

Bydgoszczy,

Uniwersytet

Mikołaja

Kopernika w Toruniu, ul. Karłowicza 24,

85-092 Bydgoszcz; tel.: (52) 585 38 23, e-mail:

[e-mail]

Artykuł otrzymano 8 marca 2013 r.

Artykuł zaakceptowano 21 marca 2013 r.

Słowa kluczowe: nabłonkowe komórki ma-

cierzyste, skóra, mieszki włosowe, gruczoły

łojowe

Wykaz skrótów: 3H-Tdr — trytowana tymidy-

na; ASCs — komórki macierzyste organizmów

dorosłych; BMP — białko morfogenetyczne

kości; BrdU — bromodeoksyurydyna; EPU

— naskórkowa jednostka proliferacji; FGF —

czynnik wzrostu fibroblastów; GFP — białko

zielonej fluorescencji; HFSCs — komórki ma-

cierzyste mieszków włosowych; IFE — prze-

dział międzymieszkowy; LRCs — komórki

zatrzymujące znacznik; MAPK — kinaza biał-

kowa aktywowana mitogenami; MCSP — pro-

teoglikan siarczanu chondroityny czerniaka

złośliwego; MSCs — mezenchymalne komór-

ki macierzyste; SGs — gruczoły łojowe; TACs

— komórki dzielące się przejściowo; TGF-β

—transformujący czynnik wzrostu beta; TNF

— czynnik martwicy nowotworów

Komórki macierzyste naskórka — biologia i potencjalne

zastosowanie w medycynie regeneracyjnej

STRESZCZENIE

K

omórki macierzyste uczestniczą w odnowie i regeneracji nabłonków różnych na-

rządów. Największym rezerwuarem nabłonkowych komórek macierzystych w or-

ganizmie jest skóra. Stanowi ona wyspecjalizowaną barierę chroniącą wnętrze ustroju

przed szkodliwym wpływem czynników fizycznych, chemicznych i biologicznych, a

jednocześnie zapewnia odbiór sygnałów pochodzących ze środowiska zewnętrznego.

Skóra uczestniczy również w licznych procesach fizjologicznych warunkujących zacho-

wanie homeostazy. Odnowa i regeneracja naskórka, stanowiącego zewnętrzną warstwę

skóry, możliwa jest dzięki obecności różnych populacji komórek macierzystych rezy-

dujących w mikrośrodowiskach (niszach) tworzących specyficzne warunki umożliwia-

jące zachowanie właściwości tych komórek. Dzięki temu, że komórki w niszy rzadko

ulegają podziałom, możliwe stało się ich odróżnienie od innych szybko proliferujących

komórek skóry. Na tej podstawie zlokalizowano komórki macierzyste w przedziałach

międzymieszkowych, w regionie wybrzuszenia mieszka włosowego, a także w obrębie

gruczołów łojowych. Wykazano ponadto, że mieszki włosowe stanowią niszę dla komó-

rek progenitorowych melanocytów oraz innych komórek macierzystych wywodzących

się z grzebienia nerwowego, jak również mezenchymalnych komórek macierzystych.

Obecność komórek macierzystych charakteryzujących się wysokim potencjałem proli-

feracyjnym i zdolnością do samoodnowy umożliwia zachowanie równowagi naskórka

w warunkach fizjologicznych oraz jego regenerację. Identyfikacja, izolacja i charaktery-

styka nabłonkowych komórek macierzystych konieczna jest do poznania i zrozumienia

podłoża szeregu chorób skóry, opracowania wydajnych metod ich leczenia, jak również

szerszego zastosowania tych komórek w medycynie regeneracyjnej, terapii genowej, czy

kosmetologii.

WPROWADZENIE

Nabłonki tworzą zewnętrzną warstwę skóry i wyściełają liczne narzą-

dy organizmu, tj. przewód pokarmowy, drogi oddechowe czy układ mo-

czowo-płciowy, oddzielając wnętrze ustroju od środowiska zewnętrznego.

Zachowanie homeostazy tej tkanki możliwe jest dzięki obecności multipo-

tencjalnych komórek macierzystych charakteryzujących się zdolnością do

samoodnowy i wysokim potencjałem proliferacyjnym [1]. Największym re-

zerwuarem nabłonkowych komórek macierzystych w organizmie jest skóra,

co czyni ją źródłem komórek o potencjalnym zastosowaniu terapeutycznym.

Szacuje się, że komórki macierzyste naskórka stanowią 1–10% wszystkich ko-

mórek warstwy podstawnej, nie licząc komórek macierzystych rezydujących

w mieszkach włosowych [2,3]. Ze względu na łatwą dostępność i szerokie,

potencjalne możliwości zastosowania w medycynie regeneracyjnej, terapii

genowej i kosmetologii nabłonkowe komórki macierzyste od wielu lat budzą

rosnące zainteresowanie badaczy z różnych dziedzin nauki [4]. Dlatego też

celem niniejszej pracy jest przedstawienie aktualnej wiedzy na temat biologii

komórek macierzystych naskórka i możliwości ich wykorzystania w szeroko

pojętej medycynie.

NASKÓREK JAKO BOGATE ŹRÓDŁO NABŁONKOWYCH

KOMÓREK MACIERZYSTYCH

Skóra jest największym narządem ludzkiego organizmu. Stanowi wielo-

funkcyjną barierę pomiędzy środowiskiem zewnętrznym, a ustrojem, zapew-

niając jednocześnie kontakt z otoczeniem. Umożliwia zachowanie homeosta-

zy poprzez ochronę przed promieniowaniem słonecznym, działaniem kseno-

biotyków oraz patogennych mikroorganizmów, jak również przez udział w

procesach termoregulacji, utrzymaniu równowagi wodno-elektrolitowej oraz

odpowiedzi immunologicznej [5,6]. Naskórek tworzący zewnętrzną warstwę

skóry, zbudowany jest z komórek nabłonkowych pochodzenia ektodermal-

nego, natomiast leżącą poniżej skórę właściwą i tkankę podskórną tworzą

komórki wywodzące się z mezodermy i grzebienia nerwowego. Odnowa tak

odmiennych typów komórek możliwa jest dzięki obecności różnych popula-

220

www.postepybiochemii.pl

cji komórek macierzystych rezydujących w tzw. niszach,

inaczej mikrośrodowiskach, zapewniających zachowanie

specyficznych właściwości tych komórek [7].

Komórki tworzące niszę izolują komórki macierzyste

naskórka przed sygnałami indukującymi różnicowanie,

czynnikami proapoptotycznymi oraz innymi bodźcami,

które mogłyby wpłynąć na ich równowagę. Środowisko

niszy hamuje również nadmierną proliferację, co chro-

ni DNA tych komórek przed uszkodzeniem i zapobiega

inicjacji transformacji nowotworowej [8]. Badania opiera-

jące się na wykorzystaniu cech charakterystycznych dla

komórek macierzystych pozwoliły na wyróżnienie kilku

populacji komórek macierzystych naskórka zlokalizowa-

nych w przedziałach międzymieszkowych (IFE, ang. in-

terfollicular epidermis), w regionie wybrzuszenia mieszka

włosowego (ang. bulge), a także w obrębie gruczołów ło-

jowych [9,10]. Mieszki włosowe stanowią ponadto niszę

dla komórek progenitorowych melanocytów oraz innych

komórek macierzystych wywodzących się z grzebienia

nerwowego [11].

ASyMETRyCZNE PODZIAły KOMóREK

MACIERZySTyCH NASKóRKA

Sugeruje się, że zachowanie stałej liczby komórek ma-

cierzystych naskórka, podobnie jak innych komórek ma-

cierzystych organizmów dorosłych (ASCs, ang. adult stem

cells), możliwe jest dzięki asymetrycznym podziałom

komórkowym, w wyniku których powstaje identyczna

komórka potomna zdolna do samoodnowy oraz komór-

ka progenitorowa, która podlega różnicowaniu podczas

kolejnych podziałów (Ryc. 1) [12]. U myszy opisano dwa

rodzaje podziałów asymetrycznych komórek macierzy-

stych naskórka, które różnią się między sobą orientacją

wrzeciona kariokinetycznego. W naskórku pobranym z

ogonów dorosłych osobników podczas podziału wrze-

ciono położone jest równolegle do błony podstawnej.

Obie komórki potomne pozostają czasowo w obszarze

niszy, po czym jedna z nich ulega oddzieleniu od błony

podstawnej, najprawdopodobniej na skutek działania

zewnątrzkomórkowych sygnałów indukujących zmiany

w syntezie integryn [13]. Podział, podczas którego wrze-

ciono układa się prostopadle do błony podstawnej zaob-

serwowano natomiast w czasie rozwoju zarodkowego

tych organizmów. Prostopadła orientacja wrzeciona ka-

riokinetycznego powoduje, że komórka związana z błoną

podstawną pozostaje w środowisku niszy, natomiast dru-

ga komórka ulega różnicowaniu [14]. Odmienny los ko-

mórek potomnych może być wynikiem oddalenia jednej

z nich od zewnątrzkomórkowych sygnałów warunkują-

cych zachowanie cech charakterystycznych dla komórek

macierzystych lub nierównomiernym rozmieszczeniem

czynników determinujących różnicowanie podczas po-

działu komórki macierzystej [15,16].

Rycina 1. Asymetryczne podziały komórek macierzystych skóry. (A) Wrzeciono kariokinetyczne położone równolegle do błony podstawnej. Obie komórki potomne

pozostają początkowo w obszarze niszy (kolor ciemnoniebieski), po czym jedna z nich podlega różnicowaniu (kolor czerwony). (B) Wrzeciono kariokinetyczne położone

prostopadle do błony podstawnej. Komórka położona w obszarze niszy pozostaje niezróżnicowana (kolor ciemnoniebieski), natomiast komórka oddalona od sygnałów

warunkujących zachowanie cech unikalnych dla komórek macierzystych, podlega różnicowaniu (kolor czerwony) [15,16].

Postępy Biochemii 59 (2) 2013

221

IDENTyFIKACjA KOMóREK

MACIERZySTyCH NASKóRKA

Komórki macierzyste naskórka charakteryzuje zdolność

do samoodnowy, wydłużony cykl komórkowy z jedno-

czesnym zachowaniem wysokiego potencjału proliferacyj-

nego, aktywacja pod wpływem uszkodzenia bądź innych

sygnałów indukujących podziały komórkowe oraz możli-

wość tworzenia wyspecjalizowanych struktur naskórka [4].

Wykorzystanie specyficznych właściwości nabłonkowych

komórek macierzystych umożliwiło opracowanie metod

pozwalających na ich identyfikację, izolację i charaktery-

stykę. Znakowanie DNA przy użyciu trytowanej tymidyny

(3H-Tdr, ang. tritiated thymidine) lub bromodeoksyurydy-

ny (BrdU, ang. bromodeoxyuridine) pozwala na odróżnienie

komórek szybko proliferujących od wolno dzielących się

komórek macierzystych. Na tej podstawie zidentyfikowa-

no populację tzw. komórek LRCs (ang. label-retaining cells),

które przez dłuższy czas zatrzymują wprowadzony do

DNA znacznik [2,17]. LRCs zaobserwowano także, dzięki

wykorzystaniu metod inżynierii genetycznej umożliwiają-

cych uzyskanie ekspresji genu kodującego białko zielonej

fluorescencji (GFP, ang. green fluorescent protein) w komór-

kach charakteryzujących się wydłużonym cyklem komór-

kowym [18,19] Możliwa jest również analiza potencjału

proliferacyjnego komórek naskórka w hodowli in vitro, po-

przez ocenę właściwości kolonii utworzonych przez wyizo-

lowane komórki. Analiza klonalna pozwala na wyróżnienie

trzech rodzajów klonów — paraklonów, meroklonów oraz

holoklonów. Paraklony zbudowane są z komórek zróżni-

cowanych, o bardzo ograniczonym potencjale proliferacyj-

nym. Tworzą one nieliczne, małe kolonie, których nie udaje

się subklonować. Meroklony powstają z komórek dzielą-

cych się przejściowo, budujących kolonie o nieregularnym

kształcie, z których tylko część komórek może być dalej klo-

nowana. Komórki macierzyste naskórka, charakteryzujące

się wysokim potencjałem proliferacyjnym tworzą natomiast

holoklony, zwarte kolonie o regularnym kształcie, które po

pasażu dają początek takim samym subklonom [20-22].

KOMÓRKI MACIERZYSTE W PRZEDZIAŁACH

MIĘDZYMIESZKOWYCH

Naskórek zbudowany jest z kilku warstw komórek za-

wierających keratynocyty znajdujące się na różnych etapach

zróżnicowania (Ryc. 2). Keratynocyty warstwy podstawnej

tworzą pojedynczy rząd komórek o cylindrycznym kształ-

cie, ułożonych prostopadle do błony podstawnej i ściśle z

nią związanych za pomocą hemidesmosomów. W miarę

dojrzewania keratynocyty przesuwają się ku górnym war-

stwom, aż docierają do warstwy rogowej, gdzie obumiera-

ją i ulegają złuszczeniu [23]. Wytworzenie uwarstwionego

naskórka wymaga współdziałania różnych szlaków sygna-

lizacji wewnątrzkomórkowej. Badania myszy wykazały,

że w procesie tym uczestniczy białko Notch, kinaza MAP

(MAPK, ang. mitogen-activated protein kinase) oraz liczne

czynniki transkrypcyjne, m.in. NF-κB, p63, AP-2, C/EBP,

IRF-6, GRHL3 oraz KLF4 [12]. Kluczowym etapem róż-

nicowania jest przejście komórek z warstwy podstawnej

do kolczystej, czemu towarzyszy zmiana ekspresji genów

kodujących białka strukturalne. W keratynocytach, które

oddzieliły się od błony podstawnej, zahamowaniu ulega

synteza keratyny 5 oraz 14, jednocześnie aktywowane są

geny kodujące keratynę 1 i 10. Komórki warstwy kolczystej

wykazują ponadto syntezę innych białek, które gromadzą

się pod powierzchnią błony komórkowej i uczestniczą w

późnych etapach różnicowania [24]. Dodatkowy wpływ na

różnicowanie keratynocytów mogą wywierać mechanizmy

epigenetyczne, tj. interferencja mikroRNA oraz metylacja

histonów [25].

NASKóRKOWE jEDNOSTKI PROLIFERACjI jAKO

MODEL ORGANIZACjI KOMóREK MACIERZySTyCH

PRZESTRZENI MIęDZyMIESZKOWyCH

Badania naskórka myszy wykazały, że komórki macie-

rzyste przedziałów międzymieszkowych są rozmieszczone

równomiernie w obrębie warstwy podstawnej tworząc licz-

ne, funkcjonalnie niezależne przedziały zwane naskórkowy-

mi jednostkami proliferacji (EPU, ang. epidermal proliferative

units). Zakłada się, że EPU zbudowane są z pojedynczej,

centralnie położonej komórki macierzystej, otoczonej przez

komórki dzielące się przejściowo (TACs, ang. transient am-

plifying cells), zlokalizowane na obrzeżach jednostki oraz z

różnicujących się keratynocytów, które opuszczają jednostkę

kierując się ku górnym warstwom naskórka (Ryc. 2) [26-28].

Taki model organizacji budzi jednak wiele wątpliwości.

Wyniki badań naskórka pochodzącego z ogonów mysich

sugerują, że keratynocyty warstwy podstawnej zdolne są

do podziałów symetrycznych i asymetrycznych, w czasie

których dochodzi do powstania dwóch niezróżnicowanych

komórek potomnych, dwóch komórek podlegających różni-

cowaniu, bądź po jednej z każdego rodzaju. Umożliwiłoby

to zachowanie homeostazy

bez udziału komórek macie-

rzystych w procesie odnowy

nieuszkodzonego naskórka

[29,30]. Badania nad ludzkimi

komórkami macierzystymi

obszarów międzymieszko-

wych są utrudnione ze wzglę-

du na brak możliwości znako-

wania DNA in situ oraz brak

markerów charakterystycz-

nych wyłącznie dla komó-

rek macierzystych naskórka.

Doświadczenia z wykorzy-

staniem skóry pochodzącej z

Rycina 2. Położenie komórek macierzystych w obrębie naskórkowych jednostek proliferacji. (A) Budowa naskórka prze-

strzeni międzymieszkowych. (B) Budowa naskórkowych jednostek proliferacji. Warstwa podstawna naskórka przestrzeni

międzymieszkowych zorganizowana jest w postaci heksagonalnych jednostek obejmujących położoną centralnie komórkę

macierzystą (kolor ciemnoniebieski), komórki dzielące się przejściowo (kolor jasnoniebieski) oraz różnicujące się keratyno-

cyty, które opuszczają jednostkę kierując się ku warstwie rogowej (kolor różowy) [28].

A

B

222

www.postepybiochemii.pl

napletka noworodków pozwoliły na identyfikację komórek

o cechach charakterystycznych dla komórek macierzystych

na szczytach brodawek skórnych [31,32]. Z kolei w naskór-

ku osób dorosłych międzymieszkowe komórki macierzyste

zlokalizowano w wpukleniach błony podstawnej (ang. rete

ridges) [33,34].

MARKERy KOMóREK MACIERZySTyCH

PRZEDZIAłóW MIęDZyMIESZKOWyCH

Identyfikacja komórek macierzystych przedziałów

międzymieszkowych możliwa jest dzięki wykorzystaniu

określonych markerów powierzchniowych i wewnątrzko-

mórkowych. jednym z wyznaczników komórek macierzy-

stych naskórka jest wysoka synteza β1-integryny, gliko-

proteiny przytwierdzającej komórki macierzyste do błony

podstawnej naskórka [31,35,36]. Na powierzchni komórek

macierzystych obserwuje się również zwiększoną syntezę

α6-integryny, równocześnie z niską syntezą keratyny 15 i

receptora transferyny (CD71) [34]. Innym markerem cha-

rakterystycznym dla komórek macierzystych przedziałów

międzymieszkowych jest Lrig1, białko transbłonowe wa-

runkujące zachowanie wolnego tempa proliferacji komórek

macierzystych IFE. Populację komórek wykazujących pro-

dukcję Lrig1 identyfikuje się na wczesnym etapie rozwoju

zarodkowego, w tym samym czasie, w którym następuje

formowanie mieszków włosowych [37].

Do określenia lokalizacji komórek macierzystych prze-

działów międzymieszkowych wykorzystano również

proteoglikan siarczanu chondroityny czerniaka złośli-

wego (MCSP, ang. melanoma-associated chondroitin sulfa-

te proteoglycan), który moduluje dostępność czynników

wzrostowych i adhezję komórek do macierzy zewnątrz-

komórkowej, co najprawdopodobniej wpływa na tworze-

nie skupisk komórek macierzystych w obrębie IFE [32].

Kolejnym potencjalnym markerem komórek macierzy-

stych naskórka może być czynnik transkrypcyjny p63

[38]. Występowanie tego białka nie jest jednak ograni-

czone wyłącznie do komórek macierzystych, co sugeru-

je, że jest ono raczej markerem TACs [39-41]. jako wy-

znacznik komórek macierzystych próbowano również

wykorzystać białka desmosomalne m.in. desmoplakinę

i desmogleinę [33]. Ponadto, komórki o wysokim poten-

cjale proliferacyjnym mają zdolność do usuwania barw-

nika fluorescencyjnego Hoechst 33342, który wiąże się z

DNA na zasadzie interkalacji. Dzięki temu wykazują one

niski poziom fluorescencji, co pozwala na wyróżnienie tej

specyficznej populacji komórek (ang. side population). Ko-

mórki naskórka, które nie wykazują fluorescencji, nie po-

siadają jednak cech komórek macierzystych [42]. Pomimo

intensywnych badań nie udało się do tej pory wyróżnić

markera unikalnego dla komórek macierzystych prze-

działów międzymieszkowych. Z tego względu przydat-

nym narzędziem do identyfikacji komórek macierzystych

naskórka może okazać się badanie ekspresji genów w ko-

mórkach warstwy podstawnej wykazujących właściwo-

ści komórek macierzystych [43].

KOMÓRKI MACIERZYSTE MIESZKÓW WŁOSOWYCH

Mieszki włosowe stanowią integralną część naskórka

człowieka odgrywając istotną rolę w fizjologicznej od-

budowie tej tkanki [44]. Rozwój mieszków włosowych

przypada na 8–12 tydzień rozwoju zarodkowego i zależy

od wzajemnego oddziaływania komórek epidermalnych

i mezenchymalnych. Proces ten kontrolowany jest przez

wiele białek, m.in. Wnt/β-kateninę, Sonic Hedgehog,

transformujący czynnik wzrostu beta (TGF-β, ang. trans-

forming growth factor-β), czynnik wzrostu fibroblastów

(FGF, ang. fibroblast growth factor) oraz czynnik martwicy

nowotworów (TNF, ang. tumor necrosis factor) [45]. Doj-

rzałe mieszki włosowe są strukturami wielowarstwo-

wymi, zbudowanymi z kilku różnych populacji komó-

rek [46]. Każdy mieszek podlega cyklicznym zmianom,

składającym się z trzech etapów: fazy wzrostu (anagen),

fazy przejściowej (katagen) i fazy spoczynku (telogen)

[44,47,48]. W fazie wzrostu ketratynocyty znajdujące się

w macierzy intensywnie proliferują, dając początek róż-

nym liniom komórkowym budującym łodygę oraz we-

wnętrzną osłonkę włosa. Faza przej-

ściowa wiąże się z regresją macierzy

i przesunięciem brodawki włosa ku

górnym warstwom skóry. Prowadzi to

ostatecznie do jego wypadnięcia i za-

początkowania fazy spoczynku, która

trwa dopóki nie nastąpi zainicjowanie

wytworzenia nowej macierzy włosa

[23,49]. Zdolność mieszków włoso-

wych do samoodnawiania swojej po-

pulacji możliwa jest dzięki rezydują-

cym w regionie wybrzuszenia komór-

kom macierzystym (Ryc. 3) [44,47].

MARKERy NABłONKOWyCH

KOMóREK MACIERZySTyCH

MIESZKóW WłOSOWyCH

Badania w zakresie izolacji oraz bio-

logii komórek macierzystych miesz-

ków włosowych trwają już od ponad

20 lat i prowadzone są głównie na mo-

delu mysim i ludzkim [50-52]. Termin

Rycina 3. Budowa mieszka włosowego. Komórki macierzyste rezydujące w obrębie wybrzuszenia mieszka

włosowego oznaczono kolorem ciemnoniebieskim [23].

Postępy Biochemii 59 (2) 2013

223

komórki macierzyste mieszków włosowych (HFSCs, ang.

hair follicle stem cells) najczęściej stosowany jest w odnie-

sieniu do populacji komórek nabłonkowych. Drugą gru-

pę komórek macierzystych mieszków włosowych stano-

wią mezenchymalne komórki macierzyste (MSCs, ang.

mesenchymal stem cells) zlokalizowane w torebce włók-

nistej włosa i jego brodawce oraz komórki o potencjale

zbliżonym do komórek embrionalnych [53-55]. Do tej

pory, pomimo intensywnych badań, nie zidentyfikowano

uniwersalnego i specyficznego markera charakterystycz-

nego dla komórek macierzystych mieszków włosowych.

Dodatkową komplikacją jest duża różnorodność popula-

cji komórek rezydujących w tym obszarze. Najczęściej fe-

notyp HFSCs opisywany jest na podstawie syntezy mar-

kerów wewnątrzkomórkowych, takich jak keratyna 15 i

19, czy białko p53, bądź markerów powierzchniowych —

β1-integryny, α6-integryny, CD34 oraz CD71 [51,56,57].

Fenotyp komórek macierzystych może jednak zmieniać

się w trakcie trwania hodowli w warunkach in vitro. Róż-

nice w zawartości wymienionych markerów mogą być

również spowodowane odmiennymi metodami izolacji

mieszków włosowych, w zależności od gatunku. Do spe-

cyficznych markerów HFSCs myszy i szczurów należą

keratyna 15, białko p63, β1-integryna, α6-integryna, oraz

CD34 [10,51,58-60]. Z kolei do powszechnie stosowanych

markerów ludzkich nabłonkowych komórek macierzy-

stych mieszków włosowych należą keratyna 15 i 19, p63,

β-katenina, folistatyna, α6-integryna, PHLDA1, CD200,

CD271 oraz czynniki transkrypcyjne Oct-4, Nanog i Pax3

[56,61-63].

Izolowanie komórek macierzystych mieszków wło-

sowych nastręcza wiele trudności, m.in. z powodu nie-

wielkich rozmiarów mieszków. W związku z tym zapro-

ponowano zastosowanie cytometrii przepływowej do

sortowania i izolacji komórek macierzystych z regionu

wybrzuszenia. Na podstawie przeprowadzonych badań

Ohyama scharakteryzował ludzkie komórki macierzyste

mieszków włosowych jako CD200+, CD24-, CD34-, CD71-

i CD146-. Obecnie uważa się, iż markerem powierzch-

niowym najlepiej opisującym ludzkie HFSCs jest CD200

[64]. Coraz częściej jednak przedstawiane są wyniki, w

których do identyfikacji komórek macierzystych miesz-

ków włosowych stosuje się markery inne, niż te używane

dotychczas. Sugeruje to istnienie wielu różnych populacji

nabłonkowych komórek macierzystych w obrębie miesz-

ków włosowych, przy czym nadal nie wiadomo, która z

tych populacji ma największe zdolności do różnicowania

i proliferacji [60,61].

MIESZKI WłOSOWE źRóDłEM

KOMóREK MACIERZySTyCH

Lokalizacja niszy komórek macierzystych w miesz-

ku włosowym przez długi czas pozostawała nieznana,

przede wszystkim dlatego, iż w niszy komórki pozostają

niemal nieaktywne mitotycznie. Obecność komórek ma-

cierzystych w obrębie wybrzuszenia mieszka włosowego

po raz pierwszy została potwierdzona przez Cotsarelis i

wsp. [2]. Od tego momentu wiele grup badawczych po-

czyniło podobne obserwacje, zarówno w odniesieniu do

mieszków włosowych człowieka, jak i tych pochodzą-

cych od gryzoni. Mieszki włosowe, będąc siedliskiem

różnych populacji komórek macierzystych, stanowią

obiecujące źródło ASCs zdolnych do wielokierunkowe-

go różnicowania i odpowiedzialnych za regenerację wło-

sów, gruczołów łojowych, czy naskórka [53,65,66]. Zaletą

mieszków włosowych jest możliwość mało inwazyjne-

go sposobu pobierania materiału do izolacji, co stwarza

możliwość wykorzystania mieszków jako alternatywne-

go źródła komórek macierzystych w dorosłym organi-

zmie [44,64,67,68].

KOMÓKI MACIERZYSTE GRUCZOŁÓW ŁOJOWYCH

Gruczoły łojowe (SGs, ang. sebaceous glands) powstają

podczas rozwoju zarodkowego jako wyrostki zlokalizo-

wane w górnej części mieszka włosowego, ponad regio-

nem wybrzuszenia. Odpowiadają za produkcję dojrza-

łych sebocytów (komórek łojowych), które na zasadzie

wydzielania holokrynowego uwalniają łój do torebki

mieszka włosowego [7,24]. Za utrzymanie homeostazy

gruczołów łojowych odpowiedzialne są aktywne mito-

tycznie komórki progenitorowe, zlokalizowane w war-

stwie podstawnej znajdującej się na obrzeżach tych struk-

tur. Stanowią one rezerwuar komórek umożliwiających

odnowę tkanki podczas normalnych cykli wzrostu wło-

sów [69]. Powstające w wyniku podziałów komórki po-

tomne kierowane są do centrum gruczołu, gdzie przestają

się dzielić i zaczynają różnicować w kierunku sebocytów,

które ostatecznie ulegają lizie w kanale łojowym [70]. Ko-

mórki macierzyste SGs są najsłabiej scharakteryzowane

spośród wszystkich populacji komórek macierzystych

naskórka.

W komórkach macierzystych gruczołów łojowych

stwierdzono obecność czynnika transkrypcyjnego Blimp1,

który został sklasyfikowany jako marker tych komórek

[71]. Gen kodujący ten czynnik nie ulega jednak selektyw-

nej ekspresji tylko w komórkach progenitorowych gru-

czołów łojowych, lecz również w komórkach mieszków

włosowych i przedziałów międzymieszkowych [70,72].

Blimp1 działając jako transkrypcyjny represor czynnika

c-Myc, hamuje podziały komórek i ich różnicowanie w

kierunku sebocytów [71]. Brak Blimp1 powoduje wzrost

zawartości c-Myc, co prowadzi do nadmiernej proliferacji

komórek macierzystych i hiperplazji gruczołów łojowych.

Blimp1 jest więc odpowiedzialny za utrzymanie komórek

macierzystych SGs w stanie niezróżnicowanym. Funkcję

taką odgrywa również czynnik Rac1, którego utrata sty-

muluje różnicowanie komórek macierzystych gruczołów

łojowych w sebocyty, uniemożliwiając utrzymanie home-

ostazy tych struktur [73,74]. Dodatkowym markerem ko-

mórek macierzystych SGs może być keratyna 15, jednak

nie wiadomo, czy jest to ta sama populacja komórek, w

której obserwuje się syntezę czynnika Blimp1 [75].

Sugeruje się, że komórki macierzyste gruczołów łojo-

wych mogą w odpowiednich warunkach różnicować się

w różne rodzaje komórek nabłonkowych rezydujących

w naskórku [76]. Wykazano, że u myszy o obniżonej od-

porności (ang. nude mice), formowały one gruczoły łojowe

oraz komórki przestrzeni międzymieszkowej, ale nie two-

rzyły mieszków włosowych [70]. Nie można jednak wy-

kluczyć, że poddane dodatkowej stymulacji mogłyby róż-

224

www.postepybiochemii.pl

nicować się również w komórki tworzące mieszki włoso-

we. Aktywacja β-kateniny w dojrzałych komórkach skóry

powoduje tworzenie mieszków włosowych z istniejących

gruczołów łojowych sugerując, że komórki macierzyste

występujące w obrębie tych struktur zdolne są do prze-

różnicowania, które umożliwia powstawanie wszystkich

rodzajów komórek mieszków włosowych [77].

HIERARCHIA KOMÓREK

MACIERZYSTYCH NASKÓRKA

Komórki macierzyste zlokalizowane w przedziałach mię-

dzymieszkowych mają mniejszą zdolność do samoodnowy

i różnicowania w porównaniu do komórek rezydujących

w obrębie wybrzuszenia mieszka włosowego. Charaktery-

zują się również niższym potencjałem proliferacyjnym w

hodowli in vitro [4]. Wykazano ponadto, że urazy w obrę-

bie przedziałów międzymieszkowych, które nie naruszają

struktury mieszka włosowego mogą zostać odbudowane,

natomiast uszkodzenie mieszków uniemożliwia regenera-

cję naskórka [78]. Co więcej, komórki mieszków włosowych

mogą dać początek wszystkim liniom komórek naskórka,

łącznie z komórkami przestrzeni międzymieszkowych [65].

Sugeruje to, że komórki macierzyste znajdujące się w wy-

brzuszeniu mieszków włosowych opuszczają swoją niszę i

zasiedlają inne obszary skóry, dając początek populacjom

komórek macierzystych przestrzeni międzymieszkowych i

gruczołów łojowych [79].

Nabycie i utrzymanie multipotencjalnych właściwości

komórek macierzystych mieszka włosowego wiąże się z

aktywacją szlaku sygnałowego Wnt/β-katenina. Inicja-

cja tworzenia mieszków włosowych następuje na skutek

oddziaływania pomiędzy komórkami epidermalnymi i

mezenchymalnymi podczas rozwoju zarodkowego. Ak-

tywacja szlaku Wnt/β-katenina w komórkach epidermal-

nych i jednoczesne zahamowanie szlaku białka morfoge-

netycznego kości (BMP, ang. bone morphogenetic protein)

przez mezenchymalne komórki macierzyste powoduje

syntezę czynnika transkrypcyjnego Lef1, co związane

jest z inicjacją tworzenia włosów [80]. Wykształceniu za-

wiązków włosa towarzyszy pojawienie się komórek wy-

kazujących koekspresję markerów NFATc1 i Sox9, cha-

rakterystycznych dla komórek macierzystych mieszków

włosowych oraz Lrig1, typowego dla komórek macierzy-

stych przestrzeni międzymieszkowych i gruczołów łojo-

wych. W dalszych etapach, w komórkach wykazujących

obecność Lrig1, zahamowana zostaje synteza NFATc1 i

Sox9. Komórki te tworzą najprawdopodobniej popula-

cję komórek macierzystych IFE i SGs w naskórku doro-

słych organizmów. Sugeruje to, że komórki macierzyste

mieszków włosowych, przestrzeni międzymieszkowych

i gruczołów łojowych powstają z jednej multipotencjalnej

komórki macierzystej [10].

Z kolei analiza klonalna wykazała, że komórki miesz-

ków włosowych nie uczestniczą w odbudowie uszkodzo-

nych przestrzeni międzymieszkowych [81]. Nie obserwuje

się również zaburzenia struktury IFE u myszy poddanych

ablacji komórek rejonu wybrzuszenia mieszka włosowego

[66]. Ponadto, poprzez zmianę szlaków sygnalizacji we-

wnątrzkomórkowej możliwe jest nadanie komórkom ma-

cierzystym przedziałów międzymieszkowych cech charak-

terystycznych dla komórek mieszka włosowego, takich jak

zdolność do tworzenia włosów [77]. jednoznaczne określe-

nie pochodzenia różnych populacji komórek macierzystych

naskórka oraz ich udziału w procesach regeneracji wymaga

identyfikacji specyficznego markera pozwalającego na wy-

różnienie określonej populacji komórek, spośród innych ko-

mórek macierzystych skóry.

PERSPEKTY ZASTOSOWANIA KOMÓREK

MACIERZYSTYCH SKÓRY W KLINICE

GOjENIE RAN, OPARZEń I OWRZODZEń SKóRy

Identyfikacja komórek macierzystych skóry umożli-

wia prowadzenie badań nad biologią, właściwościami i

zachowaniem tych komórek. Dokładna charakterystyka

komórek macierzystych naskórka ma istotne znaczenie w

zrozumieniu podłoża wrodzonych oraz nabytych chorób

skóry oraz procesów nowotworowych zachodzących w

obrębie tej tkanki. Może także posłużyć do opracowania

wydajnych metod leczenia schorzeń zaburzających struk-

turę i funkcję skóry. Kertynocyty i komórki macierzyste

naskórka pobrane od pacjenta i hodowane in vitro znajdują

zastosowanie w medycynie regeneracyjnej, do uzyskania

substytutów skórnych wspomagających gojenie ran, rozle-

głych oparzeń i owrzodzeń [82,83]. Obecnie najpowszech-

niejszym sposobem leczenia tego rodzaju uszkodzeń jest

autologiczny przeszczep skóry pobranej z niezmienionego

miejsca. Transplantacja może być jednak przeprowadzona

na ograniczonym obszarze i prowadzi do powstania dodat-

kowych ran w miejscu pobrania tkanki do przeszczepu. Z

kolei zastosowanie substytutów wytworzonych in vitro, po-

zwala na regenerację dużych uszkodzeń z wykorzystaniem

komórek uzyskanych z niewielkich fragmentów zdrowej

skóry pacjenta [84]. Obecność w hodowli szybko proliferu-

jących komórek macierzystych umożliwia uzyskanie dużej

liczby komórek i jednocześnie chroni przed odrzuceniem

przeszczepu [85]. Ponadto zastosowanie matryc z włókni-

ka pobudza proliferację keratynocytów, ułatwia przyjęcie

przeszczepionych komórek i przyspiesza gojenie rany [86].

Ograniczeniem tej metody jest jednak czas potrzebny do na-

mnożenia keratynocytów in vitro, podczas którego pacjent

narażony jest na infekcje, a także wysoki koszt leczenia [84].

REGENERACjA NARZąDóW I TERAPIA GENOWA

Niezwykle obiecujące wyniki uzyskano podczas badań

prowadzonych na komórkach macierzystych mieszków

włosowych. Przeprowadzone do tej pory doświadczenia

potwierdziły ich duży potencjał do różnicowania. Udo-

wodniono, że komórki pochodzące z regionu wybrzusze-

nia i z brodawki włosa mają zdolność do różnicowania w

neurony i komórki glejowe, dzięki czemu w przyszłości

mogą zostać wykorzystane w leczeniu schorzeń układu

nerwowego [87,88]. Ponadto, komórki macierzyste miesz-

ków włosowych ulegają różnicowaniu w komórki wykazu-

jące obecność markerów charakterystycznych dla nabłonka

wyściełającego drogi moczowe, co sugeruje ich potencjalne

wykorzystanie w regeneracji pęcherza moczowego [89-91].

Wydaje się, że komórki mieszków włosowych mogą także

posłużyć do rekonstrukcji tkanek budujących oko. Istnieją

Postępy Biochemii 59 (2) 2013

225

bowiem dowody na udane próby przeróżnicowania ko-

mórek macierzystych mieszków włosowych w nabłonek

rogówki [92]. Identyfikacja macierzystych komórek hema-

topoetycznych w obrębie brodawki włosa niesie za sobą

możliwość ich zastosowania w leczeniu chorób układu

krwiotwórczego [93]. Sugeruje się również wykorzystanie

komórek macierzystych regionu wybrzuszenia w terapii

łysienia, do odtworzenia utraconych mieszków włosowych

[94]. Charakterystyka komórek macierzystych melanocy-

tów rezydujących w obszarze mieszka włosowego może na-

tomiast dostarczyć wskazówek, które pomogą zapobiegać

siwieniu włosów [95].

Wyhodowane w warunkach laboratoryjnych i zmodyfi-

kowane komórki macierzyste skóry mogą zostać wykorzy-

stane w terapii genowej jako nośnik prawidłowej informacji

genetycznej [4]. Wprowadzenie nowych genów do komórek

macierzystych i ich późniejsza transplantacja stanowi atrak-

cyjną alternatywę w terapii wrodzonych chorób zaburzają-

cych strukturę włosów, do których należy dysplazja ekto-

dermalna, włosy paciorkowate (monilethrix), zespół Nether-

tona, czy zespół Menkesa, a także innych dermatoz m.in.

pęcherzowego oddzielania się naskórka [7]. Przeszczepie-

nie genetycznie zmodyfikowanych komórek, nie wykazu-

jących defektów wywołujących objawy chorobowe, umoż-

liwiałyby odtworzenie zdrowej tkanki. Tego typu leczenie

zostało z powodzeniem zastosowane u pacjentów chorych

na pęcherzowe oddzielanie się naskórka, wywołane muta-

cją w genie kodującym lamininę 5 [96].

PODSUMOWANIE

W warunkach homeostazy komórki macierzyste naskór-

ka rezydujące w przedziałach międzymieszkowych, miesz-

kach włosowych oraz w obrębie gruczołów łojowych, dają

początek unipotencjalnym komórkom progenitorowym

uczestniczącym w odnowie tych specyficznych struktur.

Uszkodzenie tkanki prowadzi do aktywacji komórek ma-

cierzystych i ich różnicowania w kierunku różnych linii, co

pozwala na szybką regenerację skóry. Możliwość izolacji i

hodowli komórek macierzystych w warunkach in vitro, poza

mikrośrodowiskiem niszy, stwarza perspektywy ich szero-

kiego zastosowania w klinice. Dzięki zdolności komórek

macierzystych do odtworzenia swoich multipotencjalnych

właściwości po transplantacji sugeruje się ich wykorzysta-

nie w terapii nabytych i wrodzonych schorzeń skóry, me-

dycynie regeneracyjnej oraz w terapii genowej. Charaktery-

styka i ocena potencjalnego zastosowania komórek macie-

rzystych wymaga jednak określenia specyficznego dla tych

komórek markera. Konieczne jest także poznanie wpływu

środowiska niszy na aktywność mitotyczną, zdolność do sa-

moodnowy i różnicowania komórek macierzystych, a także

możliwość różnicowania komórek macierzystych skóry w

komórki innych linii niż keratynocty.

PIŚMIENNICTWO

1. Van Keymeulen A, Blanpain C (2012) Tracing epithelial stem cells du-

ring development, homeostasis, and repair. j Cell Biol 197: 575-584

2. Cotsarelis G, Sun TT, Lavker RM (1990) Label-retaining cells reside in

the bulge area of pilosebaceous unit: implications for follicular stem

cells, hair cycle, and skin carcinogenesis. Cell 61: 1329-1337

3. Tani H, Morris Rj, Kaur P (2000) Enrichment for murine keratinocyte

stem cells based on cell surface phenotype. Proc Natl Acad Sci USA

97: 10960-10965

4. Barthel R, Aberdam D (2005) Epidermal stem cells. j Eur Acad Derma-

tol Venereol 19: 405-413

5. Proksch E, Brandner jM, jensen jM (2008) The skin: an indispensable

barrier. Exp Dermatol 17: 1063-1072

6. Baroni A, Buommino E, De Gregorio V, Ruocco E, Ruocco V, Wolf R

(2012) Structure and function of the epidermis related to barrier pro-

perties. Clin Dermatol 30: 257-262

7. Abbas O, Mahalingam M (2009) Epidermal stem cells: practical per-

spectives and potential uses. Br j Dermatol 61: 228-236

8. Moore KA, Lemischka IR (2006) Stem cells and their niches. Science

311: 1880-1885

9. Blanpain C, Fuchs E (2006) Epidermal stem cells of the skin. Annu Rev

Cell Dev Biol 22: 339-373

10. Watt FM, jensen KB (2009) Epidermal stem cell diversity and quie-

scence. EMBO Mol Med 1: 260-267

11. Sieber-Blum M, Grim M, Hu yF, Szeder V (2004) Pluripotent neural

crest stem cells in the adult hair follicle. Dev Dyn 231: 258-269

12. Blanpain C, Fuchs E (2009) Epidermal homeostasis: a balancing act of

stem cells in the skin. Nat Rev Mol Cell Biol 10: 207-217

13. Clayton E, Doupé DP, Klein AM, Winton Dj, Simons BD, jones PH

(2007) A single type of progenitor cell maintains normal epidermis.

Nature 446: 185-189

14. Lechler T, Fuchs E (2005) Asymmetric cell divisions promote strati-

fication and differentiation of mammalian skin. Nature 437: 275-280

15. Ray S, Lechler T (2011) Regulation of asymmetric cell division in the

epidermis. Cell Div 6: 12

16. Poulson ND, Lechler T (2012) Asymmetric cell divisions in the epider-

mis. Int Rev Cell Mol Biol 295: 199-232

17. Morris Rj, Potten CS (1999) Highly persistent label-retaining cells in

the hair follicles of mice and their fate following induction of anagen. j

Invest Dermatol 112: 470-475

18. Tumbar T, Guasch G, Greco V, Blanpain C, Lowry WE, Rendl M,

Fuchs E (2004) Defining the epithelial stem cell niche in skin. Science

303: 359-363

19. Morris Rj, Liu y, Marles L, yang Z, Trempus C, Li S, Lin jS, Sawicki

jA, Cotsarelis G (2004) Capturing and profiling adult hair follicle stem

cells. Nat Biotechnol 22: 411-417

20. Barrandon y, Green H (1987) Three clonal types of keratinocyte with

different capacities for multiplication. Proc Natl Acad Sci USA 84:

2302-2306

21. Rochat A, Kobayashi K, Barrandon y (1994) Location of stem cells of

human hair follicles by clonal analysis. Cell 76: 1063-1073

22. Papini S, Cecchetti D, Campani D, Fitzgerald W, Grivel jC, Chen S,

Margolis L, Revoltella RP (2003) Isolation and clonal analysis of hu-

man epidermal keratinocyte stem cells in long-term culture. Stem

Cells 21: 481-494

23. Braun KM, Prowse DM (2006) Distinctepidermal stem cell compart-

ments are maintained by independent niche microenvironments.

Stem Cell Rev 2: 221-231

24. Fuchs E, Nowak jA (2008) Building Epithelial Tissues from Skin Stem

Cells. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 73: 333-350

25. Beck B, Blanpain C (2012) Mechanisms regulating epidermal stem

cells. EMBO j 31: 2067-2075

26. Mackenzie IC (1970) Relationship between mitosis and the ordered

structure of the stratum corneum in mouse epidermis. Nature 226:

653-655

27. Potten CS (1974) The epidermal proliferative unit: the possible role of

the central basal cell. Cell Tissue Kinet 7: 77-88

28. Kaur P (2006) Interfollicular epidermal stem cells: identification, chal-

lenges, potential. j Invest Dermatol 126: 1450-1458

226

www.postepybiochemii.pl

29. Clayton E, Doupé DP, Klein AM, Winton Dj, Simons BD, jones PH

(2007) A single type of progenitor cell maintains normal epidermis.

Nature 446: 185-189

30. jones PH, Simons BD, Watt FM (2007) Sic transit gloria: farewell to the

epidermal transit amplifying cell? Cell Stem Cell 1: 371-381

31. jensen UB, Lowell S, Watt FM (1999) The spatial relationship between

stem cells and their progeny in the basal layer of human epidermis: a

new view based on whole-mount labelling and lineage analysis. De-

velopment 126: 2409-2418

32. Legg j, jensen UB, Broad S, Leigh I, Watt FM (2003) Role of melanoma

chondroitin sulphate proteoglycan in patterning stem cells in human

interfollicular epidermis. Development 130: 6049-6063

33. Wan H, Stone MG, Simpson C, Reynolds LE, Marshall jF, Hart IR,

Hodivala-Dilke KM, Eady RA (2003) Desmosomal proteins, including

desmoglein 3, serve as novel negative markers for epidermal stemcell-

-containing population of keratinocytes. j Cell Sci 116: 4239-4248

34. Webb A, Li A, Kaur P (2004) Location and phenotype of human adult

keratinocyte stem cells of the skin. Differentiation 72: 387-395

35. jones PH, Watt FM (1993) Separation of human epidermal stem cells

from transit amplifying cells on the basis of differences in integrin

function and expression. Cell 73: 713-724

36. jones PH, Harper S, Watt FM (1995) Stem cell patterning and fate in

human epidermis. Cell 80: 83-93

37. jensen KB, Collins CA, Nascimento E, Tan DW, Frye M, Itami S, Watt

FM (2009) Lrig1 expression defines a distinct multipotent stem cell po-

pulation in mammalian epidermis. Cell Stem Cell 4: 427-439

38. Pellegrini G, Dellambra E, Golisano O, Martinelli E, Fantozzi I, Bon-

danza S, Ponzin D, McKeon F, De Luca M (2001) p63 identifies kerati-

nocyte stem cells. Proc Natl Acad Sci USA 98: 3156-3161

39. Parsa R, yang A, McKeon F, Green H (1999) Association of p63 with

proliferative potential in normal and neoplastic human keratinocytes.

j Invest Dermatol 113: 1099-1105

40. Reis-Filho jS, Torio B, Albergaria A, Schmitt FC (2002) p63 expression

in normal skin and usual cutaneous carcinomas. j Cutan Pathol 29:

517-523

41. Tsujita-Kyutoku M, Kiuchi K, Danbara N, yuri T, Senzaki H, Tsubura

A (2003) p63 expression in normal human epidermis and epidermal

appendages and their tumors. j Cutan Pathol 30: 11-17

42. Triel C, Vestergaard ME, Bolund L, jensen TG, jensen UB (2004) Side

population cells in human and mouse epidermis lack stem cell charac-

teristics. Exp Cell Res 295: 79-90

43. Tumbar T, Guasch G, Greco V, Blanpain C, Lowry WE, Rendl M,

Fuchs E (2004) Defining the epithelial stem cell niche in skin. Science

303: 359-363

44. jaks V, Kasper M, Toftgard R (2010) The hair follicle-a stem cell zoo.

Exp Cell Res 316: 1422-1428

45. Huelsken j, Vogel R, Erdmann B, Gotsarelis G, Birchmeier W (2001)

Beta-catenin controls hair follicle morphogenesis and stem cell diffe-

rentiation in skin. Cell 105: 533-545

46. Myung P, Andl T, Ito M (2009) Defining the hair follicle stem cell (Part

I). j Cutan Pathol 36: 1031-1034

47. Oh jH, Mohebi P, Farkas DL, Tajbakhsh j (2011) Towards expansion of

human hair follicle stem cells in vitro. Cell Prolif 44: 244-253

48. Wosicka H, Cal K (2010) Targeting to the hair follicles: Current status

and potential. j Dermatol Sci 57: 83-89

49. Schneider MR, Schmidt-Ullrich R, Paus R (2009) The hair follicle as a

dynamic mini organ. Curr Biol 19: 132-142

50. Taylor G, Lehrer MS, jensen Pj, Sun TT, Lavker RM (2000) Involve-

ment of follicular stem cells in forming not only the follicle but also the

epidermis. Cell 102: 451-461

51. Zhou j, jia L, yang y, Peng S, Cao y, Duan E (2004) Enrichment and

characterization of mouse putative epidermal stem cells. Cell Biol Int

28: 523-529

52. Klima j, Smetana K, Motlik j, Plzakova Z, Liu FT, Stork j, Kaltner H,

Chovanec M, Dvorankova B, Andre S, Gabius Hj (2005) Comparative

phenotypic characterization of keratinocytes originating from hair fol-

licles. j Mol Histol 36: 89-96

53. Richardson GD, Arnott EC, Whitehouse Cj, Lawrence CM, Reynolds

Aj, Hole N, jahoda CA (2005) Plasticity of rodent and human hair fol-

licle dermal cells: implications for cell therapy and tissue engineering.

j Investig Dermatol Symp Proc. 10: 180-183

54. Mignone jL, Roig-Lopez jL, Fedtsova N, Schones DE, Manganas LN,

Maletic-Savatic M, Keyes WM, Mills AA, Gleiberman A, Zhang MQ,

Enikolopov G (2007) Neural potential of a stem cell population in the

hair follicle. Cell Cycle 6: 2161-2170

55. Tiede S, Kloepper jE, Bodo E, Tiwari S, Kruse C, Paus R (2007) Hair

follicle stem cells: walking the maze. Eur j Cell Biol 86: 355-376

56. Kloepper jE, Tiede S, Brinckmann j, Reinhardt DP, Meyer W, Faessler

R, Paus R (2008) Immunophenotyping of the human bulge region: the

quest to define useful in situ markers for human epithelial hair follicle

stem cells and their niche. Exp Dermatol 17: 592-609

57. Kobayashi T, Shimizu A, Nishifuji K, Amagai M, Iwasaki T, Ohyama

M (2009) Canine hair follicle keratinocytes enriched with bulge cells

have the highly proliferative characteristics of stem cells. Veterinary

Deramtology 20: 338-346

58. Trempus CS, Morris Rj, Bortner CD, Cotsarelis G, Faircloth RS, Reece

jM, Tennant RW (2003) Enrichment for living murine keratinocytes

from the hair follicle bulge with the cell surface marker CD34. j Invest

Dermatol 120: 501-511

59. Blanpain C, Lowry WE, Geoghegan A, Polak L, Fuchs E (2004) Self-re-

newal, multipotency, and the existence of two cell populations within

an epithelial stem cell niche. Cell 118: 635-648

60. jensen UB, yan X, Triel C, Woo SH, Christensen R, Owens DM (2008)

A distinct population of clonogenic and multipotent murine follicular

keratinocytes residing in the upper isthmus. j Cell Sci 121: 609-617

61. yu H, Fang D, Kumar SM, Li L, Nguyen TK, Acs G, Herlyn M, Xu X

(2006) Isolation of a novel population of multipotent adult stem cells

from human hair follicles. Am j Pathol 168: 1879-1888

62. Huang E, Lian X, yang T, Chen W, yang L, yang T (2009) Characteri-

zation of rat hair follicle stem cells selected by vario magnetic activated

cell sorting system. Acta Histochem Cytochem 42: 129-136

63. Inoue K, Aoi N, Sato T, yamauchi y, Suga H, Eto H, Kato H, Araki

j, yoshimura K (2009) Differential expression of stem-cell-associated

markers in human hair follicle epithelial cells. Lab Invest 89: 844-856

64. Ohyama M (2007) Advances in the study of stem-cell-enriched hair

follicle bulge cells: a review featuring characterization and isolation of

human bulge cells. Dermatology 214: 342-351

65. Morris R, Liu y, Marles L, yang Z, Trempus C, Cotsarelis G (2004)

Capturing and profiling adult hair follicle stem cells. Nat Biotechnol

22: 411-417.

66. Ito M, Liu y, yang Z, Nguyen j, Liang F, Morris Rj, Cotsarelis G (2005)

Stem cells in the hair follicle bulge contribute to wound repair but not

to homeostasis of the epidermis. Nat Med 11: 1351-1354

67. jahoda CA, Reynolds Aj (2001) Hair follicle dermal sheath cells:

unsung participants in wound healing. Lancet 358: 1445-1448

68. Miyashita H, Hakamata y, Kobayashi E, Kobayashi K (2004) Charac-

terization of hair follicles induced in implanted, cultured rat keratino-

cyte sheets. Exp Dermatol 13: 491-498

69. Ghazizadeh S, Taichman LB (2001) Multiple classes of stem cells in

cutaneous epithelium: a lineage analysis of adult mouse skin. EMBO

j 20: 1215-1222

70. Lo Celso C, Berta MA, Braun KM, Frye M, Lyle S, Zouboulis CC, Watt

FM (2008) Characterization of bipotential epidermal progenitors de-

rived from human sebaceous gland: contrasting roles of c-Myc and

beta-catenin. Stem Cells 26: 1241-1252

71. Horsley V, O‘Carroll D, Tooze R, Ohinata y, Saitou M, Obukhanych T,

Nussenzweig M, Tarakhovsky A, Fuchs E (2006) Blimp1 defines a pro-

genitor population that governs cellular input to the sebaceous gland.

Cell 126: 597-609

72. Magnúsdóttir E, Kalachikov S, Mizukoshi K, Savitsky D, Ishida-yama-

moto A, Panteleyev AA, Calame K. (2007) Epidermal terminal diffe-

Postępy Biochemii 59 (2) 2013

227

Epidermal stem cells — biology and potential

applications in regenerative medicine

Małgorzata Uzarska

1*

, Dorota Porowińska

1

, Anna Bajek

1

, Tomasz Drewa

1,2

1

Department of Tissue Engineering, Nicolaus Copernicus University in Torun, Ludwik Rydygier Medical College in Bydgoszcz,

24 Karłowicza St., 85-092 Bydgoszcz, Poland

2

Urology Department, Nicolaus Copernicus Hospital, 17-19 Batory St., 87-100 Torun, Poland

*

e-mail: [e-mail]

Key words: epithelial stem cells, skin, hair follicle, sebaceous gland

ABSTRACT

Stem cells are involved in the renewal and regeneration of the epithelium of various organs. The largest reservoir of epithelial stem cells in the

human body is the skin. This organ is a specialized interior barrier protecting the body from the influence of physical, chemical and biological

factors, ensuring at the same time the reception of signals from the external environment. Skin is also involved in numerous physiological

processes which determine the homeostasis of the body. Renewal and regeneration of the epidermis which is the outer layer of the skin, is

possible by the presence of different populations of stem cells that reside in microenvironments (niches), that creates specific conditions to

preserve the biological properties of these cells. Because divisions of cells in niches are quite rare, it became possible to distinguish them from

other rapidly proliferating cells of the skin. On this basis, the stem cells in the interfollicular epidermis, bulge region of the hair follicles, and

within the sebaceous glands were located. Moreover hair follicles are suggested to be a niche for melanocyte progenitor cells and other mul-

tipotent stem cells derived from the neural crest, as well as mesenchymal stem cells. The presence of stem cells that are characterized by high

proliferative potential and the ability to self-renew allow maintaing homeostasis and regeneration of epidermis. Identification, isolation and

characterization of epithelial stem cells is necessary to understand skin diseases background, develop effective methods for their treatment

and for wider use of stem cells in regenerative medicine, gene therapy or cosmetology.

rentiation depends on B lymphocyte-induced maturation protein-1.

Proc Natl Acad Sci USA 104: 14988-14993

73. Arnold I, Watt FM (2001) c-Myc activation in transgenic mouse epi-

dermis results in mobilization of stem cells and differentiation of their

progeny. Curr Biol 11: 558-568

74. Waikel RL, Kawachi y, Waikel PA, Wang Xj, Roop DR (2001) Dere-

gulated expression of c-Myc depletes epidermal stem cells. Nat Genet

28: 165-168

75. Bieniek R, Lazar Aj, Photopoulos C, Lyle S (2007) Sebaceous tumours

contain a subpopulation of cells expressing the keratin 15 stem cell

marker. Br j Dermatol 156: 378-380

76. Blanpain C, Horsley V, Fuchs E (2007) Epithelial stem cells: turning

over new leaves. Cell 128: 445-458

77. Silva-Vargas V, Lo Celso C, Giangreco A, Ofstad T, Prowse DM, Braun

KM, Watt FM (2005) Beta-catenin and Hedgehog signal strength can

specify number and location of hair follicles in adult epidermis witho-

ut recruitment of bulge stem cells. Dev Cell 9: 121-131

78. Green H (1991) Cultured cells for the treatment of disease. Sci Am 265:

96-102

79. Alonso L, Fuchs E (2003) Stem cells of the skin epithelium. Proc Natl

Acad Sci USA 100 (Suppl 1): 11830-11835

80. Alonso L, Fuchs E (2003) Stem cells in the skin: waste not, Wnt not.

Genes Dev 17: 1189-1200

81. Levy V, Lindon C, Harfe BD, Morgan BA (2005) Distinct stem cell po-

pulations regenerate the follicle and interfollicular epidermis. Dev Cell

9: 855-861

82. Wood FM, Kolybaba ML, Allen P (2006) The use of cultured epithelial

autograft in the treatment of major burn injuries: a critical review of

the literature. Burns 32: 395-401

83. Atiyeh BS, Costagliola M (2007) Cultured epithelial autograft (CEA) in

burn treatment: three decades later. Burns 33: 405-413

84. Lapouge G, Blanpain C (2008) Medical applications of epidermal stem

cells. W: StemBook, Cambridge (MA): Harvard Stem Cell Institute;

dostępne online: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK27047/

85. Pouliot N, Redvers RP, Ellis S, Saunders NA, Kaur P (2005) Optimi-

zation of a transplant model to assess skin reconstitution from stem

cell-enriched primary human keratinocyte populations. Exp Dermatol

14: 60-69

86. Ronfard V, Rives jM, Neveux y, Carsin H, Barrandon y (2000) Long-

-term regeneration of human epidermis on third degree burns trans-

planted with autologous cultured epithelium grown on a fibrin ma-

trix. Transplantation 70: 1588-1598

87. Amoh y, Li L, Campillo R, Kawahara K, Katsuoka K, Penman S, Hof-

fman R (2005) Implanted hair follicle stem cells form Schwann cells

that support repair of severed peripheral nerves. Proc Natl Acad Sci

USA 102: 17734-17738

88. Hunt DP, Morris PN, Sterling j, Anderson jA, joannides A, jahoda C,

Compston A, Chandran S (2008) A highly enriched niche of precursor

cellswith neuronal and glialpotential within the hair follicle dermal

papillaof adult skin. Stem Cells 26: 163-172

89. Bajek A, Drewa T, joachimiak R, Marszałek A, Gagat M, Grzanka A

(2012) Stem cells for urinary tract regeneration. Central European jo-

urnal of Urology doi: 10.5173/ceju.2012.01.art2

90. Drewa T, joachimiak R, Bajek A, Gagat M, Grzanka A, Bodnar M,

Marszalek A, Dębski R, Chłosta P (2012) Hair follicle stem cells can be

driven into a urothelial-like phenotype: An experimental study. Int j

Urol doi: 10.1111/j.1442-2042.2012.03202.x.

91. Drewa T, Adamowicz j, Sharma A (2012) Tissue engineering for the

oncologic urinary bladder. Nat Rev Urol 9: 561-572

92. Błażejewska EA, Schlӧtzer-Schrehardt U, Zenkel M, Bachmann B,

Chankiewitz E, jacobi C, Kruse FE (2009) Corneal limbal microenvi-

ronment can induce transdifferentiation of hair follicle stem cells into

corneal epithelial-like cells. Stem Cells 27: 642-645

93. Shi C, Mai y, Cheng T (2004) Identification of hematopoietic cell po-

pulations from the dermal papillae of human hair follicles. Transplant

Proc 36: 3208-3211

94. Cotsarelis G (2006) Epithelial stem cells: a folliculocentric view. j In-

vest Dermatol 126: 1459-1468

95. Nishimura EK, Granter SR, Fisher DE (2004) Mechanisms of hair gray-

ing: incomplete melanocyte stem cell maintenance in the niche. Scien-

ce 307: 720-724

96. Mavilio F, Pellegrini G, Ferrari S, Di Nunzio F, Di Iorio E, Recchia A,

Maruggi G, Ferrari G, Provasi E, Bonini C, Capurro S, Conti A, Magno-

ni C, Giannetti A, De Luca M (2006) Correction of junctional epider-

molysis bullosa by transplantation of genetically modified epidermal

stem cells. Nat Med 12: 1397-1402