Operon to jednostka prokariotycznej ekspresji genów, która zawiera koordynacyjnie regulowane geny (geny struktury) i elementy kontrolne, rozpoznawane przez produkty genu regulatorowego. Bakteria E. Coli ma genom zawierający ok. 600 różnych operonów. Geny na jednym operonie mogą być powiązane ze sobą, lub nie. Wyróżnia się operony hamowane (operon trp) i indukowane(operon lac)

Operon laktozowy (lac)
E. coli może wykorzystywać jako źródło energii laktozę – jednak dopiero wtedy syntezowane są enzymy ją rozkładające, gdy jest jedynym źródłem energii. Operon laktozowy jest złożony z trzech genów struktury – lacZ, lac Y i lacA. lacZ koduje B-galaktozydazę, która rozkłada laktozę do galaktozy i glukozy, lacY – permeazę galaktozydową, która umożliwia transport laktozy do wnętrza komórki i lacA – transacetylazę tiogalaktozydową. Wszystkie geny tworzą jednostkę transkrypcyjną lacZYA, zawierającą jeden promotor P_lac – tzn. że są wspólnie kontrolowane, powstanie jeden mRNA, dający 3 białka. Jednostka lacZYA ma miejsce operatorowe O_lac wiążące represor lac – ten jest kodowany przez znajdujący się przed operatorem gen lacl.

Represor jako tetramer charakteryzuje się powinowactwem do miejsca operatorowego – jednak, gdy się do niego przyłączy, zasłania miejsca związania się polimerazy z sekwencją promotorową P_lac.­

Indukcja

W nieobecności induktora represor lac ogranicza transkrypcję lacZYA do bardzo niskiego poziomu. Po dodaniu laktozy do komórek, niski, podstawowy poziom permeazy umożliwia pobranie laktozy, a pozostałe enzymy – konwertują ją do allolaktozy – ta działa jako induktor i wiąże się z represorem lac, powodując zmianę jego konformacji i redukuje powinowactwo do operatora, co pozwala rozpoczęcie transkrypcji genów struktury operonu laktozowego, przy czym usunięcie induktora prowadzi do natychmiastowej inhibicji transkypcji; transkrypt lacZYA jest niestabilny, w związku czym jego translacja jest zahamowana po zablokowaniu transkrypcji genów.

Represja kataboliczna

Jak wcześniej wspomniałem, laktoza jest wykorzystywana jako materiał energetyczny tylko gdy nie ma preferowanej glukozy (tzw. diauksja). Innym mechanizmem regulatorowym jest represja kataboliczna, pozwalająca operonowi lac reagować na obecność glukozy, która wyłącza operon lac. Główną rolę odgrywa tam białko CAP (białkowy aktywator kataboliczny). Wiąże się ono z sekwencją DNA powyżej promotora lac i zwiększa powinowactwo polimerazy RNA do promotora, zwiększając aktywność transkrypcyjną. CAP łączy się z miejscem wiązania CAP jednak tylko podczas połączenia się z cAMP. Enzym tworzący cAMP, cyklaza adenylowa jest hamowany przez glukozę (poprzez białko IIA^Glc, które ulega defosforylacji przy przenoszeniu glukozy do wewnątrz komórki i ogranicza aktywność cyklazy); tak więc, gdy jej stężenie jest wysokie, to stężenie cAMP jest niskie, CAP nie łączy się z miejscem wiązania CAP i nie dochodzi do zwiększenia wydajności transkrypcji, nawet mimo obecności laktozy w komórce.

Operon tryptofanowy (trp)

Zawiera on pięć genów struktury niezbędnych do syntezy tryptofanu, również cały operon stanowi jedną jednostkę transkrypcyjną, kodowaną przez sekwencję za promotorem trp i operatorem trp. Transkrypt RNA również jest niestabilny, co zapewnia bakterii szybką reakcję na zmianę zapotrzebowania na aminokwas.

Produkt oddzielnego operonu trpR – represor trp oddziałuje z miejscem operatorowym operonu trp. Represor ten wiąże się z tryptofanem (korepresor) i tylko wtedy może przyłączyć się do miejsca O_trp. Tak więc tryptofan działa jako korepresor i inhibuje swoją własną syntezę.

Oprócz typowego operatora, decydującego o syntezie lub jej spowolnieniu (gdyż mimo obecności represora przypiętego do DNA transkrypcja zachodzi, jednak jest wolniejsza o 70 razy) na DNA znajduje się miejsce zwane atenuatorem – jest to miejsce terminacyjne – gdy utworzy ono wraz z transkrybowaną sekwencją liderową strukturę tzw. spinki do włosów, działa ona jako terminator transkrypcyjny.

Powstały trp mRNA składa się początkowo z liderowej sekwencji RNA i kolejnych transkrybowanych RNA białek. Liderowa sekwencja RNA (powstała m.in. z atenuatora) tworzy cztery regiony o komplementarnych sekwencjach – 1, 2, 3 i 4. Gdy utworzy się spinka z sekwencji 3 i 4, dojdzie do zatrzymania transkrypcji. Do utworzenia spinki 3:4 (tzw. mała spinka/terminacyjna) dochodzi przy dużym stężeniu Trp, do 1:2 (tzw. duża spinka) (która nie przerywa procesu) – przy małym.

Istotą atenuacji jest ścisłe sprężenie transkrypcji z translacją u E. Coli. W trakcie transkrypcji operonu trp polimeraza RNA zatrzymuje się przy końcu sekwencji 2 do momentu, aż rybosom zacznie translację liderowego RNA. Liderowy peptyd, powstający po translacji jest bogaty w aminokwas, który ma być produkowany w wyniku ekspresji operonu. Jeżeli stężenie tryptofanu jest wystarczająco duże, rybosom szybko go przyłącza, co powoduje przesunięcie się rybosomu na jednostkę drugą spinki i powoduje terminację transkrypcji. Gdy tego aminokwasu nie ma, rybosom „utknie” na kodonach tryptofanowych, a polimeraza RNA będzie mogła dokończyć transkrypcję i utworzyć spinkę 2:3 – wtedy translacja liderowego RNA zostanie pominięta, a rozpocznie się translacja mRNA kodującego białka produkujące Trp.

Obecność tryptofanu powoduje zmniejszenie 10-krotne represji genu przez atenuację i 70-krotne przez łączenie się z represorem, co daje razem 700-krotne zmniejszenie.

Operator histydynowy, leucynowy czy treoninowy podlegają jedynie kontroli przez atenuację.