Sylwia Popek gr. pon godz. 8.00
Sprawozdanie z ćw. nr. 7
FOTOSYNTEZA
Procesy przekształcania energii świetlnej w chemiczną są zjawiskiem zwanym fotosyntezą. Przebiega ona początkowo w kompleksach zbierających energię – LHC, light harvesting complex. Z tych struktur chlorofilowo białkowych energia świetlna przenoszona jest na centra reakcji fotosystemu I i II odpowiednio PSI, PSII. Na tym etapie następuje pobudzenie cząstek chlorofilu centrum PSII zwanych P680 które w idealnych warunkach wysyłają elektrony na kolejne akceptory: feofitynę (Phe), chinony QA, QB, PQ oraz cytochromy (Cyt b6/f) i plastocyjaninę (PC).
Transport elektronów związany jest z tworzeniem gradientu protonowego w poprzek błon tylakoidowych napędzający chemiosmotyczną produkcję ATP. Energia świetlan jest także przenoszona na inny chlorofil, P700, związany z PSI. Pobudzony, oddaje elektrony na szereg przenośników A0, A1, F0, F1, F oraz ferrodoksynę (Fd) która przenosząc je na PQ umożliwia chemiosmotyczną produkcję ATP. Proces ten został nazwany fosforylają cykliczną. Jeżeli jednak do łańcucha fotosyntetycznego są wprowadzane dodatkowe pary elektronów z PSII , pochodzących z rozkładu wody, okresowo redukując PQ, to ferrodoksyna przenosi elektrony na NADP. Proces uzyskiwania energii podczas tego transportu elektronów nazywany jest fosforylacją niecykliczną.
W naturalnych warunkach nie wszystkie elektrony osiągają poziom energii pozwalający im na opuszczenie cząsteczek P680 czy P700 i wyzwalanie energii reakcjach fotochemicznych (P). te elektrony natychmiast oddaja uzyskana energię w postaci ciepła (D), bez produkcji ATP czy NADPH2 oraz światło o większej długości fali niż ta która pobudzała chlorofil. Taka emisja światła nazywana jest fluorescencją (F).
Suma energii przekształcanej przedstawiana jest wzorem: P + D + F = 1
Chromatografia cienkowarstwowa barwników:
Wykonanie:
Rozdrobnioną masę liściową przeniesiono do moździerza, dodano 20 ml acetonu, szczyptę węglanu wapnia i dobrze roztarto. Otrzymaną masę przesaczono przez watę umieszczona w lejku. Przesącz penie sino do rozdzielacza, dodano 2 ml benzyny, 5 ml wody destylowanej i delikatnie wymieszano. Po wymieszniu, w ciągu kilku minut utworzyła się górna warstwa benzynowa, która należy rozdzielić chromatograficznie.
Rozdział:
Benzynowy ekstrakt naniesiono kropelkami na płytkę powleczoną żelem krzemionkowym, tak aby uzyskać ciemnozielone wąskie pasmo. Płytkę z naniesionym przesączem barwników wstawiono do kamery zawierającej rozwijacz. Kamerę szczelnie przykryto. Rozdział zakończono gdy pojawiły się wyraźne rozdzielone poszczególne pasma barwików.
Obserwacje: wyniki rozdziału
Wykreślanie widm absorpcyjnych barwików:
Płytkę z rozdzielonymi pasmami barwników wysuszono. Pasma: β karotenu, Chl a, Chl b i luteiny zdrapano i wsypano do oddzielnych suchych probówek. Po odparowaniu rozwijacza do każdej z nich dodano po 4 ml następujących rozpuszczalników:
Karoten – heksan
Chl a i Chl b – aceton
Luteina – alkohol etylowy
Probówki wstrząsano aż do całkowitej ekstrakcji barwników. Żel odsączono przez bibułę filtracyjną nasączoną odpowiednim dla danego barwnika rozpuszczalnikiem. Klarowne ekstrakty użyto do obserwacji zjawiska fluorescencji oraz do wykreślenia krzywych widm absorbancji barwników za pomocą spektrofotometru.
Obserwacje:
W świetle lampy UV Chl a i Chl b daje czerwone świecenie, natomiast β -karoten i luteina nie.
Wnioski:
Jeżeli absorpcja energii zachodzi nie w chloroplastach, czyli w roztworze zawierającym czysty wyizolowany preparat chlorofilu (in vitro) wówczas energia uwalnia się w postaci światła. Oświetlony preparat chlorofilu wydziela zatem wydzieloną energię świetlną w postaci światła o barwie czerwonej. Zjawisko reemisji, czyli ponownego wysyłania pochłoniętej energii nazywamy fluorescencją. Chlorofil in vitro wykazuje zatem czerwoną fluorescencję, której nie wykazuje β – karoten i luteina.
Pomiar fluorescencji:
Pomiaru niektórych parametrów fluorescencji, charakteryzujących aktywność PSII można dokonać za pomocą aparatu PSM.
Wykonanie:
Pomiaru dokonujemy w warunkach ciągłego oświetlenia oraz w warunkach adaptacji do ciemności, dla dwóch roślin cienio- i światłolubnej.
Obserwacje:
Liście adaptowane do cieności:
Natężenie światła wzbudzonego PAR | Fo | Fm | Fv | T1/2 | Fv/Fm | ETR |
---|---|---|---|---|---|---|
Roślina światłolubna | ||||||
200 µmol | 0.06 | 0.25 | 0.18 | 415 | 0.746 | 62.7 |
400 µmol | 0.4 | 1.53 | 1.14 | 82 | 0.738 | 62 |
Roślina cieniolubna | ||||||
200 µmol | 0.08 | 0.43 | 0.34 | 387 | 0.803 | 134.9 |
400 µmol | 0.2 | 1.19 | 0.99 | 152 | 0.834 | 140 |
Liście oświetlane:
Natężenie światła wzbudzonego PAR | Fo | F’m | F’v | T1/2 | F’v/F’m | ETR |
---|---|---|---|---|---|---|
Roślina światłolubna | ||||||
200 µmol | 0.15 | 0.33 | 0.19 | 124 | 0.558 | 48.9 |
400 µmol | 0.37 | 1.38 | 1.01 | 96 | 0.732 | 123 |
Roślina cieniolubna | ||||||
200 µmol | 0.09 | 0.21 | 0.12 | 348 | 0.570 | 47.9 |
400 µmol | 0.23 | 0.74 | 0.52 | 96 | 0.834 | 140.1 |
Poziom transportu elektronów ETR = P x PAR x 0.42 = Fv/Fm x PAR x 0.42
Relatywna wydajność kwantowa P = Fv/Fm
Wnioski:
Rośliny światłolubne mają większą relatywną wydajność kwantową fotosyntezy (P), którą liczymy ze wzoru (F'm-Fs)/F'm, która wraz ze wzrostem natężenia światła spada zarówno u roślin światłolubnych jak i cieniolubnych. Relatywna wydajność fotosyntezy jest efektywnie wykorzystana przez PSII do redukcji fotochemicznych. Pomiar ten pozwala na określenie sprawności PSII, podczas gdy aparat fotosyntetyczny jest w pełni obciążony procesami fotochemicznymi, a więc wtedy, gdy m.in. wytwarzany jest gradient protonowy oraz działa cykl Calvina. Wraz ze wzrostem natężenia światła spada wartość fluorescencji maksymalnej F’m. Jest to skutek zwiększonej utraty energii na drodze promieniowania cieplnego, cyklu wiolaksantynowego lub zmniejszeniu puli akceptorów elektronów Np. wskutek uszkodzenia fotoukładów.