Dializa otrzewnowa u psów i kotów.

Termin „dializa” pojawił się w piśmiennictwie po raz pierwszy w roku 1854. Jego autorem był szkocki chemik- T. Graham, który w ten sposób określił przenikanie różnego typu rozpuszczonych substancji poprzez błonę pęcherza wołu. Natomiast zastosowanie dializy otrzewnowej u ludzi sięga roku 1923 (17). U psów opisano po raz pierwszy dializę otrzewnową w przebiegu eksperymentalnej nefrektomii w 1946 roku (25).

Dializa to przenoszenie wody i elektrolitów z jednego przedziału do drugiego przez półprzepuszczalną błonę, w tym przypadku wykorzystuję się błonę otrzewnową, która wyściela jamę brzuszną i pokrywa znajdujące się w niej narządy (23). Otrzewna stanowi półprzepuszczalną błonę pomiędzy płynem jamy otrzewnowej a osoczem i płynem pozakomórkowym. Ta bariera zbudowana jest z włośniczkowego endotelium, błony podstawnej i otrzewnowego mesotelium. Największe pory (15-20nm) znajdują się w tkance śródmiąższowej i mesotelium, przez które przechodzą białka. Drugi rodzaj kanałów to kanały wodne w śródbłonku naczyń, przez nie przechodzi 40% wody (3). Najwięcej bo 90% powierzchni porów stanowią szczeliny pomiędzy komórkami śródbłonka, przez które przenika m.in. glukoza i kreatynina. Prawdopodobnie tylko 0,2% powierzchni otrzewnej bierze udział w wymianie i co wynika z badań jest to głównie otrzewna ścienna. Transport przez błonę otrzewnową zachodzi zgodnie z prawami fizykochemicznymi dyfuzji, konwekcji oraz ultrafiltracji (10,12).

Technika dializacyjna polega na wprowadzeniu do jamy otrzewnowej płynu zwanego dializatem, pozostawieniu go na jakiś czas wewnątrz, następnie na odebraniu zanieczyszczonego płynu z jamy otrzewnowej. Cały taki cykl nazywamy wymianą. Celem dializy jest usunięcie niepożądanych substancji z krwi, w zastępstwie nerek, których funkcja jest upośledzona.(6,14)

Głównymi wskazaniami do wykonywania dializy otrzewnowej jest: ostra i przewlekła niewydolność nerek, nadmierne przewodnienie (w tym przypadku używamy hipertonicznego dializatu), obrzęk płuc, zatrucia toksynami poddającymi się dializie, głównie zatrucie glikolem etylenowym i barbituranami. Rzadszym wskazaniem do dializy jest hipo- i hipertermia. Utrzymujący się mimo leczenia konwencjonalnego wysoki poziom mocznika, kreatyniny, hiperkalemia, hiperfosfatemia, hiperkalcemia, hipernatremia oraz kwasica metaboliczna są wskazaniami do rozpoczęcia dializy (1,13,15,16,17,18,20). Rzadko leczenie konwencjonalne przynosi efekty u zwierząt z mocznicą, u których poziom mocznika przekracza 100mg/dl a kreatyniny 10mg/dl. W takich przypadkach konieczne jest zastosowanie dializoterapii.

Kwalifikowanie pacjentów do dializy otrzewnowej powinno być poprzedzone dokładnym badaniem klinicznym, biochemicznym i morfologicznym krwi oraz badaniem moczu .

Dializy otrzewnowej nie stosujemy u zwierząt z nieodwracalnymi zmianami w nerkach, w leczeniu azotemii przednerkowej, u pacjentów, którzy w ostatnim czasie mieli przeprowadzane zabiegi chirurgiczne na terenie jamy brzusznej oraz zwierząt z przepukliną przeponową (6,15).

W zależności od czasu trwania dializy i sposobu wlewu, dzielimy dializy otrzewnowe na: przerywaną dializę otrzewnową, którą wykonujemy głównie u pacjentów weterynaryjnych, ciągłą dializę otrzewnową zwaną też przewlekłą ambulatoryjną dializą otrzewnową oraz dializę przepływową będącą połączeniem dwóch wcześniejszych (10,21,24,28,29). W czasie ciągłej dializy otrzewnowej dializat przebywa cały czas w jamie otrzewnowej, poza krótkimi okresami wymiany. Dializa przepływowa polega na tym, że pewna ilość płynu znajduje się cały czas w jamie i jest przepływowo zamieniana na świeży.

Przerywaną dializę możemy podzielić z kolei na ostrą i przewlekłą. Ostrą dializę stosujemy, jeśli chcemy zmniejszyć objawy mocznicy a kateter jest niedostępny, gdy pacjent czeka na chirurgiczne umieszczenie kateteru, rzadziej przy hipo- i hipertermii oraz zatruciach. Technika ostrej dializy opiera się na nakłuciu jamy brzusznej 2-8 cm poniżej pępka igłą o rozmiarze 18-20. Następnie wprowadzamy płyn do jamy otrzewnowej. Upuszczenia dokonujemy igłami o mniejszych rozmiarach 12-16. Ze względu na dużą traumatyczność związaną z częstymi nakłuciami, ostre dializy wykonujemy 2-4 razy dziennie maksymalnie przez 4 dni (10).

Przewlekła dializa wymaga zastosowania kateteru. Mówi się, że „kateter to serce i pięta achillesowa dializy otrzewnowej”(10). Na rynku dostępnych jest kilka rodzajów kateterów i kaniuli. Wybór konkretnego kateteru zależy od przewidywanej długości dializ i ilości wymian dziennie (17). Dializy na zwierzętach były przeprowadzane z użyciem kaniuli Parkera (21), kateterów dyskowych (3,26), kateterów Tenckhoffa (4,28), kateterów silikonowych w kształcie litery T (4) oraz kateterów sztywnych (15). Najlepsze rezultaty były osiągane po zastosowaniu kateterów dyskowych z mankietami drakonowymi, niestety katetery te nie są dostępne komercyjnie. Umieszczenie kateteru wymaga znieczulenia pacjenta i powinno odbywać się z zachowaniem pełnej aseptyki zabiegu (7). Kateter umieszczamy doogonowo od pępka bądź na boku ciała(17). W trakcie zakładania kateteru możemy wykonać biopsję nerek, co pozwoli nam postawić rozpoznanie i ocenić potencjalną odwracalność uszkodzenia nerek (20). Idealnie, byłoby odczekać 12 godzin po założeniu kateteru z rozpoczęciem dializoterapii (6). Wypływający dializat może być zanieczyszczony krwią przez pierwsze dwa dni po umieszczeniu kateteru.

Przed i po każdym cyklu kateter powinien być przepłukiwany heparynizowaną solą fizjologiczną (20ml 0,9% NaCl z dodatkiem 0,2ml heparyny)(15), w celu zapobiegania zatykania kateteru skrzepami krwi i zmniejszeniu ilości włóknika. Dodatkowo, aby zapobiegać ryzyku powstawania skrzepów, powinno się pozostawić w jamie otrzewnowej trochę płynu (ok. 10ml/kg mc).

Wlew dializatu do jamy otrzewnowej powinien odbywać się z prędkością 200-300ml/min. Czas takiego wlewu nie powinien być dłuższy niż 10 minut. Objętość płynu powinna wynosić 40ml/kg m.c. (6,11), większa objętość podnosi ciśnienie hydrostatyczne, zmniejsza ruch roztworu w jamie otrzewnowej oraz może zmniejszyć przepuszczalność otrzewnej. W przypadku uczucia dyskomfortu przez pacjenta, wystąpienia duszności lub przecieku dializatu przy kateterze, powinno się zmniejszyć ilość płynu w jamie otrzewnowej. U kotów i psów ras miniaturowych trudno jest wprowadzić małą ilość dializatu, dlatego ilość wprowadzanego płynu powinno się kontrolować kładąc torbę na wadze.

Czas pozostawienia dializatu zależy od tego jak szybko należy dokonać korekty odchyleń metabolicznych. Wyrównanie poziomu mocznika i potasu w 90%, a poziomu kreatyniny i fosforu w 80% zachodzi po czasie 40-60 minut, dlatego też taki czas ustalono jako optymalny czas przebywania dializatu w jamie otrzewnowej. Zwierzęta z zaawansowaną mocznicą, mogą wymagać nawet kilkudziesięciu konsekwentnie przeprowadzonych dializ nim osiągnie się dostrzegalne zmniejszenie objawów azotemii. Palpacyjne omacywanie brzucha w czasie dializy pozwala na mieszanie się płynu i przez to zwiększa skuteczność wymiany. Po początkowym unormowaniu stanu pacjenta czas wymian można zwiększyć do 4-10 godzin w czasie chronicznych dializ.

Upuszczenie dializatu powinno trwać nie dłużej niż 15 minut i jeśli jest to możliwe płyn powinien zostać upuszczony do tego samego opakowania, co zmniejsza ryzyko zanieczyszczeń. Przy pierwszym cyklu nie odzyskuje się nawet 50% dializatu, ze względu na odwodnienie pacjenta lub zaleganie płynu w jamie otrzewnowej, w kolejnych wymianach odzysk powinien wynosić ponad 90%(5). Przedłużony czas odpływu jest najczęściej spowodowany mechanicznymi problemami z kateterem. Okazjonalnie zmniejszony odpływ jest związany z otrzewnową absorpcją płynu, dzieje się tak w gdy obniża się ciśnienie hydrostatyczne w naczyniach, wzrasta osmolarność surowicy i wzrasta stężenie białek. Również zapalenie otrzewnej zmniejsza ilość odzyskiwanego płynu (5).

Stosowany w medycynie ludzkiej do przeprowadzania automatycznych dializ otrzewnowych w warunkach domowych cykler, nie znalazł zastosowania w weterynarii..

Stosowane w medycynie płyny dializacyjne są tak skomponowane, by stężenie składowych było podobne do płynu pozakomórkowego, a ciśnienie osmotyczne przewyższało ciśnienie wewnątrznaczyniowe. Idealnie byłoby gdyby skład dializatu był każdorazowo dostosowany do indywidualnych potrzeb pacjenta. Gradient stężeń pomiędzy dializatem a krwią decyduje o tym, która substancja jest usuwana, a która dodawana. Na rynku dostępnych jest kilka rodzajów płynów do dializy różniących się składem i stężeniem glukozy. Skład podstawowych płynów dializacyjnych został przedstawiony w tabelach 1,2,3. Komercyjnie dostępne płyny do dializ zawierają magnez ale są wolne od potasu. Sód i towarzyszące mu aniony wspólnie z glukozą (1,5-4,25%) decydują o osmolarności dializatu. W zależności od stanu gospodarki wodno elektrolitowej organizmu pacjenta podajemy płyn o określonej osmolarności. Najczęściej używa się dializatu o zawartości glukozy 1,5%, natomiast płyny hipertoniczne używa się by zwiększyć klirens substancji w czasie ultrafiltracji (stosowane u pacjentów przewodnionych).

W przypadku gdy komercyjny płyn dializacyjny nie jest dostępny możemy go przygotować na bazie płynu Ringera i 0,45% lub 0,9% roztworu NaCl. W celu osiągnięcia 1,5% stężenia glukozy należy na każdy litr dializatu dodać 30ml 50% glukozy (10,14). Dodajemy też 1000 jednostek heparyny na każdy litr płynu. Samodzielne przygotowanie dializatu niesie za sobą ryzyko popełnienia błędów recepturowych i zwiększa możliwość zanieczyszczenia.

U zwierząt z hiperkalemią, dializaty bezpotasowe w czasie pierwszych wymian powodują szybką utratę potasu z krwi, jednak by zapobiec hipokalemii, przy często przeprowadzanych wymianach należy podawać potas parenteralnie lub do dializatu. W wyniku niewłaściwego stosowania płynu ( np. zbyt szybki wlew ) może dojść do odwodnienia i rozwoju wstrząsu hipowolemicznego i zapaści a także objawów obrzęku mózgu i zespołu niewyrównania z objawami ze strony o.u.n. (zaburzenia świadomości, drgawki). Ze względu na wysoką osmolarność płyny nr 2 i 3 mogą spowodować objawy uboczne szybciej i o gwałtowniejszym przebiegu. Według Crispa i współpracowników przed podaniem wlewu, płyn dializacyjny powinien być podgrzany do temperatury ok. 40ºC, aby spowodować rozszerzenie naczyń i zwiększyć wymianę substancji (8,10).

Wykonywanie dializ pociąga za sobą pewne komplikacje (17,29), związane zarówno z niekontrolowanym przemieszczaniem pierwiastków i białek (8,19,28), jak również dotyczących katetera (24). Utrata białek w czasie dializy wzrasta wraz z wydłużeniem czasu przebywania dializatu wewnątrz jamy otrzewnowej i wynosi średnio 5g/dzień(10). Zapobiec temu można dodając specyficzne aminokwasy do dializatu. W wyniku zatkania kateteru przez skrzepy krwi i włóknik lub jego zagięcia może dochodzić do pozostawania płynu w jamie otrzewnowej (8). Kolejną komplikacją jest podskórny wyciek dializatu obok kateteru, powodujący miejscowe podrażnienie, w konsekwencji mogące prowadzić do zapalenia. Długotrwałe narażenie otrzewnej na kontakt z konwencjonalnymi dializatami może być szkodliwe, może prowadzić do zmian ultrafiltracji i procesów włóknienia (27). Makroskopowy wygląd dializatu powinien być monitorowany codziennie, ponieważ zmętnienie może być pierwszą oznaką zapalenia otrzewnej. Badanie bakteriologiczne i cytologiczne powinno być wykonywane przy każdym pojawieniu się zmętnień. Dodatkowymi objawami występującymi przy peritonitis, może być anoreksja bolesność brzucha i biegunka. W celu zapobiegania zapaleniu otrzewnej, przez pierwsze dni dializoterapii można stosować rozcieńczony roztwór jodu do płukania otrzewnej. Lecząc zapalenie otrzewnej antybiotykami, część dziennej dawki leku powinno się dodawać do dializatu, ponieważ w czasie ogólnego podawania można nie osiągnąć wystarczająco wysokiego stężenia w jamie otrzewnowej (10).

Prawidłowy przebieg dializy wymaga dużego zaangażowania i dokładnego minitorowania stanu pacjenta. Codziennie powinny być oznaczane w surowicy stężenia mocznika, kreatyniny, wapnia, fosforu, sodu, potasu, chlorków oraz parametry równowagi kwasowo-zasadowej (22). Powinno się również kontrolować masę ciała zwierzęcia (11) oraz ilość odzyskanego dializatu (14). Analiza tych danych pozwala klinicyście ocenić stan gospodarki wodno elektrolitowej pacjenta i zapobiec przewodnieniu lub odwodnieniu. Masa ciała powinna być sprawdzana przynajmniej dwa razy dziennie przy pomocy tej samej wagi i po opróżnieniu pęcherza. Ilość wprowadzanego dializatu, czas pozostawania wewnątrz i ilość odzyskanego płynu powinny być zapisywane w każdym cyklu.

Dializa powinna być kontynuowana do czasu podjęcia przez nerki funkcji, wystarczającej do podtrzymania życia. Utrzymująca się kwasica metaboliczna pomimo wielokrotnych dializ rokuje niepomyślnie. Jeżeli zwierzęta nie są w stanie przeżyć bez dializ to prawie zawsze konieczna jest eutanazja (8). Decyzję o przerwaniu dializ lub o eutanazji podejmujemy po serii badań biochemicznych krwi i oraz ocenie histopatologicznej bioptatu nerek. W niektórych przypadkach podejmowane są próby transplantacji nerek, zakończone powodzeniem zwłaszcza u kotów (9).

Podsumowując, można stwierdzić że dializoterapia psów i kotów stanowi element postępowania lekarskiego, który warty jest szerszego upowszechnienia w praktyce.

Tab1. Płyn do dialzy otrzewnowej nr1

Składniki	Zawartość w 1000ml
Chlorek sodowy Chlorek wapniowy Chlorek magnezowy Octan sodowy Glukoza Na Ca Mg Chlorki Węglany	5,670 g 0,383 g 0,0508 g 4,763 g 15g 132 mmol (mEq) 1,75 mmol (3,5mEq) 0,25 mmol (0,5mEq) 101 mmol (mEq) 35 mmol (mEq)
Osmolarność - 372 mosmol/l

Tab2. Płyn do dialzy otrzewnowej nr2

Składniki	Zawartość w 1000ml
Chlorek sodowy Chlorek wapniowy Chlorek magnezowy Octan sodowy Glukoza Na Ca Mg Chlorki Węglany	5,670 g 0,383 g 0,0508 g 4,763 g 35 g 132 mmol (mEq) 1,75 mmol (3,5mEq) 0,25 mmol (0,5mEq) 101 mmol (mEq) 35 mmol (mEq)
Osmolarność - 483 mosmol/l

Tab3. Płyn do dialzy otrzewnowej nr3

Składniki	Zawartość w 1000ml
Chlorek sodowy Chlorek wapniowy Chlorek magnezowy Octan sodowy Glukoza Na Ca Mg Chlorki Węglany	5,261 g 0,383 g 0,0508 g 4,763 g 42,5g 125 mmol (mEq) 1,75 mmol (3,5mEq) 0,25 mmol (0,5mEq) 94 mmol (mEq) 35 mmol(mEq)
Osmolarność - 511mosmol/l

Piśmiennictwo

1. Adin CA, Cowgill LD: Treatment and outcome of dogs with leptospirosis: 36 cases (1990-1998). J Am Vet Med Assoc. 2000 Feb 1;216(3):371-5.

2. Agre P, King LS, Yasui M, Guggino WB, Ottersen OP, Fujiyoshi Y, Engel A, Nielsen S: Aquaporin water channels- from atomic structure to clinical medicine. J Physiol. 2002;542(1):3-16.

3. Ash SR, Janle EM: Continuous flow-through peritoneal dialysis (CFPD): comparison of efficiency to IPD, TPD, and CAPD in an animal model. Perit Dial Int. 1997 Jun-Aug;17(4):365-72.

4. Ash SR, Janle EM: T-fluted peritoneal dialysis catheter. Adv Perit Dial. 1993;9:223-6

5. Ash SR, Janle EM, Hucker EM: A comparison of peritoneal dialysance (D) during CAPD, intermittent peritoneal dialysis (IPD)and tadalPD (TPD) in awake normal dogs. Adv Perit Dial. 1991;7;21-5.

6. Bainbridge J, Elliott J: Manual of Canine and Feline Nephrology and Urology. Shurdington: Cheltenham: BSAVA 1996;189-194.

7. Comert M, Bonzan A, Kulah E, Ucan BH: A new laparoscopic technique for the placement of a permanent peritoneal dialysis catheter: the preperitoneal tunneling method. Surg Endosc. 2004 Nov 11.

8. Crisp MS, Chew DJ, DiBardola SP, Birchard SJ: Peritoneal dialysis in dog and cats: 27 cases(1976-1987). Am Vet Med Assoc. 1989 Nov 1;195(9):1262-6.

9. De Cock HE, Kyles AE, Griffey SM, Bernsteen L, Gregory CR: Histopathologic findings and classification of feline renal transplants. Vet Pathol.2004; 41(3):244-56.

10. DiBartola S.J.: Fluid Therapy in Small Animal Practice. Saunders W.B. Company, Philadelphia 2000, s.507-527.

11. Elzuoki AY, Gguskin AB, Baluarte HJ, Polinsky MS, Prebis JW: Development aspect of peritoneal dialysis kinetics in dogs. Pediatr Res. 1981;15(5):853-8.

12. Flassner M, Henegar J, Bigler S, Genous L: Is the peritoneum a significant transport barrier in peritoneal dialysis ? Perit Dial Int. 2003 Nov-Dec;23(6);542-9.

13. Fox LE, Grauer GF, Dubielzig RR, Bjorling DE: Reversal of ethylene glycol-induced nephrotoxicosis in a dog. J Am Vet Med Assoc. !987 Dec1;191(11):1433-5.

14. Jarocki Z: Zarys diagnostyki I terapii chorób układu moczowego psów i kotów. Warszawa: Wydawnictwo „SIMA” 2001:s.108-10.

15. Jonkisz P, Nicpoń J, Bieżyński J, Hildebrand W, Kuziemska A: Przydatność dializy otrzewnowej w leczeniu niewydolności nerek u psów .Medycyna Wet. 2004,60(6):616-621.

16. Kiesche-Nesselrodt A, Hooser SB: Toxicology of selected pesticides, drugs, and chemicals. Boric acid. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 1990 Mar:20(2):369-73.

17. Labato MA: Peritoneal dialysis in emergency and critical care medicine. Clin Tech Small Anim Pract. 2000 Aug:15(3):126-35.

18. Labato MA: Strategies for management of acute renal failure. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 2001 Nov;31(6):1265-87, vii.

19. Lameire N, Vanholder R, De Smet R: Uremic toxins and peritoneal dialysis. Kidney Int Suppl. 2001 Feb;78:292-7.

20. Mazzafero EM, Eubig PA, Hackett TB, Legare M, Miller C, Wingfield WE, Wise L: Acute renal failure associated with raisin or grape ingestion in 4 dogs. J Vet Emerg and Crit Care14(3) 2004;203-12.

21. Miller TE, Findon G, Rowe L: Charakterization of an animal model of continuous peritoneal dialysis in chronic renal impairment. Clin Nephrol. 1992 Jan;37(1)42-7.

22. Ross LA: Fluid therapy for acute and chronic renal failure. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 1989 Mar;19(2):343-59.

23. Rubin J, Jones Q, Planch A, Rushton F, Bower J: The importance of the abdominal viscera to peritoneal transport during peritoneal dialysis in the dog . Am J Med Sci. 1986 Oct:292(4):203-8.

24. Rubin J, Jones Q, Quillen E, Bower JD: A model of long-term peritoneal dialysis in the dog. Nephron. 1983;35(4):259-63.

25. Seligman AM, Frank HA, Fine J: Treatment of experimentaluremia by means of peritoneal irrigation. J Clin Invest 25: 211-219, 1946.

26. Ueschi M, Iida E, Watanabe T, Kuwajima S, Nakayama T, Kano Y, Tanaka K, Wakao Y, Takahashi M: Peritoneal dialysis using a recycling system in dogs. J Vet Med Sci. 1993 Oct;55(5):723-7.

27. ter Wee PM, Beelen Rh, van den Born J: The application of animals models to study the biocompatibility of bicarbonate buffered peritoneal dialysis solutions. Kidney Int Suppl. 2003 Dec;(88):S75-83.

28. Thornhill JA, Hartman J, BoonGD, Riviere JE, Jackobs D, Ash SR: Support of an anephric dog for 54 days with ambulatory peritoneal dialysis and a newly designed peritoneal catheter. Am J Vet Res. 1984 Jun;45(6):156-61.

29. Tse Kc, Yip PS, Lam MF, Li FK, Choy BY, Chan TM, Lai KN: Recurrent hemoperitoneum complicating continuous ambulatory peritoneal dialysis. Perit Dial Int. 2002 Jun-Aug;22(4):488-91.

1

---