1 Lipiec materiały wykładowe, specjalizacja mięso

Gruźlica bydlęca i paratuberkuloza

Dr Marek Lipiec

Zakład Mikrobiologii, Państwowy Instytut Weterynaryjny - Państwowy Instytut Badawczy, Puławy.

Informacje ogólne

Gruźlica bydlęca to zakaźna choroba ssaków (głównie bydła, ale także świń i innych zwierząt domowych i dzikich ) wywoływana przez typ bydlęcy prątka - Mycobacterium bovis. Na gruźlicę bydlęcą mogą zapadać także ludzie, stąd choroba ta jest zaliczana do tzw. zoonoz bezpośrednich, w których następuje bezpośrednie przeniesienie zarazka z organizmu zwierzęcia na organizm człowieka.

Zakażenie prątkiem typu bydlęcego następuje u zwierząt zwykle drogą oddechową, jednakże droga pokarmowa odgrywa u niektórych gatunków także znaczną rolę. U cieląt choroba może rozwijać się po zakażeniu per os przez matkę chorą na gruźlicę wraz z siarą lub mlekiem. W przypadku zaatakowania węzłów chłonnych wymienia może dochodzić do intensywnego siewstwa zarazka z mlekiem, co może stanowić duże niebezpieczeństwo dla osób lub zwierząt spożywających to mleko lub jego przetwory. Stosunkowo łatwo zakażeniu prątkiem bydlęcym ulegają owce, kozy i świnie. W przeszłości stwierdzano, że na terenach występowania gruźlicy u bydła większość przypadków tej choroby u świń jest spowodowana typem bydlęcym zarazka. Na terenach wolnych od gruźlicy bydlęcej dominują natomiast u tego gatunku zakażenia wywołane przez prątki typu ptasiego (Mycobacterium avium) lub tzw. prątki atypowe, często bytujące w środowisku zewnętrznym. Stosunkowo oporne na zakażenie prątkami typu bydlęcego i rozwój gruźlicy w organizmie są konie. Jeżeli dochodzi już do choroby u tego gatunku zwierząt to zmiany chorobowe, inaczej niż u bydła, dotyczą zwykle przewodu pokarmowego oraz przynależnych węzłów chłonnych. Inne zwierzęta domowe (psy, koty) ulegają zakażeniu prątkiem bydlęcym sporadycznie a do zakażeń dochodzi głównie w wyniku picia mleka pochodzącego od krów chorych na gruźlicę. W ciągu ostatnich 10 lat zanotowano w Polsce tylko jeden potwierdzony laboratoryjnie przypadek infekcji tego typu psa.

Prątek bydlęcy może wywoływać także chorobę u zwierząt dzikich lub przebywających w ogrodach zoologicznych. Na chorobę narażone są głównie dzikie przeżuwacze: jelenie, sarny, łosie. W ostatnim czasie opisano także przypadki choroby
u żubrów, a także spokrewnionych z nimi bizonów. Rezerwuarem zarazka w przyrodzie mogą być także dziki, borsuki, oposy (Australia) a nawet wyjątkowo zające. Choroba może rozwijać się także u zwierząt mięsożernych (wilki) po spożyciu padliny zwierzyny płowej chorej na gruźlicę.

Przypadki gruźlicy u zwierząt przebywających w ogrodach zoologicznych stanowią także istotne niebezpieczeństwo, zarówno dla zwiedzających jak i pracowników obsługi.
Na świecie i w Polsce notowano przypadki infekcji prątkiem bydlęcym małp różnych gatunków a także nosorożców i słoni.

W latach 1990-1999 w Polsce stwierdzono szereg przypadków gruźlicy u antylop, bizonów, tapirów a także u żyraf. Podobne przypadki choroby zwierząt w ogrodach zoologicznych są stwierdzane także w innych państwach Europy środkowej. Zwierzęta te muszą być likwidowane gdyż próby leczenia i ratowania osobników cennych nie dają zwykle pozytywnych rezultatów.

Do zakażenia człowieka, a szczególnie dzieci, może dojść stosunkowo łatwo, głównie wskutek bezpośredniego kontaktu z chorym zwierzęciem lub w wyniku spożywania produktów pochodzących od zwierząt chorych. Zmiany gruźlicze wywołane typem bydlęcym prątka lokalizują się u ludzi zwykle poza płucami: w kościach, stawach, nerkach, oponach mózgowych i innych narządach a także w węzłach chłonnych (głównie szyjnych
i pachowych). Człowiek zakażony Mycobacterium bovis może także stanowić niebezpieczeństwo dla bydła. Zanotowano wiele przypadków, w których źródłem zakażenia dla krów byli chorzy na gruźlicę zatrudnieni przy ich obsłudze. W latach 60-tych Mycobacterium bovis stanowił przyczynę około 10% wszystkich zachorowań ludzi na gruźlicę. Obecnie przypadki gruźlicy bydlęcej u ludzi są sporadyczne i zwykle nie związane
z ogniskami gruźlicy u bydła, co świadczy o istnieniu innych poza bydłem rezerwuarów zarazka w przyrodzie. Znacznie większe znaczenie niż prątek bydlęcy mają prątki tzw. atypowe, zaliczane do grupy MAIS (Mycobacterium avium-intracellulare -scrofulaceum)
a odpowiedzialne za liczne przypadki mykobakterioz ludzi, szczególnie w przypadkach obniżonej odporności organizmu (np. u zarażonych wirusem HIV).

Rozpoznawanie przyżyciowe

Podstawą przyżyciowego rozpoznawania choroby u zwierząt domowych jest test tuberkulinowy. Najbardziej miarodajne wyniki uzyskujemy u bydła, owiec oraz u świń. Zwykle wykonywany jest test tuberkulinowy pojedynczy, z użyciem tuberkuliny PPD bydlęcej, zaś w uzasadnionych przypadkach test porównawczy, z wykorzystaniem tuberkulin PPD bydlęcej i ptasiej. Tuberkuliny stosowane obecnie w Polsce spełniają wymogi UE
i każdorazowo są kontrolowane pod względem cech fizykochemicznych i aktywności biologicznej. Zgodnie z obowiązującymi przepisami (Instrukcja Głównego Lekarza Weterynarii z dnia 14.08.2003) badania te są wykonywane u bydła w wieku powyżej
6 tygodnia. Skóra w miejscu iniekcji powinna być wolna od zmian w promieniu co najmniej
5 cm. a pomiar musi być wykonany z dokładnością do 0,1mm. Test porównawczy służy do ustalenia statusu stada urzędowo wolnego od gruźlicy bydlęcej (dwa kolejne badania
z wynikiem ujemnym co 6 miesięcy) oraz jest przeprowadzany w przypadku, gdy w teście pojedynczym uzyskano wynik wątpliwy lub dodatni, ale nasuwający podejrzenia reakcji nieswoistej. Zwierzęta podejrzane o istnienie choroby są poddawane badaniom sekcyjnym oraz specjalistycznym badaniom laboratoryjnym w celu potwierdzenia zakażenia.

W dużych stadach bydła lub owiec stosowane są na świecie (Australia, USA) do rozpoznawania gruźlicy także testy gamma interferonowe. Istota testu polega na inkubacji pełnej krwi zwierzęcia ze standaryzowanymi antygenami M.bovis i M.avium. Zależnie od poziomu gamma interferonu wydzielonego w czasie takiej inkubacji przez krwinki białe zwierzę jest kwalifikowane jako zdrowe lub chore. Testy tego typu są pomocne także
w rozpoznawaniu gruźlicy u zwierząt dzikich przebywających w ogrodach zoologicznych.

Materiał do badań

Do badań powinny być przesyłane odpowiednio zabezpieczone ( torebki lub szczelne pojemniki plastikowe) i opisane zmienione chorobowo tkanki.

W przypadku braku zmian anatomopatologicznych do badań należy przesłać węzły chłonne:

okołogardzielowe
oskrzelowe
śródpiersiowe
nadwymieniowe
wnęki wątrobowej
wybrane (podejrzane) węzły krezkowe.

Węzły chłonne tuszy mają niewielką wartość diagnostyczną i w przypadku braku zmian chorobowych nie należy ich włączać w skład nadesłanych próbek. Podobnie ograniczoną wartość poznawczą mają wycinki niezmienionych narządów wewnętrznych (np. śledziony, wątroby). Jeżeli zmiany dotyczą tylko węzłów chłonnych to dołączanie takich wycinków jest niecelowe.

Zmiany anatomopatologiczne

Gruźlica w organizmie zwierzęcia rozwija się powoli a zmiany anatomopatologiczne lokalizują się głównie w tkance płucnej i przynależnych węzłach chłonnych. Tempo rozwoju zmian jest uzależnione od stanu układu odpornościowego zwierzęcia i warunków utrzymania. Stąd na podstawie ich wyglądu, stopnia zwapnienia lub zserowacenia niemożliwe jest określenie momentu zakażenia i początku choroby. Zmiany anatomopatologiczne ogniska pierwotnego maja najczęściej postać gruzełków różnej wielkości rozsianych w zaatakowanym narządzie. W stanach obniżonej odporności następuje uaktywnienie ogniska pierwotnego
i rozprzestrzenienie się choroby w organizmie drogą krwi lub chłonki wraz z powstaniem ognisk wtórnych. Ogniska te mają zwykle charakter rozległych zmian martwicy rozpływnej, zarówno w warstwie korowej jak i rdzennej węzłów chłonnych. Niewielkie gruzełki często łączą się ze sobą tworząc kompleksowe zmiany wypełniające całe wnętrze węzła chłonnego.

Rozpoznawanie laboratoryjne

Do opracowania materiału używa się zwykle 5% roztworu wodnego kwasu szczawiowego. Umożliwia to zabicie w materiale innych bakterii niż prątki kwasoodporne
i uzyskanie czystej hodowli na specjalistycznych podłożach (Loewensteina-Jensena, Stonebrinka). Materiał do badań powinien być nadesłany niezwłocznie po wykonaniu uboju diagnostycznego, w postaci schłodzonej. Jeżeli nie ma możliwości szybkiego dostarczenia materiału może być on zamrożony i w takiej postaci dostarczony. Należy przy tym unikać kilkakrotnego zamrażania i rozmrażania, gdyż może to powodować zabicie części prątków zawartych w materiale. Niewielką wartość diagnostyczną przedstawia także materiał ze zmianami gnilnymi lub zaatakowany pleśnią. W uzasadnionych przypadkach do badania należy przesłać także wydzieliny i wydaliny, np. wykrztusinę, wymazy z dróg rodnych, nasienie, mleko. Rolę pomocniczą w rozpoznawaniu spełnia mikroskopia oraz test biologiczny na zwierzętach laboratoryjnych (świnki morskie). Zwierzęta te są niezmiernie wrażliwe na prątek bydlęcy i nawet pojedyncze komórki tego drobnoustroju są w stanie wywołać u nich uogólnioną chorobę. Cały cykl badań diagnostycznych trwa 6 tygodni.

Badania tego typu wykonują obecnie dwa laboratoria w kraju: Pracownia Diagnostyki Laboratoryjnej Gruźlicy Zwierząt ZHW w Bydgoszczy oraz Pracownia Immunologii Gruźlicy Zakładu Mikrobiologii Państwowego Instytutu Weterynaryjnego w Puławach.

Potwierdzone laboratoryjnie ogniska choroby są niezwłocznie likwidowane.

Oporność prątka na czynniki zewnętrzne

Mycobacterium bovis, a także inne prątki kwasooporne są niezwykle oporne na czynniki środowiska zewnętrznego i w stanie zdolnym do wywołania infekcji mogą bytować w środowisku zewnętrznym przez wiele lat. W związku z tym konieczne jest stosowania
w ognisku gruźlicy środków dezynfekcyjnych o dużej aktywności i potwierdzonych właściwościach prątkobójczych. Preparaty te muszą znajdować się na aktualnej liście preparatów dopuszczonych do stosowania w praktyce weterynaryjnej w Polsce. Zwykle są to preparaty na bazie aldehydu glutarowego bądź formaldehydu.

Stan w zakresie gruźlicy bydlęcej w Polsce

Z punktu widzenia ekonomicznego, ze względu na dużą liczbę stad hodowlanych, największe znaczenie w Polsce ma gruźlica bydła. Walka z tą chorobą była prowadzona
w Polsce głównie w ramach powszechnej akcji zwalczania gruźlicy bydlęcej. Akcja ta rozpoczęła się w 1959, zaś zakończyła w 1975 roku.

W roku 1960, w początkach wspomnianej akcji, w skali całego kraju średnio 24% pogłowia bydła zakażone było gruźlicą. Odsetek ten wahał się od 7- 10% we wschodniej części kraju, 20-30 % w regionach północno-zachodnich, 30-50% w województwach południowo-zachodnich, aż do przeszło 50,0% w województwie poznańskim. W tym samym czasie udział prątka bydlęcego sięgał 48,5% w infekcjach u świń i około 10% wszystkich przypadków gruźlicy u ludzi.

W wyniku tych zakrojonych na szeroką skalę działań ograniczono rozprzestrzenienie się choroby a Polska, zgodnie z ówczesnymi przepisami, została uznana w 1975 roku za kraj wolny od gruźlicy bydlęcej. Było to równoznaczne ze spadkiem odsetka bydła reagującego na tuberkulinę poniżej 0,5% oraz braku w kraju tzw. izolatorów bydła gruźliczego, w których grupowano chore zwierzęta. Nie oznaczało to oczywiście całkowitej likwidacji choroby. Zarazek tkwił w środowisku i w kolejnych latach badania kontrolne ujawniały nowe ogniska choroby. Znaczny spadek liczby ognisk gruźlicy u bydła miał miejsce w latach 1983-1990.
W roku 1983 zanotowano w całym kraju 536 ognisk a ich liczba, po przejściowym wzroście w 1986 roku do 441, obniżała się systematycznie z 337 w 1987 roku do 158 w 1990. Dodatkowe znaczenie w zwalczaniu gruźlicy w tym okresie miało wprowadzenie nowej tuberkuliny PPD bydlęcej, produkowanej na szczepie Mycobacterium bovis AN5 w miejsce tzw. tuberkuliny ssaków, produkowanej ze szczepu ludzkiego. Zastosowanie homologicznej tuberkuliny pozwoliło na uzyskiwanie bardziej miarodajnych rezultatów testu tuberkulinowego oraz zmniejszyło liczbę wyników fałszywie dodatnich. Istnieją doniesienia o możliwości występowania nieswoistych uczuleń na tuberkulinę u zwierząt zarażonych motylicą wątrobową oraz będących w okresie hormonalnego przestrojenia okołoporodowego.

W ostatnich latach ścisła kontrola stanu zdrowotnego bydła w zakresie gruźlicy pozwoliła na ograniczenie występowania choroby w Polsce. W latach 1991-1994 liczba ognisk gruźlicy bydlęcej wahała się od 115 do 141. W kolejnych latach nastąpiło stopniowe zmniejszanie się tej liczby: w 1995 roku zanotowano 73 ogniska, w 1996 - 63, 1997- 54, 1998 - 51 a w 1999 roku 32. Rok 2000 przyniósł przejściowy, niewielki wzrost liczby ognisk choroby - do 37 w całym kraju. W roku 2001 zanotowano łącznie 23 ogniska gruźlicy bydlęcej zaś w 2002 - 20 ognisk. Należy podkreślić, że nie było już województw o znacznej liczbie ognisk gruźlicy bydlęcej (ponad 5), co miało niejednokrotnie miejsce w latach wcześniejszych. W r. 2002 9 regionów było wolnych od tej choroby. Były to woj.: zachodniopomorskie, pomorskie, lubelskie, opolskie, śląskie, warmińsko-mazurskie, lubuskie, łódzkie, podkarpackie. W województwach podlaskim, dolnośląskim i małopolskim stwierdzono po jednym ognisku, w woj. kujawsko-pomorskim, mazowieckim
i świętokrzyskim po 4, zaś w wielkopolskim 5 ognisk gruźlicy bydlęcej. Łącznie w ciągu ostatnich 12 lat stwierdzono na terenie Polski 1005 ognisk gruźlicy bydlęcej.

Liczebność stad bydła w kraju wynosi obecnie około 1.300 tys., stąd odsetek stad zakażonych gruźlicą (20 stad) wynosił w 2002 roku około 0,002%. Dzięki temu Polska spełnia aktualne międzynarodowe normy dla państw wolnych od tej choroby.

Systematyczny spadek liczby ognisk gruźlicy bydlęcej w Polsce, jaki zaznaczył się
w czasie prowadzenia powszechnej akcji zwalczania choroby w latach 1959-75 a także po jej zakończeniu od 1975 do 2002 roku, czyli od przeszło 40 lat świadczy, że przyjęty system rozpoznawania i zwalczania choroby spełnia swe zadanie. Pozwala to w pełni kontrolować
i likwidować pojawiające się ogniska gruźlicy bydlęcej, zarówno u bydła jak i u innych gatunków zwierząt domowych i dzikich. Efektem zwalczania zakażeń Mycobacterium bovis
u bydła jest także znaczne ograniczenie w tym czasie infekcji typem bydlęcym prątka u ludzi. Jak wspomniano w początkach akcji zwalczania gruźlicy u bydła prątek ten powodował około 10% wszystkich przypadków gruźlicy, głównie u dzieci i młodzieży. W ostatnich latach notuje się jedynie sporadyczne przypadki zakażeń tego typu, pozostających bez zauważalnego związku ze stwierdzonymi ogniskami gruźlicy bydlęcej. Może to świadczyć o istnieniu innego niż bydło rezerwuaru zarazka w przyrodzie. Pomimo widocznego postępu, zarówno
w Polsce jak i w krajach tzw. rozwiniętych notowane są przypadki zakażenia prątkiem bydlęcym. Prątek ten stanowi ciągle istotne zagrożenie dla ludzi, nie tylko związanych zawodowo z rolnictwem i produkcją zwierzęcą.

Coraz większe zagrożenie dla zdrowia ludzi w Polsce stanowi czynnik wywołujący klasyczną gruźlicę - prątek typu ludzkiego, Mycobacterium tuberculosis. Dzieje się tak wskutek zaniechania obowiązkowych badań kontrolnych (tzw. mały obrazek) a także części szczepień przeciwko gruźlicy szczepionką BCG u młodzieży. Miejsce prątka bydlęcego
w zakażeniach człowieka zostało zajęte w znacznej mierze przez prątki ptasie i atypowe. Mogą one powodować trudne do leczenia infekcje zarówno u ludzi ze sprawnym układem immunologicznym jak i u chorych na AIDS.

Perspektywa wejścia Polski do Unii Europejskiej stwarza konieczność dostosowania polskich przepisów w zakresie zwalczania wielu chorób zakaźnych zwierząt. Polskie przepisy dotyczące zwalczania gruźlicy u bydła nie różnią się obecnie od przepisów unijnych, jednakże ich wprowadzenie do praktyki wymagać będzie zapewne szeregu szkoleń lekarzy dotyczących wykonania testu tuberkulinowego, interpretacji jego wyników oraz odpowiedniego postępowania w razie stwierdzania wyników dodatnich. Wydaje się to konieczne, aby proces eliminacji gruźlicy bydlęcej w hodowli bydła i innych gatunków zwierząt mógł być utrzymany w kolejnych latach.

Paratuberkuloza jako zoonoza

Dr Marek Lipiec, Zakład Mikrobiologii, Pracownia Immunologii Gruźlicy, Państwowy Instytut Weterynaryjny, Puławy

Paratuberkuloza, zwana od nazwiska odkrywcy chorobą Johnego, jest jednostką chorobową poznaną dokładniej już w końcu XIX wieku. W dalszym ciągu jest jednak powodem znacznych, trudnych do oszacowania strat ekonomicznych, głównie w hodowli bydła. Są one spowodowane przede wszystkim koniecznością wcześniejszej eliminacji zwierząt z hodowli, stanowiących niekiedy cenny materiał genetyczny, a także obniżeniem mleczności krów. Ta typowo przewlekła i skryta choroba w wielu przypadkach nie jest właściwie diagnozowana, co przyczynia się do jej rozprzestrzeniania. Na zakażenie narażone są głównie zwierzęta młode. U starszych choroba rozwija się znacznie wolniej, a część z nich może być bezobjawowymi nosicielami przez wiele lat.

Czynnik etiologiczny

Czynnikiem wywołującym paratuberkulozę jest prątek kwasooporny Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis, zwany też prątkiem Johnego. Obecnie prątek ten jest uważany za podszczep prątka ptasiego, wskutek znacznego (ponad 99%) podobieństwa antygenowego obu drobnoustrojów. Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis, jest niewielką (0,5 x 1,5 μm) Gram-dodatnią bakterią kwasooporną tzn., barwiącą się na czerwono metodą Ziehl-Neelsena. Na podłożach różnicujących rośnie bardzo wolno (kilkanaście tygodni), wymagając do tego specjalnego czynnika wzrostowego, tzw. mykobaktinu izolowanego z prątków szybkorosnących. Komplikuje to znacznie laboratoryjną diagnostykę paratuberkulozy, ale także powoduje, że prątek ten jest znacznie mniej rozprzestrzeniony
w przyrodzie niż np. prątek typu ptasiego. Większość badaczy przyjmuje, że prątek Johnego może tylko bytować w środowisku, zaś do mnożenia się jest zdolny tylko wewnątrz komórek organizmów zwierzęcych, głównie w makrofagach. Makrofagi, stanowiące jeden
z elementów systemu odpornościowego, są zdolne do zabicia innych bakterii, z wyjątkiem prątków, które mogą się nawet mnożyć wewnątrz tych krwinek. Jest to spowodowane m.in. dużą zawartością wosków w ich ścianie komórkowej, co utrudnia penetrację enzymów makrofaga a także wydzielaniem substancji neutralizujących te enzymy. Specyficzna budowa powoduje także znaczną oporność prątka Johnego na czynniki środowiska i środki dezynfekcyjne. Przyjmuje się, że prątki, w tym Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis, mogą bytować w środowisku zewnętrznym, w miejscach zacienionych np. w wysuszonym kale bydlęcym, nawet przez ponad rok w stanie zdolnym do wywołania infekcji. W odróżnieniu od prątka ptasiego, prątek Johnego nie posiada na swojej powierzchni glikolipidów umożliwiających jego serotypizację.

Występowanie choroby

Paratuberkuloza jest wybitnie przewlekłą chorobą występująca zwykle
u przeżuwaczy, głównie bydła, owiec i kóz. Wrażliwe na zakażenie są także wielbłądy, lamy, guanako i alpaki. Przypadki paratuberkulozy stwierdzano także u wielu innych, poza przeżuwaczami, gatunków zwierząt domowych, m.in. u osłów, koni, królików, gryzoni
a także psów. Choroba jest stwierdzana obecnie w praktycznie na wszystkich kontynentach, nie tylko u zwierząt hodowlanych ale także dziko żyjących i hodowanych w ogrodach zoologicznych. Infekcje M.avium subsp. patatuberculosis spotyka się także u zwierząt naczelnych. Szereg ognisk choroby stwierdzano w Polsce latach 70-tych w północnej
i zachodniej części kraju. Obecnie, na tych samych terenach, pojawiło się kilka nowych ognisk, brak jest jednak szczegółowej ewidencji tej jednostki chorobowej.

Aspekt zoonotyczny

Szczególną uwagę przywiązuje się w ostatnim czasie do infekcji prątkiem Johnego
u ludzi. Powoduje on tzw. chorobę Crohna. Choroba ta cechuje się występowaniem przewlekłego, wrzodziejącego stanu zapalnego jelit grubych. Dominującymi objawami ze strony układu pokarmowego są nudności, wymioty, okresowe zaparcia a także gwałtowne biegunki. Oprócz tego u części chorych pojawia się rumień guzowaty oraz stany zapalne stawów (głównie nóg). Na chorobę Crohna chorują przede wszystkim osoby młode, do 30 - 35 roku życia, przy czym pierwsze objawy pojawiają się zwykle znacznie wcześniej,
w okresie dorastania. Pojawienie się choroby u młodzieży hamuje fizyczny rozwój organizmu i objawia się chroniczną anemią. Leczenie farmakologiczne jest niezwykle trudne
i długotrwałe, zwykle skojarzone z interwencją chirurgiczną i usunięciem części jelita. Głównym źródłem zakażenia człowieka jest mleko i jego przetwory zanieczyszczone M.avium subsp. paratuberculosis. Stwierdzono, że około 35% próbek mleka pochodzących od krów z objawami klinicznymi choroby i około 11% próbek od krów zakażonych, ale nie wykazujących żadnych objawów klinicznych może zawierać prątki Johnego. Wielu autorów donosi także o możliwości przeżywania M.avium subsp. paratuberculosis w mleku poddanym działaniu podwyższonej temperatury, w tym także procesowi pasteryzacji.

Patogeneza paratuberkulozy

Paratuberkuloza rozprzestrzenia się stadzie głównie poprzez bezpośredni kontakt
z kałem zakażonego zwierzęcia. W zaawansowanym stadium choroby dochodzi zwykle do obfitego siewstwa zarazka z kałem i zanieczyszczenia paszy oraz wody znajdującej się
w otoczeniu. Prawdopodobieństwo zakażenia się innych osobników jest tym większe, im dłużej siewca pozostaje w stadzie. Zwierzęta młode mogą zakazić się wraz z mlekiem krów znajdujących się zaawansowanym stadium choroby. Zanieczyszczenie mleka może mieć także charakter wtórny poprzez kontakt z kałem zwierzęcia. Liczne doniesienia wskazują także na możliwość zakażenia wewnątrzmacicznego. Do zakażenia kolejnych osobników stada może dochodzić także wskutek błędów w wykonywaniu badania per rectum (brak oddzielnych rękawic w każdym badaniu).

Po wniknięciu do organizmu droga przewodu pokarmowego prątek Johnego umiejscawia się zwykle w okolicy zastawki biodrowo-ślepej jelita cienkiego. Szczególne powinowactwo Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis do błony śluzowej
i podśluzowej jelit powoduje, że namnaża się tam obficie wywołując przewlekły, przerostowy stan zapalny. Zaatakowane są także przynależne węzły chłonne krezkowe .

Objawy i zmiany anatomopatologiczne

Pierwszy, udokumentowany i szczegółowo opisany przez Johnego, przypadek choroby miał miejsce w 1894 r. w Oldenburgu, w Niemczech. Okres wylęgania choroby waha się od kilku miesięcy do nawet do kilkunastu lat (!). Na klasyczny obraz klinicznej paratuberkulozy bydła składa się m.in. stopniowe chudnięcie zwierząt, pojawienie się uporczywej, nie dającej się leczyć biegunki, spadek wydajności mlecznej oraz nieregularne skoki temperatury ciała. W obrębie żuchwy mogą pojawiać się charakterystyczne „butelkowate” obrzęki tkanki podskórnej. U owiec dodatkowym objawem może być suchość, łamliwość i wypadanie sierści.

Przeprowadzone u zwierząt chorych badania poubojowe wykazują zwykle znaczne zgrubienie i nacieczenie zaatakowanej błony śluzowej jelit cienkich oraz powiększenie węzłów chłonnych krezkowych. Zarówno w błonie śluzowej jak i w węzłach chłonnych stwierdza się obecność prątków kwasoopornych.

Rozpoznawanie przyżyciowe i laboratoryjne

Rozpoznawanie choroby jest niezmiernie trudne ze względu na długi okres wylęgania paratuberkulozy oraz brak typowych objawów. W diagnostyce paratuberkulozy możemy posłużyć się mikroskopią kału, testami serologicznymi, testami bazującymi na odporności komórkowej oraz testami stwierdzającymi bezpośrednio obecność zarazka lub jego materiału genetycznego w materiale nadesłanym do badań.

Najprostszym testem mającym zastosowanie w początkowej fazie rozpoznawania jest wykonanie preparatu mikroskopowego z kału podejrzanego zwierzęcia i barwienie metodą Ziehl - Neelsena. U osobników będących w zaawansowanym stadium choroby, ale niekoniecznie z objawami klinicznymi, stwierdza się zwykle w kale liczne prątki kwasooporne. Test ten może jednak pełnić tylko rolę pomocniczą w diagnostyce paratuberkulozy.

Spośród testów serologicznych, stwierdzających obecność w surowicy krwi swoistych przeciwciał, dominującą rolę pełni ELISA, wypierając inne, starsze testy (OWD, AGID). Odpowiednio przystosowanymi wariantami ELISA możemy także wykrywać swoiste przeciwciała w mleku.

Istnienie komórkowej odpowiedzi immunologicznej u zakażonych zwierząt możemy stwierdzić stosując gotowe zestawy lub poprzez wykonanie testu tuberkulinowego z użyciem tzw. joniny, lub zamiennie tuberkuliny PPD ptasiej, posiadającej zbliżoną wartość diagnostyczną. Szeregu istotnych informacji może dostarczyć także analiza wyników wcześniejszych, tuberkulinowych badań porównawczych stada. Wyniki zgrubienia fałdu skóry w granicach 3-5 mm na tuberkuline ptasią, przy ujemnym wyniku na tuberkulinę bydlęcą i uczulenie utrzymujące się w stadzie w kolejnych testach tuberkulinowych, mogą wskazywać na istnienie paratuberkulozy. Może to istotnie utrudniać także prawidłowe diagnozowanie przyżyciowe gruźlicy bydlęcej.

Ostateczne potwierdzenie istnienia choroby uzyskuje się po dodatnim wyniku testów hodowlanych, prowadzonych metoda klasyczną lub radiometryczną (BACTEC). Zastosowanie techniki izotopowej, adaptowanej z medycyny ludzkiej, skraca czas testu z 16 do około 8 tygodni, ale wymaga drogiego wyposażenia oraz posługiwania się materiałem radioaktywnym. Materiałem wyjściowym do badań hodowlanych jest kał zwierzęcia, wycinki zmienionych węzłów chłonnych krezkowych lub błony śluzowej jelit cienkich.

Wybór testu diagnostycznego jest uzależniony gatunku badanych zwierząt, ich wieku, historii choroby (istnienie objawów lub ich brak), celu badania ( kontrola, uwolnienie stada, indywidualna diagnostyka) oraz stanu epidemiologicznego na danym terenie. Testy serologiczne stosowane najczęściej do potwierdzania klinicznych przypadków choroby, potwierdzania wyników dodatnich innych testów lub w przypadku importu lub eksportu zwierzęcia. Diagnostyka laboratoryjna paratuberkulozy w Polsce prowadzona jest zgodnie
z Instrukcją nr 17/99 Głównego Lekarza Weterynarii. Ostatecznym potwierdzeniem istnienia choroby jest izolowanie zarazka na specjalistycznych podłożach Herrolda, Nemoto lub surowiczo-agarowych.

Zapobieganie i zwalczanie.

Zapobieganie wystąpieniu choroby polega na wprowadzaniu do stada tylko osobników zdrowych, z aktualnym, ujemnym wynikiem obowiązujących testów diagnostycznych
w kierunku paratuberkulozy (ELISA). W celu uniknięcia zawleczenia choroby należy używać do zabiegów inseminacyjnych nasienia o wiadomym pochodzeniu, od osobników zdrowych. Istniejące na świecie programy zapobiegania zakładają poza tym m.in. okresowe, serologiczne badania przesiewowe bydła w wieku 24 miesięcy lub starszego, osobny odchów młodzieży, okresowe, profilaktyczne odkażanie obiektów a także ograniczenie dostępu na fermę osób postronnych.

Zwalczanie choroby polega na jak najszybszej eliminacji zwierząt uznanych za zakażone na podstawie dodatnich wyników testów diagnostycznych a także siewców prątków z kałem, stanowiących źródło infekcji. Należy pamiętać, że u osobników o złej kondycji może wystąpić anergia, powodująca wystąpienie fałszywie ujemnych wyników części testów. Szczepienia, a także leczenie, podobnie jak w przypadku gruźlicy bydlęcej, nie są stosowane. Obiekty a także całe wyposażenie lekarskie i zootechniczne mające kontakt ze zwierzętami zakażonymi należy poddać gruntownej dezynfekcji z użyciem preparatów o dużej aktywności i działaniu prątkobójczym. Mleko z zakażonych stad winno być użytkowane we własnym zakresie po poddaniu obróbce termicznej.

Paratuberkuloza nie jest chorobą zwalczaną z urzędu, ale stwierdzenie choroby na podstawie badań serologicznych i hodowlanych musi być zgłoszone urzędowemu lekarzowi weterynarii. Prowadzenie okresowej kontroli stad, szczegółowych badań bydła nowo wprowadzanego do hodowli oraz utrzymanie wysokiego poziomu sanitarno higienicznego pozwala na pełną kontrolę tej jednostki chorobowej.

Piśmiennictwo:

Barclay R., Ewing D.F., Ratledge C.: Isolation, identification and structural analysis of the mycobactins of Mycobacterium avium, Mycobacterium intracellulare, Mycobacterium scrofulaceum and Mycobacterium paratuberculosis. J.Bacteriol. 164, 896, 1985.
Cicero R., Olivera H., Hernandez-Solis A., Ramirez-Casanova E., Escobar-Gutierrez A.: Frequency of Mycobacterioum bovis as an etiologic agent in extrapulmonary tuberculosis in HIV-positive and HIV-negative Mexican patients. Eur.J.Clin.Microbiol.Infect.Dis. 4,288,2008.
Crawshaw T., Daniel R., Clifton-Hadley R., Clark J., Evans H., Rolfe S., de la Rua-Domenech R.: TB in goats caused by Mycobacterium bovis. Vet.Rec. 163, 127, 2008.
Cruse J.M.: History of medicine: the metamorphosis of scientific medicine in the ever-present past. Am.J.Med. Sci. 318, 171, 1999.
Dalovisio J.R., Stetter M., Mikota-Wells S.: Rhinoceros' rhinorrea: cause of an outbreak of infection due to airborne Mycobacterium bovis in zookeepers. Clin.Infect.Dis. 15, 598, 1992.
Delahay R.J. Smith G.C., Barlow A.M., Walker N., Harris A., Clifton-Hadley R.S., Cheesman C.L:.: Bovine tuberculosis infection in wild mammals in the South-West region of England:a survey of prevalence and a semi-quantitative assessment of the relative risk to cattle. Vet.J. 173, 287, 2007.
Dhungana G.P., Ghimire P., Sharma S., Rijal B.P.: Tuberculosis co-infection in HIV infected persons of Kathmandu. Nepal Med.Coll.J. 10, 96, 2008.
Dyrektywa Rady z dnia 26 czerwca 1964 roku o problemach zdrowia zwierząt w handlu bydłem i trzodą chlewną wewnątrz Wspólnoty , 64/432/EEC, załącznik A i B.
Fourche J., Capdepuy M., Maugein J., Le Moigne F., Analysis of cellular fatty acids and proteins by capillary gas chromatography and sodium dodecyl sulphate polyacrylamine gel electrophoresis to differentiate Mycobacterium avium, Mycobacterium intracellulare and Mycobacterium scrofulaceum (MAIS) complex species. J. Chromatogr. 532, 209, 1990.
Fusegawa H, Wang H.B., Sakurai K., Nagasawa K., Okauchi M., Nagakura K.:Outbreak of tuberculosis in a 2000-year-old Chinese population. Kansenshogaku Zasshi 77,3, 146, 2003.
Gibbons A.: American Association of Physical Anthropologists meeting. Tuberculosis jumped from humans to cow, not vice versa. Science, 320, 608, 2008.
Gomez Prat J., De Souza S.M: Prehistoric tuberculosis in america:adding comments to a literature review. Mem.Inst.Oswaldo Cruz. 98 Suppl 1, 151, 2003
Gortazar C., Torres M.J., Vicente J., Acevedo P., Reglero M., de la Fuente J., Negro J.J., Aznar-Martin J.: PLoS ONE. 3, 7, 2776., 2008.
Hlavsa M.C., Moonan P.K., Cowan L.S., Navin T.R., Kammerer J.S., Morlock G.P., Crawford J.T., Lobue P.A.: Human tuberculosis due to Mycobacterium bovis in the United States, 1995-2005. Clin. Inrect.Dis. 47, 168, 2008.
Instrukcja Głównego Lekarza Weterynarii Nr GIWz.IV.401/TBC -26 /2006 z dnia 28 lipca 2006 r. w sprawie postępowania przy prowadzeniu badań kontrolnych występowania i przy zwalczaniu gruźlicy bydła.
Janowiec M.: Mikrobiologia gruźlicy. PZWL, Warszawa, 1977.
Kappelman J., Alcicek M.C., Kazanci N., Schultz M., Ozkul M., Sen S.: First Homo erectus from Turkey and implications for migrations into temperature Eurasia. Am. J. Phys. Anthropol. 135, 110, 2008.
Ledwon A., Szeleszczuk P., Zwolska Z., Augustynowicz-Kopec E., Sapierzynski R., Kozak M.: Experimental infection of budgerigars (Melopsittacus undulates) with five Mycobacterium species. Avian Pathol. 37, 59, 2008.
Lumb R., Bastian I., Gilpin C., Jelfs P., Keehner T., Sievers A.: Tuberculosis in Australia: bacteriologically confirmed casus and drug resistance, 2006 a report of the Australia Mycobacterium Reference Laboratory Network. Commun.Dis.Intell. 32, 12, 2008.
Mann P.C., Bush M., Janssen D.L., Frank E.S., Montali R.J.: Clinicopathologic correlations of tuberculosis in large zoo mammals. J.Am.Vet.Med.Assoc. 179, 1123, 1981.
Manual of Diagnistic Tests and Vaccines for Terrestial Animals 2004,, Chapter 3.2.1. Bovine tuberculosis.
Marchevsky A., Damsker B., Gribetz A., Tepper S., Geller S.A.: The spectrum of pathology of nontuberculous mycobacterial infection in open-lung biopsy specimens. Am. J.Clin.Pathol. 78, 695, 1982.
Lipiec M.,Pilaszek J.: Instrukcja laboratoryjnej diagnostyki gruźlicy bydlęcej Zakład Mikrobiologii Państwowego Instytutu Weterynaryjnego-Państwowego Instytutu Badawczego w Puławach, 2007.
Michel A.L., Coetzee M.L., Keet D.F., Mare L., Warren R., Cooper D., Bengis R.G., Kremer K., van Helden P.: Molecular epidemiology of Mycobacterium bovis isolates from free-ranging wildlife in South African game reserves. Vet.Microbiol. 25,345,2008.
Millan J., Jimenez M.A., Viota M., Candela M.G., Pena L., Leon-Vizcaino L. : J.Wildl.Dis. 44, 701, 2008.
Monreal L., Segura D., Segales J., Garrido J.M., Prades M.: Diagnosis of Mycobacterium bovis infection in a mare. Vet.Rec. 149, 712, 2001.
O'Brien R.J., Geiter L.J., Snider D.E. Jr., The epidemiology of nontuberculous mycobacterial diseases in the United States. Result from a national survey. Am.Rev.Respir.Dis. 135, 1007, 1987.
Payeur J.B., Jarnagin J.L., Marquart J.G., Whipple D.L.: Mycobacterial isolations in captive elephants in the United States. Ann.N.Y.Acad.Sci. 969, 256, 2002.
Petit J.F.: Chemical structure of mycobacterial cell wall. Ann.Microbiol. (Paris). 129, 39, 1978.
Rodwell T.C., Moore M., Moser K.S., Brodine S.K., Strathdee S.A.: Tuberculosis from Mycobacterium bovis in binational communities, United States. Emerg.Infect.Dis. 14, 909, 2008.
Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 17 grudnia 2004 r. w sprawie określenia jednostek chorobowych, sposobu prowadzenia kontroli oraz zakresu badań kontrolnych zakażeń zwierząt (Dz. U. Nr 282, poz. 2813 z pózn. zm.).
Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 21 października 2004 r. w sprawie wykazu laboratoriów referencyjnych właściwych dla poszczególnych rodzajów i kierunków badań (Dz. U. Nr 251, poz. 2513).
Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 23 listopada 2004 r. w sprawie zwalczania gruźlicy bydła (Dz. U. Nr 258 poz. 2585).
Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 27 czerwca 2005 r. w sprawie szczegółowych wymagań weterynaryjnych niezbędnych do uzyskania i zachowania uznania stada lub gospodarstwa za urzędowo wolne lub wolne od chorób zakaźnych zwierząt (Dz. U. Nr 126, poz. 1058).
Rozporządzenie Ministra Środowiska z dnia 29 listopada 2002 r. w sprawie listy organizmów patogennych oraz ich klasyfikacji, a także środków niezbędnych dla poszczególnych stopni hermetyczności.
Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 18 maja 2004 r. w sprawie zoonoz oraz czynników zoonotycznych podlegających obowiązkowi rejestracji (Dz. U. z dnia 8 czerwca 2004 r.).
Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 22 czerwca 2004 r. w sprawie wymagań weterynaryjnych przy produkcji świeżego mięsa z bydła, świń, owiec, kóz i domowych zwierząt jednokopytnych, umieszczanego na rynku(Dz. U z dnia 12 lipca 2004 r.).
Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 18 sierpnia 2004 r. w sprawie wymagań weterynaryjnych dla mleka oraz produktów mlecznych(Dz. U. z dnia 30 sierpnia 2004 r.).
Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 25 czerwca 2004 r. w sprawie chorób zakaźnych zwierząt, dla których opracowuje się programy zwalczania (Dz. U. z dnia 2 lipca 2004 r.).
Rozporządzenie Rady Ministrów z dnia 1 kwietnia 2008 r. w sprawie wprowadzenia na 2008 rok programów zwalczania i kontroli gruźlicy bydła, enzootycznej białaczki bydła, zakażeń wirusami wysoce zjadliwej grypy ptaków u drobiu i ptaków dzikich oraz zwalczania gąbczastej encefalopatii bydła i wścieklizny (Dz. U. z dnia 18 kwietnia 2008 r.).
Rozporządzenie Komisji (WE) nr 1226/2002 z dnia 8 lipca 2002 r. zmieniające załącznik B do dyrektywy Rady 64/432/EWG.
Runyon E.H.: Unclassified mycobacteria. Am. J. Respir. Dis. 81, 428, 1960.
Runyon E.H. Typical mycobacteria. Their classification. Am. J. Respir. Dis. 91, 288, 1965.
Sobiech T. : Gruźlica zwierząt. PWRiL, Warszawa, 1975.
Sotomayor H., Burgos J., Arango M.: Demonstration of tuberculosis by DNA ribotyping of Mycobacterium tuberculosis in a Colombian prehispanic mummy. Biomedica, 24 supp. 1, 18, 2004.
Taylor G.M., Murphy E., Hopkins R., Rutland P., Chistov Y.: First report of Mycobacterium bovis DNA in human remains from the Iron Age. Microbiology, 153, 1243, 2007.
Thoen C.O., Richards W.D., Jarnagin J.L.: Mycobacteria isolated from exotic animals. J.Am.Vet.Med.Assoc. 170, 987, 1977.
Thorel M.F., Karoui C., Varnerot A., Fleury C., Vincent V.: Isolation of Mycobacterium bovis from baboons, leopards and a sea-lion. Vet.Res. 29, 207, 1998.
Tsukamura S.: Identification of Mycobacteria. Tubercle. 48, 311, 1968.
Tuberculosis due to Mycobacterium bovis. The EFSA Journal, 130, 166, 2007.
Ustawa z dnia 11 marca 2004 r. o ochronie zdrowia zwierząt oraz zwalczanie chorób zakaźnych zwierząt (Dz. U. Nr 69, poz. 625 z pózn. zm.).
Ustawa z dnia 2 kwietnia 2004 r. o systemie identyfikacji i rejestracji zwierząt (Dz. U. Nr 91, poz. 872 z pózn. zm.).
Ustawa z dnia 29 stycznia 2004 r. o Inspekcji Weterynaryjnej (Dz. U. Nr 33, poz. 287 z pózn. zm.).
Ustawa z dnia 7 stycznia 2005 r.o zmianie ustawy o ochronie zdrowia zwierząt oraz zwalczaniu chorób zakaźnych zwierząt oraz o zmianie niektórych innych ustaw (Dz. U. z dnia 9 lutego 2005 r.).
Wilkins M.J., Bartlett P.C., Berry D.E., Perry R.L., Fitzgerald S.D., Bernardo T.M., Thoen C.O., Kaneene J.B.: Absence of Mycobacterium bovis infection in dogs and cats residing on infected cattle farms: Michigan, 2002. Epidemiol.Infect. 136, 1617, 2008.
Wilson P., Weavers E., West B., Taylor M., Kavanagh J., Jones P.: Mycobacterium bovis infection in primates in Dublin Zoo: epidemiological aspects and implication for management. Lab.Anim., 18, 383, 1984.
Zanella G., Durand B., Hars J., Moutou F., Garin-Bastuji B., Duvauchelle A., Ferme M., Karoui C., Boschiroli M.L.: Mycobacterium bovis in wildlife in France. J.Wildl.Dis. 44, 99, 2008.
Zanetti S., Bua A., Molicotti P., Delogu G., Mura A., Ortu S., Sechi L.A.: Identification of mycobacterial infection in wild boars in Northern Sardinia, Italy. Acta Vet.Hung. 56, 145, 2008.
Ziskind B., Halioua B.: Tuberculosis in ancient Egypt. Rev.Mal Respir. 24,10,1277, 2007.

Aktualne problemy dezynfekcji weterynaryjnej

Dr Marek Lipiec

Zakład Mikrobiologii, Państwowy Instytut Weterynaryjny-Państwowy Instytut Badawczy, Puławy.

Wstęp

Głównym czynnikiem wpływającym na trudności hodowli zwierząt są choroby zakaźne lub błędy żywieniowe. W hodowli wszystkich gatunków zwierząt niedostatki higieniczne są powodem istotnych strat ekonomicznych, spowodowanych przede wszystkim koniecznością wcześniejszej eliminacji zwierząt, zmniejszoną produkcyjnością lub produkcją surowców nie spełniających szeregu norm, np. mikrobiologicznych .

Dezynfekcja w obiektach fermowych jest jedną z ważniejszych metod zapobiegania zakażeniom wirusowym, bakteryjnym i grzybiczym zwierząt oraz zapewnienia w ciągu całego cyklu produkcyjnego właściwego stanu sanitarnego pomieszczeń .

Na intensywność zanieczyszczenia środowiska wpływa fakt znacznego zanieczyszczenia skóry zwierząt różnego rodzaju drobnoustrojami, chorobotwórczymi
i saprofitami. Dodatkowo na skuteczność odkażania ma wpływ duża ilość substancji organicznych pokrywających wszystkie powierzchnie w zakładach przetwórczych - tłuszczu, śluzu, krwi fekaliów, itp. Substancje te tworzą na odkażanej powierzchni nie tylko barierę mechaniczną ale wskutek reakcji ze składnikami czynnymi preparatu dezynfekcyjnego mogą istotnie wpływać na jego aktywność biobójczą.

Informacje ogólne

Pod pojęciem dezynfekcji czyli odkażania rozumiemy zabieg mający na celu niszczenie mikroorganizmów chorobotwórczych. Odkażenie możemy uzyskać poprzez stosowanie czynników fizycznych (np. światło UV, zmiany temperatury lub zmiany pH).
W praktyce największe zastosowanie znalazła jednak dezynfekcja z użyciem środków chemicznych. Dobry, chemiczny środek dezynfekcyjny, zastosowany prawidłowo, niszczy większość drobnoustrojów w środowisku, bez względu na to czy są one chorobotwórcze czy nie. Dobry preparat odkażający powinien cechować się dostateczną siłą bójczą w stosunku do szerokiej gamy drobnoustrojów i jednocześnie nie powodować powstawania oporności
u niszczonych zarazków. Powinien być także nietoksyczny dla ludzi i zwierząt, działać skutecznie w każdym środowisku, także w obecności substancji organicznych. Niezbędną cechą jest dobra rozpuszczalność (także w twardej wodzie kranowej) i tworzenie trwałych roztworów roboczych. Coraz więcej uwagi przywiązuje się do biodegradacji preparatu i jego „przyjazności” dla środowiska. Nie bez znaczenia pozostaje także łatwość użycia preparatu
i jego niska cena.

Podstawowa rola zabiegu odkażania sprowadza się, oprócz ograniczenia przenoszenia się chorób zakaźnych ze zwierzęcia na zwierzę, do:

ograniczenia przenoszenia się chorób zakaźnych ze zwierzęcia na człowieka
i odwrotnie
eliminacji czynnika zakaźnego z wnętrza budynków fermowych i przetwórczych
eliminacji drobnoustrojów chorobotwórczych z kół pojazdów i butów pracowników obsługi wjeżdżających na teren fermy lub zakładu przetwórczego
dekontaminacji systemów podawania paszy i wody
eliminacji czynników zakaźnych z wyposażenia weterynaryjno - zootechnicznego.
eliminacji większości drobnoustrojów z powierzchni i wyposażenia w zakładach przetwórstwa żywności zwierzęcego pochodzenia.

Chemiczne preparaty dezynfekcyjne posiadają różny sposób działania na drobnoustroje. Jest to uzależnione od rodzaju substancji czynnej wchodzącej w skład preparatu. Sposób działania różnych substancji wchodzących w skład chemicznych preparatów dezynfekcyjnych przedstawia tab.1.

Tab.1. Miejsce/sposób działania substancji czynnych preparatów dezynfekcyjnych

Substancja czynna	ściana komórkowa	błona komórkowa	denaturacja białek	inaktywacja enzymów	niszczenie kwasów nukleinowych
kwas		+	+	+
alkohol		+	+	+
zasada	+	+	+	+
aldehydy		+	+	+	+
fenole	+	+	+
czwartorzędowe związki amoniowe		+	+

Jak wynika z tabeli większość substancji czynnych wchodzących w skład preparatów dezynfekcyjnych powoduje niszczenie błony komórkowej lub zmianę jej przepuszczalności,
a co za tym idzie ucieczkę małocząsteczkowych składników cytoplazmy i śmierć drobnoustroju. Większość środków chemicznych powoduje też jednoczesną inaktywację enzymów ważnych dla funkcji życiowych drobnoustroju. Działanie preparatów dezynfekcyjnych w stosunku do prątków kwasoodpornych wywołujących gruźlicę
i mykobakteriozy zwierząt i ludzi jest ograniczone ze względu na specyficzną budowę ich ściany komórkowej. W jej skład, zależnie od gatunku prątka wchodzi od kilkunastu do nawet kilkudziesięciu procent wosków i ich pochodnych. Stanowią one mechaniczną barierę oddzielającą komórkę bakteryjną od cząsteczek substancji czynnej preparatu.

Nabywanie oporności - mit i rzeczywistość

W trakcie wielokrotnego stosowania preparatów dezynfekcyjnych istnieje możliwość nabywania oporności drobnoustrojów na środki dezynfekcyjne. Możemy tu wyróżnić dwie drogi powstawania oporności: na drodze mutacji i na drodze adaptacji. Oporność na drodze mutacji jest o tyle niebezpieczna, że jest przekazywana wraz z materiałem genetycznym i jest dziedziczona przez poszczególne pokolenia. Zmiany adaptacyjne zachodzą zaś znacznie wolniej i są skutkiem stosowania subtelnych dawek środka dezynfekcyjnego, często przez dłuższy czas.

Pogląd że preparaty wieloskładnikowe są gorsze gdyż powstaje oporność bakterii znajdujących się w środowisku jednocześnie na kilka substancji wchodzących w skład tych preparatów stosowanych w weterynarii, hodowli i przetwórstwie wydają się przesadzone. Oporność adaptacyjna powstaje w zakresie stężeń rzędu setnych procenta zaś skuteczna dezynfekcja wymaga zwykle stężeń wielokrotnie wyższych. Pewne niebezpieczeństwo istnieje jednak w zakładach przemysłu spożywczego gdzie stosowane stężenia są często wielokrotnie niższe od stężeń zalecanych w celu dezynfekcji ogólnej, stąd nie bez powodu stosowana jest okresowa zmiana środka dezynfekcyjnego. Jeżeli zmiany tego typu są stosowane to kolejny preparat powinien posiadać odmienne substancje czynne (odmienny skład jakościowy) lub znacznie różniący się skład ilościowy. Nie istnieją doniesienia mówiące o nabywaniu oporności przez prątki kwasoodporne.

Grupy oporności drobnoustrojów

W praktyce wyróżnia się 7 podstawowych grup oporności drobnoustrojów. Do grupy A zaliczono drobnoustroje o najniższej oporności. Należą tu m.in. bakterie Gram-ujemne
(w tym z rodzaju Brucella), niektóre drobnoustroje Gram-dodatnie, a także wirusy otoczkowe z rodzin Retroviridae (np. wirus białaczki bydła, wirus HIV), Herpesviridae (choroby Mareka), Paramyksoviridae (wirus choroby Newcastle). Część zaliczanych tu drobnoustrojów jest tak wrażliwa, że inaktywują je nie tylko składniki czynne środków dezynfekcyjnych, ale także np. samo niskie, kwaśne pH roztworów roboczych. Istotne utrudnienie w inaktywacji tych drobnoustrojów może istniec tylko w przypadku konieczności ich zniszczenia na powierzchni żywych tkanek zwierzęcia, błonach śluzowych itp. Inaczej niż u bakterii,
w przypadku wirusów posiadanie otoczki zwiększa ich wrażliwość na preparaty dezynfekcyjne, ponieważ otoczka i jej składniki są miejscem dodatkowego zadziałania preparatu dezynfekcyjnego. Wirusy bezotoczkowe cechują się znacznie większą opornością. Kolejną grupę (B) stanowi większość chorobotwórczych grzybów , drożdżaki i algi. Większą oporność (grupy C, D) prezentują już wirusy bezotoczkowe rodzin Adenoviridae, Rotaviridae i Reoviridae. Do grupy tej zaliczono także prątki kwasoodporne odpowiedzialne za gruźlicę
i mykobakteriozy ludzi i zwierząt. W grupie E wyodrębniono bezotoczkowe wirusy rodzin Picornaviridae (wirus pryszczycy) oraz Parvoviridae (parwowiroza psów). Są to czynniki wirusowe najtrudniejsze do inaktywacji w środowisku zewnętrznym. Bardziej od nich oporne są spory bakteryjne - grupa F (np. spory Bacillus anthracis) oraz priony i ich odpowiedniki
w świecie roślin - wiroidy (grupa G).

Wpływ czynników środowiskowych

Wszystkie substancje czynne wymagają do swojego działania bezpośredniego kontaktu z komórką drobnoustroju, stąd też duże nagromadzenie substancji organicznych
w środowisku znacznie utrudnia ten dostęp oraz powoduje częściową lub nawet całkowitą inaktywację substancji czynnych niektórych środków odkażających. W związku z tym niezbędnym zabiegiem poprzedzającym każdą dezynfekcję właściwą jest wstępne oczyszczanie i usuwanie nadmiaru substancji organicznych z otoczenia zwierząt w sposób mechaniczny, zwykle z użyciem gorącej wody pod wysokim ciśnieniem. Część drobnoustrojów wymywana jest w sposób mechaniczny, część ginie pod wpływem wysokiej temperatury wody natomiast pozostałe musza być zniszczone zastosowanym preparatem dezynfekcyjnym.

Wpływ substancji organicznych oraz innych czynników środowiska na aktywność preparatów dezynfekcyjnych o określonej substancji czynnej przedstawia tabela 2.

Tab.2. Wpływ różnych czynników na działanie substancji czynnych preparatów dezynfekcyjnych.

Substancja czynna preparatu	Czynnik
Substancja czynna preparatu		substancje organiczne	pH	wilgotność	mydła i detergenty	twarda woda
kwas	+	+	-	-	+/-
alkohol	+	-	-	-	-
zasada	+	+	-	-	+/-
formaldehyd	-	-	+ (dez. gazowa)	-	-
glutaraldehyd	-	+	-	-	-
substancje wydzielające chlor	+	+	-	-	+/-
jodofory	+	+	-	-	+/-
utleniacze	+	-	-	-	-
Środki fenolowe	+/-	+	-	-	+/-
czwartorzędowe związki amoniowe	+	+	-	+	+/-

+- znaczny wpływ

+/- częściowy wpływ

-brak wpływu

Jak wynika z tabeli największy wpływ na aktywność substancji czynnych preparatów dezynfekcyjnych posiadają, o czym wspomniano, substancje organiczne oraz pH środowiska. Substancje organiczne znajdujące się na odkażanych powierzchniach praktycznie nie wpływają na preparaty oparte o formaldehyd, glutaraldehyd, a w niewielkim stopniu hamują działanie preparatów fenolowych. Pozostałe substancje czynne są stosunkowo wrażliwe na obecność zanieczyszczeń białkowych. Dotyczy to szczególnie jodoforów i czwartorzędowych związków amoniowych..

Kwaśne pH środowiska wpływa na większą aktywność preparatów fenolowych, wydzielających chlor oraz opartych na chloraminie i aktywnym jodzie. Stosowanie tych preparatów na powierzchnie wcześniej traktowane zasadami jest błędem, podobnie jak dezynfekcja powierzchni mytych uprzednio detergentami lub mydłami z użyciem środków na bazie czwartorzędowych zasad amoniowych.

W miarę możliwości do rozcieńczania preparatów dezynfekcyjnych należy stosować też wodę o niskim stopniu twardości, gdyż większość substancji czynnych jest częściowo wrażliwa na wysoki poziom jonów zawartych w wodzie kranowej. Substancjami najbardziej stabilnymi, bez względu na warunki środowiska są aldehydy: formaldehyd i glutaraldehyd. Preparaty na bazie tych substancji mogą być zalecane do odkażania powierzchni silnie zanieczyszczonych i trudno dostępnych. Należy jednak zwrócić uwagę, że są to związki
o silnym działaniu toksycznym, drażniącym i rakotwórczym dla ludzi i zwierząt, wymagające wyjątkowych zasad ostrożności (hermetyzacja procesu dezynfekcji) oraz wysoko kwalifikowanej ekipy dezynfekcyjnej.

Spektrum działania substancji czynnych

W doborze odpowiedniego preparatu do wykonania zabiegu dezynfekcji bierzemy pod uwagę, oprócz warunków środowiska, także rodzaj dezynfekowanego obiektu lub pomieszczenia, zakres prac dezynfekcyjnych oraz rodzaj zarazka przeciwko któremu skierowane jest odkażanie. Ilustruje to tabela 3.

Tab.3. Spektrum działania substancji czynnych preparatów dezynfekcyjnych

	substancja czynna
Mikroorganizm	kwas	alkohol	aldehyd	zasada	chlorowe	jodofory	utle niacze	fenole	amoniowe
mykoplazmy	++	++	++	++	++	++	++	++	++
bakterie G+	++	++	++	+	++	++	++	++	++
bakterie G-	++	++	++	+	++	+	+	++	+
wirusy otoczkowe	+	+	++	+	++	+	+	+	+/-
wirusy bezotoczkowe	+/-	-	+	+/-	+	+/-	+/-	-	-
grzyby	+/-	+/-	+	+	+	+	+/-	+/-	+/-
spory bakteryjne	+	-	+	+/-	+	+	+	-	-
prątki	-	+	+	+/-	+	+	+/-	+/-	-

++- silne działanie

+ - stosunkowo dobre

+/- - częściowe

- brak działania

Z tabeli wynika, że najszersze spektrum działania posiadają aldehydy, zasady oraz preparaty chlorowe i jodofory., jednakże skuteczność dwu ostatnich jest w znacznym stopniu ograniczana warunkami środowiska zewnętrznego.

Posiadanie dobrego preparatu nie gwarantuje jednakże skutecznego wykonania zabiegu odkażania. Najczęściej popełnianymi błędami jest zastosowanie preparatu
w niewłaściwy sposób lub w niewłaściwej koncentracji. Ważne jest także, aby ściśle przestrzegać czasu efektywnego kontaktu preparatu z odkażaną powierzchnią oraz optymalnej dla danego preparatu temperatury otoczenia lub wilgotności w przypadku dezynfekcji gazowej. Ważną zasadą przy stosowaniu w praktyce nowych preparatów dezynfekcyjnych jest nie mieszanie ich ze sobą. Zwykle są to preparaty wieloskładnikowe, posiadające jednocześnie właściwości myjące i nie ma potrzeby dodatkowego wzmacniania ich siły bójczej lub ich działania myjącego i zmiękczającego podłoże. Normą jest stosowanie 200-300 cm³ preparatu na 1m² odkażanej powierzchni. Zwykle na powierzchnie gładkie lub pionowe
(glazura, terakota, blacha stalowa, farba olejna) należy stosować preparaty działające szybko tak aby zadziałały przed całkowitym spłynięciem płynu. Powierzchnie porowate (np. tynk, deska) wymagają zaś preparatu o stosunkowo wolniejszej akcji a istotne są właściwości penetracyjne środka dezynfekcyjnego i zdolność wnikania w szczeliny lub wsiąkania.

Informacje szczegółowe

W ostatnich latach na polskim rynku preparatów dezynfekcyjnych pojawiło się szereg preparatów, głównie produkcji zagranicznej, które zostały zarejestrowane do użytku weterynaryjnego. Do rejestracji preparatu w Polsce niezbędna jest opinia Instytutu, którą opracowuje się na podstawie wyników badań danego preparatu, przeprowadzonych
w różnych ośrodkach naukowych i laboratoriach oraz wyników badań własnych. Metodyki, zgodnie z którymi wykonywane są badania przedrejestracyjne preparatów dezynfekcyjnych
w Państwowym Instytucie Weterynaryjnym obejmują określenie aktywności przeciwbakteryjnych preparatu na powierzchniach gładkich (np. terakota, powierzchnie stalowe) i chropowatych (np. deska, tynk) oraz czystych i zanieczyszczonych kałem, co symuluje warunki panujące w obiektach inwentarskich. Zapewnia to precyzyjne określenie bójczości preparatu w warunkach, w jakich rzeczywiście będzie on stosowany.

Preparaty używane w zakładach przetwórczych przemysłu spożywczego wymagają rejestracji i badań prowadzonych przez Państwowy Zakład Higieny. Większość preparatów zarejestrowanych do użytku weterynaryjnego posiada zwykle równocześnie atest PZH
a metodyki badania preparatów dezynfekcyjnych są zbieżne.

Tabela 4 zawiera zbiorcze zestawienie preparatów dezynfekcyjnych zarejestrowanych do użytku weterynaryjnego w ostatnim czasie, na podstawie wyników badań własnych.

Tab.4. Steżenia użytkowe preparatów dezynfekcyjnych zarejestrowanych do użytku weterynaryjnego w Polsce.

0x01 graphic
„_” - bez obecności zwierząt

„+” - możliwe stosowanie w obecności zwierząt

„+/_” - w niskich stężeniach w obecności zwierząt

„T” - znaczna toksyczność

„0” - praktyczny brak toksyczności

Spośród preparatów ujętych w tabeli tylko część oparta jest na substancjach czynnych umożliwiających ich stosowanie w obecności zwierząt (Agrobactel, Halamid, Virkon, Pollena Jod K, Rapicid, CID clean, Stalosan F). Niektóre z tych preparatów ze względu na zmniejszona siłę bójczą nie powinny być zalecany do dezynfekcji w ogniskach chorób zakaźnych.

Większość z zarejestrowanych środków (np. Aldekol, Agrosteril, Omnisept, Virocid) nie powinna być stosowana w obecności zwierząt z uwagi na znaczną toksyczność spowodowaną zawartością glutaraldehydu lub formaldehydu, drażnienie błon śluzowych
i skóry zwierząt oraz właściwości uczulające. Preparaty te wykazują jednak dużą skuteczność w warunkach dużego zanieczyszczenia substancjami organicznymi. Powinny być stosowane bez obecności zwierząt, z dużą ostrożnością (hermetyzacja procesu dezynfekcji, ochrona personelu wykonującego dezynfekcję, spłukanie resztek, wietrzenie po wykonaniu zabiegu). Wyróżnić należy także Steridial W, preparat na bazie kwasu nadoctowego. Jako jedyny
z dopuszczonych do stosowania w praktyce posiada właściwości sporobójcze i może być zalecany w warunkach wymagających inaktywacji drobnoustroje zarodnikujące i ich spor. Ponadto w środowisku zewnętrznym, po zadziałaniu rozkłada się do kwasu octowego
i całkowicie ulega biodegradacji.

Należy podkreślić, że każdy z preparatów winien być przygotowywany i stosowany
w praktyce zgodnie z informacjami zamieszczonymi w ulotce informacyjnej lub etykiecie. Należy także przestrzec użytkowników przed stosowaniem preparatów nie zarejestrowanych do użytku weterynaryjnego, rozprowadzanych niekiedy przez lokalne hurtownie. Ich stosowanie może powodować niepotrzebne straty w hodowli lub powstawanie oporności drobnoustrojów na stosowane środki. Chemiczne środki dezynfekcyjne powinny być przechowywane w osobnych, suchych i dobrze wentylowanych pomieszczeniach. Zakład powinien posiadać odpowiednie pomieszczenia do sporządzania wodnych roztworów preparatów w specjalnie do tego celu przygotowanych pojemnikach oraz urządzenia do ich podawania.

Preparatu dezynfekcyjne należy wybierać zależnie do potrzeb - czy są to magazyny żywca, oddziały uboju i obróbki poubojowej, rzeźnia sanitarna czy inne pomieszczenia lub wyposażenie. Przy opracowywaniu strategii dezynfekcji nie należy zapominać także
o preparatach starszej generacji mogących mieć zastosowanie do odkażania, np. formalina, nadmanganian potasowy, soda kaustyczna, podchloryn sodu, chloramina itp.

Rynek preparatów dezynfekcyjnych powiększa się bardzo szybko. W trakcie procesu rejestracyjnego jest szereg (ok.10) preparatów mogących w przyszłości stanowić istotne uzupełnienie gamy środków stosowanych obecne do dezynfekcji w hodowli zwierząt. Będą one przedmiotem kolejnych badań wykonywanych w Państwowym Instytucie Weterynaryjnym.

Piśmiennictwo:

Alasri A., Roques C., Michel G., Cabassud C., Aptel P.: Bactericidal properties of peracetic acid and hydrogen peroxide, alone and in combination, and chlorine and formaldehyde against bacterial water strains. Can.J.Microbiol. 38, 635, 1992.
Alasri A.,Valverde M., Roques C., Michel G., Cabassud C., Aptel P. : Sporicidal properties of peracetic acid and hydrogen peroxide, alone and in combination, in comparison with chlorine and formaldehyde for ultrafiltration membrane disinfection. Can.J.Microbiol. 39, 52, 1993.
Antychowicz J.: Przeżywalność w środowisku wodnym wirusów wywołujących choroby ryb oraz ich zwalczanie. Medycyna Wet. 58, 99, 2002.
Apostolov K.: The effects of iodine on the biological activities of myxoviruses. J.Hyg. 84, 381, 1980.
Ascenzi J., M., Ezzell R., J., Wendt T.M.: Evaluation of carriers used in the test methods of the Association of Official Analytical Chemists. Appl. Environ. Microbiol, 51, 91, 1986.
Baldry, M.G.C., French M.S.: Activity of peracetic acid against sewage indicator organisms. Wat. Sci. Tech. 21, 1747, 1989.
Block S.S.: Disinfection, Sterilization and Preservation, 4^th Edition, Philadephia, Lea&Febiger, 1991.
Borzyńska -Lewkowicz B.: działanie bakteriobójcze kwasu nadoctowego na niektóre szczepy prątków kwasoodpornych. Roczniki PZH 21, 435, 1970.
Bukowski K., Mazurczak J., Sawicz E.: Bactericidal and fungicidal activity of washing -disinfectant preparation. First Int. Symp. .Poznań, 1973 s. 23.
Bundgaard - Nielsen K., Nielsen P.V. : Fungicidal effect of 15 disinfectants against 25 fungal contaminants commonly found in bread and cheese manufacturing. Journal Food Prot. 59, 268, 1996.
Chantefart A., Druilles J. : Activite bactericide de quelques desinfectants en presence ou non de substances interferentes proteiques. Path. Biol. 32, 615, 1984.
Cheney J.E., Collins C.H.: Formaldehyde disinfection in laboratories: limitations and hazards. Br. J. Biomed. Sci. 52, 195, 1995.
Clery-Barraud B., Gaubert C., Masson P., Vidal D.: Combined effects of high hydrostatic pressure and temperature for inactivation of Bacillus anthracis spores. Appl. Environ. Microbiol. 70, 635, 2004.
Davidson S., Benson C.E., Eckorade R.J.: Evaluation of disinfectants against Salmonella enteritidis. Avian Dis. 40, 272, 1996.
European Standard EN 14349. Chemical disinfectants and antiseptics - Quantitative surface test for the evaluation of bactericidal activity of chemical disinfectants and antiseptics used in veterinary field on non porous surfaces without mechanical action - Test method and requirements (phase 2, step 2), Brussels, 2004.
European Standard EN 14204. Chemical disinfectants and antiseptics - Quantitative suspension test for the evaluation of mycobactericidal activity of chemical disinfectants and antiseptics used in veterinary area- Test method and requirements (phase 2, step 1), Brussels, 2004
Franklin T.J., Snow G.A.: Biochemistry of antimicrobial action.4^th Edition. Chapman and Hall, London. 1989.
Gomułka P., Siwicki A.K.: Profilaktyka ogólna w chowie I hodowli ryb. Choroby ryb hodowlanych. Wyd.IRS, Olsztyn, s.331-438, 1994.
Gottardi W.: Aqueous iodine solutions as disinfectants: composition, stability, comparison with chlorine and bromide solutions.Zentralbl.Bakt. Hyg. I.Abt.Orig.B, 167, 206, 1978.
Gotardi W., Koller W.: The decrease of efficiency of iodine preparations by blood. Model experoiments on the reaction of iodine containing disinfectants with protein constituents. 3^rd Conference on Progress in Chemical Disinfection, Binghampton, NY, 65, 1986.
Jono K., Takayama T., Kuno., Higashide E.: Effect of alkyl chain length of benzalkonium chloride on the bactericidal activity and binding to organic materials. Chem.Pharm.Bull. 34, 4215, 1986.
Joszt B., Kita J., Sajna M.: Skuteczność preparatów Pollena Jod, Pollena Jod K, Pollena Jod M, Pollena Jod Z w zapobieganiu grzybicy skóry u młodego bydła. Nowości Wet. 3, 349, 1973.
Kędzia W.: Dezynfekcja w medycynie i farmacji. PZWL, Warszawa, 1977.
Klapes N.A., Vesley D.: vapor-phase hydrogen peroxide as a surface decontaminant and sterilant. Appl. Env. Microbiol. 56, 503, 1990.
Klein M., DeForest A.: Principles of viral inactivity. In Disinfection, Sterilization and Preservation, 3^rd Edition. S.S.Block, Philadelphia, Lea&Febiger, s.422, 1983.
Kłopotek A.: Krajowe jodofory, perspektywy produkcji, unowocześniania preparatów. Sympozjum naukowo-techniczne „Nowoczesne środki dezynfekujaco-myjace dla rolnictwa”, Wisła 1975.
Krzywicka H.: Dezynfekcja szpitalna - teoria i praktyka. PZWL, Warszawa,1987.
Lien E.J., Perrin J.H.: Effect of chain length upon critical micelle formation and protein binding of quaternary ammonium compounds. J.Med.Chem. 19, 849, 1976.
Lipiec M.: Znaczenie dezynfekcji w hodowli trzody chlewnej. Materiały seminarium Zdrowie świń a opłacalność produkcji trzody chlewnej. PIWet. 1995.
Lipiec M.: Aktywność preparatów dezynfekcyjnych stosowanych w praktyce weterynaryjnej. Materiały II Konferencji „Ochrona przed zagrożeniami biologicznymi, Puławy, 19 listopada 2002, str. 32.
Lipiec M.: Możliwość nabywania oporności przez drobnoustroje na wybrane preparaty dezynfekcyjne stosowane w praktyce weterynaryjnej. Materiały II Konferencji „Ochrona przed zagrożeniami biologicznymi, Puławy, 19 listopada 2002, str. 33.
Litwińska B., Biesiadecka A.: Metoda oznaczania aktywności wirusobójczej preparatów dezynfekcyjnych. Wyd. PZH, Warszawa, 1993.
Lopes J.A.: Evaluation of dairy and food plant sanitizers against Salmonella typhimurium and Listeria monocytogenes. J.Dairy Sci. 69, 2791, 1986.
Matras J., Palec S.: Przegląd aktualnie stosowanych środków dezynfekcyjnych. Medycyna Wet., 32, 670, 1976.
Molinari J.A.: Chemical disinfection agents. J.Calif. Dent. Assoc. 13, 73, 1985.
Nystrom B.: New technology for sterylization and disinfection. Am. J.Med. 91, 264S, 1991.
Oie S., Kamiya A.: Assessement of and intervention for the misuse of aldehyde disinfectants In Japa. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 2, 98, 2002.
Pawlak R., Wachnik Z.: Problemy dezynfekcji chlewni. Medycyna Wet. 32, 4, 1976.
Penna T.C., Mazzola P.G., Silna Martins A.M.: The efficacy of chemical agents in cleaning and disinfection programs. BMC Infect.Dis. 1, 16, 2001.
Polakow A.A.: Dezynfekcja weterynaryjna. PWRiL, Warszawa, 1982.
Psince H.N.: Disinfectants activity against bacteria and viruses: a hospital guide. Partic.and Microb. Control, 2, 55, 1983.
Profe D., Trener P.: Application of peroxyacetic acid as disinfection of large using thermonebulization (a case report). Dtsch Tierarztl Wochenschr. 104, 104, 1997.
Russel A.D.: Factors influencing the activity of antimicrobial agents. In: Principles and Practice of Disinfection, Preservation and Sterilization. Edited Russel A.D., Hugo W.B., Ayliffe G.A.J., Oxford, Blackwell Scientific Publications, 1982.
Russel A.D.: Mechanisms of action of chemical sporicidal and sporostatic agents. Int.J.Pharm. 16, 127, 1983.
Sagripanti J.L., Bonifacino A.: Resistance of Pseudomonas aeruginosa to liquid disinfectants on contaminated surface before formation of biofoilms. Journal AOAC Int. 83, 1415, 2000.
Renner P., Peters J.: Resistance of enterococci to heat and chemical agents. Zblat. Hyg. Umweltmed. 1, 41, 1999.
Samberg Y., Meroz M.: Application of disinfectants in poultry hatcheries. Rev. Sci. Tech. 14, 365, 1995.
Schaeufele P.J.: Advances in quaternary ammonium biocides. JAOCS, 61, 387, 1984.
Spicher G., Peters J.: Effect on the microbicidal efficacy of formaldehyde, glutardialdehyde, peracetic amid, chloramine T (N-chloro-4-toluenesulfonamide), m-cresol, ethanol and benzyldimethyldodecacyl ammonium bromie by blood (model experiments for chemical disinfection of instruments). Zentralbl. Hyg. Umweltmed. 200, 465, 1998.
Szymczek-Meyer L., Westfal I., Zawieja M., Kędzia W.: Wpływ wybranych środków dezynfekcyjnych pochodnych fenolu, czwartorzędowych związków amoniowych, aldehydów oraz chloraminy na żywotność prątków gruźlicy typu ludzkiego wrażliwych i opornych na leki przeciwprątkowe. Medycyna Dość. Mikrobiol. 31, 53, 1979.
Ursache R., Gayot G.: La cinetique de l'activite bactericide de quelques desinfectant usules. Rev.Med.Vet. 129, 911, 1978.
Ustawa z dnia 13 września 2002 r. o produktach biobójczych.(Dz. U. Nr 175, poz. 1433).
Wachnik Z.: Odkażanie w praktyce drobiarskiej. Medycyna Wet. 30, 11, 1974.
Wilkosz A., Książek B., Kowalczyk S., Żabolicki K., Krzywoszyński W., Morawski A.: Działanie bakteriobójcze jodoforowych preparatów Pollena Jod In vitro. Zesz. Prob. Nauk.Roln. Post. Nauk Roln. 196, 325, 1977.
Zarzycka E.: Dezynfekcyjna i sporobójcza aktywność aldehydów. Przegląd Epidemiol. 47, 459, 1993.
Żórawski C., Lipiec M.: Niektóre środki dezynfekcyjne ze szczególnym uwzględnieniem ich prątkobójczego działania. PIWet Puławy, 1994.
Żórawski C. i wsp. : Mikrobiologiczne metody badania chemicznych środków dezynfekcyjnych przeznaczonych do celów weterynaryjnych. PIWet, Puławy, 1989.
Żórawski C., Skwarek P.:Niektóre krajowe środki dezynfekcyjne produkcji krajowej ze szczególnym uwzględnieniem ich prątkobójczego działania. Puławy, 1985.

Wyszukiwarka