Regulacja ekspresji genów u bakterii

Pierwszym etapem ekspresji każdego genu jest transkrypcja. Prowadzi ona do powstania RNA na matrycy DNA. Proces ten jest przeprowadzany przez polimerazę RNA, a prekursorami są ATP, GTP, UTP, CTP. W przeciwieństwie do polimerazy DNA, polimeraza RNA może zacząć nową nić bez primera.

Wszystkie polimerazy RNA u bakterii są skomplikowanymi enzymami składającymi się z wielu podjednostek. Enzym ten u E.coli zawiera podjednostki β, β', α w dwóch kopiach oraz σ, która jest luźno związana z pozostałymi i łatwo może oddysocjować. Wiązanie polimerazy RNA do DNA odbywa się w specjalnych miejscach promotorowych. 
Cząsteczka σ bierze udział tylko w formowaniu początkowego kompleksu polimerazy RNA z DNA i jest odpowiedzialna za rozpoznanie promotorów: sekwencji -35 od miejsca inicjacji i sekwencji Pribnow box w regionie -10 od miejsca inicjacji.

W wyniku działania polimerazy RNA w kierunku 5'3' powstaje mRNA. 
U Prokaryota pojedyncza molekuła mRNA często koduje więcej niż jedno białko ze względu na występowanie grup genów zwanych operonami. Polimeraza RNA transkrybuje wtedy wszystkie geny z danego operonu na pojedynczą molekułę mRNA (tak zwane policistronowe mRNA). W mRNA u Prokaryota zazwyczaj nie występują introny, jednak jeśli już się tam znajdą, to są samoistnie wycinane przez RNA (zwane rybozymem).
tRNA i mRNA powstają jako długie cząsteczki prekursorowe, które są następnie cięte w kilku miejscach w celu utworzenia dojrzałych cząsteczek RNA. mRNA podlega na ogół bezpośredniej translacji.

U Prokaryota rybosomy składają się z dwóch podjednostek: 30S i 50S dających w połączeniu rybosom 70S. Podjednostka 30S zawiera 16S rRNA i około 21 białek, natomiast podjednostka 50S zawiera 5S i 23S rRNA i około 34 białek. 

Pierwszym poznanym mechanizmem regulacji operonowej u bakterii jest proces rozkładu laktozy u E.coli. Laktoza jest disacharydem ulegającym rozłożeniu na dwa cukry składowe: galaktozę i glukozę, pod wpływem enzymu β-galaktozydazy. Jeśli w środowisku nie ma laktozy, w komórce E.coli znajduje się tylko kilka cząsteczek tego enzymu. Natomiast w momencie gdy w środowisku znajduje się laktoza, w komórce pojawiają się tysiące cząsteczek β-galaktozydazy. Dodatkowo zwiększa się w komórce ilość pozostałych enzymów zaangażowanych w szlak laktozowy (permeazy galaktozydowej i transacetylazy galaktozydowej). Każdy z tych enzymów jest kodowany przez oddzielny gen, jednak ich ekspresja ulega wspólnej regulacji. Geny tych trzech enzymów znajdują się w jednym liniowym odcinku na chromosomie E.coli i zostały oznaczone według kolejności występowania:

z - beta galaktozydaza

y - beta galaktozydopermeaza (białko transportowe)

a - transacetylaza galaktozydowa

Ekspresja wszystkich trzech genów podlegać może jednoczesnej indukcji przez cząsteczkę laktozy. Na tej podstawie stwierdzono, że przed tymi genami musi się znajdować niezależny element genetyczny, który reguluje ich ekspresję. W końcu okazało się, że w regulacji bierze udział kilka genów: 

• gen regulatorowy (gen lacI), który koduje cząsteczkę represora zdolną do przejścia w inne miejsce, do operatora, gdzie indukuje ona sygnał wyłączający operon

• gen operatora, który otrzymuje sygnał wyłączający z represora

• trzy geny kodujące białka, które są transkrybowane na jedno mRNA

• miejsce promotora (częściowo nachodzące na gen operatorowy), gdzie przyłącza się polimeraza RNA i indukuje syntezę mRNA

Operon laktozowy, lac, działa w następujący sposób. Gen regulatorowy produkuje cząsteczkę represora, która może przenieść się do miejsca występowania operatora, przyłączyć się do niego i zahamować transkrypcję genów strukturalnych w tym operonie.  Jeżeli w pobliżu nie ma cząsteczek laktozy, cząsteczka represora przyjmuje konformację zdolną do związania się z operatorem. Gdy represor zwiąże się z operatorem, promotor jest częściowo zasłonięty, wobec czego polimeraza RNA nie może się z nim związać i nie dochodzi do transkrypcji mRNA, a następnie syntezy trzech białek. 

Jeżeli natomiast w środowisku obecna jest laktoza, represor wiąże się z nią i przyjmuje inny kształt, który nie pozwala na połączenie się z operatorem. Promotor pozostaje odsłonięty, wiąże się z polimerazą RNA i dochodzi do ekspresji genów, które następnie prowadzą do rozkładu laktozy.

Jest to przykład regulacji genów na poziomie transkrypcyjnym.

Ten mechanizm jest prosty i ładnie tłumaczy, dlaczego komórka E.coli produkuje tylko tyle β-galaktozydazy, ile jest jej potrzebne. Jednak w rzeczywistości sytuacja staje się nieco bardziej skomplikowana gdyż komórka bakterii może jednocześnie otrzymać laktozę i glukozę. Co wtedy?

Dla bakterii korzystniejsze jest rozłożenie glukozy niż laktozy, ponieważ glukoza może być natychmiast zużyta w metabolizmie, a laktoza musi zostać najpierw rozłożona w skomplikowanych reakcjach chemicznych. 

Bakteria zdolna do zużycia glukozy pomimo obecności laktozy w pożywce będzie rosła szybciej, niż inne bakterie, tym samym zdobywając pewną nad nimi przewagę.
Dlatego też nie należy się dziwić, że powstał mechanizm tzw. represja kataboliczna, który umożliwia bakterii zużywanie na początku glukozy nawet, gdy jest laktoza.

Mechanizm represji katabolicznej opiera się na fakcie, że polimeraza RNA łączy się z promotorem w operonie lac dużo lepiej w obecności specyficznego białka CAP (catabolite gene activator protein), które musi być związane ze specyficznym miejscem DNA, położonym w pobliżu tzw. CBS (CAP binding site). Białko CAP wiąże się z tym miejscem, jeśli do tego białka przyłączą się cząsteczki cAMP, co zachodzi przy braku glukozy. 

Jeżeli natomiast glukoza znajduje się w pożywce, spada poziom cAMP, białko CAP zmienia kształt, nie wiąże się z CBS, polimeraza RNA gorzej wiąże się z promotorem i synteza enzymów szlaku laktozowego zostaje spowolniona.

Istnieją więc trzy różne poziomy aktywności operonu lac, zależne od obecności laktozy i glukozy w pożywce oraz regulowane przez trzy różne białka: lac represor, polimerazę RNA i CAP.

Najniższy poziom ekspresji zachodzi pod nieobecność laktozy: nie ma substratu, niepotrzebne są enzymy do katalizy, represor lac jest połączony z operonem i blokuje wiązanie się polimerazy RNA.

Najwyższy poziom ekspresji obserwuje się przy obecności laktozy, lecz braku glukozy: laktoza wiąże represor, uniemożliwiając mu związanie się z operatorem, co z kolei pozwala na przyłączenie polimerazy RNA, a dodatkowo wysoki poziom cAMP i łączenie się go z CAP i CAP z CBS, co w rezultacie uaktywnia polimerazę RNA.

Model regulacji rozkładu laktozy w operonie lac jest jednym z wielu jakie funkcjonują w komórkach bakteryjnych. Jest to przykład pozytywnej regulacji ekspresji, gdyż obecność substratu w pożywce indukuje produkcję enzymów.

Ponadto mamy do czynienia z innymi modelami regulacji ekspresji genów również wynikającymi z dążenia komórki do efektywnego wykorzystania surowców, ale jednocześnie nie nadprodukowania jakiejś substancji bez wyraźnej potrzeby. Ten typ mechanizmu regulacji to represja czyli zahamowanie syntezy enzymów szlaku biosyntetycznego w odpowiedzi na nadmiar końcowego produktu.

Przykładem operonu regulowanego w ten sposób jest operon tryptofanowy (trp).
Operon ten zawiera pięć genów (E, D, C, B, A) kodujących enzymy, które prowadzą do syntezy aminokwasu - tryptofanu. W przypadku operonu tryptofanowego również mamy do czynienia z cząsteczką represora kodowaną w niewielkiej odległości od operonu.

Cząsteczka represora trp podobnie jak lac może istnieć w dwóch konformacjach: jedna powoduje łączenie z operatorem i zablokowanie transkrypcji, natomiast druga konformacja nie pozwala na związanie się represora z operatorem i umożliwia zajście transkrypcji. 
W obecności tryptofanu cząsteczka represora wiąże się z tym aminokwasem i zmienia konformację na taką, która umożliwia związanie się z operatorem i zablokowanie syntezy enzymów. 

Jeżeli tryptofan jest nieobecny, represor nie może związać się z operatorem. Dochodzi wtedy do przyłączenia polimerazy RNA i syntezy enzymów, które w następstwie doprowadzą do syntezy tryptofanu.

Oba opisane mechanizmy regulacji ekspresji genów, czyli indukcja operonu lac i represja operonu trp są przykładami na kontrolę negatywną. Oznacza to, że ekspresja genów podlegających takiej kontroli zachodzi dopóki nie zostanie wyłączona przez cząsteczkę represora.

Atenuacja
Atenuacja jest typem regulacji opartym na fakcie, że w organizmach prokariotycznych transkrypcja i translacja są procesami wzajemnie połączonymi. Najlepiej zbadanym przykładem jest atenuacja w operonie tryptofanowym.

Operon tryptofanowy zawiera tzw. sekwencję liderową, w obrębie której znajduje się region atenuatora, kodujący polipeptyd zawierający przy końcu kodony tryptofanu. Jeżeli w komórce znajduje się dużo tryptofanu, peptyd liderowy zostanie zsyntetyzowany. Natomiast przy braku tryptofanu nie powstanie peptyd liderowy. Jakie są tego rezultaty?

Synteza peptydu liderowego prowadzi do zahamowania transkrypcji genów tryptofanowych. W jaki sposób? Proces ten jest możliwy ze względu na fakt, że transkrypcja i translacja w komórkach bakterii zachodzi praktycznie jednocześnie. Sekwencja liderowa jako pierwsza ulega transkrypcji i gdy następnie transkrypcja idzie dalej, mRNA sekwencji liderowej ulega już translacji. Jednakże w przypadku mRNA sekwencji liderowej, gdy jest już uwolnione z DNA i połączy się z rybosomem, ulega ono sfałdowaniu w podwójną pętlę, która sygnalizuje zatrzymanie transkrypcji dalszych genów (tryptofanowych).

Jeśli nie ma tryptofanu, nie dojdzie do translacji całej sekwencji liderowej, gdyż zostanie ona zatrzymana na kodonie tryptofanowym, co powoduje przyjęcie innej konformacji przez mRNA sekwencji liderowej. Ta konformacja nie blokuje polimerazy RNA, która przechodzi dalej do transkrypcji genów tryptofanowych. Mechanizmy represji i atenuacji operonu tryptofanowego w precyzyjny sposób kontrolują syntezę enzymów szlaku biosyntezy tryptofanu.

Atenuator

Rejon znajdujący się pomiędzy promotorem a genami struktury w niektórych operonach bakteryjnych, podlegających regulacji przez atenuację. Jego transkrypcja prowadzi do powstania fragmentu RNA mogącego potencjalnie utworzyć strukturę będącą sygnałem do terminacji transkrypcji. Jednakże utworzenie struktury terminacyjnej jest uzależnione od efektywnej translacji zachodzącej na matrycy RNA, powstałej w wyniku transkrypcji rejonu przed i na początku atenuatora.

Bakteriofag λ

Większość wirusów bakteryjnych przechodzi cykl lityczny prowadzący do zabicia komórki bakteryjnej. Jednakże jest wiele wirusów, które pomimo możliwości zabicia komórki wybierają drogę lizogeniczną, czyli łagodną, kiedy to większość genów faga nie ulega ekspresji, a genom fagowy wbudowany do bakteryjnego ulega synchronicznej replikacji i wraz z podziałami komórkowymi jest przekazywany następnym pokoleniom bakterii.

Wirusy łagodne istnieją w komórkach zazwyczaj w formie zwanej prowirusem. Prowirus posiada taką samą informację genetyczną jak wirus. Jednak jest ona zablokowana przez specjalny fagowy represor i nie ulega ekspresji. Ta sytuacja może ulec zmianie pod wpływem specyficznych czynników (np. UV, promieniowanie X) powodujących inaktywację represora - indukcja lizogeniczna.

Wirus łagodny może istnieć w dwóch formach zależnych od warunków. Czasem jako niezależna jednostka, kontrolująca swoją replikację (cykl lityczny), lub jako DNA wintegrowane w materiał genetyczny komórki gospodarza (cykl lizogeniczny). 
Najlepiej poznanym wirusem łagodnym jest λ atakująca E.coli. Zawiera on dsDNA w formie liniowej z 12-nukleotydowymi jednoniciowymi, komplementarnymi ogonami na 5' końcach, które łączą się, formując dwuniciową kolistą cząsteczkę. 

Genom faga λ zawiera dwa zestawy genów; jeden - kontrolujący cykl lityczny, drugi - lizogeniczny. Podczas infekcji dochodzi do zapoczątkowania ekspresji genów obu cykli.

Fag λ zawiera kilka operonów. 

Po wprowadzeniu wirusa do komórki zapoczątkowana zostaje transkrypcja jego genów. Produktem genu cI jest białko Ci, będące represorem transkrypcji genów zaangażowanych w cykl lityczny. Jeśli represor zgromadzi się w komórce zanim ulegną ekspresji geny lityczne, to zahamuje on cykl lityczny.

Powodem dla którego liza nie zawsze zostaje zahamowana jest istnienie białka Cro, będącego produktem genu cro. Kluczem do zrozumienia tego procesu jest położenie genów kodujących te dwa białka. Te dwa geny leżą blisko siebie, są transkrybowane w przeciwnych kierunkach, a pomiędzy nimi znajdują się promotory i operatory, do których mogą się wiązać produkty obu genów. Gdy represor λ jest związany ze swoim operatorem, zasłania on promotor cro. Natomiast gdy białko Cro jest związane ze swoim operatorem, zasłania ono jeden z promotorów dla cI.

W cyklu lizogenicznym następuje ciągła ekspresja genu cI. Produkt, czyli represor wiąże się z dwoma operatorami na DNA i wyłącza transkrypcję reszty genów faga lambda (kontrola negatywna), jednocześnie indukuje syntezę samego siebie (kontrola pozytywna). W ten sposób represor zapewnia zahamowanie ekspresji innych genów koniecznych do wzrostu i reprodukcji faga.

W komórce lizogenicznej powielenie faga może zajść tylko w przypadku inaktywacji represora, co jest możliwe przy zastosowaniu czynników niszczących DNA. Jednym z rezultatów działania takich czynników jest zmiana białka RecA ( w normalnych warunkach biorącego udział w rekombinacji genetycznej) w specyficzną proteazę, która bierze udział w zniszczeniu represora. W momencie gdy represor jest zdezaktywowany, może już zachodzić transkrypcja pozostałych genów faga lambda do tej pory zablokowanych, co w rezultacie prowadzi do lizy komórki.

DNA faga lambda integruje w chromosom gospodarza w postaci kolistej w specyficznym miejscu na chromosomie tzw. att (bacterial attachment sites) dzięki enzymowi integrazie (kodowanym przez fagowy gen int). 

Podczas wzrostu komórki system represji faga lambda uniemożliwia zajście lizy komórki, natomiast w trakcie replikacji DNA gospodarza zachodzi równoczesna replikacja DNA faga i w komórce potomnej dochodzi do uruchomienia cyklu produktywnego.
Fag lambda używany jest jako wektor w inżynierii genetycznej, do konstruowania hybryd DNA z enzymami restrykcyjnymi. Fag lambda zawiera długi region DNA, który dzięki temu, że nie pełni żadnych istotnych funkcji w replikacji, może być zastępowany obcym DNA.

Bakteriofag lambda - bakteriofag zawierający dwuniciowy DNA, infekujący bakterie Escherichia coli. Może integrować do genomu gospodarza.

DNA bakteriofaga integruje do bakteryjnego DNA w wyniku rekombinacji między bakteryjną sekwencją attλ a sekwencją attB w genomie faga. Następnie genom faga jest powielany przez replisom bakterii razem z jej własnym DNA (cykl lizogenny). Na skutek działania różnych czynników na komórkę bakteryjną fag może przejść w cykl lityczny - produkcję wirionów i uwolnienie ich przez lizę komórki gospodarza. To, czy fag wejdzie w cykl lityczny, czy w lizogenny, zależy od dwóch białek faga - CI oraz Cro. Związanie się białka CI z promotorem powoduje represję genów związanych z cyklem litycznym i przejście do cyklu lizogennego. Związanie się białka Cro powoduje wejście faga w cykl lityczny.

Wycinanie intronów przez spliceosom

Intron, by podlegał poprawnemu wycięciu, musi posiadać sygnały:

• sekwencję GU na końcu 5'

• sekwencję AG na końcu 3'

(dla spliceosomu klasycznego, odpowiedzialnego za przeważającą większość reakcji wycinania intronów, natomiast dla spliceosomu alternatywnego odpowiednio AU i AC) oraz

tzw. miejsce rozgałęzienia, w którym znajduje się nukleotyd adeninowy (A).

Podczas reakcji splicingu sekwencje sygnałowe są rozpoznawane przez wchodzące w skład spliceosomu małe jądrowe RNA (snRNA), które tworzą komplementarne połączenia RNA-RNA z obszarami terminalnymi i miejscem rozgałęzienia intronu. Splicing dokonywany przez spliceosom oraz samowycinanie zaczynają się od ataku grupy 2'OH nukleotydu adeninowego z miejsca rozgałęzienia na pierwszy nukleotyd intronu (koniec 5'), co powoduje powstanie pętli. Następnie grupa 3'-OH uwolnionego egzonu atakuje ostatni nukleotyd intronu na końcu 3', dzięki czemu egzony się łączą i uwalniany jest intron w formie lassa.

Samowycinające się introny

Samowycinanie intronów odbywa się bez udziału spliceosomu, kiedy sam intron pełni funkcję rybozymu. Istnieje kilka grup samowycinających się intronów.

Reakcja autokatalitycznego splicingu z udziałem intronów grupy I rozpoczyna się od ataku guanozyny (pochodzącej z intronu lub z wolnego kofaktora) na miejsce splicingowe 5'.

Dla intronów grupy II pierwszym etapem reakcji jest atak grupy 2'OH adenozyny pochodzącej z intronu na miejsce splicingowe 5'. Następnie grupa 3'OH egzonu na końcu 5' atakuje miejsce splicingowe na końcu 3', i egzony się łączą.

In vivo do zajścia reakcji samowycinania się wielu intronów potrzebne są dodatkowe białka, np. kodowane przez introny maturazy. Niektóre introny grupy II mogą funkcjonować jak transpozony, integrując do pozbawionych intronów alleli swojego genu.

Redagowanie RNA - zmiana informacji w transkrypcie RNA przez reakcję chemiczną powodującą zmianę jednej zasady azotowej w inną. Proces ten obserwuje się w cząsteczkach tRNA, rRNA i mRNA organizmów eukariotycznych. Może on polegać na insercji lub delecji nukleotydów oraz na deaminacji nukleozydów, kiedy cytozyna C jest przekształcana w urydynę U, a adenozyna A w inozynę I. Podczas translacji inozyna interpretowana jest jako guanozyna. Edycja RNA powoduje, że sekwencja aminokwasowa kodowanego przez transkrypt białka jest inna, niż wynika to z sekwencji kodującego je genu.

Poliadenylacja - modyfikacja eukariotycznego mRNA dotycząca końca 3' cząsteczki. Jest to dodawanie szeregu nukleotydów adeninowych zwanego fragmentem poliadenylowym lub poli-A. Po zakończeniu syntezy transkryptu mRNA jest przecinane przez specyficzną endonukleazę w pewnej odległości od sygnału poliadenylacji AAUAAA, a następnie polimeraza poli-A (PAP) dołącza (do końca 3') od 50 do 250 nukleotydów adeninowych. Zabieg taki ma na celu zabezpieczenie cząsteczki mRNA eukariontów przed degradacją zanim zdąży opuścić jądro komórkowe. Ponadto transkrypt z ogonem poli-A jest wydajniejszą matrycą w trakcie translacji. Pojedynczy transkrypt może mieć kilka sygnałów do poliadenylacji.

Czapeczka (CAP, kap) - charakterystyczna dla eukariotów modyfikacja występująca na końcu 5' mRNA, a także małych jądrowych RNA (snRNA). Struktura kapu składa się z nietypowego nukleozydu - 7-metyloguanozyny - przyłączonej, również nietypowym dla kwasów nukleinowych, wiązaniem 5',5'- trifosforanowym do końca 5' łańcucha RNA. Proces ten zachodzi kotranskrypcyjnie i rozpoczyna się, gdy na skutek działania polimerazy RNA II łańcuch RNA osiągnie długość 20-30 par zasad.

W pierwszym etapie enzym transferaza guanylowa przenosi resztę guanylową z GTP na koniec 5' RNA. W rezultacie powstaje wiązanie 5'-5' trifosforanowe. Pomiędzy resztami rybozy znajdują się trzy reszty fosforanowe, z których jedna pochodzi od GTP, a dwie z macierzystego łańcucha RNA. Następnie metylotransferaza guaninowa przenosi resztę metylową na atom azotu w pozycji 7 guaniny.

Rolą czapeczki jest prawdopodobnie ochrona mRNA przed występującymi w komórce nukleazami. Zabezpiecza ona mRNA przed degradacją przez niektóre enzymy, przyczyniając się (przynajmniej częściowo) do większej stabilności cząsteczki w komórkach eukariotycznych w porównaniu z komórkami prokariotycznymi, gdzie takie modyfikacje struktury mRNA nie mają miejsca, a sama cząsteczka mRNA charakteryzuje się znacznie mniejszą stabilnością.

Sekwencja TATA - sekwencja DNA znajdująca się w wielu promotorach genów eukariotycznych, położona około -30 - -25 nukleotydów od miejsca startu transkrypcji. Konsensusowa sekwencja TATA to 5'-TATAAA-3', za którą często znajduje się trzy lub więcej adenin, występująca w otoczeniu bogatym w pary GC. Do sekwencji TATA wiąże się białko TBP (ang. TATA-binding protein) wchodzące w skład kompleksu preinicjacyjnego, który umożliwia polimerazie RNA rozpoznanie sekwencji promotora i rozpoczęcie transkrypcji. Po związaniu się TBP DNA ulega wygięciu.

Kaseta Pribnowa - sekwencja sześciu nukleotydów tyminy i adeniny w kolejności:

5'-TATAAT-3', niezbędna część sekwencji promotorowej DNA transkrypcji u prokariotów. Znajduje się średnio 10 par zasad w górę od miejsca inicjacji transkrypcji. Należy do sekwencji konsensusowych, co oznacza, że jest najczęstszą statystycznie sekwencją nukleotydową w tym miejscu łańcucha nukleotydowego u różnych organizmów prokariotycznych; u poszczególnych gatunków mogą występować różnice między tymi sekwencjami. Ponieważ adenina i tymina tworzą tylko dwa wiązania wodorowe, w porównaniu z trzema między guaniną i cytozyną, fragment TATAAT podwójnej helisy łatwiej ulega rozpleceniu, co czyni z tego miejsca helisy dogodne miejsce wiązania polimerazy RNA.

Posttranslacyjne modyfikacje histonów

Białka histonowe leżą u podstaw wielu procesów dziedziczenia epigenetycznego. Białka te mogą ulegać modyfikacjom posttranslacyjnym polegającym na przyłączeniu różnych dodatkowych cząsteczek lub grup funkcyjnych (takich jak grupa metylowa, acetylowa, fosforanowa, białko ubikwityna) do aminokwasów: lizyny i argininy.

Modyfikacje takie mogą być sygnałem dla białek przebudowywujących chromatynę. Chromatyna może być kondensowana (heterochromatynizacja) w miejscu gdzie występuje taka modyfikacja, co zatrzymuje ekspresję genów. Przykładem może być metylacja histonu H3 na dziewiątym aminokwasie (lizyna), która u wielu organizmów powoduje zmniejszenie ekspresji genów. Znane są modyfikacje histonów powodujące rozluźnienie struktury chromatyny i zwiększenie poziomu ekspresji genów. Warto zauważyć, że wpływ modyfikacji posttranslacyjnych histonów na stopień kondensacji chromatyny i ekspresję genów nie zależy tylko od rodzaju modyfikacji (metylacja, acetylacja, fosforylacja itp.), ale także od miejsca wystąpienia takiej modyfikacji na białku histonowym. Metylacja lizyny 9 histonu H3 może powodować zupełnie inny efekt niż metylacja lizyny 4. Jedna cząsteczka histonu może być modyfikowana w wielu miejscach, co dodatkowo utrudnia badania.

Hipoteza kodu histonowego

Badacze zajmujący się wpływem posttranslacyjnych modyfikacji histonów wysunęli hipotezę kodu histonowego, rozumianego jako zespół reguł mówiących o roli konkretnych modyfikacji histonów w regulacji struktury chromatyny i ekspresji genów. Prowadzone są liczne badania nad posttranslacyjnymi modyfikacjami histonów i ich funkcją w dziedziczeniu epigenetycznym, jednak do tej pory nie znaleziono uniwersalnego zespołu zasad który można by nazwać kodem histonowym. Wydaje się, że kod histonowy będzie różny dla różnych organizmów (nie będzie uniwersalny).

---