Mutageneza drożdży. Mitotyczny crosing-over. Mitotyczna konwersja genów.

Część teoretyczna:

MUTACJA - nagła, trwała zmiana dziedzicznej właściwości organizmu, spowodowana zmianą w obrębie genu, w strukturze chromosomu lub genomu (zespół chromosomów), powstająca samorzutnie lub wywołana sztucznie (mutacje indukowane).

Schemat podziału mutacji uwzględniający wielkość zmian w materiale genetycznym

Rodzaje mutacji genowych

Kryterium	Rodzaj mutacji		Efekt
Zmiany w łańcuchu DNA	substytucja	tranzycja	zamiana zasady purynowej na inną purynową lub pirymidy­nowej na inną pirymidynową (A ↔ G lub C ↔ T)
				trans­wersja	zmiana zasady purynowej na pirymidynową lub odwrotnie
		delecja		wypadnięcie jednej lub większej liczby par nukleotydów
		insercja		wstawienie jednej lub więcej par nukleotydów do DNA
	Zmiany w syntezowanych polipeptydach	cicha		zmiany w syntezowanych polipeptydach nie występują
		typu zmiany sensu		jeden aminokwas zastąpiony innym, długość polipeptydu bez zmian
		neutralna		jw., ale białko zachowuje swą funkcję
		typu nonsens		powstanie kodonu STOP, przedwczesne zakończenie syntezy łańcucha polipeptydowego
		mutacja zmiany fazy odczytu		syntezowany polipeptyd jest od pewnego miejsca zupełnie inny od pierwotnego, przeważnie nieaktywny biologicznie
	Stosunek do wcześniejszej mutacji	powrotna		mutacja, która przywraca sytuację sprzed pierwszej mutacji
		supresorowa		mutacja, która nie odtwarza sytuacji sprzed pierwszej mutacji, ale znosi jej efekty fenotypowe
	Szczególne miejsce mutacji	w promotorze		zmienia się ilość produkowanego białka bez zmiany jego struktury
		w sekwencji regulatorowej		może stać się niemożliwe np. wycięcie intronu i powstaje polipeptyd o wiele dłuższy niż normalnie, zawierający przypadkową, zbędną część
		mutatorowa		w genie związanym z naprawą DNA; następuje ogólny wzrost liczby mutacji spontanicznych w DNA

Rodzaje mutacji chromosomowych

• delecje - utrata części chromosomu i zawartych w niej genów,

• duplikacje - podwojenie danego odcinka chromosomu,

• inwersje - fragment zostaje odłączony od chromosomu, a następnie przyłączony w odwrotnej orientacji,

• translokacje - fragment chromosomu zostaje przemieszczony do innego chromosomu niehomologicznego.

Istnieją również inne mutacje strukturalne, na przykład polegające na pęknięciu centromeru i rozdzieleniu ramion chromosomu, lub przekształceniu chromosomu liniowego w kolisty.
Mutacje strukturalne zachodzą stosunkowo rzadko i są spontaniczne. Nie mniej jednak ich częstość może ulegać nasileniu pod wpływem czynników środowiska. Efektem fenotypowym tych mutacji może być brak określonego białka lub jego defektywność, w zależności od wielkości zmutowanego fragmentu chromosomu.

Mutacje genomowe

Można je podzielić na trzy rodzaje:

• aneuploidia,

• euploidia, które dodatkowo dzielą się na:

• autopoliploidia,

• allopoliploidia = amfiploidia.

ANEUPLOIDIA
Są to zmiany dotyczące części garnituru chromosomalnego.

Ma miejsce, gdy w normalnym diploidalnym zestawie chromosomów nastąpi utrata lub dodanie jednego chromosomu. Mutacje te możemy zapisać:

• 2n - 1, taka mutacje nazwiemy monosomia

• 2n +1, taka mutacje nazwiemy trisomia

Przyczyną mutacji anuploidalnych jest zjawisko określane jako non-disjunction. Polega ono na tym, że chromosomy homologiczne, które połączyły się ze sobą w zygotenie podziału mejotycznego, nie rozdzielają się w diplotenie. W wyniku, czego powstają gamety n +1 lub n -1, a po dołączeniu drugiej gamety powstają zygoty 2n -1 lub 2n +1.

Mutacjami aneuploidalnymi są również te, w których usunięciu lub zwielokrotnieniu ulęgają cale pary chromosomów homologicznych. Należą do nich:

• 2n - 2, czyli nullisomie,

• 2n +2, czyli tetrasomie.

EUPLOIDIA
Są to zmiany dotyczące całego garnituru chromosomalnego, który w ich wyniku ulega zwielokrotnieniu lub pomniejszeniu. Wśród euploidii można wyróżnić:

• Autoploidia
  Zwielokrotnieniu ulega cały garnitur chromosomalny, ale w obrębie jednego gatunku. Zjawisko to występuje najczęściej u roślin kwiatowych i są czysto wynikami sztucznych zabiegów hodowlanych (dla przykładu, triploidalne buraki cukrowe zawierają więcej cukru niż diploidalne). Organizmy, które normalnie są diploidalne (2n), lecz w wyniku mutacji ich liczba chromosomów wynosi n, nazywa się monoploidami (w odróżnieniu od organizmów haploidalnych, ktore naturalnie posiadają n chromosomów). W przypadku, kiedy liczba chromosomów ulega zwielokrotnieniu, organizmy zmutowane określa się w zależności od liczby chromosomów jako triploidalne (3n), tetraploidalne (4n) bądź pentaploidalne (5n). Zbiorczo organizmy te to poliploidy. O ile poliploidalność u roślin powoduje bujniejszy rozwój i owocowanie, to u zwierząt mutacje tego typu prowadza do obniżenia żywotności i śmierci osobników.

• Alloploidia = amfiploidia
  Mutacje tego typu powstają, gdy garnitur chromosomalny danego osobnika pochodzi od dwóch różnych gatunków. Alloplidami są na przykład:

• muł - krzyżówka konia z osłem,

• żubroń - krzyżówka żubra z krowa,

• tigrolew - mieszaniec lwa i tygrysa.

Garnitur chromosomalny takich zwierząt możemy zapisać jako n1+n2. Mutanty tego typu powstają przez zapłodnienie komórki jajowej obcym plemnikiem, lecz są one niepłodne, przez to, ze ich chromosomy nie są homologiczne i nie może dojść do mejozy i wytworzenia gamet.

PRZYCZYNY I SPOSOBY POWSTAWANIA MUTACJI:

• Błędy w czasie replikacji

Istnieją dwa mechanizmy powstawania błędów w czasie replikacji:

1. Pierwszy z nich to obniżona skuteczność selekcji nukleotydów i zdolności korekcyjnej polimerazy DNA, co powoduje wbudowanie do nowo synetezowanej nici niekomplementarnego nukleotydu.

2. Drugi mechanizm wynika z tzw. tautomerii zasad. W normalnej nici DNA komplementarne wiązania powstają między grupą aminową (-NH₂) i ketonową (-CO). Tautomeria powoduje zmianę:

• grupy aminowej (-NH₂) w iminową (=NH),

• grupy ketonowej (-CO) w grupę enolową (=C-OH).

Formy iminowe i enolowe występują rzadko, jedna cząsteczka na ok. 10⁴ każdej zasady. Przejściowe tautomery nie zaburzają struktury helisy, lecz tworzą parę z inną niż normalnie zasadą.

Efektem błędów replikacyjnych są mutacje punktowe.

• Czynniki mutagenne (mutageny)

Mutagen to czynnik fizyczny, chemiczny lub biologiczny, który działając bezpośrednio lub pośrednio na DNA powoduje mutacje.

• CZYNNIKI FIZYCZNE

Promieniowanie jonizujące- (np.: promieniowanie X, α, β, γ, kosmiczne) ma małą długość fali, dużą energię, oddziałuje elektromagnetycznie z atomami, powodując wybicie elektronów, czyli jonizację. Promieniowanie to przenika przez tkanki i wówczas może dochodzić do zmian w strukturze zasad lub rozrywania mostków wodorowych między nićmi DNA. W wyniku promieniowania jonizującego mogą powstawać również wolne rodniki, które w wyniku rozpadu uwalniają dużą ilość energii powodując uszkodzenia DNA. W zależności od natężenia i rodzaju promieniowanie jonizujące może powodować: mutacje punktowe, pękanie łańcuchów DNA.

Promieniowanie niejonizujące- (promieniowanie nadfioletowe - UV) ma w porównaniu do jonizującego małą energię i dużą długość fali, słabo przenika przez tkanki, jest intensywnie pochłaniane przez DNA. Może ono powodować:

• dimeryzację zasad pirymidynowych, sąsiadujące reszty pirymidynowe zostają połączone wiązaniem kowalencyjnym, co prowadzi do delecji podczas replikacji (najczęściej powstają dimery timiny (-TT-), rzadziej -CT-, -TC-, -CC-, zdecydowanie najrzadsze są dimery puryn),

• rozerwania podwójnej helisy DNA,

• hydratację C i U.

Szok termiczny- może powodować hydrolizę wiązania β-N-glikozydowego łączącego zasadę z cukrem i powstanie miejsca AP (apurynowego lub apirymidynowego), czyli miejsca pozbawionego zasady. W dwuniciowej cząsteczce DNA powstaje luka, która zwykle jest naprawiana i nie powoduje mutacji (u ludzi dziennie powstaje ok. 10 000 miejsc AP). Do mutacji może jednak dojść wówczas, gdy w komórce włączony jest system naprawy SOS, który wszystkie luki wypełnia adeniną, bez względu na nukleotyd w nici komplementarnej.

• CZYNNIKI CHEMICZNE

Czynniki deaminujące- powodujące usunięcie grupy aminowej z zasady. Związki chemiczne powodujące wzrost częstości deaminacji to:

• dwusiarczan sodowy (działa tylko na cytozynę),

• kwas azotawy (HNO₂) powoduje deaminację zasad w DNA i RNA i przekształca:

- guaninę w ksantynę, która prawidłowo paruje z C, lecz blokuje replikację,

- adeninę w hypoksantynę, która tworzy pary z C, po replikacji następuje tranzycja AT w GC,

- cytozynę w uracyl, który tworzy parę z A, a w konsekwencji zachodzi tranzycja GC w AT.

Analogi zasad. Analogami są zasady purynowe i pirymidynowe na tyle podobne do normalnych, że mogą być włączane do nukleotydów i wbudowane do DNA podczas replikacji. Zwiększają one nieprawidłowe parowanie i zmniejszają stabilność wiązań wodorowych, na skutek tranzycji dochodzi do mutacji punktowych. Do tej grupy związków zaliczamy:

- 5-bromouracyl (5-BU) i 5-bromodezoksyurydynę (5-BUdR) analogi tyminy, które tworzą parę z adeniną,

- 2-aminopurynę (2-AP); analog adeniny tworzący parę z cytozyną.

Czynniki alkilujące- dodają do nukleotydów grupy alkilowe lub arylowe. Alkilacji poprzez dodanie grup metylowych i etylowych ulega w kwasie nukleinowym guanina, adenina oraz reszty kwasu fosforowego. Alkilacja prowadzi do transwersji, tranzycji oraz mutacji typu zmiany fazy odczytu. Do związków alkilujących zaliczamy: etyloetanosulfonian (EES), etylometylosulfonian (EMS), metylometanosulfonian (MMS), sulfonian dwuetylu (DES), nitrozoguanidynę (NTG), iperyty, tlenkietylenu, halogenki metylu, etylonitrozomocznik, produkty metabolizmu azotynów.

Hydroksylamina (NH₂OH)- działając in vitro zmienia cytozynę w związek podobny do uracylu, a to po replikacji powoduję jednokierunkową tranzycję C w T. In vivo działa na enzymy komórkowe, powodując powstanie również innych mutacji.

Barwniki akrydynowe - czynniki interkalujące- mają płaskie pierścienie aromatyczne, dlatego mogą łatwo wciskać się między sąsiadujące zasady w helisie DNA, powodując odchylenie par zasad i niewielkie rozwinięcie cząsteczki. Deformuje to helisę i podczas replikacji może dojść do insercji lub delecji. Do związków tych należą: proflawina, oranż akrydyny, akryflawina, 5-aminoakrydyna, bromek etydyny.

Inne chemiczne czynniki mutagenne:

• reaktywne formy tlenu (np.: rodnik nadtlenkowy, nadtlenek wodoru, rodnik hydroksylowy),

• policykliczne węglowodory aromatyczne (np.: benzopiren),

• niektóre leki psychotropowe, cytostatyki, antybiotyki,

• Związki występujące w pokarmie człowieka (produkty prolizy aminokwasów, mykotoksyny, środki konserwujące)

• CZYNNIKI BIOLOGICZNE

Biologicznymi czynnikami wywołującymi mutacje są niektóre wirusy.

Wykrywanie mutagenów przy użyciu heteroallelicznych szczepów drożdży S. cerevisiae.

W technikach genetycznych drożdży stosuje się często szczepy rodzicielskie tak zmutowane, aby po ich skrzyżowaniu nastąpiła komplementacja cech zmienionych na skutek mutacji. Z oczywistych względów do uzyskania efektu takiej komplementacji nadają się szczepy, z których każdy zmutowany jest w innym genie. Wówczas po skrzyżowaniu tych osobników powstanie diploid posiadający niezmutowane warianty tych genów i choć są one tylko w pojedynczej kopii, umożliwiają na ogół funkcjonowanie diploida jakby był niezmutowany pod względem tych genów. Jeśli mutacje dotyczyły auksotrofii, to wzrost diploida na podłożu minimalnym świadczy, że powstał on ze skrzyżowania się obu auksotrofów.

Znacznie rzadziej wykorzystuje się możliwość zajścia komplementacji, gdy mutacje u rodziców dotyczą nie dwóch różnych genów, lecz tego samego i leżą w różnych miejscach tego samego genu. Tak powstałe heteroallele mogą w pewnych bardzo rzadkich przypadkach również dać efekt komplementacji, w diploidzie choć mechanizm odtworzenia normalnej aktywności enzymatycznej jest tu inny i bardziej złożony, niż proste uzupełnienie aktywnych enzymów. Takie dwa zmutowane allele kodują enzymy niemające normalnej aktywności. Gdy enzymy te są razem, mogą jednak tworzyć kompleks wykazujący aktywność enzymu niezmutowanego.

Wartościowe praktyczne zastosowanie szczepu, w którym występuje taka komplementacja mutacji heteroallelicznych, ma miejsce przy wykrywaniu substancji mutagennych. Stosuje się tu szczep diploidalny (ade2-119/ade2-40), który posiada dwie mutacje w genie nr 2 dotyczącym syntezy adeniny. Jedna z mutacji ade2-119 powoduje tylko nieznaczną niesprawność enzymu kodowanego przez gen ade2. Substrat dla tego enzymu, mający czerwone zabarwienie, nie jest przetwarzany odpowiednio szybko w produkt bezbarwny i u osobników homozygotycznych pod względem ade2-119 gromadzi w pewnym stopniu w wakuoli powodując różowe zabarwienie komórki. Druga mutacja: ade2-40 czyni ten enzym całkowicie nieaktywnym powodując u homozygoty intensywne gromadzenie się barwnego substratu, który w ogóle nie jest przetwarzany na bezbarwny produkt w cyklu metabolicznym, co daje czerwone zabarwienie kolonii. Okazuje się jednak, że gdy obie mutacje są w układzie heterozygotycznym, to uszkodzone enzymy współdziałają ze sobą tak, że odtwarzają normalną aktywność produktu genu ade2, a heterozygotyczny osobnik diploidalny utworzy białą kolonię komórek, w których barwny substrat tego genu nie będzie się gromadził w ogóle. Jest to szczególny przykład komplementacji dodatniej, ponieważ obie mutacje leżą w tym samym genie i w pozycji „trans”, a mimo to komplementacja zachodzi.

Mitotyczny crossing-over

W pierwszym etapie mitotycznej rekombinacji wzajemnej następuje, podobnie jak w mejozie, zbliżenie się do siebie chromosomów homologicznych. W odróżnieniu od mejozy nie ma ścisłego związania chromatyd chiazmami, tylko występuje lokalne oddziaływanie obu chromosomów. Na skutek crossing-over między genem a centromerem powstają układy heterozygotycznew ramach chromatyd związanych tym samym centromerem (rys.1). Dalsze etapy są już typowe dla normalnej mitozy. Prowadzą do rozejścia się chromatyd, złączonych uprzednio tym samym centromerem, do dwóch komórek potomnych, przy czym po rozejściu mogą utworzyć z tym samym prawdopodobieństwem wariant homozygotyczny (w jednej komórce ade2-40/ade2-40, w drugiej ade2-119/ade2-119) lub heterozygotyczny (w obu komórkach ade2-40/ade2-119). Jeżeli po crossing-over allele rozejdą się w drugim wariancie, to akt rekombinacji nie będzie zauważony, bowiem powstałe heterozygotyczne komórki będą białe (Rys. 1). Tak jak komórki wyjściowe niezrekombinowane cała kolonia będzie biała. Gdy jednak rozejście nastąpi z utworzeniem dwóch typów homozygotycznych, to rekombinacja uwidoczni się w postaci kolonii posiadającej dwa podobnej wielkości położone obok siebie sektorki, jeden czerwony (ade2-40/ade2-40), drugi różowy (ade2-119/ade2-119). Takie bliźniacze sektorki świadczą jednoznacznie o zajściu crossing-over, choć trzeba pamiętać, że z przyczyn opisanych powyżej jest to jedynie połowa przypadków wzajemnej rekombinacji, która rzeczywiście zaszła.

Opisany wyżej szczep ade2-40/ade2-119 stosuje się m. in. do wykrywania mutagennego działania substancji, które tą drogą stymulują zachodzenie mitotycznego crossing-over. Jeżeli wystąpi on między locus ade2 a centromerem, to będzie rozpoznawany przez pojawienie się czerwonych i różowych sektorów w koloniach. Okolicznością sprzyjającą wykorzystaniu tego szczepu w ujawnianiu przypadków indukcji rekombinacji mitotycznej przez mutagen jest znaczne oddalenie genu ade2 od centromeru. Istnienie dużego odcinka, w którym crossing-over może zajść ułatwia rozpoznawanie mutagenów, które go wywołują.

Mitotyczny crossing-over występuje z częstością ok. 1:10⁴ przypadków. Po zastosowaniu środków mutagennych, jak promienie UV częstość takiej rekombinacji wzrasta ok. 100- krotnie. Biologiczna rola tego zjawiska wydaje się polegać na możliwości ekspresji z pewną częstością w diploidalnym organizmie korzystnych cech kodowanych przez recesywne mutacje.

Dokładny mechanizm wpływu mutagenów na rekombinację mitotyczną nie jest dostatecznie poznany. Nie podlega jednak wątpliwości, iż dwuniciowe przerwy w DNA powodowane przez takie mutageny jak promienie X, czy jednoniciowe pęknięcia lub przerwy powodowane przez, np.: promienie UV stymulują zajście procesu crossing-over w tych miejscach. Pewną rolę przypisuje się również czynnikom hamującym syntezę DNA, jak np.: mitomycyna C. Taka inhibicja wydłuża czas podziału chromosomów, co z kolei zwiększa okres czasu, w którym może nastąpić homologiczna interakcja chromosomów. Mitomycyna C jest jednym z niewielu związków nie będących mutagenami, a stymulującymi u drożdży mitotyczny crossing-over.

Rys. 1. Mitotyczny (somatyczny) crossing-over

Mitotyczna konwersja genów

Obok mitotycznego crossing-over, mitotyczna konwersja genów jest także zjawiskiem stymulowanym przez środki mutagenne. Polega ona na zastąpieniu fragmentu DNA chromosomu fragmentem pochodzącym z chromosomu homologicznego. Jeśli konwersja zajdzie na odcinku zawierającym allel występujący w diploidzie w układzie heterozygotycznym, to spowoduje to homozygotację- zamianę jednego allelu w drugi.

Modele tłumaczące mechanizm konwersji zgodnie zakładają, że koniecznym warunkiem jest tu sparowanie się dwóch homologicznych nici DNA. Dochodzi następnie do degradacji fragmentu jednej nici i odtworzenia tego fragmentu na matrycy nici drugiej. Różnie tłumaczy się przyczyny degradacji odcinka DNA. Może ona nastąpić na skutek pęknięcia w łańcuchu DNA i dosyntezowania przez polimerazę DNA pewnego nadmiaru jednoniciowego fragmentu, który „wciska” się między dwie nici drugiego DNA i wymusza interwencję mechanizmów naprawczych, które wykrywają brak komplementarności.

Konwersja genowa może wystąpić również na skutek mutacji delecji lub innego uszkodzenia odcinka DNA, który naprawiany jest następnie w oparciu o informację zawartą na DNA homologicznym.

Ogólnie mówiąc konwersja genowa wynika z połączenia zjawiska rekombinacji opartej na interakcji między komplementarnymi nićmi i na dosyntezowaniu fragmentu DNA.

Heterozygotyczny szczep o genotyp ade2-40/ade2-119 utworzy kolonię z różowym lub czerwonym sektorem, jeżeli na skutek konwersji mitotycznej nastąpi homozygotacja allelu ade2-40 (czerwony sektor) lub ade2-119 (różowy sektor). Taka konwersja doprowadzi do powstania układu homozygotycznego zarówno wtedy, gdy zajdzie na etapie chromosomów podzielonych na dwie chromatydy, jak i na etapie, gdzie chromosomy nie są podzielone. Wzajemna rekombinacja natomiast, choć może zajść również na etapie niepodzielnych chromosomów, tworzy omawiane homozygoty tylko wtedy, gdy zajdzie między chromatydami, a więc gdy chromosomy są podzielone. Jeżeli homozygotacja nastąpi w początkowym okresie tworzenia kolonii i przed podziałem chromosomów, prawie cała kolonia będzie jednolicie różowa lub czerwona.

Obecność sektorów tylko czerwonych lub tylko różowych świadczy, więc o zajściu mutacji, która spowodowała zjawisko inne niż wzajemna rekombinacja. O tym, czy jest konwersja genowa zdecydować muszą dodatkowe testy wykluczające np.: zajście typowej mutacji dającej taki sam efekt jak homozygoty ade2-40, czy ade2-119. Taka mutacja również doprowadzi do powstania tylko różowych, lub tylko czerwonych sektorów, ale występuje znacznie rzadziej niż konwersja genowa.

Pomimo, że można na podstawie obserwacji kolonii diploidalnego szczepu ade2-40/ade2-119 wnioskować o zajściu konwersji genowej, to praktycznie do tego celu wykorzystuje się inny szczep, auksotroficzny, o takim genotypie, że warunkiem jego wzrostu na podłożu pozbawionym określonego czynnika wzrostowego jest zajście konwersji genowej. Szczep taki musi być diploidem powstałym z dwóch auksotroficznych pod względem tego czynnika wzrostowego haploidów, które noszą mutacje w tym samym genie (aby w diploidzie nie nastąpiła komplementacja umożliwiająca mu wzrost na wspomnianym podłożu selekcyjnym). Obie mutacje muszą być wobec siebie heteroallelami (leżeć nie w tym samym miejscu) bowiem tylko wtedy konwersja odpowiedniego odcinka DNA może utworzyć niezmutowany wariant genu.

Stosowanym szczepem do identyfikacji konwersji genowej jest szczep D4-diploid auksotroficzny o genotypie trp5-12/trp5-27. Gdy jego komórki wysieje się na podłoże bez tryptofanu, a w centrum podłoża umieści się substancję badaną na mutagenne działanie, to jeżeli substancja ta taką konwersję indukuje, w pewnej odległości od tego centrum powstanie pierścień konwertantów mających zdolność do wytwarzania tryptofanu.

Do wykrywania mitotycznych konwersji genowych powszechnie stosuje się również szczepy: D7 (heteroalleliczne w genie trp 5), BZ34 (heteroalelliczne w genie arg 4) oraz JD1 (heteroalelliczne w genach his 4 i trp 5).

Rys. 2. Mitotyczna konwersja genów.

Opracowanie: mgr Tomasz Bocer, dr Ewa Maciaszczyk

Część praktyczna:

1. Mutageneza drożdży (wykrywanie mitotycznego c-o i mitotycznej konwersji genów)

Szczepy drożdży S. cerevisiae:

D7-144 2n ade2-40/ade2-119, ilv1-92/ ilv1-92, trp5-12/ trp5-12

XV 185-14c a ade2-1, arg4-17, his1-7, hom3-10, trp5-48

Mutagen: promieniowanie UV

1. 10 ml 24godz. hodowli odwirować przy 3000 rpm/5 min

2. Zawiesić osad kom. w 5 ml PF i wylać na płytkę.

3. Pobrać 100 l zawiesiny kom. i wysiać na płytkę YPG 100l z rozcieńczenia 10 ^-5 i 10^-6 (kontrola ilości kom w hodowli)

4. Zawiesinę kom. na płytce naświetlać UV sporadycznie mieszając

5. Warunki mutagenezy:

Czas naświetlania

3' odebrać 100l posiać na YPG z rozcieńczenia 10^-3

5' odebrać 100l posiać na YPG z rozcieńczenia 10^-2

7' odebrać 100l posiać na YPG z rozcieńczenia 10^-1

9' odebrać 100l posiać na YPG z rozcieńczenia 10^-0

UWAGA!!!!

Należy chronić skórę i oczy przed działaniem UV!!!

10

ade119

ade119

ade119

kolonia biało-czerwona biała biało-różowa

„czerwone”

„różowe”

„białe”

ade40

ade40

ade40

chromatydy tego samego chromosomu homologicznego rozchodzą się losowo do przeciwnym biegunów

ade40

ade119

ade40

ade119

ade40

ade119

ade40

ade119

c-o między centromerem a genem ade2

4n

ade119

ade119

ade40

ade40

ade119

replikacja

2n „białe”

ade40

ade40

kolonia biała

kolonia czerwona

ade119

ade40

ade119

ade40

ade40

ade119

ade119

ade40

ade40

ade119

ade119

ade40

ade40

mutacja np. delecja

konwersja genów

---