Enzymy lipolityczne na przykładzie Lipazy
Lipaza należy do grupy enzymów lipolitycznych (klasa:hydrolazy, podgrupa:esterazy), hydrolizuje ona wiązanie estrowe występujące pomiędzy glicerolem i kwasami tłuszczowymi w obrębie różnorodnej grupy lipidów. Lipazy są szeroko rozpowszechnione w przyrodzie, występują w nasionach i organach wegetatywnych wielu roślin, w niektórych mikroorganizmach oraz w organizmach ludzi i zwierząt (trzustka, wątroba, ściana żołądka i jelit). Lipazy katalizują hydrolizę nierozpuszczalnych w wodzie triacylogliceroli (TAG). Reakcja ta zachodzi na granicy faz a produktami są kwasy tłuszczowe, diacyloglicerole (DAG), monoacyloglicerole (MAG) oraz glicerol. Lipazy katalizują również hydrolizę rozpuszczalnych w wodzie, krótkołańcuchowych estrów kwasów karboksylowych (reakcja zachodzi bardzo powoli).
Hydroliza triacylogliceroli jest reakcją odwracalną, kierunek reakcji jest zależny od środowiska, przy czym nadmiar wody wywołuje hydrolizę, natomiast niska zawartość wody wywołuje estryfikacje glicerolu-reakcja odwrotna. Szybkość hydrolizy triacylogliceroli wzrasta z liczbą reszt kwasów tłuszczowych, długością łańcucha oraz stopniem nienasycenia kwasów tłuszczowych. Reakcje katalizowane przez lipazy można prowadzić w rozpuszczalnikach organicznych oraz roztworach buforowych możliwa jest wtedy kontrola zawartości wody (współczynnik aktywności wodnej).
Lipazy katalizują następujące typy reakcji:
hydrolizę (środowisko wodne, z nadmiarem wody),
estryfikację (środowisko z małym udziałem wody lub środowisko bezwodne),
transestryfikacja (wymiana kwasów tłuszczowych w TAG),
acydoliza (grupy acylowe pochodzą od wolnych kwasów),
interestryfikacja (wymiana grup arylowych pomiedzy estrami),
alkoholiza (reakcja pomiedzy alkoholem i estrem w wyniku której powstaje nowy alkohol i ester).
Optymalne pH reakcji dla lipaz pochodzenia zwierzęcego wynosi 7.0-8.0, a dla lipaz roślinnych w granicach pH 4.7-5.0, natomiast temperatura efektywnego działania mieści się między 35 a 37˚C.
Aktywność lipaz można sprawdzić poprzez określenie ilości uwolnionych kwasów tłuszczowych w wyniku działania enzymu w reakcji prowadzonej w optymalnych warunkach doświadczalnych. Ilość uwolnionych kwasów tłuszczowych w próbkach badanego substratu, pobieranych w równych odstępach czasu, oznacza się przez miareczkowanie mianowanym roztworem wodorotlenku potasu.
Utlenianie lipidów zachodzi pod wpływem dwóch enzymów : lipazy i lipooksygenazy (schemat poniżej).
Reakcja zaczyna się od działania lipazy uwalniającej z cząsteczek triacylogliceroli kwasy tłuszczowe, z których następnie powstają produkty utleniania. Rozkład tłuszczów zachodzi szybko, np. podczas przemiału pszenicy wtedy mąka posiada gorzki smak. Wysoką aktywność lipolityczną mają zarodki pszenne a przede wszystkim otręby pszenne.
Lipazy wykorzystywane aktualnie w procesach przetwórczych są pochodzenia głównie mikrobiologicznego. Znaczne ich ilości syntezowane są przez różne szczepy drożdży, pleśni czy bakterii (Candida rugosa, Candida cylindracea, Candida antarctica, Aspergillus niger, Bacillus piocyaneum). Wykorzystane są w przemyśle spożywczym do otrzymywania komercyjnie ważnych niskocząsteczkowych estrów o określonych walorach smakowo-zapachowych, stosowane są najczęściej do napojów, soków, nektarów, a także do takich produktów jak budynie, kisiele, dżemy, ciastka i wiele innych. Niektóre z nich posiadają charakterystyczny smak np.:
octan izoamylu-bananowy,
maślan metylu-ananasowy,
propionian metylu-owocowy,
estry tolilu-aromat miodowy,
octan cytronellylu-aromat różany,
octan terpinylu-aromat owocowy.
Niektóre lipazy pochodzenia mikrobiologicznego hydrolizują tłuszcz mleka krowiego i uwalnianą są wtedy głównie lotne kwasy tłuszczowe (krótkołańcuchowe), których zawartość wynosi 8-10% ogólnej ilości związanych w tłuszczu kwasów, inne lipazy odszczepiają przede wszystkim kwasy o długich łańcuchach, w przemyśle mleczarskim odpowiedzialne są za intensyfikację cech organoleptycznych, w tym głównie serów twardych, którym uwolnione kwasy krótkołańcuchowe nadają pikantny smak. W ostatnim czasie lipazy wykorzystywane są do syntezy estrów kwasów tłuszczowych np. z kwasem askorbinowym oraz witaminą A. Przeciwutleniacze te posiadają zmienione właściwości hydrofobowo-hydrofilowe (kwas askorbinowy w postaci estru kwasu tłuszczowego rozpuszcza się w olejach) i mogą mieć szerokie zastosowanie w przemysle tłuszczowym lub kosmetycznym.
W procesach trawiennych mających miejsce w organizmach ludzi i zwierząt największe znaczenie mają lipazy: trzustkowa, wątrobowa i jelitowa. W produktach enzymatycznego rozkładu tłuszczu występują obok uwolnionych kwasów tłuszczowych i glicerolu, także mono- i diacyloglicerole. Lipaza trzustkowa odszczepia wyłącznie kwasy tłuszczowe w pozycjach α i α' w cząsteczce triacylogliceroli (wiązania estrowe utworzone w reakcji kwasów karboksylowych z pierwszorzędowymi grupami hydroksylowymi). Natomiast lipaza jelitowa działa na wiązania estrowe w położeniu β, powstające w reakcji kwasów tłuszczowych z drugorzędową grupą hydroksylową glicerolu. W warunkach fizjologicznych równowaga reakcji jest przesunięta na korzyść produktów rozkładu dlatego biosynteza estrów praktycznie nie zachodzi.
Przemysłowe zastosowanie lipaz zarówno pochodzenia zwierzęcego jak i mikrobiologicznego:
przemysł mleczarski-produkcja serów typu roquefort, cheddar, oraz serów włoskich, częściowa hydroliza tłuszczu (poprawa aromatu, smaku), skrót czasu dojrzewania,
przemysł cukierniczy-hydroliza pozostałości tłuszczu w suchej albuminie jaj, ponieważ obecność tłuszczu obniża zdolność białka do tworzenia piany (traktuje się lipazą masę jajeczną przed suszeniem przez co wzrasta organoleptyczna jakość gotowego produktu), w produkcji czekolady mlecznej lipaza powoduje powstawanie kwasów tłuszczowych, które poprawiają jej smak i aromat,
przemysł tłuszczowy-modyfikacja tłuszczów, niekorzystna w przypadku transportu i przechowywania nasion oleistych, przy zbyt wysokiej zawartości wody wzrasta kwasowość nasion co niekorzystnie wpływa z uwagi na zachodzącą pod wpływem lipazy hydrolizę acylogliceroli i uwalnianie kwasów tłuszczowych,
przemysł skórzany-odtłuszczanie skór, wełny, szczeciny,
przemysł tekstylny-produkcja jedwabiu, odtłuszczanie włókien,
przemysł chemiczny-składnik detergentów, bioemulgatorów do produkcji środków piorących, preparatów usuwających tłuste plamy z tekstyliów,
przemysł farmaceutyczny-otrzymywanie preparatów leczniczych, leków wspomagających działanie trzustki i wątroby.
Lipooksygenaza
Lipooksygenaza jest enzymem z klasy oksydoredukataz powszechnie występujących w organizmach roślinnych i zwierzęcych. Lipooksygenazy należą do podklasy dioksygenaz zawierających żelazo, katalizują reakcje utleniania wolnych lub zestryfikowanych polienowychkwasów tłuszczowych do wodoronadtlenków. Lipoooksygenaza katalizuje utlenianie kwasów tłuszczowych z sprzężonym układem wiązań o konfiguracji cis-cis. Białka lipooksygenaz roślinnych składają się z pojedynczego łańcucha o masie molekularnej około 75-100 kDa.
Reakcja katalizowana przez lipooksygenazy przebiega w trzech zasadniczych etapach:
stereospecyficzne oderwanie wodoru od atomu węgla zlokalizowanego pomiędzy kolejnymi wiązaniami podwójnymi i utworzenie rodnika kwasu tłuszczowego,
rekombinacja wiązań podwójnych w cząsteczce kwasu tłuszczowego w koniugowane dieny,
stereospecyficzna addycja cząsteczki tlenu i utworzenie rodników nadtlenkowych.
Generowane przez lipooksygenazę wodoronadtlenki są substratami dla kolejnych enzymów, takich jak: liazy, izomerazy wodoronadtlenkowe, peroksydazy, tlenowe syntetazy allenylowe. Pierwsze produkty powstałe w wyniku działania lipooksygenazy mogą być degradowane do różnych związków, również aldehydów, ketonów (charakterystyczny zapach) i alkoholi.
Pośrednie produkty powstałe w wyniku działania lipooksygenazy mogą ulegać cyklizacji w wyniku działania cyklooksygenazy allenylowej i ten szlak przemian prowadzi do powstania w roślinach kwasu jasmonowego i jego pochodnych, spełniających funkcje hormonów roślinnych.
Lipooksygenazy biorą udział w utlenianiu przeciwutleniaczy takich jak witamina C i E, natomiast adrenalina, noradrenalina czy N-acetylodopamina przekształcane są przy współudziale tych enzymów w odpowiednie barwniki melaninowe. Powstawanie wolnych rodników w wyniku działania lipooksygenaz na polienowe kwasy tłuszczowe są jednym z istotnych powodów zainteresowania tymi enzymami ze strony technologów żywności, reagują one z innymi składnikami żywności - witaminami, pigmentami, białkami czy polifenolami, obniżając jakość artykułów spożywczych. Z drugiej strony wywierają korzystne działanie, biorą udział w powstawaniu lotnych związków o charakterystycznym zapachu i smaku w żywności, zarówno świeżej, jak i przetworzonej, włączając grzyby, pomidory, ogórki, melony, banany, świeże i mrożone warzywa oraz produkty otrzymywane z nasion roślin strączkowych. Lipooksygenaza podobnie jak lipaza wywiera ujemny wpływ w trakcie przechowywania wielu produktów zbożowych. Podczas utleniania polienowych kwasów tłuszczowych acylogliceroli zawartych np. w mące lub kaszach powstają wodoronadtlenki, które następnie utleniają inne składniki, w tym głównie tłuszcze, nadając tym produktom nieprzyjemny zapach i smak.
Reakcja katalizowana przez lipooksygenazę:
Proces ten powoduje jełczenie mąki i innych wyrobów zbożowych. W początkowym okresie przechowywania mąki pszennej działanie lipooksygenazy poprawia jakość, dopiero długotrwałe magazynowanie doprowadza do jełczenia mąki pod wpływem tego enzymu. Korzystne działanie lipoksygenazy na wartość wypiekową mąki polega na tym, że niewielkie ilości wodoronadtlenków kwasów tłuszczowych „umacniają” gluten mąki przez co poprawiają jego właściwości fizyczne. Do mąki pszennej dodaje się niewielkie ilości mąki sojowej jako szczególnie bogatej w lipooksygenazę i niewielką ilość oleju roślinnego. Obserwuje się znaczne zwiększenie objętości chleba - nawet do 50% (polepszenie właściwości reologicznych ciasta chlebowego w trakcie pieczenia, prawdopodobnie poprzez możliwość utleniania grup tiolowych białek pszenicy), a także znaczne wybielenie miękiszu chleba. Działanie lipooksygenazy ma także duże znaczenie przy produkcji makaronu. Aktywność lipooksygenazy w mące makaronowej (produkowanej z pszenicy twardej Triticum durum) wywiera duży wpływ na barwę gotowych makaronów. Pożądana żółta barwa makaronu związana jest z obecnością karotenoidów, zwłaszcza luteiny - w semolinie pszenicy twardej, jednak pod wpływem działania endogennych oksydaz, w tym lipooksygenaz, następują straty tego barwnika w trakcie procesu technologicznego.
WYKONANIE ĆWICZENIA
1. HYDROLIZA LIPIDÓW MLEKA ZA POMOCĄ LIPAZY TRZUSTKOWEJ
Aktywność lipazy określa się na podstawie ilości uwolnionych kwasów tłuszczowych, w czasie działania enzymu w optymalnych warunkach w substracie zawierającym tłuszcz. Ilość uwolnionych kwasów tłuszczowych w próbkach badanego substratu, pobieranych w kolejnych odstępach czasu, oznacza się przez miareczkowanie mianowanym roztworem wodorotlenku potasowego wobec fenoloftaleiny jako wskaźnika.
Cześć analityczna
Materiały i odczynniki:
Kolba (250-500cm3) - 1szt
Kolba stożkowa (100cm3) - 7szt
Kolba stożkowa (300-400 cm3) - 2szt
Cylinder (100cm3)
Pipety (5cm3; 2x10cm3; 25cm3)
Lejek
Łaźnia wodna (38°C)
Zestaw do miareczkowania
Homogenizator
0,05 M roztwór KOH
1% roztwór fenoloftaleiny
Metanol
Badany produkt
Trzustka wieprzowa
Uniwersalne papierki wskaźnikowe
Sączki
Gaza
Postępowanie
Otrzymanie wyciagu lipazy z trzustki
Zhomogenizować 200g świeżej, pokrojonej trzustki wieprzowej z 300cm3 wody destylowanej. Zawiesinę przesączyć przez gazę. Otrzymany przesącz, stanowiący roztwór enzymu, zobojętnić do pH 7 przy użyciu 0,1M roztworu KOH wobec papierka wskaźnikowego.
Oznaczenie
Do kolby stożkowej o pojemności 250cm3 odmierzyć 100cm3 mleka lub śmietanki, a następnie kolbę umieścić w łaźni wodnej w temperaturze 38°C. Przygotować sześć ponumerowanych kolb stożkowych o pojemności 100cm3 i do każdej z nich odmierzyć po 25cm3 metanolu. Po upływie 10 minut od momentu wstawienia kolby z mlekiem do łaźni, dodać do mleka 30cm3 przygotowanego wstępnie wyciągu enzymatycznego z trzustki i dokładnie wymieszać. Kolbe pozostawić w łaźni wodnej i co kilka minut powtarzać mieszanie. Po upływie 15 minut od dodania wyciągu enzymatycznego pobrać z mieszaniny reakcyjnej 10cm3 roztworu do kolby stożkowej o pojemności 100cm3 (próba nr 1). W analogiczny sposób pobrać kolejne próby w ciągu 90min., w odstępach 15-minutowych (łącznie sześć prób). Poszczególne próbki miareczkować 0,05 M roztworem KOH wobec fenoloftaleiny, do pojawienia się lekko różowego zabarwienia.
Próba zerowa
Przenieść 50cm3 uzyskanego na wstępie wyciągu enzymatycznego do kolby stożkowej o pojemności 100cm3 i ogrzewać do wrzenia w celu inaktywacji enzymu. Po oziębieniu gotowanego roztworu ewentualny wytracony osad odsączyć. Następnie do kolby stożkowej o pojemności 100cm3 (nr 0) odpipetować 10cm3 mleka lub śmietanki, 3cm3 przesączu z ogrzewanego wyciągu enzymatycznego oraz 25cm3 metanolu. Próbę miareczkować analogicznie jak próby badane 0,05 M roztworem KOH wobec fenoloftaleiny. Wyniki zebrać i przedstawić w postaci tabel i wykresów w sprawozdaniu z ćwiczeń (na końcu instrukcji).
• Uzyskane wyniki z miareczkowania zestawić w tabeli.
Nr próby |
Czas (min.) |
Ilość cm3 0.05M KOH zużytego do miareczkowania próby: |
0 |
0 |
|
1 |
15 |
|
2 |
30 |
|
3 |
45 |
|
4 |
60 |
|
5 |
75 |
|
6 |
90 |
|
• Obliczyć mikroekwiwalenty uwolnionych kwasów tłuszczowych z równania:
Gdzie:
A - ilość cm3 0,05 M KOH zużyta do miareczkowania próby właściwej
B - ilość cm3 0,05 M KOH zużyta do miareczkowania próby zerowej
C - molowość użytego do miareczkowania KOH
D - ilość cm3 wyciągu enzymatycznego w próbie poddanej miareczkowaniu
• Na wykresie przedstawić zależność mikroekwiwalentów uwolnionych
kwasów tłuszczowych.
2. OZNACZENIE ILOSCI POWSTAŁYCH WODORONADTLENKÓW
KWASU LINOLOWEGO POD WPŁYWEM LIPOOKSYGENAZY SOJOWEJ
Podstawą metody jest pomiar wzrostu absorbancji przy λ=234 nm towarzyszącej utlenianiu substratu tłuszczowego (kwas linolowy). Proces utleniania przebiega w buforze boranowym (pH 9,0). Korzystając ze współczynnika ekstynkcji dla powstałych wodoronadtlenków kwasu linolowego i prawa Lamberta-Beera, można obliczyć ilość powstałych nadtlenków.
Część analityczna
Materiały i odczynniki:
Probówki - 5szt
Pipeta automatyczna (10-100μl)
Pipeta automatyczna (5 ml)
Spektrofotometr
Vortex
Moździerz
Lejek
Sączki
Wirówka
Etanol 98%
Kwas linolowy
Bufor boranowy (pH 9)
Mąka sojowa (odtłuszczona)
Bufor octanowy (pH 4,5)
Postępowanie
Otrzymanie wyciągu lipooksygenazy
1g odtłuszczonej mąki sojowej ucierać w moździerzu z niewielką ilością buforu octanowego o pH 4,5 przez 15 min. Następnie po dokładnym wymieszaniu przenieść do naczyniek wirówkowych i odwirować przez 15 min. przy 3000 obr/min. Supernatant przesączyć przez sączki bibułowe. Klarowny wyciąg lipooksygenazy używać do doświadczeń. (Bufor octanowy sporządzić przez zmieszanie 430cm3 0,2 M CH3COONa z 570cm3 0,2 M CH3COOH)
Przygotowanie substratu
Odważyć 30mg kwasu linolowego i rozpuścić go w 5cm3 etanolu absolutnego (98%)
Oznaczenie
Do 2-3 probówek pobrać 2.9cm3 buforu boranowego (pH 9), dodać 50 μl substratu (kwasu linolowego) i 50 μl wyciągu lipooksygenazy sojowej (do próby zerowej dodać 50 μl buforu boranowego). Wymieszać na vortexie, przenieść do kiuwet i dokonać pomiaru absorbancji przy λ=234 nm w czasie 5-10 min. w odstępach 60 sekundowych.
Wyniki zebrać i przedstawić w postaci tabel i wykresów w sprawozdaniu z ćwiczeń
(na końcu instrukcji).
• Wartości absorbancji i obliczoną ilość wodoronadtlenków zestawić w tabeli.
Nr próby (powtórzenia) |
Czas (min.) |
Wartość absorbancji przy λ=234 nm |
Obliczona wartość wodoronadtlenków |
|
|
|
pomiar |
średnia |
|
1 |
0 |
|
|
|
2 |
|
|
|
|
3 |
|
|
|
|
1 |
1 |
|
|
|
2 |
|
|
|
|
3 |
|
|
|
|
1 |
2 |
|
|
|
2 |
|
|
|
|
3 |
|
|
|
|
1 |
3 |
|
|
|
2 |
|
|
|
|
3 |
|
|
|
|
1 |
4 |
|
|
|
2 |
|
|
|
|
3 |
|
|
|
|
1 |
5 |
|
|
|
2 |
|
|
|
|
3 |
|
|
|
|
• Obliczyć ilość powstałych wodoronadtlenków kwasu linolowego, korzystając z prawa Lamberta-Beera, wiedząc że molowy współczynnik absorbcji dla badanego produktu wynosi ε=23000 M-1cm-1
A = ε l c
Gdzie: A - absorbancja
ε - współczynnik absorpcji (absorbancja molowa)
l - droga jaka pokonuje światło w kiuwecie (cm)
c - stężenie molowe substancji absorbującej w roztworze
• Na wykresie przedstawić zależność ilości powstałych wodoronadtlenków w czasie
3. ANALIZA WODORONADTLENKÓW PRZY ZASTOSOWANIU HPLC
Wykorzystując chromatograf cieczowy z detektorem UV-Vis można oznaczyć ilościowo poszczególne izomery wodoronadtlenków kwasów tłuszczowych.
Postępowanie
Do analizy wykorzystać otrzymane w poprzednim doświadczeniu wodoronadtlenki kwasu linolowego. W czasie analizy do rozdziału i oznaczeń ilościowych wodoronadtlenków wykorzystujemy HPLC (Waters) z pompą perystaltyczną (typ 600). Stosujemy kolumnę do rozdziału z odwróconymi fazami RP-18 LiChrosorb (250 x 4,6 mm; 5μm) (Merck, Darmstadt, Niemcy). Faza ruchoma jest mieszanina acetonitrylu, wody i kwasu octowego (600:400:1,2 v/v/v) o prędkości przepływu 1,5 ml/min. Detekcji dokonujemy przy λ = 234 nm (Spektrofotometr UV-Vis typ 2487 Waters).
Ilościowo zawartość nadtlenków kwasów tłuszczowych w próbach oznaczamy na podstawie krzywych kalibracji przygotowanych dla 13-HPODE (wodoronadtlenek 13-oktadekadienowego kwasu) i 13-HPOTE (wodornadtlenek 13- oktadekatrienowego kwasu), a uzyskanych na drodze enzymatycznego utleniania kwasu linolowego i linolenowego.
Sprawozdanie z ćwiczenia - enzymy lipolityczne
Gliwice, dnia................2007r.
Imię i nazwisko....................................................
Rok, grupa............................................................
Prowadzący ćwiczenie.........................................
..............................................................................
Ćwiczenie 1
HYDROLIZA LIPIDÓW MLEKA ZA POMOCA LIPAZY TRZUSTKOWEJ
1. Opis i cel ćwiczenia
2. Wyniki pomiarowe
Nr próby |
Czas (min.) |
Ilość cm3 0.05M KOH zużytego do miareczkowania próby: |
0 |
0 |
|
1 |
15 |
|
2 |
30 |
|
3 |
45 |
|
4 |
60 |
|
5 |
75 |
|
6 |
90 |
|
Obliczyć mikroekwiwalenty uwolnionych kwasów tłuszczowych z triacylogliceroli w badanych próbach w czasie doświadczenia, korzystając z równania:
Gdzie:
A - ilość cm3 0,05 M KOH zużyta do miareczkowania próby właściwej
B - ilość cm3 0,05 M KOH zużyta do miareczkowania próby zerowej
C - molowość użytego do miareczkowania KOH
D - ilość cm3 wyciągu enzymatycznego w próbie poddanej miareczkowaniu
Nr próby |
Czas (min.) |
Mikroekwiwalenty kwasów tłuszczowych |
0 |
0 |
|
1 |
15 |
|
2 |
30 |
|
3 |
45 |
|
4 |
60 |
|
5 |
75 |
|
6 |
90 |
|
Sporządzić wykres zależności ilości hydrolizowanych kwasów tłuszczowych (mikroekwiwalenty) w czasie (min.)
3. Wnioski
Ćwiczenie 2
OZNACZENIE ILOSCI POWSTAŁYCH WODORONADTLENKÓW POD WPŁYWEM
LIPOOKSYGENAZY
Opis i cel ćwiczenia
2. Wyniki pomiarowe
Nr próby (powtórzenia) |
Czas (min.) |
Wartość absorbancji przy λ=234 nm |
Obliczona wartość wodoronadtlenków |
|
|
|
pomiar |
średnia |
|
1 |
0 |
|
|
|
2 |
|
|
|
|
3 |
|
|
|
|
1 |
1 |
|
|
|
2 |
|
|
|
|
3 |
|
|
|
|
1 |
2 |
|
|
|
2 |
|
|
|
|
3 |
|
|
|
|
1 |
3 |
|
|
|
2 |
|
|
|
|
3 |
|
|
|
|
1 |
4 |
|
|
|
2 |
|
|
|
|
3 |
|
|
|
|
1 |
5 |
|
|
|
2 |
|
|
|
|
3 |
|
|
|
|
Obliczyć ilość powstałych wodoronadtlenków kwasu linolowego, korzystając z prawa Lamberta-Beera, wiedząc że molowy współczynnik absorbcji dla badanego produktu wynosi ε=23000 M-1cm-1
A = ε l c
Gdzie: A - absorbancja
ε - współczynnik absorpcji (absorbancja molowa)
l - droga jaka pokonuje światło w kiuwecie (cm)
c - stężenie molowe substancji absorbującej w roztworze
Sporządzić wykres zależność ilości powstałych wodoronadtlenków w czasie (min.)
3. Wnioski
Wyszukiwarka