Postępy Biochemii 59 (3) 2013

295

Sabina Lip
Marzena Kurowska

*

Iwona Szarejko

Katedra Genetyki, Wydział Biologii i Ochrony

Środowiska, Uniwersytet Śląski, Katowice

*

Katedra Genetyki, Wydział Biologii i

Ochrony Środowiska, Uniwersytet Śląski, ul.

Jagiellońska 28, 40-032 Katowice; tel.: (32) 20 09

360, e-mail: [e-mail]

Artykuł otrzymano 27 maja 2013 r.

Artykuł zaakceptowano 31 sierpnia 2013 r.

Słowa kluczowe: czynniki transkrypcyjne, su-

sza, SNAC1

Wykaz skrótów: ABA — kwas abscysynowy;

ABRE — ang. ABA responsive element; ANAC

— ang. Arabidopsis thaliana NAC protein; AP2

— APETALA2; AREB/ABF — ang. ABA-re-

sponsive element (ABRE) binding protein/ABRE

binding factor; ATAF — ang. Arabidopsis thaliana

transcription factor; bZIP — ang. basic leucine

zipper; CE — ang. coupling element; CUC —

ang. cup-shaped cotyledon; DREB/CBF — ang.

dehydration-responsive element binding protein/C-

repeat binding factor; DRE/CRT — ang. dehydra-

tation-responsive element/C-repeat; ERF — ang.

ethylene responsive factor; MYB/MYC — ang.

myelocytomatosis oncogene/myeloblastosis onco-

gene; MYBR/MYCR — ang. MYB recognition

sequence/MYC recognition sequence; NAC —

NAM, ATAF, CUC; NACR — ang. NAC recog-

nition sequence; NAM — ang. no apical meristem;

NLS — ang. nuclear localization signal; ONAC

—ang. Oryza membrane NAC; ROS — ang. re-

active oxygen species; SAM — ang. shoot apical

meristem; SNAC — ang. stress-related NAC; TF

— ang. transcription factors; TIP — ang. Turnip

crinkle virus interacting protein; TRR — ang.

transcriptional regulation region; WT — ang. wild

type

Podziękowanie: Praca ta została wykonana w

ramach projektu POLAPGEN-BD „Narzędzia

biotechnologiczne służące do otrzymania zbóż

o zwiększonej odporności na suszę”, WND-

-POIG.01.03.01-00-101/08; koordynator pro-

jektu Instytut Genetyki Roślin PAN. Autorzy

bardzo dziękują prof. dr hab. Mirosławowi

Małuszyńskiemu za cenne uwagi odnośnie ni-

niejszego artykułu.

Rodzina czynników transkrypcyjnych NAC a zwiększenie

tolerancji na stres niedoboru wody u roślin

STRESZCZENIE

C

zynniki transkrypcyjne to białka zdolne do regulacji ekspresji genów docelowych,

poprzez specyficzne wiązanie się z DNA i kontrolę aktywności kompleksu inicju-

jącego transkrypcję. Białka te stanowią również kluczowy element w procesie adaptacji

roślin do warunków środowiska zewnętrznego. Do czynników transkrypcyjnych zwią-

zanych z odpowiedzią na stres należą białka rodzin DREB/CBF, AREB/ABF, MYB/MYC

oraz NAC. Rodzina NAC jest jedną z największych rodzin czynników transkrypcyjnych,

jej członkowie zostali zidentyfikowani u wielu gatunków roślin. Białka rodziny NAC

pełnią rolę związaną ze wzrostem i rozwojem oraz odpowiedzią roślin na stres biotyczny

i abiotyczny. Wiele czynników transkrypcyjnych, należących do rodziny NAC, wśród

nich SNAC1, bierze udział w reakcji roślin na stres niedoboru wody. Susza jest najbar-

dziej szkodliwym stresem środowiskowym w rolnictwie na całym świecie. Metody bio-

logii molekularnej stwarzają nowe możliwości dla współczesnej hodowli roślin w uzy-

skiwaniu odmian roślin uprawnych o podwyższonej tolerancji na stres niedoboru wody.

WPROWADZENIE

Regulacja ekspresji większości genów eukariotycznych odbywa się z wy-

korzystaniem czynników transkrypcyjnych. TF są to białka zdolne do specy-

ficznego wiązania się do krótkich sekwencji DNA (elementy cis) w obrębie

promotora regulowanego genu oraz do oddziaływania z kompleksem pre-

inicjacyjnym transkrypcji, co prowadzi do aktywacji lub hamowania aktyw-

ności polimerazy RNA II. System regulacji, w którym jeden czynnik trans-

krypcyjny kontroluje ekspresję wielu genów docelowych, poprzez wiązanie

do elementów cis w ich promotorach, nazywany jest regulonem [1]. Jeden

czynnik transkrypcyjny może regulować ekspresję wielu genów funkcjonal-

nych, a także genów kodujących inne czynniki transkrypcyjne, prowadząc

do zmiany aktywności komórki i organizmu. Czynniki transkrypcyjne sta-

nowią kluczowy element w procesie adaptacji roślin do warunków środowi-

ska zewnętrznego, nawet drobne zmiany w kodujących je sekwencjach lub w

sekwencjach elementów cis regulatorowych, mogą w dużym stopniu zmie-

niać sieć regulacji genów, a co za tym idzie, fizjologię i morfologię rośliny.

Dlatego czynniki transkrypcyjne stanowią przedmiot zainteresowania wielu

badań mających na celu podniesienie tolerancji roślin na stres [2].

U roślin zidentyfikowano ponad 50 różnych rodzin czynników transkryp-

cyjnych, na podstawie analiz sekwencji genomów gatunków modelowych

takich jak Arabidopsis thaliana i Oryza sativa [3]. Główne regulony zaangażo-

wane w odpowiedź na stres abiotyczny to DREB/CBF, AREB/ABF, MYB/

MYC i NAC (Ryc. 1) [4]. Aktywacja białek należących do rodzin AREB/ABF

i MYB/MYC związana jest z obecnością kwasu abscysynowego. Czynniki

transkrypcyjne rodzin DREB/CBF i NAC mogą wykazywać aktywność za-

leżnie lub niezależnie od ABA [4,5].

Białka DREB/CBF należą do rodziny czynników transkrypcyjnych ERF i są

specyficzne dla roślin. W tej rodzinie białek wyróżnić można dwie podklasy,

DREB1/CBF i DREB2. Białka te zawierają motywy AP2/ERF, pełniące funk-

cję domeny wiążącej DNA, która rozpoznaje sekwencję DRE/CRT (A/GCC-

GAC) w promotorach regulowanych genów. Synteza czynników DREB1/

CBF aktywowana jest przede wszystkim przez obniżoną temperaturę. U

A. thaliana zidentyfikowano sześć genów należących do tej podklasy, trzy

z nich: DREB1A/CBF3, DREB1B/CBF1 i DREB1C/CBF2, uważane są za głów-

ne czynniki, regulujące ekspresję genów odpowiedzi na niską temperaturę.

Czynniki transkrypcyjne DREB/CBF zidentyfikowano u wielu gatunków

roślin uprawnych, m.in. O. sativa, Zea mays, Hordeum vulgare, Triticum aesti-

vum, Triticum monococcum, Sorghum bicolor, Secale cereale, Avena sativa, Brassica

napus i Pennisetum glaucum. Natomiast synteza czynników DREB2 zachodzi

296

www.postepybiochemii.pl

głównie w odpowiedzi na dehydratację i wysokie zasole-

nie. Genom A. thaliana zawiera osiem genów należących

do tej podklasy, dwa z nich: DREB2A i DREB2B to głów-

ne czynniki regulujące ekspresję genów indukowanych w

tych warunkach stresowych [4,6].

Czynniki transkrypcyjne AREB/ABF należą do ro-

dziny białek o strukturze zamka leucynowego (bZIP),

ekspresja ich genów zachodzi głównie w odpowiedzi na

stres suszy, wysokie zasolenie i podczas dojrzewania na-

sion. Białka te wiążą się do elementów cis regulatorowych

ABRE (PyACGTGG/TC) w regionach promotorowych

regulowanych genów. Do transkrypcji zależnej od ABA

konieczne jest występowanie, oprócz elementu ABRE,

dodatkowych elementów CE. Elementy te są zazwyczaj

podobne do ABRE, ale ich funkcje mogą pełnić także ele-

menty DRE/CRT, co wskazuje na możliwość występowa-

nia oddziaływania pomiędzy regulonami ABRE i DREB

[1,6].

Do kolejnej rodziny czynników transkrypcyjnych nale-

żą białka MYB/MYC, zidentyfikowane zarówno u roślin

jak i u zwierząt. Domena wiążąca DNA, białek MYB ro-

ślin i zwierząt, składa się odpowiednio z dwóch (R2 i R3)

lub trzech (R1, R2, i R3) nieidealnych powtórzeń długości

około 50 aminokwasów. Białka MYB/MYC rozpoznają

elementy cis regulatorowe MYBR/MYCR (odpowiednio

sekwencje C/TAACNA/G oraz CANNTG). Czynniki

MYB/MYC pełnią zróżnicowane funkcje. Przykładem

jest gen OsMYB4, którego ekspresja aktywuje odpowiedź

na różne stresy, zależnie od gatunku rośliny, do której

był transformowany. U A. thaliana i H. vulgare nadekspre-

sja genu OsMYB4 wywołuje podwyższoną tolerancję na

mróz, rośliny rzodkiewnika wykazują wtedy fenotyp

karłowaty, podczas gdy rośliny jęczmienia

charakteryzują się niezmienioną wysoko-

ścią. Natomiast transformanty Lycopersicon

esculentum i Malus pumila charakteryzują się

podwyższoną tolerancją na suszę, a także

odpowiednio, odpornością na choroby wi-

rusowe i tolerancją na niską temperaturę

[4,6,7].

CHARAKTERYSTYKA RODZINY

CZYNNIKÓW TRANSKRYPCYJNYCH NAC

Specyficzną dla roślin rodziną czynni-

ków transkrypcyjnych jest rodzina NAC.

Nazwa NAC pochodzi od nazw pierwszych

zidentyfikowanych członków tej rodziny:

NAM u

Petunia hybrida, ATAF1-2 i CUC2

u A. thaliana [8].

Rodzina NAC jest jedną z

największych rodzin czynników transkryp-

cyjnych, jej członkowie zostali zidentyfiko-

wani nie tylko u roślin jedno- i dwuliścien-

nych, ale także u nagonasiennych i mchu

Physcomitrella patens (Tab. 1) [9].

Białka tej rodziny charakteryzują się

występowaniem domeny NAC o sekwen-

cji zachowanej w ewolucji

po stronie N-

-terminalnej, pełniącej funkcję domeny wią-

żącej DNA. Domena może formować struk-

turę helisa-skręt-helisa, a białko może wiązać się z DNA

w postaci multimerów. Elementem cis regulatorowym,

rozpoznawanym przez białka NAC w promotorach regu-

lowanych genów, jest NACR (CATGTG). W obrębie do-

meny NAC wyróżnić można pięć poddomen (A-E) oraz

domenę NAM z czterema poddomenami (A-D), będące

podstawą klasyfikacji białek NAC [6,10]. Z kolei C-koń-

cowa część u tych białek jest regionem regulującym trans-

krypcję (TRR) i ma zróżnicowaną budowę. Domena ta jest

odpowiedzialna za aktywowanie lub represję transkryp-

cji genów regulowanych przez białka NAC. Ponadto w

tej części białek NAC mogą się znajdować motywy trans-

-błonowe oraz sekwencje umożliwiające oddziaływania

białko-białko (Ryc. 2) [10,11].

PODZIAł CZYNNIKóW

TRANSKRYPCYJNYCh RODZINY NAC

Pierwszy podział czynników transkrypcyjnych ro-

dziny NAC powstał w oparciu o podobieństwo struktu-

ry domeny NAC. Wyodrębniono w nim 3 podrodziny:

NAM, ATAF i OsNAC3 [12]. Wraz z identyfikacją dużej

Rycina 1. Kontrola transkrypcyjna szlaków odpowiedzi na stres abiotyczny [4; zmienione].

Rycina 2. Schemat lokalizujący domeny i poddomeny białek NAC [11; zmienio-

ne].

Postępy Biochemii 59 (3) 2013

297

liczby genów NAC lub wykazujących podobieństwo do

genów NAC (ang. NAC-like), powstały inne podziały kla-

syfikujące czynniki transkrypcyjne należące do tej rodzi-

ny. Bazując na zależnościach filogenetycznych rodzinę

NAC podzielono na 5 podrodzin (I-V). Do podrodziny

I należą 54 geny, podzielone dodatkowo na 5 podgrup:

I-1 OsNAC7, I-2 NAC1, I-3 NAM/CUC, I-4 GRAB2 i I-5

NAC2. Wszystkie scharakteryzowane geny, związane z

rozwojem rośliny należą do podgrup I-2, I-3 i I-4. Do pod-

rodziny II zaklasyfikowano 54 geny NAC. Podrodzina

III (14 genów ONAC) została nazwana SNAC ponieważ

należą do niej wszystkie scharakteryzowane geny NAC

związane z odpowiedzią na stres, są to m.in. gen SNAC1

i OsNAC6 ryżu, ANAC019, ANAC055 i ANAC072 rzod-

kiewnika, StNAC i TERN zidentyfikowane odpowiednio

u ziemniaka i tytoniu. Do podrodziny IV należy 14 ge-

nów NAC ryżu, do podrodziny V oprócz

genów ryżowych należy m.in. gen SENU5

pomidora [13].

Inny podział zaproponowali Nuruzza-

man i współpracownicy [14]. Podzielili

oni białka NAC na dwie grupy: A i B, a

te z kolei na odpowiednio 7 i 9 podgrup.

Nazwa każdej podgrupy pochodzi od

znanego białka NAC do niej zaklasyfi-

kowanego. W grupie A wyróżniono na-

stępujące podgrupy: ONAC4, ONAC5,

ONAC2, ONAC3, ONAC7, ONAC1 i

ONAC6. Z kolei do grupy B zaklasyfi-

kowano następujące podgrupy: SNAC,

ANAC34, NEO, SND, NAC22, NAC1,

NAM/CUC3, OMNAC i TIP.

Z kolei najnowszy podział białek

NAC zaproponowany przez Nakashi-

mę i współpracowników [15] wydziela

6 grup: NAM/CUC3, SND, TIP, SNAC,

ANAC034 i ONAC4. Dodatkowo grupa

SNAC została podzielona na 3 podgru-

py: SNAC-A, SNAC-B i SNAC-C. Analiza

filogenetyczna została przeprowadzona

z wykorzystaniem sekwencji genów ko-

dujących białka NAC zidentyfikowanych

u A. thaliana, O. sativa, Selaginella moellen-

dorffii i Physcomitrella patens.

ROLA CZYNNIKóW

TRANSKRYPCYJNYCh NALEżąCYCh

DO RODZINY NAC

Duża liczba zidentyfikowanych czyn-

ników transkrypcyjnych rodziny NAC i

fakt, iż występują w różnych tkankach i

na różnych etapach rozwoju, przekłada

się na różnorodność i mnogość funkcji

pełnionych przez te białka. Pomimo tego,

że scharakteryzowano tylko małą część

genów należących do rodziny NAC, to

wiadomo że mogą one pełnić różne funk-

cje w czasie wzrostu i rozwoju roślin oraz

w ich odpowiedzi na stres biotyczny i

abiotyczny (Tab. 2) [16-32].

ROLA CZYNNIKóW NAC

W ODPOWIEDZI NA STRES SUSZY

Wzrost i produktywność roślin zaburzane są przez

różne stresy abiotyczne, takie jak niedobór wody, wy-

sokie zasolenie i ekstremalne temperatury, wśród nich

susza jest największym zagrożeniem [33,34]. Wiele czyn-

ników transkrypcyjnych należących do rodziny NAC bie-

rze udział w reakcji roślin na stres niedoboru wody. U

ryżu ponad 40 genów należących do rodziny NAC bierze

udział w odpowiedzi rośliny na stres suszy i/lub zasole-

nia [13]. Geny należące do rodziny NAC, zaangażowane

w reakcję roślin na stres niedoboru wody zidentyfikowa-

no także u A. thaliana, T. aestivum, Gossypium hirsutum, Se-

taria italica, Cicer arietinum i Saccharum officinarum (Tab. 3)

[10,30,35-50].

Tabela 1. Liczba zidentyfikowanych genów rodziny NAC u różnych gatunków [9].

Gromada/Klasa

Gatunek

Liczba zidentyfikowanych

genów NAC

Jednoliścienne

Brachypodium distachyon

100

Hordeum vulgare

54

Oryza sativa subsp. indica

163

Oryza sativa subsp. japonica

186

Sorghum bicolor

125

Triticum aestivum

42

Zea mays

190

Dwuliścienne

Arabidopsis thaliana

135

Arabidopsis lyrata

121

Arachis hypogaea

8

Brassica napus

65

Brassica rapa

44

Glycine max

183

Gossypium hirsutum

50

Medicago truncatula

73

Nicotiana tabacum

42

Populus trichocarpa

182

Solanum lycopersicum

41

Solanum tuberosum

40

Vitis vinifera

142

Nagonasienne

Picea glauca

26

Pinus taeda

30

Mszaki

Physcomitrella patens

42

298

www.postepybiochemii.pl

SNAC1 (ANG. STRESS-RESPONSIVE NAC1) U RYżU

Gen SNAC1 jest członkiem rodziny czynników trans-

krypcyjnych NAC i należy do podrodziny III (SNAC), do

której należą wszystkie scharakteryzowane geny NAC

związane z odpowiedzią na stres [13]. Gen ten został zi-

dentyfikowany i scharakteryzowany u O. sativa [42]; do-

tychczas zidentyfikowano jego homologi m.in. u H. vul-

gare [51] oraz u Z. mays [52]. Gen OsSNAC1 (Acc. num.:

DQ394702.1) jest genem nie zawierającym intronów, o

długości 945 bp. Produktem genu jest białko długości 314

aa, w jego obrębie zidentyfikowano domenę NAC o se-

kwencji zachowanej w ewolucji po stronie N-końcowej,

z dwoma przewidywanymi sekwencjami NLS oraz rejon

C-końcowy [42]. Domena NAC (Met1-Lys174) ma struk-

turę β-beczułki złożonej z siedmiu antyrównoległych

β-harmonijek oraz trzech α-helis. Budowa domeny wska-

zuje, że białko SNAC1 występuje w postaci dimeru, co

jest nabytą w trakcie ewolucji cechą rodziny NAC. Rejon

pętli pomiędzy strukturą β1 i β2 jest prawdopodobnie

odpowiedzialny za wiązanie białka do DNA [3].

Ekspresja genu SNAC1 może być indukowana przez

suszę, zasolenie, obniżoną temperaturę i ABA. Gen ten

ulega ekspresji w kalusie, a w normalnych warunkach

wzrostu w korzeniu, języczku liścia, pręcikach i słupku.

Znacznie podwyższoną ekspresję genu SNAC1 zaobser-

Tabela 2. Przykłady genów NAC, pełniących różne funkcje w czasie wzrostu i rozwoju rośliny oraz w reakcji obronnej na stres biotyczny i abiotyczny.

Gen (Gatunek)

Rola genów NAC

Piśmiennictwo

AtNAC1 (Arabidopsis thaliana)

rozwój roślin

formowanie korzeni bocznych i udział w przekazy-

waniu sygnałów (auksyny)

[16]

AtNAC2 (Arabidopsis thaliana)

formowanie korzeni bocznych, signaling auksyny i

etylenu

[17]

NAM (Petunia hybrida)

formowanie organów i SAM

[18]

CUC1,2,3 (Arabidopsis thaliana)

[19]

CUP (Antirrhinum majus)

ustalanie zasięgu organów naziemnych

[20]

NAP (Arabidopsis thaliana)

ustalanie tożsamości organów kwiatowych

[21]

SND1 (Arabidopsis thaliana)

formowanie ściany wtórnej

[22]

NST1,3 (Arabidopsis thaliana)

[23]

VND6, 7 (Arabidopsis thaliana)

formowanie ksylemu

[24]

NAM-B1 (Triticum sp.)

przyspieszenie dojrzewania, wzmożony transport

składników odżywczych z liści do ziarniaków

[25]

StNAC (Solanum tuberosum)

odpowiedź na

stres biotyczny

Phytophthora infestans (grzyb), wywołującego zarazę

ziemniaczaną

[26]

BnNACs (Brassica napus)

Sclerotinia sclerotiorum (grzyb)

[27]

GRAB1, 2 (Triticum sp.)

wirusa karłowatości pszenicy (WDV)

[28]

ATAF1 (Arabidopsis thaliana)

Botrytis cinerea (grzyb)

[29]

GhNACs (Gossypium hirsutum)

odpowiedź na

stres abiotyczny

zasolenie, suszę, ABA, obniżoną temperaturę

[30]

TaNAC4 (Triricum aestivum)

obniżoną temperaturę, zasolenie, zranienie, etylen,

MeJA

[31]

BnNACs (Brassica napus)

zranienie, suszę, obniżoną temperaturę

[27]

ATAF1,2 (Arabidopsis thaliana)

zranienie, suszę,

zasolenie, ABA, JA

[32]

StNAC (Solanum tuberosum)

zranienie

[26]

NAM — ang. no apical meristem; CUC — ang. cup-shaped cotyledon; CUP — CUPULIFORMIS; NAP — ang. NAC-like, activated

by APETALA3/PISTILLAT; SND1 — ang. secondary wall–associated NAC domain; NST — ang. NAC secondary wall thickening

promoting factor; VND — ang. vascular-related NAC-domain; GRAB — ang. geminivirus RepA binding protein; ATAF — ang.

Arabidopsis thaliana transcription factor; SAM — ang. shoot apical meristem; WDV — ang. wheat dwarf virus.

Postępy Biochemii 59 (3) 2013

299

wowano w liściach, szczególnie w komórkach szparko-

wych, w warunkach niedoboru wody.

Nadekspresja genu SNAC1 powoduje podwyższenie

tolerancji roślin ryżu na stres niedoboru wody i zasolenia.

W stadium kwitnienia, które jest najbardziej wrażliwe na

niedobór wody, w warunkach dotkliwej suszy, trans-

formowane rośliny charakteryzują się znacznie wyższą

płodnością kłosa, dającą do 34% wyższy plon w stosunku

do formy wyjściowej (WT). W normalnych warunkach

wzrostu, nadekspresja genu SNAC1 nie wpływa na cechy

agronomiczne rośliny takie jak, wysokość rośliny, liczba

wiech na roślinę, liczba kłosków na wiechę, plon ziarna z

jednej rośliny oraz długość i objętość korzeni. W porów-

naniu z formą wyjściową, transgeniczny ryż jest bardziej

wrażliwy na ABA i wolniej traci wodę w wyniku zwięk-

szonej częstotliwości zamykania aparatów szparkowych,

co nie wpływa jednak na wydajność fotosyntezy [42].

Czynnik transkrypcyjny SNAC1 reguluje komplekso-

wą sieć genów, prowadząc do zwiększonej tolerancji ryżu

na stres wywołany niedoborem wody i zasoleniem. Ana-

Tabela 3. Geny należące do rodziny NAC, biorące udział w zwiększaniu tolerancji na stres niedoboru wody u różnych roślin.

Gatunek

Gen

Czynnik indukujący ekspresję

Liczba regulow-

anych genów

Piśmiennictwo

Arabidopsis thaliana

ATAF1

susza (negatywny regulator), ABA

?

[35]

ANAC019

susza, zasolenie

8

[10]

AtNAC3

(ANAC055)

susza

9

RD26

(ANAC072)

susza, ABA

22

[10,36]

Arachis hypogaea

AhNAC2

susza, zasolenie

4

[37]

Arachis hypogaea

AhNAC3

susza, zasolenie, ABA

4

[38]

Cicer arietinum

CarNAC3

susza, ABA, IAA, etefon

?

[39]

CarNAC5

susza, podwyższona temperatura,

SA, IAA, zranienie

?

[40]

Glycine max

GmNAC20

susza, zasolenie, obniżona temperatura

?

[41]

Gossypium hirsutum

GhNAC2

susza, obniżona temperatura, ABA

?

[30]

GhNAC4

susza, zasolenie, ABA, obniżona temperatura

?

GhNAC5

susza, obniżona temperatura, ABA

?

GhNAC6

susza, zasolenie, ABA, obniżona temperatura

?

Oryza sativa

SNAC1

(ONAC033)

susza, zasolenie, obniżona temperatura, ABA

80

[42]

SNAC2 (OsNAC6)

susza, zasolenie, obniżona temperatura

36 (+), 9 (-)

[43]

OsNAC5

(ONAC009/ONAC071)

susza, zasolenie, niska temperatura, ABA, MeJA

18

[44]

OsNAC10

susza, zasolenie, ABA

34 (korzeń),

4 (liść)

[45]

OsNAC45

susza, zasolenie

OsLEA3-1, OsPM1 [46]

OsNAC52

susza, ABA

?

[47]

Setaria italica

SiNAC

susza, zasolenie, MeJA, etefon

?

[48]

Saccharum officinarum

SsNAC23

susza, obniżona temperatura

?

[49]

Triticum aestivum

TaNAC2

susza, zasolenie, niska temperatura, ABA

?

[50]

ATAF1 — ang. Arabidopsis thaliana transcription factor 1; ABA — kwas abscysynowy; IAA — ang. indole-

3-acetic acid; SA — kwas salicylowy; (Me)JA — (metylowany) kwas jasmonowy.

300

www.postepybiochemii.pl

Tabela 4. Przykłady genów kodujących czynniki transkrypcyjne z rodziny NAC, których nadekspresja powoduje zwiększenie tolerancji na stres niedoboru wody.

Gen/ gatunek

Roślina

transgeniczna Promotor

Efekt

transformacji

Charakterystyka transformanta

Literatura

AhNAC2

Arachis hypogaea

Arabidopsis

thaliana

konstytutywny

— CaMV35S

nadekspresja

podwyższona tolerancja na dehydratację i zasolenie,

nadwrażliwość na ABA podczas wzrostu korzeni,

kiełkowania nasion i zamykania aparatów

szparkowych, podwyższona ekspresja 12 badanych

genów: RD29A, RD29B, RAB18, AtMYB2, AtMYC2,

ERD1, COR47, COR15a, KIN1, AREB1, CBF1 i AMY1

[37]

AhNAC3

Arachis hypogaea

Nicotiana

tabacum

konstytutywny

— CaMV35S

nadekspresja

podwyższona tolerancja na dehydratację, suszę,

większa akumulacja proliny, mniejsza akumulacja

anionorodników ponadtlenkowych (O

2

–

) — większe

zdolności antyoksydacyjne, podwyższona ekspresja

genów: NtSOD, NtLEAs, NtERD10C i NtP5CS

[38]

ANACO19

Arabidopsis thaliana

Arabidopsis

thaliana

konstytutywny

— CaMV35S

nadekspresja

podwyższona tolerancja na suszę, nadwrażliwość

na egzogenne ABA (tylko RD26), podwyższona

ekspresja wielu genów tzw. „odpowiedzi

na stres” m.in. RAFL06-15-P15

[10]

AtNAC3 (ANAC055)

Arabidopsis thaliana

RD26 (ANAC072)

Arabidopsis thaliana

ONAC045

Oryza sativa

Oryza sativa

konstytutywny

— CaMV35S

nadekspresja

podwyższona tolerancja na suszę i zasolenie,

podwyższona ekspresja genów: OsLEA3-1 i OsPMI

[46]

ONAC052

Oryza sativa

Arabidopsis

thaliana

konstytutywny

— CaMV35S

nadekspresja

podwyższona tolerancja na suszę, nadwrażliwość

na egzogenne ABA, podwyższona regulacja tzw.

„genów odpowiedzi na stres” m.in. RD29B i KIN1

[47]

OsNAC5

(ONAC009/

ONAC071)

Oryza sativa

Oryza sativa

konstytutywny

— GOS2;

korzeniowo-

specyficzny RCc3

nadekspresja

podwyższona tolerancja na suszę i zasolenie;

podwyższona ekspresja wielu genów m.in. GLP, PDX,

MERI5; rośliny transgeniczne testowano także w

warunkach polowych i potwierdzono podwyższoną

tolerancje na suszę tych, u których wykorzystano

promotor RCc3; większy rozmiar sytemu korzeniowego

[56]

OsNAC5

(ONAC009/

ONAC071)

Oryza sativa

Arabidopsis

thaliana,

Oryza sativa

konstytutywny

— CaMV35S,

konstytutywny

— UBI

nadekspresja

podwyższona tolerancja na suszę, zasolenie i niską

temperaturę, podwyższona akumulacja proliny,

zmniejszona akumulacja h

2

O

2

, MDA oraz Na+

[57]

OsNAC5

(ONAC009/

ONAC071)

Oryza sativa

Oryza sativa

konstytutywny

— UBI

nadekspresja

podwyższona tolerancja na suszę i zasolenie,

podwyższona ekspresja wielu genów tzw.

„odpowiedzi na stres” np. OsLEA3

[44]

OsNAC9

Oryza sativa

Oryza sativa

konstytutywny

— GOS2;

korzeniowo-

specyficzny RCc3

nadekspresja

podwyższona tolerancja na suszę; podwyższona

ekspresja wielu genów; rośliny transgeniczne

testowano także w warunkach polowych i

potwierdzono podwyższoną tolerancje na suszę

tych, u których wykorzystano promotor RCc3;

większy rozmiar sytemu korzeniowego

[58]

OsNAC10

Oryza sativa

Oryza sativa

konstytutywny

— GOS2;

korzeniowo-

specyficzny RCc3

nadekspresja

podwyższona tolerancja na suszę, zasolenie i niską

temperaturę; rośliny transgeniczne testowano

także w warunkach polowych i potwierdzono

podwyższoną tolerancje na suszę tych, u których

wykorzystano promotor RCc3 — zmieniony system

korzeniowy; większy rozmiar komórek epidermy,

kory, walca osiowego; uzyskano większy plon

[45]

SNAC1 (ONAC033)

Oryza sativa

Oryza sativa

konstytutywny

— CaMV35S

nadekspresja

podwyższona tolerancja na suszę i zasolenie;

podwyższona ekspresja genów kodujących:

osmoprotektanty, białka pełniące funkcje w

detoksykacji i utrzymaniu potencjału redoks;

większa wrażliwość na ABA — zamykanie

większej liczby aparatów szparkowych; rośliny

transgeniczne testowano w warunkach polowych i

potwierdzono ich podwyższoną tolerancje na suszę

[42]

SNAC2 (OsNAC6)

Oryza sativa

Oryza sativa

konstytutywny

— UBI

nadekspresja

podwyższona tolerancja na suszę, zasolenie i choroby,

podwyższona ekspresja wielu genów tzw.

„odpowiedzi na stres”, niska produktywność

i spowolnienie wzrostu transformantów

[59]

Postępy Biochemii 59 (3) 2013

301

lizy transkryptomu roślin z nadekspresją genu SNAC1,

wykazały podwyższony poziom ekspresji 80 genów,

połowa z nich uczestniczy w mechanizmach obronnych

rośliny, wywołanych niedoborem wody. Regulowane

geny związane są m.in. ze szlakiem przekazywania sy-

gnału prowadzącym do zamknięcia aparatów szparko-

wych, produkcją osmolitów, detoksykacją i utrzymaniem

potencjału redoks oraz ochroną ważnych makromolekuł

przed degradacją [2,42].

MOŻLIWOŚCI UZYSKIWANIA ROŚLIN

O ZWIĘKSZONEJ TOLERANCJI NA

SUSZĘ Z WYKORZYSTANIEM NARZĘDZI

BIOLOGII MOLEKULARNEJ

Susza jest poważnym problemem, który będzie się

pogłębiał w wyniku zachodzących, globalnych zmian

klimatycznych. Rośliny wykształciły różne strategie

obronne przed stresem suszy, należą do nich ucieczka,

unikanie i tolerancja niedoboru wody. Ucieczka polega

na osiągnięciu sukcesu reprodukcyjnego przed wystą-

pieniem warunków dotkliwej suszy, poprzez skrócenie

cyklu życiowego, szybki wzrost i maksymalne wykorzy-

stanie dostępnej wody. Unikanie suszy to zdolność rośli-

ny do utrzymania dużego poziomu uwodnienia, nawet w

warunkach niedoboru wody, poprzez zamknięcie apara-

tów szparkowych i zwinięcie liści oraz zwiększenie po-

wierzchni korzeni. Aparaty szparkowe odgrywają głów-

ną rolę w adaptacji roślin do warunków suszy i znajdują

się one pod kontrolą fitohormonów takich jak kwas ab-

scysynowy, kwas jasmonowy, brasinosteroidy, cytokini-

ny i etylen [53]. Tolerancja suszy, w ekstremalnych przy-

padkach, przejawia się zdolnością rośliny do przetrwania

po utracie 90% wody i dalszego wzrostu i rozwoju po

przywróceniu normalnych warunków [34,54].

Niedobór wody i często towarzyszący mu wzrost zaso-

lenia, to główne przyczyny małej produktywności roślin.

Niedobór żywności w krajach rozwijających się jest nadal

dużym problemem ze względu na wzrost liczby ludności

i poziomu życia. Aby sprostać wzmożonej konsumpcji i

przeciwdziałać szkodliwym dla roślin zmianom klimatu,

konieczne jest uzyskanie nowych upraw, efektywniej wy-

korzystujących dostępną wodę i charakteryzujących się

podwyższoną tolerancją na stres suszy [54]. Zwiększenie

ilości i jakości plonów podczas suszy jest jednym z głów-

nych celów hodowli roślin [55].

Różne metody w biologii molekularnej pozwalają na

uzyskanie roślin o podwyższonej tolerancji na dehydrata-

cję, są to m.in. nadekspresja, czy wyciszanie genów kodu-

jących odpowiednio pozytywne i negatywne regulatory

odpowiedzi rośliny na stres niedoboru wody. Wyciszanie

genów nie było do tej pory często stosowane w badaniach

genów należących do rodziny NAC. Przykładem takiego

genu jest ATAF1 u A. thaliana. Uzyskane mutanty inser-

cyjne charakteryzowały się podwyższoną tolerancją na

suszę [35].

Przykłady roślin transgenicznych o zwiększonej tole-

rancji na suszę spowodowanej nadekspresją genów ko-

dujących czynniki transkrypcyjne należące do rodziny

NAC zostały przedstawione w tabeli 4. Badano geny

NAC pochodzące z Arachis hypogaea, A. thaliana, O. sativa,

T. aestivum i Z. mays. Natomiast transformowano rośliny:

A. thaliana, Nicotiana tabacum i O. sativa. Dodatkowo ba-

dania mające na celu określenie lokalizacji białek NAC

w komórce dowiodły, że występują one w jądrze [38,42-

44,46,50,56,59-62]. Białka NAC regulują ekspresję wielu

genów. Z kolei białka przez nie kodowane uczestniczą

w bardzo różnych szlakach sygnałowych stresu. Dużo

informacji na ten temat dostarczyły badania transfor-

mantów z wykorzystaniem globalnej analizy ekspresji

genów — mikromacierzy, czy też analiza ekspresji ge-

nów w czasie rzeczywistym — qPCR (ang. quantitative

real-time PCR). Wśród genów, których ekspresja została

podwyższona u transformantów z nadekspresją genów

NAC, co miało istotne znaczenie w uzyskaniu przez te

rośliny zwiększonej odporności na suszę były te kodujące

osmoprotektanty, między innymi białka LEA [38,44,46],

malondialdehyd [57], prolinę [57]. Są to cząsteczki stabi-

lizujące składniki błony komórkowej oraz chroniące ko-

mórkę przed utratą turgoru. Białka LEA pełnią funkcję

białek opiekuńczych, pozwalają zachować odpowiednią

SNAC2 (OsNAC6)

Oryza sativa

Oryza sativa

konstytutywny

— UBI

nadekspresja

podwyższona tolerancja na zimno, suszę i

zasolenie, podniesiona wrażliwość na ABA,

podwyższona ekspresja genów tzw. „odpowiedzi

na stres” związanych z detoksykacją, utrzymaniem

potencjału redoks, proteolityczną degradacją

[43]

TaNAC2a

Triticum aestivum

Nicotiana

tabacum

konstytutywny

— CaMV35S

nadekspresja

podwyższona tolerancja na suszę

[60]

TaNAC2

Triticum aestivum

Arabidopsis

thaliana

konstytutywny

— CaMV35S

nadekspresja

podwyższona tolerancja na suszę, zasolenie

i niska temperaturę, podwyższona ekspresja

wielu genów tzw. „odpowiedzi na stres”

[50]

ZmSNAC1

Zea mays

Arabidopsis

thaliana

konstytutywny

— CaMV35S

nadekspresja

podwyższona tolerancja na suszę w stadium

siewek, podwyższona wrażliwość na

ABA podczas kiełkowania nasion

[61]

ABA — ang. abscisic acid; AMY1 — ang. alpha-amylase-like 1; CaMV35S — promotor wirusa mozaiki kalafiora (ang. Cauliflower mosaic virus); CBF

— ang. C-repeat-binding factor 1; COR47 — ang. cold regulated 47; ERD10 — ang. early-responsive to dehydration stress 10; GLP — ang. germin-like

protein; LEA — ang. late embrogenic abundant proteins; MERI5 — ang. meristem protein; MDA — ang. malondialdehyde; NtSOD — ang. superoxidase

dismutase; OsPM1 — homolog genu pszenicy WPM1; PDX — ang. pyridoxine biosynthesis protein; P5SC — ang. pyrroline-5-carboxylate synthetase;

RAB18 — ang. responsive to ABA 18; RAFL06-15-P15 — ang. glyoxalase I family protein; RD22 — ang. responsive to desiccation 22; UBI — ang. ubiquitin.

302

www.postepybiochemii.pl

Postępy Biochemii 59 (3) 2013

302

strukturę białek błonowych podczas stresu suszy. Białka

te są silnie hydrofilowe, wykazują tolerancję na wysokie

temperatury, dzięki czemu mogą chronić komórkę przed

uszkodzeniem [63] (Tab. 4).

Podczas stresu niedoboru wody zachodzi akumula-

cja reaktywnych form tlenu (ROS), takich jak nadtlenek

wodoru (h

2

O

2

) czy aniorodniki ponadtlenkowe (O

2

-

),

w komórce. ROS mogą prowadzić do uszkodzeń wielu

struktur komórkowych w tym do uszkodzenia błon. En-

zymy detoksykacyjne, będące antyoksydantami, służą do

redukcji ROS [64,65]. U transformantów z nadekspresją

genów należących do rodziny NAC zidentyfikowano

wyższy poziom dysmutazy ponadtlenkowej (SOD, ang.

superoxide dismutase) [38], czy też zmniejszoną akumula-

cje h

2

O

2

[57].

Inna drogą mogącą prowadzić do uzyskania przez ro-

śliny podwyższonej tolerancji na suszę jest zwiększenie

rozmiaru komórek budujących korzeń — epidermy, kory

i walca osiowego. Taką modyfikację uzyskano u tranfor-

mantów z nadekspresją następujących genów z rodziny

NAC: OsNAC5 [56], OsNAC9 [58], OsNAC10 [45]. Ziden-

tyfikowano u nich podwyższoną ekspresję genów zaan-

gażowanych w wzrost i rozwój komórek [56].

W określeniu reakcji transformantów na stres niedo-

boru wody szczególnie istotna wydaje się ich charakte-

rystyka w testach polowych, prowadzonych na większą

skalę niż eksperymenty w szklarniach [66]. Pozwalają

one na określenie plonu roślin, bardzo ważnej cechy w

hodowli roślin. Rośliny transgeniczne O. sativa z nade-

kspresją genów: OsNAC5 [56], OsNAC9 [58], OsNAC10

[45] oraz SNAC1 [42] były testowane w warunkach polo-

wych. Potwierdzono ich podwyższoną tolerancję na su-

szę i uzyskanie przez nie wyższego plonu w porównaniu

z kontrolą. Nie wszystkie badania zakończyły się jednak

sukcesem. Niektóre transformanty mimo podwyższonej

tolerancji na suszę, wykazywały jednocześnie wiele cech

negatywnych, jak niska produktywność i spowolnienie

wzrostu [59].

PIŚMIENNICTWO

1. Nakashima K, Ito Y, Yamaguchi-Shinozaki K (2009) Transcriptional

regulatory networks in response to abiotic stresses in Arabidopsis and

grasses. Plant Physiol 149: 88-95

2. Khong GN, Richaud F, Coudert Y, Pati P, Santi C, Périn C, Breitler JC,

Meynard D, Vinh DN, Guiderdoni E, Gantet P (2008) Modulating rice

stress tolerance by transcription factors. Biotechnol Genet Eng Rev 25:

381-404

3. Chen Q, Wang Q, Xiong L, Lou Z (2011) A structural view of the conse-

rved domain of rice stress-responsive NAC1. Plant Cell 2: 55-63

4. Lata C, Yadav A, Prasad M (2011) Role of plant transcription factors in

abiotic stress tolerance. W: Shanker A, Venkateswarlu B (red) Abio-

tic stress response in plants — physiological, biochemical and genetic

perspectives. InTech, Rijeka, str. 269-296

5. Nakashima K, Yamaguchi-Shinozaki K (2010) Promoters and transcrip-

tion factors in abiotic stress-responsive gene expression. W: Pareek A,

Sopory SK, Bohnert hJ (red) Abiotic stress adaptation in plants. Sprin-

ger, Dordrecht, str. 199-216

6. Agarwal PK, Jha B (2010) Transcription factors in plants and ABA de-

pendent and independent abiotic stress signalling. Biol Plantarum 54:

201-212

7. Soltesz A, Vagujfalyi A, Rizza F, Kerepesi I, Galiba G, Cattivelli L, Co-

raggio I, Crosatti C (2012) The rice Osmyb4 gene enhances tolerance

to frost and improves germination under unfavourable conditions in

transgenic barley plants. J Appl Genet 53: 133-143

8. Tang Y, Liu M, Gao S, Zhang Z, Zhao X, Zhao C, Zhang F, Chen X (2012)

Molecular characterization of novel TaNAC genes in wheat and over-

expression of TaNAC2a confers drought tolerance in tobacco. Physiol

Plant 144: 210-24

9. Zhang h, Jin JP, Tang L, Zhao Y, Gu XC, Gao G, Luo JC (2011)

PlantTFDB 2.0: update and improvement of the comprehensive plant

transcription factor database. Nucleic Acids Res 39: D1114-D1117

10. Tran LSP, Nakashima K, Sakuma Y, Simpson SD, Fujita Y, Maruy-

ama K, Fujita M, Seki M, Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozakia K (2004)

Isolation and functional analysis of Arabidopsis stress-inducible NAC

transcription factors that bind to a drought-responsive cis-element in

the early responsive to dehydration stress 1 promoter. Plant Cell 16: 2481-

2498

11. Shen h, Yin Y, Chen F, Xu Y, Dixon RA (2009) A bioinformatic analysis

of NAC genes for plant cell wall development in relation to lignocellu-

losic bioenergy production. Bioenerg Res 2: 217-232

12. Kikuchi K, Ueguchi-Tanaka M, Yoshida KT, Nagato Y, Matsusoka M,

hirano hY (2000) Molecular analysis of the NAC gene family in rice.

MGG 262: 1047-1051

13. Fang Y, You J, Xie K, Xie W, Xiong L (2008) Systematic sequence ana-

lysis and identification of tissue-specific or stress-responsive genes of

NAC transcription factor family in rice. Mol Genet Genomics 280: 547-

563

14. Nuruzzaman M, Manimekalai R, Sharoni AM, Satoh K, Kondoh h,

Ooka h, Kikuchi S (2010) Genome-wide analysis of NAC transcription

factor family in rice. Gene 465: 30-44

15. Nakashima K, Takasaki h, Mizoi J, Shinozaki K, Yamaguchi-Shinoza-

ki K (2012) NAC transcription factors in plant abiotic stress responses.

Biochim Biophys Acta 1819: 97-103

16. Xie Q, Frugis G, Colgan D, Nam-hai C (2000) Arabidopsis NAC1 trans-

duces auxin signal downstream of TIR1 to promote lateral root devel-

opment. Genes Dev 14: 3024-3036

17. he XJ, Mu RL, Cao Wh, Zhang ZG, Zhang JS, Chen SY (2005) At-

NAC2, a transcription factor downstream of ethylene and auxin sig-

naling pathways, is involved in salt stress response and lateral root

development. Plant J 44: 903-916

18. Souer E, van houwelingen A, Kloos D, Mol J, Koes R (1996) The no

apical meristem gene of petunia is required for pattern formation in

embryos and flowers and is expressed at meristem and primordia

boundaries. Cell 85: 159-170

19. Aida M, Ishida T, Fukaki h, Fujisawa h, Tasaka M (1997) Genes

involved in organ separation in Arabidopsis: an analysis of the cup-

shaped cotyledon mutant. Plant Cell 9: 841-857

20. Weir I, Lu J, Cook h, Causier B, Schwarz-Sommer B, Davies B (2004)

CUPULIFORMIS establishes lateral organ boundaries in Antirrhinum.

Development 131: 915-922

21. Sablowski RWM, Meyerowitz EM (1998) A homolog of NO API-

CAL MERISTEM is an immediate target of the floral homeotic genes

APETALA3/PISTILLATA. Cell 92: 93-103

22. Zhong R, Demura T, Ye. Zh (2006) SND1, a NAC domain transcrip-

tion factor, is a key regulator of secondary wall synthesis in fibers of

Arabidopsis. Plant Cell 18: 3158-3170

23. Mitsuda N, Iwase A, Yamamoto h, Yoshida M, Seki M, Shinozaki K,

Ohme-Takagi M (2007) NAC transcription factors, NST1 and NST3,

are key regulators of the formation of secondary walls in woody tis-

sues of Arabidopsis. Plant Cell 19: 270-280

24. Kubo M, Udagawa M, Nishikubo N, horiguchi G, Yamaguchi M, Ito

J, Mimura M, Fukuda h, Demura T (2005) Transcription switches for

protoxylem and metaxylem vessel formation. Genes Dev 19: 1855-1860

25. Uauy C, Distelfeld A, Fahima T, Blechl A, Dubcovsky J (2006) A NAC

gene regulating senescence improves grain protein, zinc, and iron con-

tent in wheat. Science 314: 1298-1301

Postępy Biochemii 59 (3) 2013

303

Postępy Biochemii 59 (3) 2013

302

26. Collinge M, Boller T (2001) Differential induction of two potato genes,

Stprx2 and StNAC, in response to infection by Phytophthora infestans

and to wounding. Plant Mol Biol 5: 521-529

27. hegedus D, Yu M, Baldwin D, Gruber M, Sharpe A, Parkin I, Whitwill

S, Lydiate D (2003) Molecular characterization of Brassica napus NAC

domain transcriptional activators induced in response to biotic and

abiotic stress. Plant Mol Biol 53: 383-397

28. Xie O, Sanz-Burgos AP, Guo h, García JA, Gutiérrez C (1999) GRAB

proteins, novel members of the NAC domain family, isolated by their

interaction with a geminivirus protein. Plant Mol Biol 39: 647-656

29. Wu Y, Deng Z, Lai J, Zhang Y, Yang C, Yin B, Zhao Q, Zhang L, Li Y,

Yang C, Xie Q (2009) Dual function of Arabidopsis ATAF1 in abiotic

and biotic stress responses. Cell Res 19: 1279-1290

30. Meng C, Cai C, Zhang T, Guo W (2009) Characterization of six novel

NAC genes and their responses to abiotic stresses in Gossypium hirsu-

tum L. Plant Sci 176: 352-359

31. Xia N, Zhang G, Liu XY, Deng L, Cai GL, Zhang Y, Wang XJ, Zhao J,

huang LL, Kang ZS (2010) Characterization of a novel wheat NAC

transcription factor gene involved in defense response against stripe

rust pathogen infection and abiotic stresses. Mol Biol Rep 8: 3703-3712

32. Olsen AN, Ernst hA, Leggio LL, Skriver K (2005) NAC transcription

factors: structurally distinct, functionally diverse. Trends Plant Sci 10:

79-87

33. Gao JP, Chao DY, Lin hX (2008) Toward understanding molecular

mechanisms of abiotic stress responses in rice. Rice 1: 36-51

34. Amudha J, Balasubramani G (2011) Recent molecular advances to

combat abiotic stress tolerance in crop plants. BMBR 6: 31-58

35. Lu PL, Chen NZ, An R, Su Z, Qi BS, Ren F, Chen J, Wang XC (2007) A

novel drought-inducible gene, ATAF1, encodes a NAC family protein

that negatively regulates the expression of stress-responsive genes in

Arabidopsis. Plant Mol Biol 63: 289-305

36. Fujita M, Fujita Y, Maruyama K, Seki M, hiratsu K, Ohme-Takagi M,

Tran LS, Yamaguchi-Shinozaki K, Shinozaki K (2004) A dehydration-

-induced NAC protein, RD26, is involved in a novel ABA-dependent

stress-signaling pathway. Plant J 39: 863-876

37. Liu X, hong L, Li XY, Yao Y, hu B, Li L (2011) Improved drought and

salt tolerance in transgenic Arabidopsis overexpressing a NAC tran-

scriptional factor from Arachis hypogaea. Biosci Biotechnol Biochem 75:

443-450

38. Liu X, Liu S, Wu J, Zhang B, Li X, Yan Y, Li L (2013) Overexpression of

Arachis hypogaea NAC3 in tobacco enhances dehydration and drought

tolerance by increasing superoxide scavenging. Plant Physiol Biochem

doi: 10.1016/j.plaphy.2013.05.018

39. Peng h, Cheng hY, Chen C, Yu XW, Yang JN, Gao WR, Shi Qh, Zhang

h, Li JG, Ma h (2009) A NAC transcription factor gene of Chickpea

(Cicer arietinum), CarNAC3, is involved in drought stress response and

various developmental processes. J Plant Physiol 166: 1934-1945

40. Peng h, Cheng hY, Yu XW, Shi Qh, Zhang h, Li JG, Ma h (2009)

Characterization of a chickpea (Cicer arietinum L.) NAC family gene,

CarNAC5, which is both developmentally- and stress-regulated. Plant

Physiol Biochem 47: 1037-1045

41. hao YJ, Wei W, Song QX, Chen hW, Zhang YQ, Wang F, Zou hF,

Lei G, Tian AG, Zhang WK, Ma B, Zhang JS, Chen SY (2011) Soybean

NAC transcription factors promote abiotic stress tolerance and lateral

root formation in transgenic plants. Plant J 68: 302-313

42. hu h, Dai M, Yao J, Xiao B, Li X, Zhang Q, Xiong L (2006) Overexpres-

sing a NAM, ATAF, and CUC (NAC) transcription factor enhances dro-

ught resistance and salt tolerance in rice. Proc Natl Acad Sci USA 103:

12987-12992

43. hu h, You J, Fang Y, Zhu X, Qi Z, Xiong L (2008) Characterization of

transcription factor gene SNAC2 conferring cold and salt tolerance in

rice. Plant Mol Biol 67: 169-181

44. Takasaki h, Maruyama K, Kidokoro S, Ito Y, Fujita Y, Shinozaki K,

Yamaguchi-Shinozaki K, Nakashima K (2010) The abiotic stress-re-

sponsive NAC-type transcription factor OsNAC5 regulates stress-in-

ducible genes and stress tolerance in rice. Mol Genet Genomics 284:

173-183

45. Jeong JS, Kim YS, Baek Kh, Jung h, ha Sh, Choi YD, Kim M, Reuzeau

C, Kim JK (2010) Root-specific expression of OsNAC10 improves dro-

ught tolerance and grain yield in rice under field drought conditions.

Plant Physiol 153: 185-197

46. Zheng X, Chen B, Lu G, han B (2009) Overexpression of a NAC trans-

cription factor enhances rice drought and salt tolerance. Biochem Bio-

phys Res Commun 379: 985-989

47. Gao F, Xiong A, Peng R, Jin X, Xu J, Zhu B, Chen J, Yao Q (2010)

OsNAC52, a rice NAC transcription factor, potentially responds to

ABA and confers drought tolerance in transgenic plants. Plant Cell

100: 255-262

48. Puranik S, Bahadur RP, Srivastava PS, Prasad M (2011) Molecular clo-

ning and characterization of a membrane associated NAC family gene,

SiNAC from foxtail millet [Setaria italica (L.) P. Beauv.]. Mol Biotechnol

49: 138-150

49. Ditt R F, Gentile A, Tavares RG, Camargo SR, Fernandez Jh, da Silva

MJ, Menossi M (2011) Analysis of the stress-inducible transcription

factor SsNAC23 in sugarcane plants. Sci Agric 68: 454-461

50. Mao X, Zhang h, Qian X, Li A, Zhao G, Jing R (2012) TaNAC2, a NAC-

-type wheat transcription factor conferring enhanced multiple abiotic

stress tolerances in Arabidopsis. J Exp Bot 63: 2933-2946

51. Kurowska M, Goraus S, Daszkowska-Golec A, Maluszynski M, Szarej-

ko I (2011) Hordeum vulgare subsp. vulgare cultivar Sebastian stress-in-

duced transcription factor SNAC1 gene. NCBI GeneBank. Acc.num.:

JF796130

52. Nuruzzaman M, Sharoni AM, Satoh K, Moumeni A, Venuprasad R,

Serraj R, Kumar A, Leung h, Attia K, Kikuchi S (2012) Comprehen-

sive gene expression analysis of the NAC gene family under normal

growth conditions, hormone treatment, and drought stress conditions

in rice using near-isogenic lines (NILs) generated from crossing Aday

Selection (drought tolerant) and IR64. Mol Genet Genomics 287: 389-

410

53. Daszkowska-Golec A, Szarejko I (2013) Open or close the gate — sto-

mata action under the control of phytohormones in drought stress

conditions. Front Plant Sci doi: 10.3389/fpls.2013.00138

54. Cominelli E, Tonelli C (2010) Transgenic crops coping with water scar-

city. N Biotechnol 27: 473-477

55. Cattivelli L, Rizza F, Badeck FW, Mazzucotelli E, Mastrangelo AM,

Francia E, Mare C, Tondelli A, Stanca AM (2008) Drought tolerance

improvement in crop plants: An integrated view from breeding to ge-

nomics. Field Crop Res 105: 1-14

56. Jeong JS, Kim YS, Redillas MC, Jang G, Jung h, Bang SW, Choi YD,

ha Sh, Reuzeau C, Kim JK (2013) OsNAC5 overexpression enlarges

root diameter in rice plants leading to enhanced drought tolerance and

increased grain yield in the field. Plant Biotechnol J 11: 101-111

57. Song SY, Chen Y, Chen J, Dai XY, Zhang Wh (2011) Physiological

mechanisms underlying OsNAC5-dependent tolerance of rice plants

to abiotic stress. Planta 234: 331-345

58. Redillas MC, Jeong JS, Kim YS, Jung h, Bang SW, Choi YD, ha Sh,

Reuzeau C, Kim JK (2012) The overexpression of OsNAC9 alters the

root architecture of rice plants enhancing drought resistance and grain

yield under field conditions. Plant Biotechnol J 10: 792-805

59. Jeong JS, Kim YS, Baek Kh, Jung h, ha Sh, Do Choi Y, Kim M, Re-

uzeau C, Kim JK (2010) Root-specific expression of OsNAC10 im-

proves drought tolerance and grain yield in rice under field drought

conditions. Plant Physiol 153: 185-197

60. Nakashima K, Tran LS, Van Nguyen D, Fujita M, Maruyama K, To-

daka D, Ito Y, hayashi N, Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozaki K (2007)

Functional analysis of a NAC-type transcription factor OsNAC6 in-

volved in abiotic and biotic stress-responsive gene expression in rice.

Plant J 51: 617-630

61. Tang Y, Liu M, Gao S, Zhang Z, Zhao X, Zhao C, Zhang F, Chen X

(2012) Molecular characterization of novel TaNAC genes in wheat

and overexpression of TaNAC2a confers drought tolerance in tobacco.

Physiol Plant 144: 210-224

62. Lu M, Ying S, Zhang DF, Shi YS, Song YC, Wang TY, Li Y (2012) A

maize stress-responsive NAC transcription factor, ZmSNAC1, confers

304

www.postepybiochemii.pl

Postępy Biochemii 59 (3) 2013

304

NAC transcription factors family and increased

tolerance to water deficiency in plants

Sabina Lip, Marzena Kurowska

*

, Iwona Szarejko

Department of Genetics, University of Silesia, 28 Jagiellońska St., 40-032 Katowice, Poland

*

e-mail:[e-mail]

Key words: transcription factors, drought, SNAC1

ABSTRACT

Transcription factors are proteins that are able to regulate the expression of target genes by specifically binding with DNA sequences and

regulating the activity initiation complex of transcription. These proteins are key elements in the adaptation of plants to environmental condi-

tions. Families of transcription factors that are associated with a response to stress are DREB/CBF, AREB/ABF, MYB/MYC and NAC. The NAC

gene family is one of the largest families of transcription factors. Members of the NAC family have been identified in many plant species.

NAC TFs are involved in the growth, development and response of plants to biotic and abiotic stress. Many transcription factors belonging

to the NAC family, including SNAC1, are involved in the response of plants to water deficiency. Drought is the most harmful environmental

stress in worldwide agriculture. Obtaining plants with an increased tolerance to water deficiency by using the methods of molecular biology

has become a major goal of plant breeding.

enhanced tolerance to dehydration in transgenic Arabidopsis. Plant Cell

Rep 31: 1701-1711

63. Valliyodan B, Nguyen hT (2006) Understanding regulatory networks

and engineering for enhanced drought tolerance in plants. Curr Opin

Plant Biol 9: 189-195

64. Wu L, Zhang Z, Zhang h, Wang XC, huang R (2008) Transcriptional

modulation of ethylene response factor protein JERF3 in the oxida-

tive stress response enhances tolerance of tobacco seedlings to salt,

drought, and freezing. Plant Physiol 148: 1953-1963

65. Kwasniewski M, Chwialkowska K, Kwasniewska J, Kusak J, Siwinski

K, Szarejko I (2013) Accumulation of peroxidase-related reactive oxy-

gen species in trichoblasts correlates with root hair initiation in barley.

J Plant Physiol 170: 185-195

66. Gaudin AC, henry A, Sparks Ah, Slamet-Loedin Ih (2013) Taking

transgenic rice drought screening to the field. J Exp Bot 64: 109-117