BIOLOGICZNE MECHANIZMY OCZYSZCZANIA SKAŻEŃ
ORGANICZNYCH W GLEBIE
Henryk Kołoczek, Paweł Kaszycki
W dobie burzliwego rozwoju różnych gałęzi przemysłu, w tym
samochodowego i chemicznego oraz rozwoju miast i infrastruktury, dochodzi
często do wzrostu zanieczyszczenia S
rodowiska naturalnego różnorakimi
szkodliwymi substancjami. Takie obce substancje, niespotykane naturalnie
i zanieczyszczające przyrodę nazywamy ksenobiotykami. Istnieje pilna
koniecznoS
ć eliminacji skażeń S
rodowiskowych, ponieważ stanowią ogromne
zagrożenie dla roS
lin, zwierząt i ludzi, wywołując niejednokrotnie niebezpieczne
choroby i zakłócenie równowagi biologicznej. W ostatnich latach duże znaczenie
w usuwaniu ksenobiotyków ze S
rodowiska naturalnego uzyskują metody
biologiczne, które likwidują zagrożenia w sposób ostateczny, a jednoczeS
nie nie
wymagają dużych nakładów finansowych. Rozwój nauki i głębsze poznanie
biologicznych mechanizmów związanych z unieszkodliwianiem organicznych
odpadów przemysłowych przez różne drobnoustroje umożliwiły zastosowanie
wyspecjalizowanych bakterii, grzybów i roS
lin do walki z odpadami. Procesy
eliminacji lub zmniejszenia toksycznoS
ci odpadów za pomocą mikroorganizmów
nazywamy bioremediacją. Oprócz tej metody, w walce z odpadami znajdują
zastosowanie roS
liny (fitoremediacja).
Szerokie wykorzystanie metod biologicznych w walce z zanieczyszczeniami
w S
rodowisku naturalnym (w wodach, glebach i powietrzu) wiąże się z wieloma
korzystnymi czynnikami, z których najistotniejsze są:
 bezpoS
rednia degradacja zanieczyszczenia  ksenobiotyku, a nie jego trans-
fer pomiędzy różnymi mediami, jak to często się dzieje w przypadku metod
fizykochemicznych;
 wykorzystanie szlaków i cykli metabolicznych mikroorganizmów
prowadzących do końcowych produktów przemian ksenobiotyku, tj. do H2O
i CO2;
 x
ródłem energii potrzebnej do unieszkodliwienia zanieczyszczeń są właS
nie
zanieczyszczenia;
 zastosowanie metody bioremediacji zanieczyszczeń in situ nie prowadzi do
dewastacji krajobrazu;
 niższy koszt oczyszczania w porównaniu do innych metod.
Z tych właS
nie przyczyn metody biologiczne, a szczególnie bioremediacja,
cieszą się dużą popularnoS
cią. Dowodem jest ogromny wzrost nakładów
poniesionych przez amerykańską Agencję Ochrony R
rodowiska (EPA) na badania
28
i wdrożenie metod bioremediacji na terenie USA. Od połowy lat osiemdziesiątych
ubiegłego wieku do roku 2000 liczba projektów związanych z usuwaniem
zanieczyszczeń organicznych wzrosła od kilku do kilkuset [http://cfpub.epa.gov].
W ostatnich latach, dzięki zastosowaniu nowoczesnych metod genomiki
i proteomiki, nastąpił dalszy postęp w zrozumieniu mechanizmów biochemicznych
i mikrobiologicznych, prowadzących do degradacji zanieczyszczeń, i jest to
powodem gwałtownego wzrostu liczby i jakoS
ci projektów związanych
z oczyszczaniem S
rodowiska metodą bioremediacji. Opublikowany w końcu lat
dziewięćdziesiątych raport EPA przewiduje, że wydatki w USA na oczyszczanie
gleby zawierającej same tylko chlorowcopochodne związków aromatycznych
i alifatycznych (m.in. zanieczyszczenia przemysłu rafineryjnego i chemicznego)
pochłoną ok. 45 mld dolarów w następnej dekadzie. Kwota ta ilustruje znaczenie
technologii wykorzystujących procesy bioremediacji i wyznacza nowe kierunki
prac badawczych i technologicznych w ochronie S
rodowiska naturalnego na
następne lata w USA, a poprzez ogromny potencjał naukowy tego kraju również
na S
wiecie. Należy podkreS
lić, że także w państwach Unii Europejskiej następuje
wzrost nakładów na badania w zakresie bioremediacji skażeń organicznych.
Zastosowanie biologicznych metod oczyszczania gruntów i wód skażonych
produktami naftowymi i innymi toksycznymi związkami organicznymi,
praktykowane jest z dobrym skutkiem od kilkunastu lat w Polsce. Jednym
z pionierów oczyszczania gruntów zanieczyszczonych odpadami organicznymi
(w tym wyciekami oleju napędowego) w Polsce jest prof. J. Siuta z Instytutu
Ochrony R
rodowiska w Warszawie, którego grupa zastosowała metody
biotechnologiczne likwidacji zanieczyszczeń ropopochodnych w Płocku w latach
80. i 90. ubiegłego wieku [1]. W pierwszej połowie lat 90. wiele innych oS
rodków
naukowych i firm komercyjnych rozwinęło metody biologiczne likwidacji skażeń
rafineryjnych w glebie i wodach powierzchniowych [1-4].
W naszym kraju największe zagrożenie dla S
rodowiska naturalnego stanowią
różnorodne, przeważnie małe, ale powszechnie występujące x
ródła emisji
związków ropopochodnych do ziemi, wód powierzchniowych i kanalizacji.
Górnicza eksploatacja, a także transport, przerób i dystrybucja ropy i jej
pochodnych, eksploatacja maszyn, mechanizacja rolnictwa i leS
nictwa stanowią
główne x
ródła punktowego i obszarowego zaolejenia ziemi i wód podziemnych [1].
29
1. Wpływ zanieczyszczeń przemysłu rafineryjnego na właS
ciwoS
ci gleby
Ropa naftowa i jej pochodne zmieniają fizyczne, chemiczne i biologiczne
właS
ciwoS
ci gleby. Wyróżnia się kilka istotnych zaburzeń, mających wpływ na
charakterystykę gleby:
 drastyczna zmiana w iloS
ci i składzie chemicznym substancji organicznych
gleby,
 obniżenie pojemnoS
ci wodnej gleby i utrudnienie wymiany powietrznej na
skutek zapełnienia porów glebowych przy jednoczesnym wzroS
cie
zapotrzebowania na tlen,
 zaburzenie stosunku zawartoS
ci węgla organicznego do zawartoS
ci azotu
i fosforu, uniemożliwiający prawidłowy rozwój życia biologicznego,
 zaburzenie właS
ciwoS
ci koloidów glebowych, w tym wymiany jonowej i pH
(głównie zakwaszenie gleby).
W głębszych warstwach gleby naturalna zawartoS
ć związków organicznych
jest niska, dlatego nawet niewielkie ładunki zanieczyszczeń ropopochodnych
znacząco podwyższają stężenie substancji organicznej w tych warstwach,
wydatnie pogarszając warunki wodne i tlenowe. Zaburzona struktura i właS
ciwoS
ci
gleby prowadzą do zahamowania życia biologicznego, a naturalna rekultywacja
gruntu, w skrajnych przypadkach, może trwać od kilku do kilkuset lat.
Zastosowanie nowoczesnych metod biotechnologicznych, opartych na
wyselekcjonowanych biocenozach, pozwala skrócić czas rekultywacji do kilku
miesięcy (por. kolejny artykuł autorów w niniejszej monografii).
2. Biologiczne mechanizmy remediacji zanieczyszczeń ropopochodnych
Związki węglowodorowe występujące w ropie naftowej można podzielić na
cztery grupy: węglowodory nasycone, aromatyczne, asfalteny (fenole, kwasy
tłuszczowe, ketony, estry i porfiryny) oraz żywice (pirydyny, chinoliny, karbazole,
sulfotlenki, amidy) [5].
Mikroorganizmy występujące w S
rodowisku przyrodniczym posiadają
zdolnoS
ć degradacji prawie wszystkich naturalnie występujących substancji,
aczkolwiek związki węglowodorowe charakteryzują się różną podatnoS
cią na
atak katalityczny drobnoustrojów. ZdolnoS
ć do biodegradacji węglowodorów
można uporządkować w następujący malejący sposób: n-alkany > alkany
rozgałęzione > związki aromatyczne o niskiej masie cząsteczkowej > związki
aromatyczne wielopierS
cieniowe (WWA) [6]. W efekcie, kinetyka biodegradacji
jest najszybsza dla nasyconych alkanów, a najwolniejsza dla WWA. Ekstremalnie
30
wolną degradację stwierdzono dla polarnych wielopierS
cieniowych
chlorowcopochodnych [7]. JednoczeS
nie w ostatnich latach zauważono, że
następuje szybszy proces degradacji niektórych związków organicznych
w obecnoS
ci innych zanieczyszczeń. Jest to tzw. efekt ko-metabolizmu, gdzie
mikroorganizmy wykorzystują jedno zanieczyszczenie jako donor elektronów
w procesie redukcji drugiego [8]. Przykład ten ilustruje ogromną plastycznoS
ć
biochemiczną drobnoustrojów w procesach wykorzystania zanieczyszczeń jako
x
ródła węgla i energii.
Sprawny proces rozkładu zanieczyszczeń organicznych zachodzi tylko
w przypadku, gdy istnieją sprzyjające warunki S
rodowiskowe (odpowiednia
wilgotnoS
ć, temperatura, pH, obecnoS
ć dodatkowych substancji troficznych,
obecnoS
ć tlenu w przemianach aerobowych lub odpowiednich donorów
i akceptorów elektronów w warunkach beztlenowych). Proces biodegradacji
często kończy się niepowodzeniem, w przypadku gdy stężenie odpadów
organicznych jest zbyt duże i powoduje toksyfikację mikroorganizmów, lub też
w przypadku braku odpowiedniego aparatu enzymatycznego, rozkładającego
przejS
ciowe produkty (intermediaty) degradacji. Bardzo często produkty
pierwszych etapów biodegradacji wykazują o wiele silniejszy efekt toksycznoS
ci
niż zanieczyszczenie wyjS
ciowe [9]. Stwarza to koniecznoS
ć monitoringu i kontroli
biologicznej dekompozycji zanieczyszczeń, z możliwoS
cią mikrobiologicznej
i biochemicznej interwencji, w celu wprowadzenia dodatkowych szczepów
mikroorganizmów o pożądanej aktywnoS
ci biologicznej.
Powyższe fakty dowodzą, że biologiczny rozkład substancji organicznych
jest procesem skomplikowanym i wieloetapowym. W zanieczyszczonej glebie
rozkład może zachodzić w warunkach tlenowych, jak również beztlenowych,
pod warunkiem obecnoS
ci akceptorów i donorów elektronów (rys.1 A i B).
Drogi i strategia biochemicznej transformacji związków ropopochodnych
zależą od charakteru chemicznego rozkładanego ksenobiotyku, od dostępnoS
ci
akceptora elektronów i oczywiS
cie od szczepów drobnoustrojów biorących
udział w remediacji [10, 11]. W warunkach tlenowych, gdy akceptorem
elektronów jest tlen, stosunkowo szybkiej degradacji podlegają zawarte w ropie
naftowej n-alkany. Produktami przemian są alkohole i kwasy tłuszczowe, włączane
następnie w szlaki metaboliczne mikroorganizmów (np. cykl Krebsa,
(�-oksydacja), a końcowym produktem jest dwutlenek węgla i woda [9, 18].
W warunkach utrudnionego dostępu tlenu efektywnoS
ć procesu biodegradacji
zależy od możliwoS
ci wykorzystania innych akceptorów elektronów. Energię
uzyskaną przez mikroorganizmy utleniające związki organiczne, w zależnoS
ci od
dostępnego akceptora elektronów, przedstawia schemat na rys.2. Największy
zysk energetyczny mikroorganizmy uzyskują w wyniku utleniania substancji
31
organicznej, gdy akceptorem jest tlen (ok. 120 kJ mol -1 elektronów), a najniższy
w warunkach beztlenowych, gdy akceptorem jest dwutlenek węgla [11].
Rys.1. Schemat biodegradacji olejowych zanieczyszczeń w warunkach tlenowych (A) i
beztlenowych (B).
Ze schematu płynie wniosek, że brak tlenu powoduje, iż proces degradacji
podejmują bakterie beztlenowe korzystające z dostępnego akceptora elektronów
dającego najwyższy zysk energetyczny, a po jego wyczerpaniu następna grupa
mikroorganizmów prowadzi degradację z udziałem kolejnego dostępnego
akceptora [10, 11, 12].
32
Rys. 2. Energia dostępna dla mikroorganizmów wykorzystujących różne akceptory elektronów
w procesie degradacji związków organicznych.
Porównanie efektywnoS
ci i czasu rozkładu związków ropopochodnych
w gruncie, w warunkach tlenowych i beztlenowych przedstawia tabela 1, z której
wynika, że obecnoS
ć tlenu skraca czas oczyszczania zaolejonego gruntu.
W przypadku obecnych w zanieczyszczeniach rafineryjnych
wielopierS
cieniowych węglowodorów aromatycznych (WWA), proces
bioremediacji jest wieloetapowy i zachodzi na drodze tzw. ko-metabolizmu
realizowanego przez konsorcja mikroorganizmów. Przykładem może być proces
degradacji chlorowcopochodnych jedno- i wielopierS
cieniowych związków
aromatycznych (rys. 3.) [9, 10, 14, 15, 16].
33
Tab.1. Porównanie efektywności bioremediacji gruntu zanieczyszczonego olejem
mineralnym, mierzonej w warunkach laboratoryjnych w obecności i nieobecności
tlenu (kompilacja wyników pracy Salminena i wsp. (2004), [13])
Początkowe stężenie Czas trwania % usunięcia oleju Czas potrzebny
oleju mineralnego procesu mineralnego po do usunięcia 1000
zakończeniu mg kg-1 s.m. oleju
inkubacji mineralnego
[mg kg-1 s.m.] [w miesiącach]
[w miesiącach]
2400 12 42 11.9
Warunki
beztlenowe
5000 12 64 3.75
16400 12 34 2.15
1300 3 58 3.9
5100 3 22 2.1
Warunki
tlenowe
14900 3 31 0.6
Rys.3. Uproszczony schemat biochemicznych szlaków degradacji chlorowcopochodnych
związków aromatycznych.
W procesie takiej degradacji uczestniczy wiele mikroorganizmów, najczęS
ciej
z rodzaju Pseudomonas, Sphingomonas, Acinetobacter, Flavobacterium,
Mycobacterium, Rhodococcus i wiele innych [17, 18].
34
W pierwszej fazie przemian metabolicznych pochodnych WWA następuje
przekształcenie podstawników, łańcuchów bocznych lub całych pierS
cieni
aromatycznych do pochodnych chlorokatechiny. W drugiej fazie, zwanej
zmodyfikowanym szlakiem orto, następuje sekwencja skomplikowanych reakcji
biochemicznych prowadzących do degradacji pochodnych chlorokatechiny [17].
Dla przykładu, w fazie I związki mono- i bi-aromatyczne pozbawione grup
hydroksylowych są aktywowane przez wielopodjednostkowe dioksygenazy, np.
dioksygenazę benzenową czy 2,3-dioksygenazę bifenylową w obecnoS
ci tlenu
cząsteczkowego. Powstałe pochodne cis-hydrodiolowe podlegają działaniu
dehydrogenazy i zostają przekształcone do pochodnych 1,2-difenolowych, które
są substratem w kolejnej reakcji enzymatycznego rozszczepiania, prowadzącej
do rozbicia pierS
cienia aromatycznego. Reakcje te wymagają obecnoS
ci tlenu.
Należy podkreS
lić, że biodegradacja niektórych grup WWA wykazuje pewną
specyfikę biochemiczną, np. w przypadku pochodnych aniliny powstawanie
difenolu zachodzi w reakcji dioksygenazy aniliny z jednoczesnym uwolnieniem
amoniaku [17, 19].
Faza I prowadzi do powstania katechiny i jej analogów, które stanowią substrat
w II fazie przemian. W fazie tej pochodne katechiny są degradowane przez
szereg enzymów (dioksygenazy, cykloizomerazy, hydrolazy i reduktazy)
w sekwencyjnych reakcjach biochemicznych, prowadzących do powstania
intermediatów włączanych do cyklu Krebsa, glukoneogenezy czy (�-oksydacji
[9, 18]. Obszerny przegląd poznanych dotąd mechanizmów enzymatycznej
degradacji WWA i ich chlorowcopochodnych jest opisany w kilku publikacjach
wraz z subtelnymi osobliwoS
ciami, wynikającymi z heterogenicznoS
ci tej klasy
związków [9, 16, 18].
Warto zaznaczyć, że zupełnie nie jest znana rola szeregu enzymów
uczestniczących w dekompozycji WWA, takich jak np. transferazy bursztynylo-
CoA, tiolazy 3-oksoadypilo-CoA i innych, w końcowych etapach szlaku
degradacji.
Enzymy mikroorganizmów uczestniczące w przemianach fazy I i II
charakteryzują się różną specyficznoS
cią i nie wszystkie, konieczne do pełnej
degradacji ksenobiotyków, są obecne w jednym szczepie. Przykładem jest analiza
aktywnoS
ci dioksygenazy chlorobenzoesanu występującej w Ralstonia eutropha
 szczepie degradującym benzoesan, oraz Pseudomonas sp. B13 degradującym
3-chlorobenzoesan (3-CB). Szczepy te posiadają podobną aktywnoS
ć 1,2
dioksygenazy o dużej specyficznoS
ci [19] w stosunku do 3-CB, ale nie są, lub
są degradowane z niewielką szybkoS
cią, inne pochodne tego kwasu. Z kolei
enzym 1,2 dioksygenaza metylobenzoesowa, obecny w Pseudomonas putida
PaW1, degraduje wszystkie pochodne benzoesanu, ze szczególną preferencją
35
4-CB, natomiast degradacji nie podlega analog 2-CB. Odpowiedni enzym
rozkładający ten analog obecny jest w Burkholderia cepacia. Wykorzystując
właS
ciwoS
ci biochemiczne tych szczepów można skonstruować konsorcjum
efektywnie degradujące wszystkie pochodne benzoesanu.
Oprócz specyficznoS
ci katalizy enzymatycznej pojawia się następny prob-
lem. Związki WWA są w ograniczonym stopniu dostępne dla mikroorganizmów
ze względu na ich hydrofobowy charakter. Bioremediacja tych związków
następuje na granicy faz utworzonej przez emulgatory produkowane przez
bakterie i wodę. Efektywnym mikroorganizmem produkującym polisacharydy
egzogenne jest Halomonas eurihalina [20, 21]. ObecnoS
ć bakterii
produkujących bioemulgatory w sposób znaczący wpływa na szybkoS
ć
biodegradacji omawianych związków. Istnieje jednak niebezpieczeństwo związane
z nadmiarem substancji emulgujących, czy to produkowanych przez konsorcjum,
czy to dodawanych do mediów podlegających dekontaminacji, np.
degradowalnych detergentów. Dodawanie detergentów syntetycznych lub
naturalnych niesie niebezpieczeństwo powstania toksycznych intermediatów,
zanieczyszczających wody gruntowe i glebę w jeszcze większym stopniu niż
substancje pierwotne [21]. Z kolei dodanie surfaktantów pochodzenia roS
linnego
(saponiny lecytyny) może spowodować solubilizację WWA i pochodnych
w nadmiernym stopniu, tak że bakterie prowadzące proces oczyszczania ulegną
toksyfikacji [20]. Dlatego zewnętrzne dodawanie substancji wpływających na
solubilizację hydrofobowych zanieczyszczeń musi podlegać kontroli.
Kolejnym zagadnieniem w procesie biodegradacji związków ropopochodnych
jest problem związany z dostępnoS
cią efektywnego akceptora elektronów.
Procesy utleniania WWA i pochodnych przebiegają najczęS
ciej w warunkach
aerobowych, gdzie akceptorem elektronów jest tlen. Jednak czasami dostępnoS
ć
tlenu do wód gruntowych czy głębszych warstw gleby jest utrudniona. Dlatego
wykorzystanie innych akceptorów elektronów, takich jak azotany, siarczany czy
Fe3+ staje się konieczne w warunkach S
rodowiskowych [22]. Analiza konsumpcji
akceptorów elektronów wykazała, że biodegradacja toluenu i naftalenu była
faworyzowana w obecnoS
ci od 1.5 do 2.0 mg tlenu/l, oraz że tlen i azotan były
wykorzystywane jako akceptory elektronów w taki sposób, iż spadek stężenia
tlenu powodował większe wykorzystanie azotanu w badanym przedziale stężeń
tlenu. JednoczeS
nie doS
wiadczalnie wykazano, że w przypadku mniejszych stężeń
tlenu (0.5 do 1.0 mg O2/l), biodegradacja toluenu i etylobenzenu przebiegała
efektywniej. Nie są znane mechanizmy tych reakcji przy różnych stężeniach tlenu,
a tylko sugeruje się ich odrębnoS
ć [14]. WłaS
ciwoS
ć ta możne zostać
wykorzystana w warunkach S
rodowiskowych w przypadku degradacji
zanieczyszczonych gleb i wód związkami BTEX (benzen, toluen, etylobenzen,
ksylen).
36
Wyniki prezentowanych powyżej prac [11, 12, 14, 23] otwierają ogromne
możliwoS
ci w procesie sterowania bioremediacją w zależnoS
ci od stopnia skażenia
medium toluenem i naftalenem, jak również toluenem i etylobenzenem. Bardzo
często stwierdza się obecnoS
ć tych związków w skażonych gruntach, dlatego
znajomoS
ć kinetyki degradacji i jej zależnoS
ci od warunków tlenowych oraz
dostępnoS
ci innych akceptorów elektronów może być wykorzystana
w optymalizacji procesu oczyszczania.
Działanie enzymów rozkładających WWA oraz regulacja ich ekspresji zostały
najlepiej poznane w przypadku szczepów Pseudomonas i Sphingomonas [24,
25]. Inne szczepy z rodzaju Mycobacterium, Rhodococcus, Nocardioides,
również posiadające enzymy katabolizujące WWA, są poznane w niewielkim
stopniu pod kątem ich aktywnoS
ci enzymatycznej [26]. W procesach
oczyszczania gruntów i wód najbardziej pożądane są aktywnoS
ci mono-
i dioksygenaz  enzymów rozbijających pierS
cienie aromatyczne. Białka te są
najczęS
ciej kodowane w sekwencjach plazmidowego DNA. Około 70% znanych
szczepów degradujących WWA i ich pochodne to szczepy Pseudomonas,
w tym około 50% to izolanty P. putida. W literaturze opisano plazmidy kodujące
enzymy I i II fazy oraz ich właS
ciwoS
ci i drogi genetycznego transferu [27, 28].
W niektórych przypadkach interesujące sekwencje genetyczne zlokalizowane
są w chromosomie bakteryjnym. Przykładem są geny kodujące białka
odpowiedzialne za degradację toluenu/benzenu w szczepie P. putida F1, czy
geny kodujące degradację bifenyli w przypadku szczepu P. pseudoalcaligenes
KF707 [28]. Istnieje zatem możliwoS
ć transferu pożądanej aktywnoS
ci
katabolicznej do szczepu, który wykazuje upoS
ledzoną aktywnoS
ć intermediatu
stanowiącego tzw. wąskie gardło szlaku (bottle-neck). Wiadomo również, że
ekspresja klasteru genów związanych z degradacją bifenyli następuje w postaci
jednego transkryptu [28]. Oznacza to, że kilka enzymów i ich podjednostek jest
kodowanych w jednej cząsteczce mRNA, w której można stosunkowo łatwo
oznaczyć i zidentyfikować sekwencje nukleotydowe kilku ważnych oksygenaz.
Stwarza to pewną łatwoS
ć identyfikacji szczepów bakteryjnych o największej
aktywnoS
ci degradacji WWA i ewentualnej konstrukcji (doboru) kilku lub
kilkunastu szczepów, szybko i efektywnie rozkładających uciążliwe
zanieczyszczenia S
rodowiskowe. Należy zaznaczyć, że zdolnoS
ć katabolizmu
węglowodorów aromatycznych posiadają również drożdże z rodzaju Candida,
Cryptococcus, Pichia, Rhodotorula czy Yarrowia [4, 29].
W kolekcji drobnoustrojów pro- i eukariotycznych Zakładu Biochemii AR
w Krakowie zgromadzono dotychczas wiele szczepów bakteryjnych
i drożdżowych, które są wykorzystywane do konstrukcji mieszanych biocenoz,
rozkładających uciążliwe zanieczyszczenia ropopochodne w gruncie. Między
37
innymi zastosowano S
rodowiskowe izolanty drożdżowe do biodegradacji skażeń
występujących w zaolejonej ziemi, zawierającej WWA [30]. Bank
mikroorganizmów Zakładu Biochemii został utworzony ze szczepów
wyizolowanych z wielu różnych x
ródeł zanieczyszczonych wód i gleb,
występujących na terenie całej Polski. Bank ten jest obecnie podstawą do
dalszych badań związanych z opracowaniem składu specyficznych biocenoz,
przeznaczonych do degradacji uciążliwych ksenobiotyków, ze szczególnym
uwzględnieniem związków z grupy WWA oraz ich chlorowcopochodnych (jak
np. polichlorowane bifenyle, PCB) [30, 31], należących do związków najtrudniej
podlegających bioremediacji, o największej geno- i cytotoksycznoS
ci dla
organizmów żywych. Konstruowane konsorcja drobnoustrojów wykazują
również wysoką efektywnoS
ć pod względem biodegradacji szeregu innych
toksycznych substancji, takich jak: detergentów, metanolu, formaldehydu i jego
połączeń chemicznych, żywic, klejów oraz wielu innych.
Z powodzeniem powyższe techniki konstrukcji konsorcjów mikroorganizmów
wykorzystano do oczyszczania gleby w wielu S
rodowiskowych projektach
rekultywacji. Prace te opisano w następnym artykule.
PiS
miennictwo
[1] Siuta J., 1997. Podstawy biodegradacji ropopochodnych składników
w glebach i w odpadach.  Technologie odolejania gruntów, odpadów,
S
cieków. Wyd. Ekoinżynieria, 119-130.
[2] Łebkowska M., Muszyński A., Sztompka E., Karwowska E., MiaS
kiewicz
E., 1997. Mikrobiologiczne oczyszczanie gruntów ze składników
ropopochodnych.  Technologie odolejania gruntów, odpadów, S
cieków.
Wyd. Ekoinżynieria, 115-118.
[3] Siuta J., Łącka-Pilaszek B., Królikowski K., Turowski P., 1997. Wapnohum
produktem utylizacji osadów Petrochemii Płock S.A.  Technologie odolejania
gruntów, odpadów, S
cieków. Wyd. Ekoinżynieria, 150-161.
[4] Kaszycki P., Solecki T., Krawczyk A., Kołoczek H., 2000. Optymalizacja metod
biologicznego oczyszczania zaolejonych gruntów. Inżynieria Ekologiczna, 2: 40-47.
[5] Leahy J.G., Colwell R.R., 1990. Microbial Degradation of hydrocarbons in
the environment. Microbiol. Rev., 54: 305-315.
[6] Hamme van J.D., Singh A., Ward O.P., 2003. Recent advances in petroleum
microbiology. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 67: 503-549.
[7] Bregnard T.P., Hohener P., Haner A., Zeyer J., 1996. Degradation of weath-
ered diesel fuel by microorganisms from a contaminated aquifer in aerobic
and anaerobic microcosms. Environ. Toxicol. Chem., 15: 299-307.
38
[8] Cooney J.J., Silver S.A., Beck E.A., 1985. Factors influencing hydrocarbon
degradation in three freshwater lakes. Microbial Ecol., 11: 127-137.
[9] Reineke W., 1998. Development of hybrid strains for the mineralization of
chloroaromatics by patchwork assembly. Annu. Rev. Microbiol., 52: 287-331.
[10] Bayly R.C., Wigmore G.J., 1973. Metabolism of phenol and cresols by
mutants of Pseudomonas putida. J. Bacteriol., 113: 1112-20.
[11] Ottow J.C.G., Fabig W., 1985. Influence of oxygen aeration on denitrifica-
tion and redox level in different batch cultures. W: Caldwell D.E., Brierly
J.A., eds. Planetary Ecology, New York, Van Nostrad Reinhold, pp. 427-40.
[12] Phelps C.D., Young L.Y., 2001. Biodegradation of BTEX under anaerobic
conditions: a review. Adv. Agron., 70: 329-357.
[13] Salminen J.M., Tuomi P.M., Suortti A-M., Jorgensen K.S., 2004. Potential
for aerobic and anaerobic biodegradation of petroleum hydrocarbons in bo-
real subsurface. Biodegradation, 15: 29-39.
[14] Kuhn E.P., Zeyer J., Eichner P., Schwarzenbach R.P., 1988. Anaerobic
degradation of alkylated benzenesin denitrificating laboratory columns. Appl.
Environ Microbiol., 54: 490-496.
[15] Wittich R.M., Wilkes H., Sinnwell V., Francke W., Fortnagel P., 1991.
Metabolism of dibenzo-p-dioxin by Sphingomonas sp., strain RW1. Appl.
Environ. Microbiol., 58: 1005-10.
[16] Worssey M.J., Williams P.A., 1975. Metabolism of toluene and xylenes by
Pseudomonas putida (arvilla) mt-2: evidence for a new function of the TOL
plasmid. J. Bacteriol., 124: 7-13.
[17] Bachofer R., Lingens F., 1975. Conversion of aniline into pyrocatechol by
a Nocardia sp., incorporation of oxygen  18. FEBS Lett., 50: 288-90.
[18] Gibson J., Harwood C.S., 2002. Metabolism diversity in aromatic
compound utilization by anaerobic microbes. Annu. Rev. Microbiol., 56: 345-69.
[19] Engelberts K., Schmidt E., Reineke W., 1989. Degradation of o-toluate by
Pseudomonas sp., strain WR401. FEMS Microbiol. Lett., 59: 35-38.
[20] Vinas M., Grifoll M., Sabate J., Solanas A.M., 2002. Biodegradation of
a crude oil by three microbial consortia of different origins and metabolic
capabilities. J. Indust. Microbiol. Biotechnol., 28: 252-60.
[21] Calvo C., Martinez-Checa F., Toledo F.L., Porcel J., 2002. Characteris-
tics of bioemulsifiers synthesized in crude oil media by Halomonas eurihalina
and their effectiveness in the isolation of bacteria able to grow in the presence
of hydrocarbons. Appl. Microbiol. Biotechnol., 60: 347-351.
[22] Deziel E., Paquette G., Villemur R., Lepine F., Bisaillon J.G., 1996.
Biosurfactant production by a soil Pseudomonas strain growing on polycy-
clic aromatic hydrocarbons. Appl. Environ. Microbiol., 62: 1908-12.
39
[23] Su J., Kafkewitz D., 1994. Utilization of toluen and xylenes by a nitrate
reducing strain of Pseudomonas maltophilia under low oxygen and anoxic
conditions. FEMS Microbiol. Ecol., 15: 249-58.
[24] Meyer S., Moser R., Neff A., Stahl U., Kampfer P., 1999. Differential
detection of key enzymes of polyaromatic  hydrocarbon- degrading bacte-
ria using PCR and gene probes. Microbiology, 145: 1731-41.
[25] Resnick S. M., Lee K., Gibson D.T., 1996. Diverse reactions catalyzed by
naphthalene dioxygenase from Pseudomonas sp. Strain NCIB 9816. J. Ind.
Microbiol., 17: 438-57.
[26] Khan A.A., Wang R-F., Cao W-W., Doerge D., Wennerstorm D., Cerniglia
C.E., 2001. Molecular cloning, nucleotide sequence and expression of genes
encoding a polycyclic aromatic ring dioxygenase from Mycobacterium sp.
Strain PYR-1. Appl. Environ. Microbiol., 67: 3577-85.
[27] Springael D., Van Thor J., Goorissen H., Ryngaert A., de Baere R., 1996.
RP4:Mu3A mediated in vivo cloning and transfer of a chlorobiphenyl cata-
bolic pathway. Microbiology, 142: 3283-93.
[28] Taira K., Hirose J., Hayashida S., Furukawa K., 1992. Analysis of bph
operon from the polychlorinated biphenyl-degrading strain of Pseudomonas
pseudoalcalgenes KF707. J. Biol. Chem., 267: 4844-53.
[29] Romero M.C., Hammer E., Cazau M.C., Arambarri A., 2001. Selection of
autochthonous yeast strain able to degrade biphenyl. W. J. Microbiol.
Biotechnol. ,17: 591-594.
[30] Koloczek H., Czechowska K., Petryszak P., Kaszycki P., 2004. Biode-
gradation of oil derivatives with methylotrophic yeast isolates. Possible enzy-
matic links between the methylotrophic and hydrocarbon-degrading path-
ways.  Bioremediation of soils contaminated with aromatic compounds: Ef-
fects of rhizosphere, bioavailability, gene regulation and stress adaptation.
NATO Advanced Research Workshop, 1-3 July 2004, Tartu, Estonia.
[31] Kołoczek H., Kaszycki P., Jaglarz A., Solecki T., 2003. Opracowanie
procesu biodegradacji zanieczyszczeń organicznych zawierających
polichlorowane bifenyle (PCB) w warunkach zagrożenia wód.  Technologie
odolejania gruntów, odpadów, S
cieków . Inżynieria Ekologiczna., 8: 59-70.
dr hab. Henryk Kołoczek prof. AR
dr Paweł Kaszycki
Zakład Biochemii
Wydział Ogrodniczy AR w Krakowie
Al. 29 Listopada 54, 31-425 Kraków
e-mail: [e-mail]
40