4 (213)

(hu C.P.. Lee D.J.. Peng X. F. 2004. Structure ol condilioncd sludgc flocs. Water Res., 38: 2125-2134.

F.ikelboom D.II. 1975. Filamentous organisms observed in activated sludge. Waler Res., 9: 365-388.

Eschenhagen M.. Schuppler M.. Róske 1.2003. Molucular charaeteriziation of the microbial community stru. ' cturc in two activaled sludge systems for the advanced trcatmenl of doraestic effluents. Water Res., 37; 3224-3232.

Ginige M.P.. Hugenholtz P.. Daims H.. Wagner M.. Keller J.. Blackall L.L. 2004. Use of stablc-isotopc pr₀. bing lull-cycle rRNA analysis, and fluoresccnee in situ hybridization-microautoradiography to study a metahnol-fed denitrifying microbial community. Appl. Emiron. Microbiol., 70: 588-596.

Jenkins D. 1992. Towards a comprehensive model of activatcd sludgc bulking and foaming. Waler Sci. Techno!., 25: 215-230.

Johansson Wcstholm [.. 2006. Substrates for phosphorus removal - potcntial bcnefits for on-site wastewati treatment? Water Res.. 40: 23-36.

Jurelschko S., Loy A.. Lehner A.. Wagner M. 2002. The microbial community composition of nitrifying-de_u™ trifying activated sludge front an industrial sewage treatment plant analysed by the fuli cyclc rRNA approach. Syst.Appl. Microbiol.. 25: 84-99.

Kaetze A.. Jentzsch D.. Eschrich. 2005. Ouantification of Microihm panicella ih activatcd sludge baeteriai I communities by rcal-timc PCR. Lelters Appl. Microbiol., 40: 207-211.

KampferP.. Erhart R.. Beimfohr C., Bohringer J„ Wagner M., Amann R. 1996. Characterization of baeteriai* communities from activated sludgc: culture-depcndent numerical identrification versus in situ identifica-tion using group- and genus-specific rRNA-targetcd oligonucleotide probes. Microb. Ecol., 32: 101-121.

Kiimpfer P. 1997. Dctcction and cultieation of filamentous baeleria from activated sludge. FEMS Microbu Ecol.. 23: 169-181.

Klausen M.M.. Thomsen T.R.. Nielsen J.L., Mikkelson L.H., P.H. Nielsen. 2004. Variations in microcot strenglh of probe-definied bactcria in activated sludge flocs. FEMS Microbiol. Ecol., 50: 123-132.

Lec N.. Nielsen P.IT., Aspegren II., ITcnze M.. Schlcifer K.H., la Cour Jansen J. 2003. Long-tcrm population dynamics and in situ physiology in activated sludge systems with enhanced biological phosphorus rentoval operated with and withour nitrogen removal. Syst. Applied Microbiol., 26: 211-227.

Liu W. I., Linning K.D., Nakantura K.. Moni T.. Matsuo T.. Forney L.J. 2000. Microbial community changes in biological phosphatc-removal systems on altering sludge phosphorus content Microbiology, 146: 1099-1107.

Limpiyakorn T„ Shinohara Y.. Kurisu F.. Yagi O. 2005. Communities of ammonia-oxidizing bactcria in acti-vatcd sludge of various sewage treatment plants in Tokyo. FEMS Microbiology Ecology, 54: 205-217.

Loy A., Daims H., Wagner M. 2002. Aetivated sludge and biofilms - molccular lechniqucs for determini; community composition. W': The Encyclopedia of Eiwironmenlal Microbiology. Bitton G. (red.), New York: John Wiley & Sons. Inc.

Martins A.M.P.. Pagilla K.. Ilcijnen J.J., van Loosdrecht M.C.M. 2004. Filamentous bulking sludgc - a criti cal review. Water Res., 38: 793-817.

Nielsen P.H.. Thomsen T.R., Nielsen J.L. 2004. Baeteriai composition of activatcd sludge - importance lor floc and sludge propertics. Waler Sci. Technol., 49: 51-58.

Seviour R.J.. Maszenan A.M.. Soddell J.A.. Tandol V.. Patcl B.K.C.. Kong Y.. Schumann P. 2000. Microbiology of the ‘G-bacteria" in activated sludge. Emiron. Microbiol., 2: 581-593.

Wagner M.. Loy A., Nogueria R.. Purkhokl U.. Lec N.. Daims II. 2002. Microbial community compositw and function in wastewater treatment plants. Antonie van Leeuwcnhoek, 81: 665-680.

Wagner M.. Loy A. 2002. Baeteriai community' composition and function in sewage trcatmenl systems. Cur-rent Opinion Biotechnol., 13: 218-227.

Williams I .M., Unz R.F. 1985. Filamentous sulfur bacteria of activatcd sludgc: characterization of Thioth Beggiatoa, and Eikelboom type 021N strains. Appl. Emiron. Microbiol., 49: 887-898.

Zhang T„ Liu Y.. II.H.P. Fang. 2005. Effect of pH change on the performance and microbial community of enhanced biological phosphate removal proccss. Biotechnol. Bioeng.. 92: 173-182.

Zhang H.. Sekiguchi Y.. Hanada S., Hugenholtz P., Kim H., Kamagata Y. Nakamura K. 2003. Gemmatio: nas aurantiaca gen. nov.. sp. nov„ a grami-negative, aerobic. polyphosphale-aecumulaling micro-or; nizm, the first cultured representative of the new baeteriai phylum Gemmatiomonadetes phyl. noy. Intern.

J. System. Evolut. Microbiol.. 53: 1155-1163.

Biologiczne usuwanie azotu mineralnego

ze ścieków

Spis treści

4.1.    Wprowadzenie...... 59

4.2.    Metody konwencjonalne......................... • • ■ 60

4.2.1.    Hodowle glonów (60) • 4.2.2. Usuwanie azotu metodą nitrylikacji i denitryfikacji (60)

4.3.    Nowe biotechnologie.......................... 63

4.3.1.    SHARON (63) • 4.3.2. Anammox (64) • 4.3.3. SHARON-ANAMMOX (69) •

4.3.4.    CANON (70)

4.4.    Podsumowanie......................... • • ........71

Literatura uzupełniająca...............................72

Wprowadzenie

Azot jest czwartym pierwiastkiem pod względem występowania w żywych organizmach, •łest leż pierwiastkiem, którego obecność w środowisku może limitować wzrost roślin

1    większości mikroorganizmów hetero troficznych. Jednocześnie jego nadmierna ilość w ekosystemach wodnych powoduje eutrofizację zbiorników wodnych, prowadzącą do zachwiania równowagi ekologicznej. Znaczne ilości azotu występują w ściekach komunalnych i ściekach pochodzących z różnych gałęzi przemysłu. W biologicznych oczysz-^czalniach ścieków czynione są starania, aby ilości azotu w oczyszczonych ściekach odprowadzanych do wód powierzchniowych były jak najmniejsze (powszechnie zgodne

²    normami). Istnieją w wielu krajach biologiczne oczyszczalnie ścieków, które wyko-Hzystuji) zarówno konwencjonalne, jak i nowoczesne technologie usuwania azotu ze Cieków.

59