Uniwersytet Przyrodniczy
w Poznaniu
Wydział Nauk o Żywności i Żywieniu
Specjalność: Biotechnologia Żywności
Maciej Dados
Metody in vitro wprowadzania biomolekuł do komórek
Praca inżynierska wykonana
na kierunku Technologia Żywności i Żywienie Człowieka
Praca wykonana pod kierunkiem
dr Marcina Schmidta
w Katedrze
Biotechnologii i Mikrobiologii Żywności
Poznań, rok 2010
2
Streszczenie
Maciej Dados
Metody in vitro wprowadzania biomolekuł do komórek
Wprowadzanie kwasów nukleinowych i białek do komórek hodowanych in vitro znajduje szerokie
zastosowanie w różnych dziedzinach nauk biologicznych i medycznych. Umożliwia zarówno
prowadzenie badań mających na celu analizę struktury, oraz funkcji genów, oraz innych procesów
zachodzących
wewnątrzkomórkowo,
jak
i
stwarza
możliwości
uzyskiwania
organizmów
modyfikowanych genetycznie. By zwiększyć wydajność tych działań opracowany został szereg metod,
wykorzystujących oddziaływania fizyczne, fizykochemiczne, oraz biologiczne. Jednakże proces
wprowadzania zawsze jest czynnikiem stresogennym dla komórek, stąd istnieje ryzyko mogące
prowadzić do zmiany w ekspresji wielu genów, oraz indukcji apoptozy. Opisane metody mają na celu, jak
największe ograniczenie toksyczności, czyli śmiertelności komórek poddanych wprowadzaniu, przy
możliwie najwyższej wydajności i powtarzalności.
Słowa kluczowe – transfekcja, transformacja, transdukcja.
Summary
Maciej Dados
In vitro methods for biomolecules introduction into cells
In vitro introduction of nucleic acids or proteins into cells finds wide utilization in many different
parts of biological and biomedical branches. It provides both, possibilities of acquire genetically modified
organisms (GMO), and to carry out genes expression or other intracellular processes analysis. To enhance
efficacy of these operations there has been developed methods of physical, physicochemical, and
biological, biomolecules introduction. However this process is stressful for cells, which may lead to
serious changes in expression of many genes and induction of apoptosis. Described methods aim for
minimal toxicity and mortality, and maximum efficacy, and repeatability in experiments.
Key words – transfection, transformation, transduction.
3
Spis treści
Wstęp .................................................................................................................................... 4
Rozdział I: Metody fizyczne ................................................................................................ 6
Mikroiniekcja ..................................................................................................................... 6
Elektroporacja .................................................................................................................... 7
Mikrowstrzeliwanie ........................................................................................................... 8
Infiltracja próżniowa .......................................................................................................... 9
Szok termiczny ................................................................................................................ 10
Rozdział II: Metody fizykochemiczne .............................................................................. 11
Fosforan wapnia ............................................................................................................... 12
DEAE-dekstran, polietylenoimina ................................................................................... 13
Lipidy kationowe ............................................................................................................. 14
Białka wnikające do komórek ......................................................................................... 16
Rozdział III: Metody biologiczne .................................................................................... 18
Agrobacterium tumefaciens ............................................................................................. 18
Wektory wirusowe ........................................................................................................... 20
Transdukcja bakteryjna .................................................................................................... 23
Podsumowanie.................................................................................................................... 26
Bibliografia ......................................................................................................................... 27
4
Wstęp
Postępujący rozwój technik biologii molekularnej umożliwia stosowanie coraz to bardziej
zaawansowanych metod badawczych, w tym wykorzystania komórek w hodowlach in vitro.
Wprowadzanie do ich wnętrza kwasów nukleinowych, czy białek umożliwia zarówno określenie
właściwości biochemicznych komórek – struktury i funkcji genów, analizę ekspresji genów, aktywności
sekwencji regulatorowych za pomocą genów reporterowych, jak i wykorzystanie komórek jako
bioreaktora dla uzyskiwania określonego bioproduktu. Dzięki umieszczeniu w komórce kwasów
nukleinowych możemy zatem zarówno określać funkcje genów poprzez analizę ich ekspresji,
jak i uzyskiwać organizmy modyfikowane genetycznie, które produkują w ten sposób ze zwiększoną
intensywnością pożądany metabolit, lub wykazują się zupełnie nowymi cechami. Cząsteczki
wprowadzane do komórek to także duże białka o na przykład przeciwciała
,
a nawet całe organelle.
Jednakże biomolekuly nie mogą swobodnie wnikać do komórek, dlatego w celu osiągnięcia wysokiej
wydajności konieczne korzystanie jest z czynników ułatwiających im przenikanie do wnętrza komórek.
Opracowanych zostało wiele metod wprowadzania biomolekuł do wnętrza komórek.
Podstawowymi czynnikami determinującymi zasadność stosowania danej metody są:
•
wydajność, czyli stosunek ilości komórek do których skutecznie wprowadzony został produkt
do ogólnej liczby komórek poddawanych eksperymentowi
•
toksyczność, a zatem stopień w jakim metoda wprowadzania przyczynia się do zniszczenia
komórki, gdyż wprowadzania często wiąże się z dezintegracją błony komórkowej, stąd transfekcja
jest dla komórek czynnikiem stresowym wiele z nich ginie na drodze apoptozy, stąd dążenia
do uzyskiwania maksymalnie nietoksycznych metod
•
uniwersalność – to czynnik zależny od rodzaju linii komórkowych poddawanej badaniom. Istnieją
zarówno
metody
o
szerokim
spektrum
zastosowań
(Gen
Gun,
elektroporacja),
jak i dobrane do konkretnego gatunku komórek. Ponieważ optymalizacja parametrów
to niezwykle czasochłonny etap, istotny jest dobór metody zgodnej ze stopniem specjalizacji
badań (czy badaniom podlega jedna, czy wiele różnorodnych linii komórkowych, czy badanych
jest wiele, czy nieliczne komórki). Ograniczeniom podlega ponadto rodzaj wprowadzanego
materiału – wielkość cząsteczki, oraz inne jej właściwości takie jak ładunek czy hydrofobowość
5
•
wpływ na aktywność genomu
•
koszt
Istotnym zagadnieniem jest także cel wprowadzania biomolekuł do komórki. W niektórych
przypadkach (np. gdy wprowadzane jest białko) istotne jest ich umieszczenie jedynie w cytoplazmie
gdzie mogą spełniać swe funkcje. Natomiast w przypadku DNA, czy RNA ważny może okazać się
transport do jądra komórkowego, oraz integracja wprowadzonego materiału z genomem gospodarza.
Proces ten nazywany jest transfekcją stałą. Ten rodzaj transfekcji umożliwia obserwację transgenu
również w kolejnych pokoleniach komórek. Jest zatem szczególnie pożądany, gdy celem jest terapia
genowa, czy analiza ekspresji genów. Gdy nie ma miejsca integracja z macierzystym DNA mówi się
o transfekcji przejściowej. W takiej sytuacji wprowadzony materiał łatwo może ulec degradacji
enzymatycznej, lub metylacji. Pewna jego część zostaje także utracona przez kolejne podziały
komórkowe. Zarówno w transfekcji stałej jak i przejściowej możliwa jest obserwacja produktów ekspresji
wprowadzanych genów.
Niniejsza praca stanowi przegląd najważniejszych metod stosowanych w celu wprowadzania
biomolekuł do komórek. Opisane metody poza ich podstawowym wykorzystaniem w stanie in vitro,
z powodzeniem mogą być stosowane także in vivo. Przyjęto podział z ich podziałem na metody fizyczne,
fizyko-chemiczne, oraz biologiczne.
6
Rozdział I:
Metody fizyczne
Metodami fizycznymi wprowadzania biomolekuł do komórek nazwać można te, w których
nie występuje żaden związek chemiczny, który umożliwiał, lub ułatwiałby proces wprowadzania.
Cząsteczki dostają się do wnętrza komórki tylko dzięki oddziaływaniom fizycznym – mechanicznym,
elektrycznym czy dyfuzyjnym. Do tej grupy metod zalicza się mikroiniekcję, elektroporację,
mikrowstrzeliwywanie,
a także infiltrację podciśnieniową, oraz metodę z wykorzystaniem szoku cieplnego.
Mikroiniekcja
Mikroiniekcja to metoda polegająca na bezpośrednim wstrzyknięciu za pomocą cienkiej szklanej
igły materiał do wnętrza komórki docelowej. Komórka do której wprowadzone mają zostać cząsteczki
pozostaje unieruchomiona na pipecie pomocniczej, a za pomocą szklanej, ostro zakończonej igły
o średnicy od 0,5 do 5 µm przebita zostaje błona komórkowa, a materiał zostaje wtłoczony do wnętrza
komórki. Technika ta umożliwia także bezpośrednie umieszczenie materiału w jądrze komórkowym,
co ma szczególne znaczenie przy wprowadzaniu DNA. Możliwa jest wtedy integracja trans genów
z genomem komórki, jednakże skutek taki jest trudny do osiągnięcia [1].
Mikroiniekcja może być wykonywana za pomocą specjalnego mikromanipulatora połączonego
z odwróconym mikroskopem. Hydrauliczne połączenie ze strzykawką umożliwia bardzo precyzyjne
ruchy ograniczając do minimum ryzyko uszkodzenia komórki. Istnieją trzy systemy aparaturowe
do prowadzenia mikroiniekcji: manualny w którym zarówno położenie pipety, jak i ciśnienie konieczne
do wstrzyknięcia substancji wprowadzanej obsługiwane jest ręcznie. System jest sprzężony z pojedynczą
strzykawką. Półautomatyczny – w którym nadal konieczne jest ręczne naprowadzanie igły na komórkę,
jednakże wartość ciśnienia i czas iniekcji kontrolowany jest automatycznie poprzez pojedynczy przycisk,
na podstawie określonych wartości [2]. Układ automatyczny – komórki mogą zostać immobilizowane
w określonych punktach matrycy, określone zostają punkty startu natomiast iniekcja zostaje
przeprowadzona za pomocą mikrorobotów. System podlega kontroli komputera, który przemieszcza
strzykawkę w odpowiednie miejsca na matrycy dokonując iniekcji. Mikroiniekcja jest zatem
7
kontrolowana z poziomu komputera. W tym wypadku uzyskuje się bardzo wysokie wydajności, możliwe
jest nakłuwanie 15 embrionów na minutę, przy 99% skuteczności i 98% przeżywalności [4]. Oczywiście
koszt prowadzenia eksperymentu wzrasta wraz ze wzrostem automatyzacji procesu.
Metoda ta, gdy wykonywana jest w sposób manualny, wymaga jednak dużych nakładów pracy
i wysokich kwalifikacji operatora, gdyż każda komórka musi zostać nakłuta, a zatem nie jest praktyczna
gdy istotna jest analiza wielu komórek, jednakże charakteryzuje się wysoką efektywnością gdyż
substancje wprowadza się w ściśle określone miejsce w komórce. Ponadto zaletą mikroiniekcji jest
oszczędność wprowadzanego materiału. Wystarczą objętości rzędów 10
-12
– 10
-15
litra na komórkę.
Technika ta charakteryzuje się niskim stopniem uszkodzenia komórek, ponadto nie odnotowuje się
odpowiedzi wynikających ze stresu komórki jak ma to miejsce w przypadku innych technik [2]. Nie ma
ograniczeń co do wprowadzonego materiału, a zatem metoda ta może być stosowana do wprowadzania
zarówno dużych i małych białek, oraz kwasów nukleinowych. W trakcie jednego eksperymentu możliwe
jest też wprowadzenie kilku cząsteczek, jako że komórka może być nakłuwana wielokrotnie bez wpływu
na jej kondycję.
Mikroiniekcja wykorzystywana była do analizy cytometrycznej białek mikroszkieletu – aktyny,
miozyny, tubuliny, ale przede wszystkim w celu wprowadzania DNA do oocytów w celu uzyskiwania
organizmów modyfikowanych genetycznie, oraz w celu zapłodnienia in vitro.
Elektroporacja
Idea metody wprowadzania biomolekuł do komórek za pomocą elektroporacji opiera się
na założeniu, że pod wpływem impulsu elektrycznego błona komórkowa ulega perforacji. Proces ten jest
jednak odwracalny. W zależności od przyłożonego napięcia i czasu trwania impulsu (kilka milisekund)
błona ma zdolność do tworzenia w swej strukturze porów, które jednak po pewnym czasie zamykają się,
a błona powraca do stanu wyjściowego. Pod wpływem elektroporacji w poprzek błony tworzy się
gradient napięcia ok. 0,5 – 1 V. A zatem cząsteczki posiadające ładunek elektryczny, do których zaliczają
się kwasy nukleinowe czy białka, przechodzą do wnętrza komórki na drodze podobnej jak ma to miejsce
w przypadku elektroforezy [5].
Komórki w zawiesinie wprowadza się do kuwety z wbudowanymi w ścianki elektrodami, przez
które przepuszcza się prąd o wysokim napięciu. Uzyskany dzięki rozładowaniu kondensatora impuls
elektryczny powoduje rozerwanie fosfolipidowej błony komórkowej tworząc w niej pory. Wartość
napięcia koniecznego dla skutecznego wytworzenia porów o pożądanej średnicy zależy od wielkości
komórki i wynosi od 10 do 100 kV/cm. Mimo iż napięcie konieczne do utworzenia porów w błonie
8
wynosi jedynie 300 – 400 mV konieczne stosowanie jest tak znacznych napięć ze względu na odległość
elektrod od komórek. W przypadku komórek ssaczych stosuje się kuwety o 0,4 cm przerwie między
elektrodami [6]. Wytworzenie porów zwiększa przewodnictwo elektryczne błony, umożliwiając w ten
sposób przedostanie się do wnętrza komórki cząsteczek nieobojętnych elektrycznie.
Elektroporacja jest wykorzystywana w celu wprowadzenia substancji do komórek nisko
podatnych na inne metody wprowadzania, gdyż wysoki procent komórek może zostać zniszczony
w trakcie eksperymentu na skutek zbyt rozległych uszkodzeń błony. Uszkodzenia komórek są szczególnie
nasilone w przypadku nieodpowiedniego dobrania parametrów procesu takich jak wartość napięcia, czy
czas trwania impulsu elektrycznego, stąd metoda ta wymaga każdorazowej szczegółowej i często
pracochłonnej optymalizacji dla każdego rodzaju komórek [7
].
Stąd istnieje konieczność wykorzystania
wyspecjalizowanego i często kosztownego sprzętu.
Kolejnym ograniczeniem w stosowaniu tej metody jest fakt iż transport poprzez błonę do wnętrza
komórki odbywa się w sposób niespecyficzny. Nie ma możliwości pełnego kontrolowania jakie
substancje wnikają do wnętrza komórki, a jakie są z niej być może tracone. Może dojść do zachwiania
równowagi elektrolitycznej i śmierci komórki [8].
Do zalet elektroporacji zaliczyć można jej uniwersalność, gdyż jest na nią podatne wiele linii
komórkowych zarówno bakterii, grzybów, protoplastów roślinnych jak i komórek zwierzęcych.
Stosując elektroporację osiąga się również wysokie wydajności – rzędu 80 % dla wprowadzania
DNA do E. coli [6]. Ponadto stwarza ona możliwość wprowadzania cząsteczek o dużych wymiarach
– wprowadzane mogą być także kosmidy, czy sztuczne chromosomy [7].
Mikrowstrzeliwanie
Mikrowstzeliwanie to metoda opracowana w celu wprowadzanie molekuł do komórek roślinnych,
obecnie wykorzystywana jest jednak także do transfekcji linii komórek, a nawet tkanek zwierzęcych
również in vivo.
Podstawowym narzędziem używanym do mikrowstrzeliwania jest tak zwana strzelba genowa.
Umożliwia ona rozpędzenie kulek metalu obojętnego (złoto, wolfram) opłaszczonych wprowadzanym
materiałem do prędkości umożliwiających penetrację komórki. Rozpędzenie kulek możliwe jest na kilka
sposobów między innymi poprzez wykorzystanie sił magnetycznych, elektrostatycznych, wyładowania
elektryczne, czy siły odśrodkowej, ale najbardziej rozpowszechniona to wykorzystanie gazu obojętnego
– helu [9].
9
Cząsteczki złota (śrut złoty) o średnicy 1,6 µm zawieszone zostają w roztworze z dodatkiem
spermidyny. Związek ten powoduje iż kulki stają się naładowane dodatnio, co umożliwia ich związek
z ujemnie naładowanym DNA [10]. Następnie zostają zawieszone w roztworze DNA z dodatkiem
chlorku wapnia, który powoduje strącenie się DNA, co ułatwia przyłączanie się go do kulek. Kolejnym
etapem jest przemywanie etanolem i suszenie kulek. Suszenie odbywa się na specjalnym dysku, który
umieszcza się następnie w komorze strzelby, gdzie pełni on nośnika kulek z DNA. W momencie strzału
gaz o pożądanym ciśnieniu trafia na dysk z kulkami, rozpędzając go do prędkości ok. 400m/s. Dysk trafia
na porowaty ekran stopujący, który zatrzymuje go, lecz pozwala na przejście kulkom, które trafiają w ten
sposób wprost do komórek docelowych [11].
Parametrami podlegającymi kontroli są prędkość kulek, odległość strzału strzelby od tkanki
decydująca o długości lotu, wartość ciśnienia gazu. Parametry te powinny być dobierane do konkretnych
linii komórkowych, czy tkanek, pod kątem ich wrażliwości i wynikającej z tego przeżywalności pod
wpływem bombardowania.
Podstawową zaletą tej metody jest jej uniwersalność zarówno pod kątem linii komórkowej,
jak i rodzaju wprowadzanego materiału. Możliwe jest zatem wprowadzanie bardzo długich konstruktów,
a także kilku genów jednocześnie. Stwarza to sporą przewagę nad chemicznymi metodami transfekcji.
Natomiast niska wydajność tej metody połączona z wysoką ceną aparatury stanowi poważny
czynnik ograniczający jej zastosowanie. Użycie mikrowstrzeliwania niesie także ryzyko dezintegracji
komórek, a także rearanżacji, czy fragmentacji insertów pod wpływem znacznych sił ścinających
działających na cząsteczki w trakcie strzału. Nie ma także możliwości dokładnej kontroli dokąd dostają
się wprowadzone cząsteczki.
Mikrowstrzeliwanie znalazło zastosowanie przede wszystkim w modyfikacji roślin. W ten sposób
uzyskana została nowa odmiana kukurydzy MON 810 odporna na omacnicę – prosowiankę, oraz ryż
XA 21 odporny na zarazę bakteryjną.
Infiltracja próżniowa
Dla wprowadzania biomolekuł do wnętrza komórek infiltracja próżniowa wykorzystywana jest
jako metoda pomocnicza. Służy ona przede wszystkim do zwiększenia wydajności transformacji roślin
za pomocą bakterii z rodzaju Agrobacterium.
Metoda polega na umieszczeniu tkanki roślinnej pod próżnią. Zmniejszone ciśnienie powoduje, że
przestrzenie powietrzne między komórkami zostają zmniejszone, a zatem kontakt rośliny
z Agrobacterium staje się ściślejszy umożliwiając efektywną transformację.
10
Czynnikiem krytycznym jest tutaj czas, na który tkanka została poddana działaniu próżni, gdy jest
on zbyt długi komórki mogą wykazywać cechy patologiczne typowe dla komórek poddanych zbyt dużej
podaży wody (ang. hyperhydricity).
Szok termiczny
Metoda ta standardowo wykorzystywana jest do transformacji plazmidów do bakterii (np. E. coli).
Według standardowego protokołu polega ona na umieszczeniu zawiesiny komórek i wprowadzanego
DNA (np. plazmidu) na lodzie, a następnie przeniesienie jej na 35-45 sekund do łaźni wodnej
o temperaturze 42 ºC, po czym komórki ponownie umieszcza się na lodzie na krótki czas (ok. 2 minut).
Dalsza inkubacja odbywa się standardowo w 37 ºC z dodatkiem pożywki SOC, która ułatwia regenerację
komórek po transformacji, przywraca właściwy transport transbłonowy i ciśnienie osmotyczne zachwiane
przez utratę jonów potasu w trakcje transformacji [12].
Pod wpływem podwyższonej temperatury zwiększa się płynność błon komórkowych,
do przyczynia się do tworzenia na jej powierzchni porów umożliwiających przenikanie DNA do komórki.
Ponadto w zwiększonej temperaturze obserwuje się częściowy spadek potencjału elektrostatycznego
błony, co dodatkowo podnosi wydajność transformacji. Natomiast umieszczenie komórek na lodzie
umożliwia zasklepianie się porów na skutek utraty płynności błony komórkowej Mimo to dokładny
mechanizm w jaki cząsteczki przedostają się do wnętrza komórki nie jest do końca wyjaśniony [13]. Cykl
taki może zostać powtórzony kilkakrotnie w trakcie jednego eksperymentu, w celu zwiększenia
wydajności.
Parametry, wpływające na proces transformacji to przede wszystkim wartość czasu i temperatury
szoku cieplnego. Zbyt wysoka temperatura i zbyt długi czas ekspozycji spowoduje denaturację białek
i w konsekwencji śmierć komórek, a zbyt niska nie zagwarantuje odpowiedniej ich podatności
na transformację plazmidowym DNA. Komórki mające zostać poddane transformacji tą metodą muszą
wcześniej zostać wprowadzone w stan kompetencji poprzez inkubację w roztworach zawierających
kationy dwuwartościowe (najczęściej Ca
2+
lub Rb
2+
) w niskich temperaturach.
11
Rozdział II:
Metody fizykochemiczne
W metodach kwalifikowanych do grupy technik fizyko-chemicznych, wykorzystuje się
oddziaływania fizyczne pomiędzy wprowadzaną cząsteczką a molekułami komórki, które wymuszone
są obecnością odpowiednio dobranych związków chemicznych. Dzięki nim uzyskuje się zwiększenie
wydajności wprowadzania, a także kondensację i ochrona wprowadzanego materiału przed czynnikami
degradującymi (np. nukleazami). Podstawowym mechanizmem ułatwiania kontaktu materiału
wprowadzanego z komórką jest neutralizacja ujemnie naładowanych cząsteczek poprzez kationową
budowę nośnika (rys.1). Ograniczeniem stosowania odczynników chemicznych jest jednak ich
toksyczność w stosunku do komórki. Każda z metod zaliczanych do tej grupy opiera się na zastosowaniu
innego związku, lub grupy związków. Są to: fosforan wapnia, DEAE – dekstran, lipidy kationowe,
peptydy penetrujące komórkę.
Rysunek 1: Ogólny schemat wprowadzania plazmidów do komórek za pomocą kationowych nośników. (wg.
C. Masson, V. Escriou, M. Bessodes, D.
Scherman. Lipid reagents for DNA
transfer into mammalian cells, 2003
Elsevier Science).
Kationowy
nośnik
neutralizuje
ujemnie
naładowane
plazmidy,
umożliwiając kontakt z komórką.
Transport do wnętrza komórki może
odbywać się na zasadzie endocytozy,
lub fuzji z błoną komórkową. Istnieje
ryzyko degradacji wprowadzonego
materiału w lizosomie, jednakże
możliwy jest transport do jądra i transkrypcja, oraz ekspresja wprowadzonego materiału.
12
Fosforan wapnia
Od kiedy wiadomo, że dodatek kationów dwuwartościowych zwiększa wydajność transformacji
u bakterii zaczęto poszukiwać wykorzystania tego mechanizmu również do wprowadzania DNA
do komórek zwierzęcych [14]. Użycie fosforanu wapnia to historycznie pierwsza metoda, stosowana do
zwiększenia wydajności transfekcji. Umożliwia wprowadzanie jedynie cząsteczek DNA; nie jest
stosowana do RNA, czy białek.
Metoda ta polega na rozpuszczeniu DNA w buforze (np. HEPES, z uwagi na jego niską
toksyczność) dla uzyskania kontroli poziomu pH, z dodatkiem jonów wapnia w postaci CaCl
2
.
Mieszaninę taką wkrapla się do roztworu fosforanu i inkubuje przez określony czas. W warunkach
odczynu pH z zakresu od 6,95 do 7,0 tworzą się niskocząsteczkowe strąty fosforanu wapnia, które
wykazują się najwyższą wydajnością transfekcji. Stężenie jonów wodorowych musi podlegać stałej
kontroli, gdyż w wypadku gdy osiąga wartość powyżej 7 tworzą się wysokocząsteczkowe kompleksy,
które wnikają do komórek z mniejszą wydajnością. Strąty fosforanu wapnia kompleksją z cząsteczkami
DNA. Układ taki podaje się następnie na powierzchnię nośnika zawierającego komórki i inkubuje przez
kilka godzin kiedy to strąty ulegają adhezji do powierzchni, a następnie wnikają do wnętrza komórek.
Sam mechanizm przedostawania się kompleksu fosforanu wapnia z DNA do komórek nie jest w pełni
poznany, ale istnieje teoria, że DNA przedostaje się do ich wnętrza na drodze endocytozy,
lub fagocytozy. Ponadto wydajność transfekcji może zostać podniesiona poprzez wywołanie warunków
stresowych dzięki zastosowaniu DMSO, lub glicerolu. [14]
Podstawowymi zaletami tej techniki są niskie koszty odczynników, oraz możliwość
wprowadzania kilku genów jednocześnie (poza podstawowym, wprowadzanie genu markerowego).
Metoda może być wykorzystywana do prowadzenia transfekcji stałej, jak i przejściowej. Odnotowuje się
także fakt, że fosforan wapnia pełni także funkcję ochronną wprowadzanego DNA, chroniąc go przed
nukleazami [15].
Istotnym ograniczeniem jest natomiast konieczność ścisłej kontroli pH, którego nawet niewielkie
wahania znacznie wpływają na wydajność. Wadą jest także niska powtarzalność wydajności transfekcji.
Natomiast niskie koszty odczynników zostają w pewnym stopniu przyćmione przez konieczność użycia
znacznych ilości DNA o wysokim stopniu czystości, by zagwarantować łatwe powstawanie strątów.
Pozorna uniwersalność tej metody także zostaje zachwiana, gdyż istnieją także linie komórkowe oporne
na transfekcję za pomocą fosforanu wapnia. Mimo licznym niedogodnościom metoda z użyciem
fosforanu wapnia stosowana jest nadal w wielu laboratoriach.
13
DEAE-dekstran, polietylenoimina
Transfekcja z wykorzystaniem dwuetyloaminoetylu (DEAE) – dekstranu także może być
zaliczana do metod klasycznych i referencyjnych. Jednak podobnie jak w przypadku metody
z fosforanem wapnia odznacza się niższą wydajnością i powtarzalnością, niż metody wykorzystujące
lipidy kationowe [16]. DEAE-dekstran to polisacharyd, który w warunkach fizjologicznych ma charakter
kationowy. A zatem łącząc się z ujemnie naładowanym DNA (lub RNA) umożliwia jego zbliżenie się
do powierzchni ujemnie naładowanej komórki, adhezję do jej powierzchni i wnikanie do wnętrza
na drodze endocytozy [16].
Metoda polega na zmieszaniu buforowanego roztworu DNA z zawiesiną DEAE-dekstranu
i aplikowaniu mieszaniny wprost do naczynia hodowlanego z komórkami. Komórki mogą znajdować się,
w przeciwieństwie do metody z fosforanem wapnia, także w hodowlach zawiesinowych. Po inkubacji
trwającej z reguły poniżej 30 minut komórki poddaje się działaniu glicerolu, lub DMSO w celu
zwiększenia efektywności transfekcji na drodze zmiany właściwości błony lub wywołania korzystnych
efektów osmotycznych. Czas pozostawania glicerolu (lub DMSO) w naczyniu z komórkami musi zostać
ściśle ustalony ze względu na jego toksyczność i ryzyko nieodwracalnego uszkodzenia błony. Końcowym
etapem jest przemywanie komórek czystym buforem. Alternatywną metodą transfekcji z użyciem DEAE-
dektranu jest eksponowanie komórek najpierw jedynie na roztwór dekstranu, przemyciu komórek
i ostatecznie dodaniu DNA. [17].
Metoda
gwarantuje
jedynie
przejściową
transfekcję
[17],
jednakże
wykorzystanie
DEAE-dekstranu można rozszerzyć o jego pomocnicze funkcje dla transfekcji za pomocą elektroporacji,
gdyż zastosowanie elektroporacji połączonej z dodatkiem DEAE-dekstranu wielokrotnie zwiększa
wydajność transfekcji, zmniejszając jednocześnie objętości DNA wymaganego do tego procesu [18].
Polietylenoimina (PEI) także zaliczana jest do polimerów kationowych. Podobnie
jak DEAE-dekstran opłaszcza DNA, natomiast cechą szczególną tego związku jest zdolność do
kondensacji wprowadzanego materiału, co umożliwia lepszą ochronę, oraz wprowadzanie dłuższych
konstruktów.
W przeciwieństwie do fosforanów, czy odczynników lipidowych PEI jak i jego kompleksy
są rozpuszczalne w wodzie co zwiększa stabilność DNA. Kompleks DNA/PEI wnika do komórki na
drodze endocytozy. W komórce we wnętrzu pęcherzyka endosomu wykazuje właściwości buforujące,
działając w jak „gąbka protonowa” powoduje napływ jonów wodorowych do wnętrza kompleksu.
Powstające w ten sposób wysokie ciśnienie osmotyczne prowadzi do napływu wody do wnętrza
endosomu, w konsekwencji czego następuje jego rozerwanie i uwolnienie DNA do cytoplazmy [19].
14
Polietylenoimina znajduje zastosowanie także w terapii genowej poprzez sprzężenie kompleksu
DNA/PEI z inaktywowanymi adenowirusami, czy poprzez zmieszanie go z polisacharydami [19]. Zabieg
ten poza zwiększeniem stabilności kompleksu umożliwia utworzenie go specyficznym do określonej
grupy komórek. Kompleks DNA/PEI połączony z kwasem hialuronowym (HA) stwarza możliwość
zachodzenia endocytozy zależnej od receptorów błonowych kierując w ten sposób materiał do określonej
grupy komórek. Powstają zatem możliwości zastosowania tych związków do prowadzenia doświadczeń,
czy terapii in vivo, na przykład w leczeniu nowotworów [20].
Lipidy kationowe
Lipidy kationowe wykorzystywane w transfekcji to głównie syntetycznie otrzymywane
cząsteczki, złożone z dodatnio naładowanej, hydrofilowej grupy połączonej hydrofobowymi łańcuchami
kwasów tłuszczowych. Lipidy kationowe podzielić można na klasy w zależności od typu grup kationowej
(Rys. 2). Wyróżnia się czwartorzędowe lipidowe sole amoniowe (DOTMA, DOTAP), rozgałęzione lub
liniowe lipopoliaminy (DOGS, DPPES), a także bardziej złożone cząsteczki posiadające elementy
zarówno soli amoniowej jak i poliaminy (DOSPA). Hydrofobowa część lipidów kationowych tworzona
jest przez nasycone, lub nienasycone łańcuchy dialkilowe o różnych długościach [21].
DOGS
DOTMA
15
DOSPA
Rys.2. Struktury cząsteczkowe lipidów kationowych stosowanych w transfekcji.
Cząsteczki takie w roztworach wodnych tworzą micele lub liposomy, czyli zbudowane podobnie
do błony biologicznej dwuwarstwowe pęcherzyki, w których kwasy tłuszczowe zwrócone są do wewnątrz
błony, natomiast grupy kationowe na zewnątrz. Transportowany ładunek może zostać przyłączony
zarówno wewnątrz pęcherzyka, a także do jego zewnętrznej powierzchni, gdyż w obu tych miejscach
znajdują się dodatnie części lipidów kationowych, które są w stanie oddziaływać elektrostatycznie
z ujemnie naładowanymi grupami fosforowymi pochodzącymi z DNA. Powstały w ten sposób kompleks
zwany lipopleksem, podobnie jak w pozostałych metodach fizyko-chemicznych, ma możliwość bliższego
kontaktu z komórką i wniknięcia do wnętrza. Transport do wnętrza komórki odbywa się na drodze
endocytozy, lub poprzez fuzję błony lipopleksu i komórki.
Lipopleksy tworzą się od wpływem wystawienia ich na działanie wody. Jedno z rozwiązań polega
na wytworzeniu cienkiej warstwy wysuszonych lipidów kationowych poprzez odparowanie
rozpuszczalnika, a następnie jego uwodnieniu roztworem DNA. Druga metoda polega na bezpośrednim
zmieszaniu DNA z liposomami, w tym wypadku wymagana jest jednak rozpuszczalność w wodzie
wszystkich odczynników. Stabilność lipopleksów, a co za tym idzie wydajność transfekcji może być
podniesiona dzięki zastosowaniu lipidów neutralnych (np. DOPE, cholesterol). Natomiast stosunek
między stężeniem DNA i lipidów wpływa na wydajność tworzenia lipopleksów, ich rozmiar, stabilność
koloidalną, czy stabilność biologiczną [22].Powierzchnia liposomów może zostać zmodyfikowana przez
przyłączenie określonych ligandów, które łącząc się z receptorami na powierzchni komórki umożliwiają
transport specyficzny [23].
Wykorzystanie lipidów kationowych jest ze względu na uzyskiwanie wysokich wydajności
metodą szeroko stosowną, gdyż charakteryzuje się szeregiem możliwości:
•
Umożliwiają transport DNA i RNA (o szerokich zakresach rozmiarów –
od oligonukleotydów do sztucznych chromosomów – YAC) oraz białek.
16
•
Łączenie
kompleksów
poliaminowych
(DNA/PEI)
z
liposomami
przyczynia
się do wzrostu wydajności takiej transfekcji
•
Istnieje szeroka gama komercyjnie dostępnych odczynników do transfekcji za pomocą
lipidów kationowych. Odczynniki te zostały poddane licznym badaniom i optymalizacjom
określającą warunki, dla których wykazują największe wydajności. Stąd korzystanie
z odczynników komercyjnych nie wymaga długotrwałych czynności przygotowawczych
związanych
z
doborem
optymalnych
parametrów
procesu,
gdyż
dostępne
są z dokumentacją a także szczegółowym protokołem postępowaniu, w którym podane
są parametry takie jak: czas ekspozycji komórek na odczynnik, ilość i stężenie
wymaganego DNA (lub innej biomolekuły) koniecznego do wydajnej transfekcji. Opisane
są ponadto także konkretne rodzaje linii komórkowych, dla których możliwe jest
prowadzenie wydajnej transfekcji
.
Jednakże transfekcja za pomocą lipidów znajduje zastosowanie głównie w metodach in vitro,
gdyż badania przeniesione in vivo wykazują się niskimi wydajnościami. Stan taki prawdopodobnie
wynika a braku dostatecznej wiedzy dotyczącej struktury kompleksów lipid kationowy/DNA, a także
oddziaływań z błoną komórkową, oraz mechanizmów prowadzących do uwolnienia DNA w cytoplazmie,
czy też jego transferu do jądra [23]. Ponadto in vivo dodatnio naładowane lipopleksy mogą być usuwane
niespecyficznie za pomocą ujemnie naładowanych białek poprzez układ siateczkowo- śródbłonkowy
ograniczając w ten sposób możliwość ich przenikania do komórek docelowych. Mimo wszystko
prowadzone są badania mające na celu efektywne wykorzystywanie lipidów kationowych w terapii
genowej [24].
Białka wnikające do komórek
CPP (ang. Cell Penetrating Peptides) to peptydy, które wykazują się zdolnością przenikania
do wnętrza komórki. Właściwość ta połączona z możliwością przyłączania do nich innych cząsteczek
umożliwia wykorzystanie ich, jako przenośników pokonujących barierę błony biologicznej. Peptydy
penetrujące komórki są bowiem w stanie łączyć się wiązaniami kowalencyjnymi, lub oddziaływaniami
elektrostatycznymi z transportowaną cząsteczką, której transport bez ich udziału byłby niemożliwy,
lub nisko wydajny. Ogólnie CPP to peptydy złożone z mniej niż 30 reszt aminokwasowych, z dużym
udziałem aminokwasów kationowych (lizyna, arginina), co umożliwia oddziaływania zarówno z komórką
jak i z kwasami nukleinowymi, czy innymi transportowanymi cząsteczkami o ujemnym ładunku.
Mechanizm translokacji tych peptydów przez błonę biologiczną jest tematem wielu badań i nadal
17
poszukiwana jest odpowiedź jak przenikają one do wnętrza komórki. Poza teorią obejmującą transport
na drodze endocytozy (lub fagocytozy przez np. makrofagi) uważa się, że są one w stanie bezpośrednio
przenikać przez błonę biologiczną [25].
Istotnym zagadnieniem jest zależność transportu za pomocą CPP od energii. Jako że CPP
to cząsteczki silnie hydrofilowe ich swobodna dyfuzja przez błonę komórkową wymagałaby dostarczenia
dużych ilości energii swobodnej, aby przełamać hydrofobowe oddziaływania ze strony wnętrza błony.
Sytuacja taka negatywnie wpływałaby na wydajność transportu. Istnieją jednak hipotezy mówiące
o niezależności transportu za pomocą CPP od energii. W modelu takim białko jest zdolne do tworzenia
porów w błonie za pomocą oddziaływań elektrostatycznych. Umożliwia w ten sposób translokacje
kompleksu białka z ładunkiem. Pory są następnie usuwane przez system czaperonowy [26]. Niezależność
energetyczną potwierdza fakt iż zauważono wydajny transport do komórek nawet w 4º C.
Mimo niewielkich wielkości (do 30 reszt aminokwasowych) CPP są w stanie transportować
cząsteczki znacznych rozmiarów. Ułatwiają transfer dsDNA, wysokocząsteczkowych leków i, innych
białek. CPP znajdują zastosowanie zarówno w badaniach in vitro, jak i in vivo.
Pierwszym odkrytym CPP było białko TAT wirusa HIV-1. Za jego pośrednictwem
transportowano enzymy takie jak β-galaktozydaza, czy peroksydaza [25]. Najlepiej poznanym CPP jest
natomiast białko pAntp (ang. penetratin) pochodzące z Drosophilia melanogaster. Najbardziej
prawdopodobnym mechanizmem przenikania tego białka (wraz z transportowanym ładunkiem) jest
endocytoza, występuje tu zależność od białek błonowych, temperatury prowadzenia procesu, a także
substancji ograniczających endocytozę. Białko to wykazuje się jednak wysokim stopniem wydajności
transfekcji. Jest zatem wykorzystywane do wprowadzania PNA (kwas peptydonukleinowy), siRNA [27].
18
Rozdział III:
Metody biologiczne
Wydajność procesu wprowadzania cząsteczek do komórek jest zależna od wielu czynników,
których jednoznaczne określenie i kontrola jest utrudniona. Trudności napotykane są na wielu etapach
począwszy od samego wydzielenia i oczyszczenia wprowadzanego materiału, poprzez wprowadzenie
go do cytoplazmy, a następnie do jądra. Część z tych ograniczeń może zostać pokonana dzięki
wykorzystaniu naturalnych biologicznych mechanizmów infekcji stosowanych przez wirusy,
czy bakterie. Kodowane przez nie białka umożliwiają dostęp do szeregu specyficznych „odczynników”
które przeprowadzą proces w optymalny sposób. Białka wirulencji są w stanie ochraniać wprowadzany
materiał, pokonywać barierę błony biologicznej, kierować go do jądra, a także przeprowadzać integracje
wprowadzanego DNA z materiałem genetycznym gospodarza. Dzięki metodom biologicznym możliwe
jest także uzyskiwanie wysokich wydajności ekspresji transgenów co wykorzystywane jest przy produkcji
białek z nich pochodzących. Korzystanie z naturalnych mechanizmów transfekcji wiąże się jednak
z ryzykiem negatywnych aspektów infekcji, jako że umieszczamy w hodowli zjadliwe szczepy.
Agrobacterium tumefaciens
Agrobacterium tumefaciens to bakteria glebowa powodująca chorobę zwaną guzowatością
korzeni. Dotyka ona głównie rośliny dwuliścienne, jednakże ze względu na korzyści płynące
z transformacji również zbóż prowadzone są prace mające na celu umożliwienie infekcji roślin
jednoliściennych takich jak jęczmień, kukurydza, pszenica [28], czy ryż [29]. Istnieje możliwość
stosowania specjalnie spreparowanych szczepów do prowadzenia transformacji grzybów strzępkowych
[30], czy drożdży [31],
Wnikająca przez skaleczone tkanki (np. pocięte liście) bakteria wprowadza do komórek rośliny
fragment swojego genomu wykorzystując w ten sposób roślinę jako bioreaktor produkujący dla niej
pożywkę. Fakt zainfekowania rośliny widoczny jest przez obecność charakterystycznych narośli
powstałych przez ekspresję wprowadzonych onkogenów. W naroślach tych produkowane są opiny
(pochodne aminokwasów) wykorzystywane przez bakterie.
19
Wprowadzany materiał zawierający geny kodujące syntezę opin znajduje się na plazmidzie Ti
(ang. tumor inductive) złożonym z podwójnej nici DNA w regionie T-DNA. Fragment jest ograniczony
sekwencjami granicznymi kontrolowanymi przez geny vir znajdującymi się na tym samym plazmidzie.
Zauważono, że transformacja nie jest zależna od rodzaju (treści) materiału genetycznego znajdującego się
pomiędzy sekwencjami granicznymi. A zatem możliwe jest zastąpienie, lub dodatkowe umieszczenie
pomiędzy nimi genów które mają znaleźć się w roślinie [32]. Region vir koduje natomiast szereg białek
odpowiedzialnych za transport regionu T-DNA do komórki docelowej.
Mechanizm infekcji przebiega kilkuetapowo. Pierwszy koniecznym punktem jest ekspresja genów
wirulencji. Sygnałem do rozpoczęcia ekspresji tych genów jest fenolowa cząsteczka sygnalna pochodząca
od komórek zranionej tkanki roślinnej – podatnej na transformację [33]. Powstałe białka odcinają region
T-DNA z plazmidu i w postaci jednoniciowej, eksportują go, do komórki docelowej. Zanim to nastąpi
białka bakteryjne muszą rozpoznać obecność komórki roślinnej do której możliwy jest transport. T-DNA
w połączeniu z białkiem ochronnym umożliwiającym kondensację DNA jest wtedy wydzielane poza
komórkę bakteryjną i wprowadzane do komórki roślinnej. Również tam dzięki właściwościom białek
pochodzących z bakterii może nastąpić integracja z genomem gospodarza. Przeprowadzenie
tej skomplikowanej procedury nie byłoby możliwe za pomocą czynników fizykochemicznych.
Ograniczeniem byłyby względy techniczne, a także brak wystarczającej wiedzy na temat poszczególnych
etapów transformacji której dokonuje Agrobacterium [33].
Wprowadzenie do komórek roślinnych regionu T-DNA skutkuje niekontrolowanym wzrostem
transformowanej tkanki (powstawanie guzów). Powstawanie guzów może być traktowane jako wskaźnik
udanej transformacji, najczęściej jednak jest to zjawisko niepożądane. Dlatego też konieczna jest
modyfikacja naturalnych fragmentów T-DNA (tzw. rozbrojenie plazmidu), co umożliwia regenerację
zakażonych fragmentów tkanki [34]. Z zakażonych komórek powstaje kalus, który z użyciem
odpowiednich hormonów roślinnych może zostać przekształcony w konkretną tkankę (np. liścia, korzenia
czy łodygi). Natomiast skuteczność transformacji potwierdzana się poprzez umieszczenie w regionie
T-DNA, dodatkowego genu (np. odporności na kanamycynę). Transformowane komórki umieszcza się na
pożywce zawierającej kanamycynę, dlatego też wyrosną jedynie te, w których skutecznie wprowadzone
zostały nowe geny.
Transformację z użyciem Agrobacterium prowadzi się na dwa sposoby. Klasyczny system
kointegracyjny polega na wprowadzeniu do bakterii plazmidu pomocniczego z wbudowanym weń genem
mającym zostać wprowadzonym do rośliny. Następuje integracja plazmidów, a następnie wycięcie
i wprowadzeni do rośliny T-DNA. Jednak ze względu na znaczne rozmiary plazmidu Ti i ryzyko
20
fragmentacji przez nukleazy opracowano alternatywną, obecnie częściej stosowną metodę
z wykorzystaniem małych plazmidów binarnych (BIBAC, ang. Binary Bacterial Artifical Chromosome).
Umożliwiają one wprowadzenie konstruktów zawierających nawet 150 tpz co oznacza możliwość
umieszczania nowych szlaków metabolicznych [35]. Plazmid taki powielany jest np. w E. coli, następnie
wprowadzany do Agrobacterium, gdzie za pomocą mechanizmu białkowego transportowany jest do
komórki docelowej z pominięciem regionu T-DNA.
Dodatkowo wydajność transformacji podniesiona została dzięki zastosowaniu infiltracji
próżniowej (patrz rozdz. I), czy dodatkowi fenolowej cząsteczki sygnalnej aktywującej ekspresję genów
vir.
Wektory wirusowe
Zastosowanie wektorów wirusowych opiera się na wykorzystaniu naturalnych mechanizmów
infekcji, którymi dysponują one w celu namnożenia się. Wirusy są bowiem w zmuszone wykorzystywać
infekowaną komórkę do ekspresji własnych genów, gdyż same nie prowadzą metabolizmu. Infekcja
wirusowa, jako metoda transfekcji ma zastosowanie zarówno w systemach in vitro, jak i in vivo
(np. terapia genowa). Umieszczenie w genomie wirusa dodatkowych, będących przedmiotem
zainteresowania genów możliwe jest wprowadzenie ich do komórki, oraz uzyskanie ekspresji. Najczęściej
używanymi do transfekcji rodzinami wirusów są: retrowirusy (genom w postaci ssRNA), adenowirusy
(dsDNA), oraz AAV (ang. adeno – associated virus) – wirusy pochodzące od andenowirusów (ssDNA).
Retrowirusy atakują wyłącznie komórki i organizmy eukariotyczne. Mechanizm infekcji
retrowirusowej podzielić można na kilka etapów:
•
Adsorpcja wirusa na powierzchni komórki, oraz transport do jej wnętrza.
Kapsyd retrowirusów składa się z dwóch rodzajów błon. Błona zewnętrzna pochodzi od błony komórki
w której wirus powstał – składa się z dwuwarstwy lipidowej, Zawiera glikoproteiny specyficzne dla
danego wirusa umożliwiające jego identyfikację przez komórkę i transport. Błona ta zostaje zintegrowana
z błoną infekowanej komórki, zatem do wnętrza przedostaje się jedynie wewnętrzna część wirusa
- osłonięta błoną wewnętrzną złożoną z białek wirusowych.
•
Utrata kapsysu, wiążące się z uwolnieniem do cytoplazmy RNA, oraz białek wirusowych.
•
Replikacja, oraz integracja kwasów nukleinowych wirusa z genomem komórki.
Wewnątrz kapsydu poza kwasami nukleinowymi znajdują się białka enzymatyczne. Ułatwiają one
replikację wirusa w komórce docelowej. Odwrotna transkryptaza przepisuje ssRNA na dsDNA, jako
21
matrycę może wykorzystywać zarówno RNA, jak i DNA. Integraza, umożliwiająca włączenie genomu
wirusowego do genomu komórki. W przypadku retrowirusów miejsce integracji jest jednak przypadkowe
•
Ekspresja genów wirusowych
Zintegrowany z genomem zainfekowanej komórki genom wirusowy może pozostawać w stanie
spoczynku przez długi czas (tzw. czas latencji). Natomiast podlegając transkrypcji i translacji
wykorzystuje do tego celu mechanizmy pochodzenia komórkowego (np. polimeraza RNA II). Stąd
w cytoplazmie znajdują się elementy tworzące cząstki wirusowe. Ponadto, komórka dzieląc się, także
przyczynia się do przekazania kopii wirusa kolejnej komórce.
•
Składanie i uwalnianie wirusów potomnych
Produkty ekspresji genów wirusowych, do których zalicza się białka (błonowe, a także integraza,
odwrotna tranksryptaza) oraz RNA wirusa zostają zamknięte w kapsydach. Uwalniane wirusy zostają
otoczone także fragmentem błony lipidowej komórki z wbudowanymi w nią wcześniej białkami
wirusowymi.
Przygotowanie retrowirusów (a także innych wirusów wykorzystywanych jako cząstki
transportujące geny) zawierających dany transgen wymaga zastosowania hodowli komórek pakujących.
Z genomem tych komórek zintegrowana zostaje część genów wirusa, umożliwiając ich ekspresję. Genom
poddany został jednak licznym delecjom w celu wyeliminowania ekspresji genów odpowiedzialnych
za niepożądane cechy. W cytoplazmie komórek znajdują się zatem poszczególne elementy składowe
wirusów potomnych – białka wirusowe (integraza, odwrotna transkryptaza), czy elementy kapsydu.
Jednakże w komórkach tych nie jest możliwe powstanie aktywnych wirusów, gdyż konieczna w tym celu
jest obecność sekwencji warunkującej pakowanie RNA do kapsydu. Sekwencja ta zostaje dostarczona do
komórki wraz z plazmidem zawierającym pożądany (terapeutyczny) gen. Transkrypcja plazmidu
w komórce powoduje powstanie cząsteczki RNA kodującej pożądane białko, a także cząsteczki sygnalnej
rozpoczynającej proces pakowania kapsydów. Dlatego wirusy potomne powstają dopiero wtedy,
gdy dostarczony zostanie plazmid zawierający informacje mające zostać umieszczone w genomie
wirusowym. Integracja wprowadzonego plazmidu z genomem komórki pakującej możliwe jest dzięki
umieszczeniu w nim promotora i terminatora pochodzenia wirusowego [36].
Infekcja retrowirusowa znajduje zastosowanie w prowadzeniu doświadczeń na eukariotycznych
liniach komórkowych (np. hodowla ludzkich komórek NK [37]), Warunkiem efektywnej transdukcji jest
jednak konieczność pracy na dzielących się komórkach. Retrowirusy wykorzystywane są także w terapii
genowej ex vivo przy leczeniu niedoboru w syntezie enzymu deaminazy adenozyny, co prowadzi
22
do obniżenia liczby limfocytów i wiążącym się z tym faktem spadku odporności (ADA-SCID
– ang. adenosine deaminase – serve combined immune deficency). Pobrane od pacjenta limfocyty
transdukowane są retrowirusem niosącym gen ADA in vitro, a następnie ponownie podawane pacjentowi,
który zdobywa w ten sposób zdolność produkcji enzymu ADA [38], [39]. Często wykorzystywany do
transfekcji retrowirus zaliczany do grupy lentiwirusów to HIV (ang. human immunodeficiency virus)
– ludzki wirus niedoboru odporności [40].
Adenowirusy (Ad) odpowiadają za większość infekcji górnych dróg oddechowych, stąd
identyfikowane są z chorobami nie wywołującymi istotnego zagrożenia dla zdrowia. Cykl replikacyjny
adenowirusów nie zakłada integracji ich genomu z genomem komórki infekowanej [41].
Jako wektory charakteryzują się szeregiem zalet: mogą infekować wiele linii komórkowych,
również niedzielących się, ponadto ich produkcja jest stosunkowa łatwa. Zaletą jest także możliwość
przeprowadzenia modyfikacji umożliwiających kierowanie wirusów do określonych tkanek. Białka
wirusowe są rozpoznawane przez receptory komórkowe (CAR), które oddziałując na siebie umożliwiają
wejście wirusa do komórki. Specyficzna transdukcja ma szczególne znaczenie w wypadku prowadzenia
terapii genowej in vivo, gdyż podana dawka wirusów infekuje jedynie pożądaną tkankę, nie wpływając na
inne. Nie ma zatem strat ilościowych wirusa, co zwiększa wydajność transdukcji.
Kolejną strategią w tworzeniu wektorów adenowirusowych jest obniżenie odpowiedzi
immunologicznej. Wydajność terapii genowej ograniczona jest wraz z wytwarzaniem przez organizm
odporności swoistej i wiążącej się z tym problemem w utrzymaniu wysokiej infekcyjności. Po podaniu
pierwszej dawki wirusa organizm zaczyna wytwarzać przeciwciała. Kolejne, później podane dawki
wirusa, zostają szybko zwalczane dzięki rozwiniętej już odporności.
Adenowirusy wykorzystywane są jako wektory do transfekcji komórek eukariotycznych w celu
produkcji białek. Wykazują także potencjał w ich wykorzystaniu w terapii genowej in vivo, ze względu na
infekcyjność komórek niedzielących się (np. wątroby [42]).
AAV czyli wirusy związane z adenowirusami (ang. adeno-associated virus), posiadają materiał
genetyczny w postaci jednoniciowego łańcucha DNA, zaledwie ok. 4,5 tpz. Imtegrują z genomem
gospodarza specyficznie na 19 chromosomie, jednakże pozostają w fazie „uśpienia” (latencji), gdyż nie
potrafią samodzielnie się replikować, aż do momentu infekcji komórki przez inny wirus (adenowirus).
Dopiero wtedy ulegają namnożeniu i uwolnieniu z komórki, wraz z wirusem pomocniczym.
Genom AAV zawiera dwa istotne ze względu wprowadzania genów fragmenty:
CAP – odpowiedzialne za syntezę składników wirusa oraz REP odpowiedzialne za integrację z genomem
23
gospodarza. Oba te fragmenty zostają usunięte, stąd wektory przygotowywane z AAV zostają
pozbawione zdolności do specyficznej integracji. Ich materiał genetyczny pozostaje w formie
episomalnej, lub integruje w przypadkowych miejscach, nadal możliwa jest jednak długotrwała ekspresja.
W celu przygotowania wektorów AAV do komórek przez nie zainfekowanych podaje się adenowirusy
umożliwiające ich replikację, oraz plazmidy: zawierające pożądany transgen, a także plazmid zawierający
sekwencje REP i CAP (konieczne do powstania aktywnych wirusów). Transgen zostaje włączony
do nowopowstających cząstek wirusowych.
Wektory tworzone na bazie AAV pozbawione są wszystkich jego genów, co zmniejsza jego
toksyczność wobec tkanek. Zaletami wektorów AAV są ponadto: brak patogenności (nie poznano dotąd
żadnych chorób wywoływanych przez AAV [43]), mogą transdukować zarówno komórki dzielące się jak
i niedzielące się.
Stosowanie metod wirusowego wprowadzanie genów do komórek wiąże się jednak zawsze
z ryzykiem indukcji procesów kancerogennych. Prowadzone są także badania mające na celu wyciszanie,
czy wycinanie fragmentów genomów wirusowych odpowiedzialnych za wywoływanie intensywnych
odpowiedzi immunologicznych. Niepożądane jest także doprowadzenie do śmierci komórki pod
wpływem namnażających się wirusów – stąd modyfikowane są geny odpowiedzialne za zdolność
do replikacji.
Transdukcja bakteryjna
Bakteriofagi to wirusy atakujące jedynie komórki bakteryjne. Podobnie jak w przypadku
pozostałych wirusów wykorzystują one metabolizm gospodarza do replikacji genomu, oraz wytworzenia
składników budujących cząstkę wirusa. Istnieją jednakże dwa cykle prowadzące do replikacji genomu
bakteriofaga.
Cykl lizogenny polega na włączeniu genomu faga do genomu bakteryjnego. Replikacja odbywa
się za pomocą bakteryjnego replisomu. Genom wirusowy zostaje dziedziczony przez kolejne generacje
bakterii, jednakże bakteriofag pozostaje nieaktywny.
Cykl lityczny prowadzi do namnażania się potomnych wirusów wewnątrz bakterii
i, w konsekwencji, do jej rozpadu z uwolnieniem wirusów potomnych na zewnątrz komórki.
Pod wpływem różnych czynników (np. promieniowanie ultrafioletowe) możliwe jest przejście
od cyklu lizogennego do litycznego. Fagi zdolne do prowadzenia obu cykli nazwane są fagami
łagodnymi.
24
Mechanizm infekcji bakteriofagami (czyli wirusami bakteryjnymi) składa się z kilku etapów:
•
Zaadsorbowanie faga na powierzchni komórki. Bakteriofagi wykazują się wysoką
specyficznością. Dany gatunek, a w niektórych wypadkach nawet szczep, posiada swój
charakterystyczny rodzaj bakteriofaga.
•
Wstrzyknięcie kwasów nukleinowych, oraz enzymów wirusowych do komórki (bakteriofag
pozostaje na zewnątrz).
•
Skutkiem działania enzymów wirusowych materiał genetyczny faga zostaje wielokrotnie
powielony. Powstaje tzw. konktamrer, czyli liniowa cząsteczka zawierająca po sobie wiele kopii
DNA infekującego faga.
•
By powstały nowe kopie wirusa konieczne jest pocięcie konktamera na fragmenty odpowiadające
jednej długości genomu infekującego faga. Odbywa się to dzięki wirusowemu enzymowi
endonukleazie. Jednakże brak specyficzności substratowej tego enzymu prowadzi do pocięcia
także materiału genetycznego bakterii.
•
Następuje pakowanie zsyntezowanych w komórce kapsydów fagowych materiałem genetycznym.
Odpowiedzialne za to enzymy wirusowe nie rozpoznają jednak pochodzenia kwasów
nukleinowych, a umieszczają w kapsydzie jedynie fragmenty o odpowiedniej długości. Dlatego
powstają wirusy o materiale pochodzącym zarówno od infekującego faga (większość)
jak i z bakterii.
•
Następuje uwolnienie wirusów potomnych najczęściej związane rozpadem komórki gospodarza.
Występują jednak wyjątki (fag M13), gdzie uwolnienie potomnych wirusów nie prowadzi do lizy
komórki gospodarza.
•
Tak powstałe bakteriofagi umożliwiają transfer genów pomiędzy komórkami bakteryjnymi,
gdyż fag niosący materiał genetyczny pochodzący z bakterii infekując kolejną komórkę
wprowadza do jej wnętrza fragment genomu innego organizmu. Odzwierciedlone jest to w
zmianie fenotypowej zainfekowanej komórki. Co więcej fag niosący materiał genetyczny
pochodzący z bakterii nie wykazuje się zdolnością do fragmentacji kwasów nukleinowych
gospodarza, natomiast istnieje szansa na włączenie materiału do genomu bakterii.
Za pomocą bakteriofagów możliwa jest wymiana materiału genetycznego pomiędzy dwiema
komórkami bakteryjnymi. W przyrodzie zjawisko to uznaje się za proces parapłciowy, gdyż prowadząc
do transformacji nadaje komórce nowe cechy [44]. W ten sposób bakterie mogą uzyskiwać nowe,
25
objawiające się fenotypowo cechy, na przykład powstanie form patogennych z dotąd łagodnych szczepów
np. przecinkowca cholery, czy maczugowca błonicy. Proces taki nosi nazwę konwersji fagowej. Fakt
zmiany fenotypowej spowodowany jest wprowadzeniem do genomu bakteryjnego genów pochodzących
z faga kodujących nowe białka.
W biologii molekularnej jako wektor często wykorzystywany jest fag lambda. Jest on w stanie
integrować swój genom z genomem gospodarza (np. E. coli). Zaletą tego faga jest to, że integruje on
zawsze w tym samym, określonym miejscu genomu infekowanej bakterii. Gdy w bakteriofagu
umieszczone są obce geny umożliwia on transformację. Jako fag łagodny w zależności od stężenia
charakterystycznych białek w komórce (CRO i CI) może on prowadzić zarówno cykl lityczny
jak i lizogenny [45]. Użycie faga polegać może także na stosowaniu metod inżynierii genetycznej in vivo
(ang. recombineering – recombination-mediated genetic engineering). Metoda ta ma zastosowanie
do konstrukcji wektorów umożliwiających modyfikację genomu (wyciszanie genów np. knockout mouse),
lub w przypadku pracy na genomach bakteryjnych, bezpośredniej ingerencji w genom przeprowadzonej
wewnątrz komórki [46]. Modyfikacje takie byłyby niemożliwe, lub bardzo trudne do przeprowadzenia
w stanie in vitro.
26
Podsumowanie
Przedstawione metody wprowadzania biomolekuł do komórek wykorzystują szereg różnorodnych
mechanizmów prowadzących do wprowadzenia badanych cząsteczek do wnętrza komórek. Jednakże
żadna z tych metod nie może być uznana za doskonałą. Stwierdzenie to potwierdzone jest przez szereg
badań, które nadal prowadzone są w celu optymalizacji istniejących już metod. Bez względu na wybraną
metodę transfekcja jest czynnikiem stresowym, a znaczna część poddawanych eksperymentowi komórek
ginie, lub nie uzyskuje się oczekiwanych rezultatów. Istnieją naturalne mechanizmy obrony przed obcym
materiałem genetycznym, które często prowadzą do śmierci komórki poprzez apoptozę. Komórka stara
się wyciszyć wprowadzony DNA poprzez metylację, co prowadzi do zmiany ekspresji wielu genów.
Dlatego aby skutecznie prowadzić transfekcję konieczne jest prowadzenie badań na komórkach
w możliwie najlepszym stanie – będących w fazie logarytmicznego wzrostu, w stężeniu, które nie
wpływa na nie stresowo.
Niska wydajność wprowadzania, oraz niska powtarzalność wyników wynikać może z nadal
niedostatecznej wiedzy. Nieznane są dokładne mechanizmy w jaki wprowadzane cząsteczki potrafią
przenikać barierę błony (czy ściany) komórkowej. Konieczne jest stosowanie odczynników o wysokim
stopniu czystości (np. oczyszczanie DNA poprzez wirowanie w gradiencie CsCl), oraz zachowanie
wysokiego stopnia sterylności laboratorium.
Rozwój metod wprowadzania biomolekuł do komórek jest konieczny, gdyż związany jest
z produkcją organizmów transgenicznych, czy białek pochodzących z zrekombinowanych genów.
Podnoszenie wydajności transfekcji (czy transformacji) wiąże się zatem pośrednio z rozwojem dziedzin
takich jak rolnictwo (produkcja odmian odpornych na szkodniki), medycyna (terapia genowa zarówno
in, jak i ex vivo), czy farmacja (np. produkcja insuliny).
27
Bibliografia
1.
Fukui, Y., Microinjection technique for Dictyostelium in “Cell Biology: A Laboratory Handbook”
(1998).
2.
Lacal, J. C., Perona, R., Feramisco J. (ed.) Microinjection Berlin, Birkhauser 1999
3.
Evans, T. C., ed. Transformation and microinjection (April 6, 2006), WormBook, ed. The C.
elegans Research Community, WormBook, doi/10.1895/wormbook.1.108.1
4.
Wang W., Liu X., Gelinas D., Ciruna B., Sun Y. (2007) A Fully Automated Robotic System for
Microinjection of Zebrafish Embryos. PLoS ONE 2(9):
5.
Shigekawa, K., Dower, W.J. (1988) Electroporation of eukaryotes and prokaryotes: a general
approach to the introduction of macromolecules into cells. BioTechniques
6
, 742–51.
6.
Norton, P. A., Pachuk, C. J. Methods for DNA introduction into mammalian cells, in Gene
Transfer and Expression in Mammalian Cells, S.C. Makrides (ed.), 2003 Elsevier Science B.V.
7.
Nickoloff J.A. 1995. Preface. In: Nickoloff JA, editor. Electroporation Protocols for
Microorganisms. Totowa, New Jersey: Humana Press. p v-vi.
8.
Weaver J.C. 1995. Electroporation Theory: Concepts and Mechanisms. In: Nickoloff JA, editor.
Electroporation Protocols for Microorganisms. Totowa, New Jersey: Humana Press. p 1-26.
9.
Christou, P., McCabe, D. Particle Gun Transformation of Crop Plants Using Electric Discharge
(ACCELL™ Technology). Agracetus Inc., Middleton, WI; 1992.
10.
Woods G., Zito K. (2008). Preparation of Gene Gun Bullets and Biolistic Transfection of Neurons
in Slice Culture. JoVE. 12. http://www.jove.com/index/Details.stp?ID=675, doi:
11.
Alemzadeh, A., Ghareyazie, G., Tabatabaie, S. B. E., Biolistic transformation of rice (Oryza
sativa L.) using hpt and Gus genes, Iranian Journal of Agricultural Sciences. 35, (2): 483-491,
2004.
12.
Froger A, Hall JE Transformation of plasmid DNA into E. coli using the heat shock method. J Vis
Exp. 2007;(6):253. Epub 2007 Aug 1.
13.
Panja S, Aich P, Jana B, Basu T. How does plasmid DNA penetrate cell membranes in artificial
transformation process of Escherichia coli? Mol Membr Biol. 2008 Aug;25(5):411-22.
28
14.
Kingston R.E., Chen C.A., Okayama H. Calcium phosphate transfection. Curr Protoc Immunol.
2001 May;Chapter 10:Unit 10.13. Review.
15.
Loytner, S. et al. (1982) Mechanisms of DNA uptake by mammalian cells: Fate of exogenously
added DNA monitored by the use of fluorescent dyes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA
79
, 422–6.
16.
Tanner F.C., Carr DP, Nabel GJ, Nabel EG. Transfection of human endothelial cells. Cardiovasc
Res. 1997 Sep;35(3):522-8.
17.
Schenborn E.T., Goiffon V., DEAE- dextran transfection of mammalian cultured cells., Methods
Mol Biol 130: 147-153
18.
Gauss, G.H., Lieber, M.R. DEAE-dextran enhances electroporation of mammalian cells. in
Nucleic Acids Res. 1992 December 25; 20(24): 6739–6740..
19.
Pathak, A., Patnaik, S., Gupta, G.C. Poliethylenimine derived nanoparticles for efficient gene
delivery. in Nucleic Acids Symposium series no. 53 57-58.
20.
Jiang G, Park K, Kim J, Kim KS, Hahn SK. Target specific intracellular delivery of siRNA/PEI-
HA complex by receptor mediated endocytosis. Mol Pharm. 2009 May-Jun;6(3):727-37.
21.
Masson, C., Escriou, V., Bessodes, M., Scherman, D. Lipid reagents for DNA transfer into
mammalian cells. In Gene Transfer and Expression in Mammalian Cells, S.C. Makerides (Ed.),
2003 Elsevier Science B.V.
22.
Pitard B, Aguerre O, Airiau M, Lachagès AM, Boukhnikachvili T, Byk G, Dubertret C, Herviou
C, Scherman D, Mayaux JF, Crouzet J Virus-sized self-assembling lamellar complexes between
plasmid DNA and cationic micelles promote gene transfer. Proc Natl Acad Sci U S A. 1997 Dec
23;94(26):14412-7.
23.
C. Masson, V. Escriou, M. Bessodes, D. Scherman. Lipid reagents for DNA transfer into
mammalian cells. In: Gene Transfer and Expression in Mammalian Cells, S.C. Makerides (ed.),
2003 Elsevier Science.
24.
Resina, S., Prevot, P., Thierry, A.R. Physico-Chemical Characteristics of Lipoplexes Influence
Cell Uptake Mechanisms and Transfection Efficacy in PLoS One. 2009; 4(6): e6058. Published
online 2009 June 26.
25.
Veldhoen, S., Laufer, S.D., Restle, T. Recent Developments in Peptide-Based Nucleic Acid
Delivery International Journal of Molecular Sciences
26.
Henry D. Herce & Angel E. Garcia Cell Penetrating Peptides: How Do They Do It? Received: 12
November 2007 / Accepted: 7 April 2008 /
29
27.
Eudes, F., Chugh, A. Cell-penetrating peptides From mammalian to plant cells Plant Signal
Behav. 2008 August;3(8): 549–550.
28.
Hensel, G., Kastner, C., Oleszczuk, S., Riechen, J., Kumlehn, J. Agrobacterium-Mediated Gene
Transfer to Cereal Crop Plants: Current Protocols for Barley, Wheat, Triticale, and Maize. Int J
Plant Genomics. 2009; 2009: 835608. Published online 2009 June 21. doi: 10.1155/2009/835608.
29.
Hiei Y, Ohta S, Komari T, Kumashiro T (1994) Efficient transformation of rice (Oryza sativa L.)
mediated by Agrobacterium and sequence analysis of the boundaries of the T-DNA. Plant J 6:
271–282
30.
de Groot MJ, Bundock P, Hooykaas PJJ, Beijersbergen AG (1998) Agrobacterium tumefaciens-
mediated transformation of filamentous fungi. Nat Biotechnol 16: 839–842; erratum de Groot MJ,
Bundock P, Hooykaas PJJ, Beijersbergen AG (1998) Nat Biotechnol 16:
31.
Bundock P, den Dulk-Ras A, Beijersbergen A, Hooykaas PJJ (1995) Transkingdom T-DNA
transfer from Agrobacterium tumefaciens to Saccharomyces cerevisiae. EMBO J 14: 3206–3214
32.
Tzfira, T., Citovsky, V.
The Agrobacterium-Plant Cell Interaction. Taking Biology Lessons
from a Bug, Plant Physiology 133:943-947 (2003)
© 2003
33.
Stachel SE, Messens E, Van Montagu M, Zambryski PC (1985) Identification of the signal
molecules produced by wounded plant cell that activate T-DNA transfer in Agrobacterium
tumefaciens. Nature 318: 624–629
34.
Stanton B. Gelvin
Agrobacterium in the Genomics Age Plant Physiology 150:1665-1676 (2009)
© 2009
35.
Bartoszewski G, Niemirowicz-Szczytt K 1997: Transformacja pomidora za pomocą
Agrobacterium tumefaciens. Biotechnologia, 1 (40) 43-63, 1998
36.
Parolin, C., Palu, G. Virus-based vectors for gene expression in mammalian celle: Retrovirus,
2003, Gene Transfer and Expression in Mammalian Cells
37.
Shahjahan Miah SM, Campbell KS., Expression of cDNAs in Human Natural Killer Cell Lines by
Retroviral Transduction, Methods Mol Biol. 2010;612:199-208.
38.
Aiuti, A., Roncarolo, M.G.
Ten years of gene therapy for primary immune deficiencies in
Hematology 2009
39.
Cassani B, Montini E, Maruggi G, Ambrosi A, Mirolo M, Selleri S, Biral E, Frugnoli I,
Hernandez-Trujillo V, Di Serio C, Roncarolo MG, Naldini L, Mavilio F, Aiuti A., Integration of
30
retroviral vectors induces minor changes in the transcriptional activity of T cells from ADA-SCID
patients treated with gene therapy. Blood. 2009 Oct 22;114(17):3546-56. Epub 2009 Aug 3.
40.
Pluta, K., Kacprzak, M.M. Use of HIV as a gene transfer vector, Acta Biologica Polonica, Vol. 56
No. 4/2009
41.
D. Bourbeau, Y. Zeng, B. Massie, Virus-based vectors for gene expression in mammalian cells:
Adenovirus. In: Gene Transfer and Expression in Mammalian Cells, S.C. Makrides, (ed.) 2003
Elsevier Science.
42.
Di Paolo NC, Shayakhmetov DM. Adenovirus de-targeting from the liver. Curr Opin Mol Ther.
2009 Oct;11(5):523-31.
43.
Xiao Xiao Virus-based vectors for gene expression in mammalian cells: Adeno-associated virus.,
2003, Gene Transfer and Expression in Mammalian Cells
44.
Lederberg J, Tatum EL. Sex in bacteria; genetic studies, 1945-1952. Science. 1953 Aug
14;118(3059):169-75.
45.
Court, D. L., Oppenheim, Amos, B., Adhya, S.L. A New Look at Bacteriophage λ Genetic
Networks J Bacteriol. 2007 January; 189(2): 298–304
46.
Sawitzke JA, Thomason LC, Costantino N, Bubunenko M, Datta S, Court DL., Recombineering:
in vivo genetic engineering in E. coli, S. enterica, and beyond., Methods Enzymol. 2007;421:171-
99.