Postępy Biochemii 59 (1) 2013

83

Kamil Frankowski
Emilia Wilmowicz



Agata Kućko
Magdalena Sidłowska
Jacek Kęsy
Jan Kopcewicz

Katedra Fizjologii Roślin i Biotechnologii, Uni-

wersytet Mikołaja Kopernika, Toruń



Katedra Fizjologii Roślin i Biotechnologii,

Uniwersytet Mikołaja Kopernika, ul. Lwowska

1, 87-100 Toruń; tel.: [phone], faks: (56)

611 47 72, e-mail: [e-mail]

Artykuł otrzymano 18 września 2012 r.

Artykuł zaakceptowano 14 grudnia 2012 r.

Słowa kluczowe: kwas abscysynowy, biosyn-

teza, katabolizm, regulacja metabolizmu

Wykaz skrótów: ABA — kwas abscysynowy;

AAO — oksydaza aldehydu ABA; CYP707A

— monooksygenaza cytochrom P450; DXP —

5-fosforan 1-deoksyksylulozy; DXS — syntaza

DXP; NCED — dioksygenaza 9-cis-epoksyka-

rotenoidów; NSY — syntaza neoksantyny; ZEP

— epoksydaza zeaksantyny

Podziękowania: Praca częściowo sfinanso-

wana z Programu Wieloletniego MRiRW nr

149/2011.

Metabolizm kwasu abscysynowego

WPROWADZENIE

K

was abscysynowy (ABA, ang.

abscisic acid) jest jednym z fitohormonów warunkujących

prawidłowy przebieg procesów wzrostu i rozwoju roślin, m. in. dojrzewanie i kiełko-

wanie nasion, otwieranie i zamykanie aparatów szparkowych, kwitnienie oraz odpowiedzi

na czynniki stresowe. W regulacji większości tych procesów istotną rolę odgrywa odpowied-

ni poziom endogennego ABA. Jego zawartość w poszczególnych tkankach jest wypadkową

tempa biosyntezy, oksydacyjnego rozkładu i tworzenia nieaktywnych pochodnych (najczę-

ściej estrowych). Postęp w badaniach dotyczących metabolizmu ABA był stosunkowo po-

wolny. Dopiero zastosowanie nowoczesnych technik biologii molekularnej pozwoliło na

zidentyfikowanie większości genów kodujących enzymy zaangażowane w regulację jego

biosyntezy i przyczyniło się do zrozumienia mechanizmów działania tego hormonu.

BIOSYNTEZA ABA

ABA zaliczany jest do seskwiterpenów (C

15

) posiadających dwa centra asyme-

trii. Ze względu na występowanie pierwszego z nich przy C1’ wyróżnia się dwa

enancjomery: (+)-ABA i (-)-ABA. Drugie centrum asymetrii stanowi łańcuch

2,4-pentadienowy, w którym grupa karboksylowa może występować w pozycji

cis lub trans. W roślinach dominującą formą ABA jest izomer (+)-2-cis-4-trans

ABA (Ryc. 1) [1].

Prekursorem ABA, podobnie jak in-

nych izoprenoidów, jest pirofosforan

izopentenylu (IPP, ang. isopenthenyl

pyrophosphate). Do niedawna uważa-

no, że wszystkie izoprenoidy powsta-

ją na drodze przemian kwasu mewa-

lonowego (MVA, ang. mevalonic acid).

Obecnie wiadomo, że IPP może rów-

nież powstawać wskutek przemian

fosforanu metylerytritolu, zwanych

szlakiem MEP (ang. methylerythritiol

phosphate pathway), Rohmera, fosfora-

nu deoksyksylulozy (DOXP, ang. de-

oxyxylulose phosphate pathway) lub niemewalonianowym [2,3]. W odróżnieniu od

wielu eubakterii i alg, gdzie IPP jest syntetyzowany wyłącznie z MEP, u roślin

wyższych funkcjonują obydwa szlaki, MEP i MVA [2]. W cytoplazmie IPP jest

syntetyzowany z kwasu mewalonowego, natomiast w plastydach z fosforanu

metylerytritolu. W biosyntezie ABA u roślin kluczową rolę odgrywa szlak fosfo-

ranu deoksyksylu-

lozy (Ryc. 2).

5-fosforan 1-de-

o k s y k s y l u l o z y

(DXP, ang. 1-de-

oxyxylulose 5-pho-

sphate) powstaje

w plastydach z

pirogronianu

i

aldehydu

3-fos-

foglicerynowego

(G3P) przy udziale

Rycina 1. Struktura kwasu abscysynowego (izomer

(+)-2-cis-4-trans ABA). Szczegółowy opis w tekście (wg

[1] zmodyfikowane).

Rycina 2. Szlak biosynte-

zy kwasu abscysynowe-

go. Szczegółowy opis w

tekście (wg [6,8,9] zmo-

dyfikowane).

84

www.postepybiochemii.pl

syntazy DXP (DXS, ang. DXP synthase). Następnie, DXP w

reakcji katalizowanej przez reduktoizomerazę DXP (DXR,

ang. DXP reductoisomerase) ulega konwersji do 4-fosforanu

2-metylerytritolu (MEP, ang. 2-methylerythritol 4-phosphate),

z którego w serii dalszych przemian powstaje 4-pirofosforan

hydroksymetylbutenylu (HMBPP, ang. hydroxymethylbute-

nyl 4-diphosphate). Związek ten, może być przekształcony

w IPP przez syntazę pirofosforanu izopentenylu (IDS, ang.

isopenthyl diphosphate syntase) lub w jego izomer — pirofos-

foran dimetyloallilu (DMAPP, ang. dimethylallyl diphospha-

te) przy udziale syntazy izopentenylu dimetyloallilu (DDS,

ang. dimethylallyl diphosphate synthase). IPP i DMAPP są wy-

korzystywane do syntezy terpenoidów o większych masach

cząsteczkowych [2,3]. W wyniku kondensacji IPP z DMAPP

powstaje pirofosforan geranylu (GPP, ang. geranyl pyropho-

sphate, C

10

), a dołączanie kolejnych cząsteczek IPP prowadzi

do powstania odpowiednio pirofosforanu farnezylu (FPP,

ang. farnesyl pyrophosphate, C

15

) i pirofosforanu geranylo-

geranylu (GGPP, ang. geranylgeranylo pyrophosphate, C

20

).

W reakcji katalizowanej przez syntazę fitoenu (PSY, ang.

phytoene synthase) dwie cząsteczki GGPP kondensując ze

sobą tworzą fitoen (C

40

), z którego w obecności desaturazy

fitoenu (PDS, ang. phytoene desaturase) powstaje ζ-karoten.

W dalszych etapach ζ-karoten jest przekształcany kolejno

w likopen, β-karoten i ostatecznie zeaksantynę, która jest

bezpośrednim prekursorem ABA. Przy udziale epoksyda-

zy zeaksantyny (ZEP, ang. zeaxanthin epoxidase) powstaje

trans-wiolaksantyna, która ulega konwersji do 9-cis-wio-

laksantyny lub 9’-cis-neoksantyny [2,4]. W powstawanie

cis-izomerów wiolaksantyny i neoksantyny są prawdopo-

dobnie zaangażowane dwa enzymy: syntaza neoksantyny

(NSY, ang. neoxanthin synthase) oraz izomeraza [4,5]. Ostat-

nim etapem biosyntezy ABA zachodzącej w plastydach jest

przekształcenie 9-cis-wiolaksantyny i 9’-cis-neoksantyny

w cis-ksantoksynę przez dioksygenazę 9-cis-epoksykaro-

tenoidową (NCED, ang. 9-cis-epoxycarotenoid dioxygenases).

Prawdopodobnie cis-ksantoksyna migruje z plastydów do

cytoplazmy, gdzie ulega dalszym przemianom prowadzą-

cym do powstania ABA [2,6-9].

W cytoplazmie ksantoksyna ulega konwersji do alde-

hydu abscysynowego, który jest następnie utleniany do

ABA. Reakcje te są katalizowane przez dehydrogenazę/

reduktazę alkoholową (SDR, ang. short-chain dehydrogenase/

reductase) oraz oksydazę aldehydu abscysynowego (AAO,

ang. abscisic aldehyde oxidase) [10]. W badaniach prowadzo-

nych na dojrzewających owocach awokado wykazano, że

cis-ksantoksyna może być również przekształcona w kwas

ksantoksynowy, z którego powstaje ABA. Dodatkowo, w

przypadku braku możliwości przemiany aldehydu abscy-

synowego w ABA przez niektóre mutanty, zostaje on zre-

dukowany do alkoholu abscysynowego, z którego następ-

nie powstaje ABA. Opisane różnice dotyczące powstawania

ABA wynikają prawdopodobnie z miejsca jego biosyntezy

oraz stadium rozwojowego rośliny.

ENZYMY ZAANGAŻOWANE W BIOSYNTEZę ABA

Pierwszym zidentyfikowanym enzymem bezpośrednio

zaangażowanym w biosyntezę ABA była epoksydaza zeak-

santyny. Geny kodujące ten enzym zidentyfikowano m. in.

u A. thaliana, Nicotiana blumbaginifolia i Oryza sativa [4]. ZEP

koduje białko podobne do monooksygenaz wiążących FAD,

których kofaktorem jest ferredoksyna. Sekwencje podobne

do monooksygenaz są niezbędne dla aktywności ZEP [11],

gdyż mutacje w ich obrębie prowadzą do akumulacji ze-

aksantyny i obniżenia poziomu ABA, a mutanty charakte-

ryzują się zaburzonym turgorem i wytwarzają nasiona ze

zniesionym stanem spoczynku.

Gen kodujący syntazę neoksantyny (NSY), enzym katali-

zujący reakcję przekształcania wiolaksantyny w neoksanty-

nę, dotychczas zidentyfikowano jedynie u pomidora i ziem-

niaka [12]. Ze względu na podobieństwo NSY do cyklazy

β-likopenu (LCYb, ang. lycopene β-cyclase) zaangażowanej w

przekształcanie tego związku w β-karoten, jak również za-

obserwowanej in vitro zdolności konwersji wioloksantyny

w neoksantynę przyjmuje się, że enzym ten może wykazy-

wać dwojaką aktywność [13]. U A. thaliana sklonowano gen

ABA4, którego produkt jest prawdopodobnie bezpośrednio

zaangażowany w tworzenie izomerów neoksantyny [4].

Niemniej jednak, dane te muszą zostać zweryfikowane.

NCED, kodujący kluczowy enzym w regulacji biosyntezy

ABA, po raz pierwszy zidentyfikowano w genomie mutan-

ta kukurydzy viviparous14 i oznaczono jako VP14 (Tab. 1)

[14]. Sekwencje kodujące NCED zidentyfikowano również

u innych gatunków roślin, m. in. Phaseolus vulgaris, Vigna

unguiculata, Persea americana, Lycopersicon esculentum [15].

U A. thaliana poznano aż 9 genów NCED, z których jedy-

nie 5 (At-NCED2, 3, 5, 6, 9) koduje produkty zaangażowa-

ne w biosyntezę ABA [16]. Jak wykazano, ekspresja genów

NCED jest skorelowana z endogennym poziomem ABA

[17]. Pokazano również, że rekombinowane białko VP14 jest

specyficzne względem izomerów cis epoksyksantofili (9-cis-

-wiolaksantyny i 9’-cis-neoksantyny), a ich przekształcenie

w ksantoksynę wymaga obecności tlenu i jonów żelaza [14].

Dla aktywności katalitycznej NCED istotne są również czte-

ry ewolucyjnie zachowywane reszty His. Mimo że białka

Tabela 1. Mutanty biosyntezy kwasu abscysynowego.

Enzym

Gatunek

Mutant

ZEP

A. thaliana

aba1, npq2, los6

N. plumbaginifolia

aba2

O. sativa

osaba1

NCED

Z. mays

vp14

L. esculentum

notabilis

A. thaliana

nced3

SDR1

A. thaliana

aba2, gin1, isi4, sis4

AAO

A. thaliana

aba3, aao3

H. vulgare

nar2a

L. esculentum

flacca

N. plumbaginifolia

aba1

L. esculentum

sitiens

Sulfuraza MoCo

N. plumbaginifolia

aba1

H. vulgare

nar2A

Postępy Biochemii 59 (1) 2013

85

NCED zawierają sekwencje skierowujące je do plastydów,

to jednak, ze względu na specyficzne potranslacyjne mo-

dyfikacje, charakteryzują się one zróżnicowaną lokalizacją

wewnątrz tych organelli [18]. U A. thaliana NCED2, 3 i 6 zlo-

kalizowano zarówno w stromie, jak i błonach tylakoidów.

NCED5 występuje wyłącznie jako białko błonowe, a NCED9

jest rozpuszczalnym białkiem stromy. Takie rozmieszczenie

poszczególnych izoform tego enzymu może być wynikiem

zróżnicowanej funkcji, jaką pełnią te białka na poszczegól-

nych etapach wzrostu i rozwoju roślin.

U A. thaliana enzym katalizujący reakcję powstawania

aldehydu ABA z cis-ksantoksyny jest kodowany przez po-

jedynczy gen AtABA2. AtABA2 należy do rodziny dehy-

drogenaz/reduktaz SDR zależnych od NAD i podobnie jak

one, ma budowę multimeryczną [10].

W genomie rzodkiewnika pospolitego zidentyfikowano

4 sekwencje kodujące oksydazy aldehydu ABA (AAO1-4)

[19]. Jak dotąd wykazano, że jedynie AAO3 koduje funk-

cjonalny enzym uczestniczący w przekształcaniu aldehydu

ABA w kwas abscysynowy. Niemniej jednak, w organizmie

A. thaliana musi funkcjonować również inna oksydaza, gdyż

mutanty aao3 kiełkują w podobnym czasie do roślin typu

dzikiego. AAO do swojej aktywności wymaga obecności

kofaktora MoCo (ang. molybdenum cofactor) [10]. Mutacje

w genach kodujących enzymy zaangażowane w syntezę

MoCo — sulfurazy MoCo (AtABA3 u A. thaliana, FLACCA

u pomidora i ABA1 u tytoniu) — skutkują deficytem ABA

[20].

KATABOLIZM ABA

Katabolizm ABA u roślin wyższych polega na jego nie-

odwracalnej degradacji wskutek hydroksylacji lub tworze-

niu nieaktywnych połączeń, np. z glukozą [1]. Hydroksy-

lacji może ulegać jedna z grup metylowych w pozycji C7’,

C8’ lub C9’. Dominującym kierunkiem przemian jest two-

rzenie hydroksylowej pochodnej przy węglu C8’ (8’-OH

ABA). Reakcja ta jest katalizowana przez 8’-hydroksylazę

ABA (monooksygenaza cytochrom P450), która u A. thaliana

jest kodowana przez 4 geny CYP707A [21]. Powstała 8’-hy-

droksy pochodna ABA zachowuje znaczącą aktywność fi-

zjologiczną [1]. W warunkach laboratoryjnych wykazano,

że CYP707A jest zaangażowane w powstawanie wyłącznie

8’-OH ABA oraz że, 98% tego związku ulega spontanicznej

izomeryzacji do kwasu fazeinowego (PA, ang. phaseic acid).

Nie można jednak wykluczyć, iż konwersja 8’-OH ABA in

vivo wymaga aktywności enzymatycznej [21]. PA w obecno-

ści reduktazy PA (ang. phaseic acid reductase) jest przekształ-

cany w kwas dihydrofazeinowy (DPA, ang. dihydrophaseic

acid), z którego ostatecznie powstaje kwas epi-dihydrofa-

zeinowy (epi-DPA). PA oraz DPA charakteryzują się niską

aktywnością biologiczną i są uważane za nieaktywne me-

tabolity ABA, gdyż białka wiążące ABA (ang. ABA binding

proteins) z jabłka oraz warstwy aleuronowej ziarniaków

pszenicy nie są zdolne do ich wiązania [22]. 7’-OH ABA i

9’-OH ABA (oraz jego izomer neoPA) są najrzadziej spoty-

kanymi hydroksylowymi pochodnymi ABA u roślin [23]. O

ile 7’-OH ABA występuje u licznych gatunków roślin, m.

in. Pisum sativum, Solanum lycopersicum, Hordeum vulgare i

A. thaliana, to obecność 9’-OH ABA i neoPA potwierdzono

jedynie w nasionach Brassica napus (Ryc. 3) [24].

Inaktywacja ABA może również zachodzić wskutek

tworzenia połączeń z glukozą (ABA-GE) [25]. Podobnym

przemianom mogą także podlegać 8’-OH ABA, PA, DPA i

epi-DPA. Reakcja powstawania ABA-GE jest katalizowana

przez glukozylotransferazę (AOG, ang. glucosylotransfera-

se), która wykazuje szeroką specyficzność substratową w

porównaniu do innych enzymów metabolizmu ABA. Jak

wykazano u pomidora, AOG preferencyjnie tworzy połą-

czenia glukozy z 2-trans-ABA, natomiast znacznie rzadziej

z naturalnym 2-cis-ABA [26]. Jako substraty enzym ten

może również wykorzystywać analogi ABA, tj. (-)-R-ABA

lub kwas cynamonowy. Nie pośredniczy jednak w gluko-

zylacji PA i DPA, co może wskazywać na istnienie innego

mechanizmu [27]. Pochodne ABA gromadzą się w waku-

olach komórek starzejących się roślin i nie wykazują istotnej

aktywności fizjologicznej [28]. Dotąd, molekularny mecha-

nizm transportu ABA-GE, jak i samego ABA przez błony

plazmatyczne (tonoplast i ER) nie został w pełni wyjaśniony

[25]. Niemniej jednak, ABA-GE może przemieszczać się do

ER (np. w odpowiedzi na dehydratację), gdzie przy udziale

β-glukozydaz następuje uwolnienie aktywnego hormonu.

Transport ABA-GE w soku ksylemowym stanowi również

istotny element przemieszczania nieaktywnego hormonu

na duże odległości [25,29].

REGULACJA METABOLIZMU ABA

Dane dotyczące regulacji metabolizmu ABA pochodzą

głównie z badań poziomu transkrypcji genów kodujących

enzymy zaangażowane w proces jego syntezy i degradacji.

Aktywność tych genów zmienia się pod wpływem różnych

czynników wewnętrznych i środowiskowych, a endogenny

poziom ABA jest wypadkową tempa jego syntezy oraz kata-

bolizmu. Nadrzędną rolę w regulacji biosyntezy ABA przy-

pisuje się NCED, którego ekspresja jest ściśle skorelowana

z poziomem hormonu [6]. Z kolei, kluczowym enzymem

regulującym jego katabolizm jest 8’-hydroksylaza ABA [21].

Kontrola poziomu ABA nie jest ograniczona jedynie do tych

specyficznych etapów jego metabolizmu. W nasionach i

siewkach A. thaliana wykazano, że nadekspresja innych ge-

nów kodujących enzymy szlaku MEP (np. DXS, PSY, ZEP)

prowadzi do wzmożonej akumulacji tego hormonu.

Rycina 3. Metabolizm kwasu abscysynowego. Szczegółowy opis w tekście (wg

[2,27] zmodyfikowane).

86

www.postepybiochemii.pl

Czynniki abiotyczne (np. susza, zasolenie, zacienienie,

chłód) w różny sposób modyfikują aktywność genów/en-

zymów uczestniczących w metabolizmie ABA [30-33]. U

A. thaliana wskutek dehydratacji podnosi się poziom eks-

presji AtNCED3, AAO3, AtABA3 i AtZEP [25]. Po poda-

niu glukozy następuje wzrost aktywności transkrypcyjnej

genów AtABA2, AtZEP, AAO3, SDR1 i skorelowanej z nią

akumulacji ABA. Podobne efekty obserwowano również u

kukurydzy, pomidora, awokado i fasoli. Stres osmotyczny

indukuje również ekspresję wszystkich genów CYP707A.

Dodatkowo, aktywność transkrypcyjna CYP707A3 jest re-

gulowana przez gibereliny i brassinolid, wskazując na po-

tencjalne miejsce oddziaływania tych hormonów. Podczas

dojrzewania i kiełkowania nasion zarodek podlega proce-

som dehydratacji i uwodnienia, którym towarzyszą zmia-

ny zawartości ABA. U A. thaliana poziom ABA w zarodku

osiąga maksymalną wartość w kilka dni po zapyleniu (~10

dni), przy czym nie jest on syntetyzowany de novo, a pocho-

dzi z rośliny macierzystej [25]. Z kolei, synteza tego hormo-

nu de novo determinuje przejście nasion w stan spoczynku.

Jak dotąd, nie ustalono czy ABA transportowany z rośliny

macierzystej jest niezbędny do rozwoju nasion czy stanowi

tylko sygnał inicjujący syntezę ABA w zarodku. Natomiast,

warunkiem inicjacji kiełkowania nasion jest zahamowanie

biosyntezy ABA oraz aktywacja jego katabolizmu [34,35].

Jak wykazano u A. thaliana, podczas pierwszych 6 godzin

imbibicji wzrasta ekspresja CYP707A2, która jest skorelowa-

na ze spadkiem ilości ABA i podniesieniem poziomu PA.

Podobny efekt obserwowano u H. vulgare, L. sativa i Pinus

strobus [36]. Z kolei, CYP707A3 i CYP707A1 są zaangażo-

wane nie tylko w sam proces kiełkowania nasion, ale także

wczesne etapy rozwoju siewki [21]. Regulacja biosyntezy

ABA w zarodku może odbywać się na wielu poziomach,

np. u tytoniu — poprzez regulację ekspresji NtZEP, u po-

midora — LeNCED1, a u rzodkiewnika — poprzez AtZEP,

AtNCED5 i 6 [10,25].

Mechanizm regulacji ekspresji genów zaangażowanych

w biosyntezę ABA jest nie tylko charakterystyczny dla po-

szczególnych organów i stadiów rozwojowych rośliny, ale

jest także specyficzny gatunkowo. U A. thaliana aktywność

transkrypcyjna ZEP utrzymuje się na niskim poziomie,

a susza i zasolenie silnie stymulują jego ekspresję [31]. W

odróżnieniu od rzodkiewnika, u tytoniu i pomidora stres

osmotyczny nie podnosi poziomu transkryptu tego genu.

Wydaje się, że w tkankach fotosyntetyzujących (bogatych

w epoksykarotenoidy) ekspresja ZEP nie ma wpływu na

tempo biosyntezy ABA, podczas gdy w korzeniach (niski

poziom epoksykarotenoidów) może być czynnikiem limi-

tującym ten proces [7]. ABA może również sam regulować

swój endogenny poziom, na który wpływ ma stabilność

transkryptów genów zaangażowanych w jego metabolizm

(np. AAO3, AtABA3, AtNCED3) [21]. Wykazano że, podanie

ABA stymuluje ekspresję ZEP i AAO3 u A. thaliana, nato-

miast u jęczmienia podnosi syntezę 8’-hydroksylazy ABA.

W mechanizmie adaptacyjnym roślin na stres wzrasta po-

ziom ABA wskutek jego syntezy i/lub uwalniania z nieak-

tywnych połączeń (wzrost aktywności β-D-glukozydazy).

Ten podwyższony poziom hormonu jest sygnałem, który

na zasadzie pętli pozytywnego sprzężenia zwrotnego sty-

muluje swoją dalszą biosyntezę [25].

EFEKTY FIZJOLOGICZNE ABA

Efekty fizjologiczne wywoływane przez ABA wynikają

z jego wpływu na przepuszczalność błon komórkowych i

subkomórkowych, a także na zdolność do modyfikacji eks-

presji genów [2,37,38]. ABA jest zaliczany do grupy inhibi-

torów wzrostu i rozwoju roślin, gdyż w wielu procesach

jest antagonistą auksyn, giberelin i cytokinin [40]. Pełni on

istotną rolę w regulacji wszystkich faz rozwojowych ro-

ślin, m. in.: embriogenezy, spoczynku nasion, kiełkowaniu,

grawitropizmie korzeni, kwitnieniu, dojrzewaniu nasion i

owoców, starzeniu i odrzucaniu organów oraz zamykaniu

aparatów szparkowych [9,16,41-44]. ABA jest również waż-

nym hormonem stresowym uczestniczącym w adaptacji ro-

ślin do zmieniających się warunków środowiskowych, jak:

długotrwałe zacienienie, podtopienie, zasolenie czy chłód

[7,30-33,45-47].

Kwas abscysynowy może w dwojaki sposób wpływać

na rozwój zarodka. W początkowym etapie embriogenezy

stymuluje jego wzrost i dojrzewanie, a w późniejszych sta-

diach hamuje ten proces, przeciwdziałając aktywności gibe-

relin [16,34,40,48]. Podwyższony poziom ABA warunkuje

również stan spoczynku nasion. Mechanizm ten najlepiej

poznano w ziarniakach zbóż, u których ABA hamuje wy-

twarzanie α-amylazy w warstwie aleuronowej. W procesie

tym istotne jest zablokowanie przekształcania ABA w kwas

fazeinowy (PA), co potwierdzono w badaniach z zastoso-

waniem fluridonu (inhibitor syntezy karotenoidowych pre-

kursorów ABA). Z kolei, warunkiem niezbędnym do inicja-

cji kiełkowania nasion jest spadek poziomu ABA wskutek

zahamowania jego biosyntezy de novo oraz zwiększenia

tempa katabolizmu (wzrost ekspresji genów CYP707A).

Wyniki badań prowadzonych na fotoperiodycznie wraż-

liwych gatunkach roślin potwierdziły również zaangażo-

wanie ABA w regulację indukcji kwitnienia. Hormon ten

jest uważany za inhibitor tego procesu, zarówno u roślin

długo-, jak i krótkodniowych. Niemniej jednak, u pewnych

gatunków roślin, w warunkach niepełnej indukcji, ABA

może stymulować kwitnienie. Dotychczas, nie określono

szczegółowego mechanizmu działania tego hormonu, gdyż

jest on wypadkową stopnia indukcji generatywnej, warun-

ków środowiskowych oraz interakcji z innymi fitohormona-

mi (m. in. giberelinami, etylenem) [42,43].

W aktywnych metabolicznie tkankach niekorzystne

czynniki środowiskowe mogą powodować dehydratację

komórek. Za utrzymanie osmotycznej homeostazy w ro-

ślinie odpowiedzialny jest m. in. ABA, który reguluje roz-

warcie aparatów szparkowych [37,44]. Aktywuje on szybkie

oraz wolne kanały jonowe transportujące Cl

-

na zewnątrz

komórki, co prowadzi do depolaryzacji błony cytoplazma-

tycznej i aktywacji kanałów K

+

. Wypływ Cl

-

i K

+

z komór-

ki powoduje spadek turgoru komórek szparkowych i za-

mknięcie aparatów szparkowych. Dotychczas przyjmowa-

no, że aktywacja kanałów anionowych przez ABA jest ele-

mentem wystarczającym do prawidłowego działania pomp

protonowych oraz depolaryzacji błon cytoplazmatycznych.

Jednakże, na podstawie badań prowadzonych na mutancie

ost2 (ang. open stomata2) A. thaliana wykazano, że aktywacja

kanałów anionowych, poza ABA, wymaga również obniże-

Postępy Biochemii 59 (1) 2013

87

nia aktywności specyficznej H

+

-ATPazy (AHA1) [49]. Do-

kładna rola ABA w tym procesie nie jest jednak znana.

PODSUMOWANIE

Skomplikowany szlak biosyntezy kwasu abscysynowe-

go sprawia, że mechanizmy regulujące jego zawartość w

komórce nie są w pełni poznane. Biosynteza ABA zacho-

dzi w plastydach i cytoplazmie, chociaż jego metabolity

występują również w innych przedziałach komórkowych

(m. in. wakuolach, ER) i mogą stanowić formę transpor-

tową hormonu (np. ABA-GE). Przedstawiona w niniejszej

pracy wielopoziomowa regulacja biosyntezy ABA wynika

z udziału tego hormonu w kontroli wielu procesów fizjo-

logicznych: od kiełkowania nasion, kwitnienie, po reakcje

roślin na bodźce środowiskowe. Dodatkowo, w procesy te

wpisują się oddziaływania z innymi hormonami oraz au-

toregulacja. Z pewnością poznanie tych złożonych współ-

zależności przyczyni się do wyjaśnienia mechanizmów, za

pomocą których rośliny kontrolują poziom tego hormonu

i reagują na zmieniające się warunki w sposób czasowo i

przestrzennie specyficzny.

PIŚMIENNICTWO

1. Kitahata N, Asami T (2011) Chemical biology of abscisic acid. J Plant

Res 124: 549-557

2. Hauser F, Waadt R, Schroeder JI (2011) Evolution of abscisic acid syn-

thesis and signaling mechanisms. Curr Biol 21: 346-355

3. Marciniak K, Kęsy J, Tretyn A, Kopcewicz J (2012) Gibereliny — struk-

tura, biosynteza i dezaktywacja u roślin. Postepy Biochem 58: 14-25

4. North HM, De Almeida A, Boutin JP, Frey A, To A, Botran, Sotta B,

Marion-Poll A (2007) The Arabidopsis ABA-deficient mutant ba4 dem-

onstrates that the major route for stress-induced ABA accumulation is

via neoxanthin isomers. Plant J 50: 810-824

5. Wasilewska A, Vlad F, Sirichandra C, Redko Y, Jammes F, Valon C, dit

Frey NF, Leung J (2008) An update on abscisic acid signaling in plants

and more. Mol Plant 1: 1-19

6. Endo A, Sawada Y, Takahashi H, Okamoto M, Ikegami K, Koiwai H,

Seo M, Toyomasu T, Mitsuhashi W, Shinozaki K, Nakazono M, Ka-

miya Y, Koshiba T, Nambara E (2008) Drought induction of Arabidop-

sis 9-cis-epoxycarotenoid dioxygenase occurs in vascular parenchyma

cells. Plant Physiol 147: 1984-1993

7. Ikegami K, Okamoto M, Seo M, Koshiba T (2009) Activation of abscisic

acid biosynthesis in the leaves of Arabidopsis thaliana in response to wa-

ter deficit. J Plant Res 122: 235-243

8. Hu B, Wan X-R, Liu X-H, Guo D-L, Li L (2010) Abscisic acid (ABA)-

mediated inhibition of seed germination involves a positive feedback

regulation of ABA biosynthesis in Arachis hypogaea L. African J Biotech

9: 1578-1586

9. Kanno Y, Jikumaru Y, Hanada A, Nambara E, Abraham SR, Kamiya

Y, Seo M (2010) Comprehensive hormone profiling in developing Ara-

bidopsis seeds: examination of the site of abscisic acid biosynthesis, ab-

scisic acid transport and hormone interactions. Plant Cell Physiol 51:

1988-2001

10. Seiler C, Harshavardhan VT, Rajesh K, Reddy PS, Strickert M, Rol-

letschek H, Scholz U, Wobus U, Sreenivasulu N (2011) ABA biosynthe-

sis and degradation contributing to ABA homeostasis during barley

seed development under control and terminal drought-stress condi-

tions. J Exp Bot 62: 2615-2632

11. Kuczyńska P, Latowski D, Niczyporuk S, Olchawa-Pajor M, Jahns P,

Gruszecki WI, Strzałka K (2012) Zeaxanthin epoxidation — an in vitro

approach. Acta Biochim Pol 59: 105-107

12. Ruiz-Sola MÁ, Rodríguez-Concepción M (2012) Carotenoid biosyn-

thesis in Arabidopsis: a colorful source: The Arabidopsis Book, (red) The

American Society of Plant Biologists, str. 158

13. Clotault J, Peltier D, Berruyer R, Thomas M, Briard M, Geoffriau E

(2008) Expression of carotenoid biosynthesis genes during carrot root

development. J Exp Bot. 59: 3563-3573

14. Messing SA, Gabelli SB, Echeverria I, Vogel JT, Guan JC, Tan BC, Klee

HJ, McCarty DR, Amzel LM (2010) Structural insights into maize vi-

viparous14, a key enzyme in the biosynthesis of the phytohormone

abscisic acid. Plant Cell 22: 2970-2980

15. Sun L, Sun Y, Zhang M, Wang L, Ren J, Cui M, Wang Y, Ji K, Li P, Li Q,

Chen P, Dai S, Duan C, Wu Y, Leng P (2011) Suppression of 9-cis-epo-

xycarotenoid dioxygenase, which encodes a key enzyme in abscisic

acid biosynthesis, alters fruit texture in transgenic tomato. Plant Phy-

siol 158: 283-298

16. Finkelstein R, Reeves W, Ariizumi T, Steber C (2008) Molecular aspects

of seed dormancy. Annu Rev Plant Biol 59: 387-415

17. Guo DL, Liang JH, Li L (2009) Abscisic acid (ABA) inhibition of lateral

root formation involves endogenous ABA biosynthesis in Arachis hy-

pogaea L. Plant Growth Regul 58: 173-179

18. Chen HC, Hwang SG, Chen SM, Shii CT, Cheng WH (2011) ABA-me-

diated heterophylly is regulated by differential expression of 9-cis-epo-

xycarotenoid dioxygenase 3 in lilies. Plant Cell Physiol 52: 1806-1821

19. Zdunek-Zastocka E (2008) Molecular cloning, characterization and

expression analysis of three aldehyde oxidase genes from Pisum sati-

vum L. Plant Physiol Biochem 46: 19-28

20. Huang PM, Chen JY, Wang SJ (2009) Tissue-specific regulation of rice

molybdenum cofactor sulfurase gene in response to salt stress and

ABA. Acta Physiol Plant 31: 545-551

21. Okamoto M, Tanaka Y, Abrams SR, Kamiya Y, Seki M, Nambara E

(2009) High humidity induces abscisic acid 8’-hydroxylase in stomata

and vasculature to regulate local and systemic abscisic acid responses

in Arabidopsis. Plant Physiol 149: 825-834

22. Sannohe Y, Gomi S, Murata T, Ohyama M, Yonekura K, Kanegae M,

Koga J (2011) A new glycosylated dihydrophaseic acid from cacao

germs (Theobroma cacao L.). Biosci Biotechnol Biochem. 75: 1606-1607

23. Suttle JC, Abrams SR, De Stefano-Beltrán L, Huckle LL (2012) Chemi-

cal inhibition of potato ABA-8’-hydroxylase activity alters in vitro and

in vivo ABA metabolism and endogenous ABA levels but does not

affect potato microtuber dormancy duration. J Exp Bot 63: 5717-5725

24. Jadhav AS, Taylor DC, Giblin M, Ferrie AM, Ambrose SJ, Ross AR,

Nelson KM, Irina Zaharia L, Sharma N, Anderson M, Fobert PR,

Abrams SR (2008) Hormonal regulation of oil accumulation in Brassica

seeds: metabolism and biological activity of ABA, 7’-, 8’- and 9’-hydro-

xy ABA in microspore derived embryos of B. napus. Phytochemistry

69: 2678-2688

25. Seo M, Koshiba T (2011) Transport of ABA from the site of biosynthe-

sis to the site of action. J Plant Res 124: 501-507

26. Wang X, Wang Z, Dong J, Wang M, Gao H (2009) Cloning of a 9-cis-

-epoxycarotenoid dioxygenase gene and the responses of Caragana

korshinskii to a variety of abiotic stresses. Genes Genet Syst 84: 397-405

27. Hanada K, Hase T, Toyoda T, Shinozaki K, Okamoto M (2011) Origin

and evolution of genes related to ABA metabolism and its signaling

pathways. J Plant Res 124: 455-465

28. Todoroki Y, Aoyama H, Hiramatsu S, Shirakura M, Nimitkeatkai H,

Kondo S, Ueno K, Mizutani M, Hirai N (2009a) Enlarged analogues of

uniconazole, new azole containing inhibitors of ABA 8’-hydroxylase

CYP707A. Bioorg Med Chem Lett 19: 5782-5786

29. Jang F, Hartung W (2007) Long-distance signalling of abscisic acid

(ABA): the factors regulating the intensity of the ABA signal. J Exp

Bot 59: 37-43

30. Fujita M, Fujita Y, Takahashi F, Yamaguchi-Shinozaki K, Shinozaki K

(2009) Stress physiology of higher plants: cross-talk between abiotic

and biotic stress signaling, W: Hirt H (red) Plant stress biology: from

genomics to systems biology. Wiley, New Jersey, str. 67-89

31. Fujita Y, Fujita M, Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozaki K (2011) ABA-

-mediated transcriptional regulation in response to osmotic stress in

plants. J Plant Res 124: 509-525

32. Fujita Y, Fujita M, Yamaguchi-Shinozaki K, Shinozaki K (2009) Trans-

cription factors involved in the crosstalk between abiotic and biotic

88

www.postepybiochemii.pl

stress-signaling networks. W: Yoshioka K, Shinozaki, K. (red) Signal

crosstalk in plant stress responses. Wiley- Blackwell, str. 43-58

33. Fujita Y, Nakashima K, Yoshida T, Katagiri T, Kidokoro S, Kanamori

N, Umezawa T, Fujita M, Maruyama K, Ishiyama K, Kobayashi M,

Nakasone S, Yamada K, Ito T, Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozaki K

(2009) Three SnRK2 protein kinases are the main positive regulators of

abscisic acid signaling in response to water stress in Arabidopsis. Plant

Cell Physiol 50: 2123-2132

34. Chen H, Zhang J, Neff MM, Hong SW, Zhang H, Deng XW, Xiong

L (2008) Integration of light and abscisic acid signaling during seed

germination and early seedling development. Proc Natl Acad Sci USA

105: 4495-4500

35. Tsai AY, Gazzarrini S (2012) Overlapping and distinct roles of AKIN10

and FUSCA3 in ABA and sugar signaling during seed germination.

Plant Signal Behav 7: 1238-1242

36. Takezawa D, Komatsu K, Sakata Y (2011) ABA in bryophytes: how a

universal growth regulator in life became a plant hormone? J Plant Res

124: 437-453

37. Kim JM, To TK, Nishioka T, Seki M (2010) Chromatin regulation func-

tions in plant abiotic stress responses. Plant Cell Environ 33: 604-611

38. Kim TH, Böhmer M, Hu H, Nishimura N, Schroeder JI (2010) Guard

cell signal transduction network: advances in understanding abscisic

acid, CO

2

, and Ca

2+

signaling. Annu Rev Plant Biol 61: 561-591

39. Sato A, Sato Y, Fukao Y, Fujiwara M, Umezawa T, Shinozaki K, Hibi

T, Taniguchi M, Miyake H, Goto DB,Uozumi N (2009) Threonine at

position 306 of the KAT1 potassium channel is essential for channel

activity and is a target site for ABA-activated SnRK2/OST1/SnRK2.6

protein kinase. Biochem J 424: 439-448

40. Drechsel G, Raab S, Hoth S (2010) Arabidopsis zinc-finger protein 2 is a

negative regulator of ABA signaling during seed germination. J Plant

Physiol 167: 1418-1421

41. Fujii H, Verslues PE, Zhu JK (2007) Identification of two protein ki-

nases required for abscisic acid regulation of seed germination, root

growth, and gene expression in Arabidopsis. Plant Cell 19: 485-494

42. Wilmowicz E, Frankowski K, Glazińska P, Kęsy J, Wojciechowski W,

Kopcewicz J (2011) Cross talk between phytohormones in the regula-

tion of flower induction in Pharbitis nil. Biologia Plantarum. 55: 757-760

43. Wilmowicz E, Kęsy J, Kopcewicz J (2008) Ethylene and ABA interac-

tions in the regulation of flower induction in Pharbitis nil. J Plant Phy-

siol 165: 1917-1928

44. Acharya BR, Assmann SM (2009) Hormone interactions in stomatal

function. Plant Mol Biol 69: 451-462

45. Fujii H, Zhu JK (2009) Arabidopsis mutant deficient in 3 abscisic acid-ac-

tivated protein kinases reveals critical roles in growth, reproduction,

and stress. Proc Natl Acad Sci USA 106: 8380-8385

46. Urano K, Maruyama K, Ogata Y, Morishita Y, Takeda M, Sakurai N,

Suzuki H, Saito K, Shibata D, Kobayashi M, Yamaguchi-Shinozaki

K, Shinozaki K (2009) Characterization of the ABA regulated global

responses to dehydration in Arabidopsis by metabolomics. Plant J 57:

1065-1078

47. Khandelwal A, Cho SH, Marella H, Sakata Y, Perroud PF, Pan A, Qua-

trano RS (2010) Role of ABA and ABI3 in desiccation tolerance. Science

327: 546

48. Bu Q, Li H, Zhao Q, Jiang H, Zhai Q, Zhang J, Wu X, Sun J, Xie Q,

Wang D, Li C (2009) The Arabidopsis RING finger E3 ligase RHA2a is

a novel positive regulator of abscisic acid signaling during seed ger-

mination and early seedling development. Plant Physiol 150: 463-481

49. Merlot S, Leonhardt N, Fenzi F, Valon C, Costa M, Piette L, Vavasseur

A, Genty B, Boivin K, Muller A, Giraudat J, Leung J (2007) Constitutive

activation of a plasma membrane H

+

-ATPase prevents abscisic acid-

mediated stomatal closure. EMBO J 26: 3216-3226

Abscisic acid metabolism

Kamil Frankowski, Emilia Wilmowicz



, Agata Kućko, Magdalena Sidłowska, Jacek Kęsy,

Jan Kopcewicz

Chair of Plant Physiology and Biotechnology, Nicolaus Copernicus University, 1 Lwowska St., 87-100 Toruń, Poalnd



e-mail: [e-mail]

ABSTRACT

Abscisic acid is one of the plant hormones that determines normal growth and development, i.e. seeds ripening and germination, stomata

opening and closure, flowering and stress responses. An appropriate level of endogenous ABA plays a key role in the regulation of most of

these processes. Its content in a particular tissue is a balance between the rate of its biosynthesis, oxidative degradation and formation of inac-

tive derivatives (mainly ester). The progress on ABA metabolism was relatively slow in the past. Application of modern molecular biology

methods let the most of genes encoding enzymes involved in the regulation of ABA metabolism be identified and contributed to the under-

standing of its action.