Tom 51, 2002
Numer 3 (256)
Strony 305 318
MAŁGORZATA ŁOBOCKA, OLGA BUGAJSKA i ANETA DOBRUK
Zakład Biochemii Drobnoustrojów
Instytut Biochemii i Biofizyki PAN
Pawińskiego 5A, 02-106 Warszawa
e-mail: [e-mail]
PARTYCJA NISKOKOPIOWYCH PLAZMIDÓW
WPROWADZENIE
Segregacyjna stabilnoS
ć plazmidów zależy puszcza się, że ich rola może polegać na pod-
od częstoS
ci z jaką każda komórka potomna czepianiu cząsteczek plazmidu do maszynerii
otrzymuje przynajmniej jedną kopię plazmidu
od komórki matczynej w czasie podziału. Przy
losowym rozmieszczeniu plazmidów w ko-
mórce częstoS
ć ta jest wprost proporcjonalna
do iloS
ci kopii plazmidu i może być obliczona
ze wzoru: P= 1 0,52n, w którym n oznacza licz-
bę kopii. Losowa segregacja wystarcza do sta-
bilnego utrzymania w populacjach bakteryj-
nych plazmidów wielokopiowych (Ryc. 1).
Przykładowo w 500-tysięcznej populacji bakte-
rii zawierających dziesięciokopiowy plazmid
aż 99,9999% z miliona komórek powstałych po
jednym podziale będzie nadal zawierało ten
plazmid. Natomiast plazmid jednokopiowy
byłby obecny tylko w 75% komórek po podzia-
le, co prowadziłoby do jego szybkiej utraty.
Chociaż częstoS
ć losowej utraty niskokopio-
wych plazmidów powinna być duża, plazmidy
te są stabilnie utrzymywane w populacjach
bakteryjnych. Okazuje się, że lokalizacja nisko-
kopiowych plazmidów w komórkach nie jest
przypadkowa, a dystrybucja ich zreplikowa-
nych kopii zależy od procesu aktywnej segre-
Ryc. 1. Schemat losowej segregacji plazmidu wie-
gacji (partycji). Partycja przypomina mitozę w
lokopiowego (A) i jednokopiowego (B).
tym, że przed podziałem komórkowym zrepli-
kowane cząsteczki plazmidu są przemieszcza-
ne z centrum komórki macierzystej do pozycji partycyjnej komórki. Partycja zależy od obec-
odpowiadających przyszłym centrom komó- noS
ci w cząsteczkach plazmidowego DNA spe-
rek potomnych (Ryc. 2). Tylko dwa białka ko- cyficznych sekwencji, uważanych za analogi
dowane przez każdy niskokopiowy plazmid są centromerów eukariotycznych. Są one rozpo-
niezbędne dla procesu partycji. Dlatego przy- znawane przez plazmidowe białka partycyjne.
306 MAŁGORZATA ŁOBOCKA i współaut.
kompleks ParB-Gfp
z DNA plazmidu P1
Ryc. 2. Lokalizacja w komór-
komórka
kach Escherichia coli cząste-
czek jednokopiowego plazmi-
du P1 podczas kolejnych eta-
pów cyklu komórkowego
1
oznaczonych jako 1, 2, 3 i 4.
Pomiędzy przejS
ciem z etapu 1 do
2 nastąpiła replikacja plazmidu P1
4 2
i zapoczątkowanie procesu segre-
gacji jego kopii. Ogniska fluore-
scencji reprezentują kompleksy
DNA plazmidu P1 z fluoryzującym
3
białkiem fuzyjnym ParB-Gfp
wiążącym się do DNA tego plazmi-
du (patrz tekst; Bugajska i Łoboc-
ka, dane niepublikowane).
Białka bakteryjne, które mogłyby uczestniczyć wersalnoS
cią działania (GERDES i współaut.
w procesie przemieszczania plazmidów 2000, YAMAICHI i NIKI 2000). Sekwencje cen-
wewnątrz komórki nie zostały dotąd poznane, tromerowe plazmidów w połączeniu z genami
a badania nad rolą samych białek plazmido- kodującymi plazmidowe białka partycyjne
wych w ruchu plazmidów są w toku. mogą być wykorzystane w formie kaset geno-
Niespodzianką ostatnich lat było odkrycie wych w stabilizacji innych plazmidów. Funkcja
homologów plazmidowych białek partycyj- tych kaset nie zależy od replikacji (TREPTOW i
nych kodowanych przez chromosomy bakte- współaut. 1994) ani od typu replikonu (AUSTIN
ryjne (GERDES i współaut. 2000). Badania nad i współaut. 1986, LIN i GROSSMAN, 1998), ani
ich funkcją u Bacillus subtilis, Caulobacter cre- nawet od całkowitej topologii DNA (GRIGO-
scentus i Pseudomonas putida wykazały, że RIEV i ŁOBOCKA 2001). Kasety partycyjne funk-
uczestniczą one w partycji chromosomów tych cjonują nawet po przeniesieniu z bakterii
bakterii (LIN i GROSSMAN 1998, MOHL i GOBER Gram-dodatnich do Gram-ujemnych. Plazmid
1997, GODFRIN-ESTEVENON i współaut. 2002). zawierający miejsce centromerowe chromoso-
Homologie białek partycyjnych wskazują, że mu Bacillus subtilis podlegał aktywnej segre-
mimo różnic w partycji chromosomów i pla- gacji w komórkach Escherichia coli syntety-
zmidów oba procesy mają elementy wspólne. zujących białka partycyjne B. subtilis
Mechanizm aktywnej partycji jest ewolu- (YAMAICHI i NIKI 2000).
cyjnie stary i charakteryzuje się szeroką uni-
ORGANIZACJA PLAZMIDOWYCH KASET PARTYCYJNYCH
Funkcje plazmidowych białek partycyj- centromer (parB/sopB) drugim genem opero-
nych są konserwatywne (HIRAGA 2000). Jedno nu. Transkrypcja operonów partycyjnych jest
z nich ma zdolnoS
ć specyficznego wiązania się reprymowana przez jeden lub oba produkty
do centromeru. Drugie ma aktywnoS
ć ATPazy, białkowe tych operonów. Zapewnia to utrzy-
która jest niezbędna dla partycji. Przypuszcza manie wewnątrzkomórkowego stężenia białek
się, że hydroliza ATP zależna od ATPaz partycyj- partycyjnych w okreS
lonych granicach. Auto-
nych może dostarczać energii dla ruchu pla- regulacja jest niezbędna dla efektywnej party-
zmidów podczas partycji. cji. Nie tylko nadprodukcja lub niedobór jedne-
Organizacja genów kodujących oba białka go z białek partycyjnych, lecz także zaburzenia
partycyjne u większoS
ci plazmidów jest po- w proporcjach stężeń obu białek interferują z
dobna. Tworzą one operon, w którym gen ko- procesem partycji.
dujący ATPazę partycyjną (parA/sopA) jest W zależnoS
ci od rodzaju kodowanej ATPa-
pierwszym, zaS
gen kodujący białko wiążące zy operony partycyjne podzielono na dwa typy
Partycja niskokopiowych plazmidów 307
(GERDES i współaut. 2000, Ryc. 3). Operony nów typu IA wykazują znaczące podobień-
typu pierwszego (I) kodują ATPazy zawie- stwo.
rające w swojej sekwencji aminokwasowej W operonach partycyjnych typu II-go rejo-
tzw. motyw Walkera występujący w szeregu ny centromerowe pokrywają się częS
ciowo lub
enzymach o aktywnoS
ci ATPazowej (KOONIN całkowicie z rejonami promotorowo-operato-
1993). W ATPazach partycyjnych motyw ten rowymi.
jest w charakterystyczny sposób zmieniony. Szczególnym przykładem odmiennej orga-
Podobne zmiany motywu Walkera zaobserwo- nizacji są geny partycyjne licznych plazmidów
wano w niektórych ATPazach pełniących funk- bakterii z rodzaju Agrobacterium, Rhizobium i
cję pomp jonowych oraz w ATPazach rodziny Paracoccus, nazwane repA i repB z powodu
MinD, będących częS
cią systemu, który kontro- sprzężenia ich funkcji z funkcjami replikacyj-
luje tworzenie przegród podziałowych w ko- nymi. Tworzą one wspólny operon z genem
mórkach bakteryjnych. Operony typu drugie- kodującym białko inicjujące replikację tych
go (II) kodują ATPazy aktynopodobne (BORK i plazmidów, repC (BARTOSIK, 2001). Produkt
współaut. 1992). genu repA, ATPaza typu Walkera, jest jednocze-
Ze względu na lokalizację miejsc centro- S
nie represorem transkrypcji operonu repABC.
merowych operony typu I-go cechuje duża Rejon centromerowy w tego typu operonach
różnorodnoS
ć. W przypadku większoS
ci z znajduje się bezpoS
rednio za końcem genu
nich, wyodrębnionych jako podtyp A, rejony repC (BARTOSIK i współaut. 2002).
centromerowe znajdują się na końcu opero- Odmienna organizacja genów partycyjnych,
nu, za genem dla białka wiążącego się z centro- w połączeniu ze sprzężeniem ich regulacji z re-
merem. W mniej licznej grupie, wyodrębnio- gulacją replikacji może być również cechą nie-
nej jako podtyp B, rejony centromerowe, znaj- których plazmidów bakterii Gram-dodatnich,
dują się na początku operonu, przed genem jak np. pSM19035 (DE LA HOZ i współaut.
dla ATPazy partycyjnej, gdzie pokrywają się 2000). Gen kodujący białko tego plazmidu, po-
one z rejonami promotorowo-operatorowy- dobne do ATPaz partycyjnych typu Walkera,
mi. U niektórych plazmidów (np. RK2 i N15) tworzy jednogenowy operon. Jego transkrypcja
rejony centromerowe nie są bezpoS
rednio jest negatywnie regulowana przez białko, które
sprzężone z operonami partycyjnymi, a białka jednoczeS
nie pełni funkcje pozytywnego regu-
wiążące centromer tych plazmidów oprócz latora liczby kopii pSM19035. Przeciwstawna
uczestnictwa w partycji mogą funkcjonować regulacja ekspresji genu związanego z partycją i
jako regulatory ekspresji genów nie związa- liczby kopii plazmidu mogłaby być częS
cią me-
nych z partycją (BIGNELL i THOMAS, 2001, chanizmu indukcji funkcji partycyjnych plazmi-
GRIGORIEV i ŁOBOCKA 2001). Sekwencje dów S
redniokopiowych w odpowiedzi na spa-
białek wiążących centromer różnych opero- dek liczby kopii.
KASETY PARTYCYJNE KODUJĄCE ATPAZY TYPU WALKERA
Operony partycyjne typu I-go, kodujące otydowy rejon zlokalizowany bezpoS
rednio za
ATPazy ze zmienionym motywem Walkera, są końcem genu parB. Białko ParB rozpoznaje
szeroko rozpowszechnione. Występują zarów- dwa rodzaje krótkich sekwencji (typu A i B,
no w większoS
ci niskokopiowych plazmidów, patrz Ryc. 3) w obrębie centromeru (FUNNELL,
jak i w szeregu chromosomach bakteryjnych. 1988b, FUNNELL i GAGNIER 1993). Wiązanie się
Ich funkcje poznano najlepiej w badaniach nad ParB do centromeru zachodzi razem z wiąza-
partycją plazmidu P1. P1 jest bakteriofagiem niem bakteryjnego białka IHF i jest uważane za
łagodnym, który w lizogenach nie występuje w początkowy etap partycji (FUNNELL 1991). IHF
postaci wintegrowanej do chromosom lecz zagina DNA umożliwiając oddziaływanie ze
jako duży jednokopiowy plazmid o kolistym sobą cząsteczek ParB związanych z DNA po
genomie długoS
ci prawie 100 kb. przeciwnych stronach miejsca rozpoznawane-
Operon partycyjny plazmidu P1 składa się z go przez IHF (HAYES i AUSTIN 1994). ParA w
genu parA, kodującego ATPazę i genu parB ko- formie związanej z ATP może przyłączać się do
dującego białko zdolne do wiązania centrome- kompleksu centromerowego poprzez interak-
ru (ABELES i współaut. 1985; patrz Ryc. 3). Cen- cję z ParB (BOUET i FUNNELL1999). Oczyszczo-
tromer P1, parS, obejmuje około 90-cio nukle- ne ParA in vitro ma słabą aktywnoS
ć ATPazową
308 MAŁGORZATA ŁOBOCKA i współaut.
Ryc. 3. Organizacja plazmidowych kaset partycyjnych typu I (IA i IB) i typu II.
Geny kodujące ATPazy partycyjne typu Walkera i ich produkty wyróżniono przy pomocy poprzecznych
prążków, geny kodujące ATPazy aktynopodobne i ich produkty przy pomocy skoS
nych prążków. Rejony centro-
merowe oznaczono czarnym kolorem. Kropkowane linie zakończone strzałkami obrazują interakcje białek par-
tycyjnych z rejonami centromerowymi i regulatorowymi poszczególnych operonów. W operonach typu IA (par
plazmidu P1 i sop plazmidu F) sekwencje rejonów regulatorowych (parOP i sopOP) przedstawiono powyżej, a
sekwencje rejonów centromerowych (parS i sopC) poniżej schematów organizacji genów tych operonów. Miej-
sca wiązania białka ParA lub SopA w rejonach regulatorowych podS
wietlono na szaro. W operonach typu IB i II
miejsca centromerowe i pokrywające się z nimi rejony regulacyjne przedstawiono powyżej schematów organi-
zacji genów. Sekwencje wiążące białka ParB lub ParR obwiedziono czarnymi prostokątami. Grot strzałki na koń-
cu każdej sekwencji znajduje się nad początkowym kodonem genu dla ATPazy partycyjnej każdego operonu.
Fragmenty DNA kodujące miejsca wiązania rybosomów przed startem translacji (SD) oznaczono kropkowaną
linią.
Partycja niskokopiowych plazmidów 309
(DAVIS i współaut. 1992). Jest ona stymulowa- promotorowo-operatorowym i z rejonem cen-
na przez białko ParB i DNA. Chociaż aktywnoS
ć tromerowym operonu par mogą oddziaływać
ATPazowa ParA nie jest niezbędna dla włącza- ze sobą powodując utworzenie kompleksu su-
nia ParA do kompleksu centromerowego in vi- perrepresorowego.
tro, jest ona niezbędna dla partycji in vivo W oparciu o różnice w zmianach konforma-
(DAVIS i współaut. 1996). cyjnych ParA indukowanych przez ATP i ADP
Niezależnie od aktywnoS
ci partycyjnej, oraz różny wpływ obu nukleotydów na różne
białko ParA bierze udział w autoregulacji ope- aktywnoS
ci ParA zaproponowano, że wiązanie
ronu par. Rozpoznaje ono sekwencję DNA zlo- i hydroliza nukleotydów adeninowych przez
kalizowaną pomiędzy promotorem operonu ParA pełnią rolę molekularnych przełączników
par i początkiem genu parA. Poprzez interak- kontrolujących zapoczątkowanie dwóch nieza-
cję z tą sekwencją ParA przeszkadza w wiąza- leżnych procesów z udziałem ParA, reakcji
niu polimerazy RNA do promotora i w ten spo- związanych z autoregulacją i reakcji partycyj-
sób reprymuje transkrypcję (DAVIS i współaut. nych (BOUET i FUNNELL 1999). Ani autoregula-
1992, DAVEY i FUNNELL 1994,). Samo ParA cja ani wiązanie ParA do kompleksu parS-Par-
słabo wiąże się do DNA. W komórce ParA wy- B-IHF nie wymaga hydrolizy ATP co sugeruje,
stępuje głównie w kompleksie z ATP lub ADP. że aktywnoS
ć ATPazowa ParA jest niezbędna w
Oba nukleotydy stymulują wiązanie ParA do zaawansowanych reakcjach partycyjnych.
DNA poprzez indukcję zmiany konformacji U dzikiego plazmidu P1 kombinacja funkcji
całej cząsteczki białka (DAVEY i FUNNELL 1997, partycyjnych oraz funkcji systemu tzw. ,,addyk-
FUNG i współaut. 2001). Konformacje ParA w cji , działającego poprzez aktywację toksyny
kompleksie z ATP i ADP różnią się. ParA-ADP plazmidowej w komórkach, które utraciły pla-
jest lepszym represorem niż ParA-ATP. Jednak zmid, powoduje obniżenie utraty plazmidu do
ATP lepiej wiąże się z ParA i występuje w ko- częstoS
ci mniejszej niż 10 5 na każdy podział
mórce w stężeniu kilkakrotnie wyższym niż komórkowy (patrz artykuł U. ZIELENKIEWICZ i
ADP. Dlatego wewnątrz komórek, ParA w kom- P. CEGŁOWSKIEGO w tym numerze KOSMOSU).
pleksie z ATP jest formą dominującą. ParB Udział systemu partycji w stabilizacji plazmidu
wzmacnia represję operonu par przez ParA- jest znaczący. Utrata z populacji plazmidów P1
ATP poprzez stymulację zmiany konformacji pozbawionych kasety addykcyjnej wynosi po-
tego kompleksu do formy tak efektywnej w re- niżej 1% po czasie około 25-ciu generacji. Czę-
presji jak ParA-ADP. Dodatkowe wzmocnienie stoS
ć utraty zwiększa się do ponad 99% w po-
represji zachodzi w obecnoS
ci centromeru P1, pulacjach komórek niosących pochodne tego
parS (HAO i YARMOLINSKY 2002). Przypuszcza plazmidu z mutacjami inaktywującymi geny
się, że białka partycyjne związane z rejonem parA lub parB, lub rejon centromerowy.
KASETY PARTYCYJNE KODUJĄCE ATPAZY TYPU AKTYNOWEGO
Operony partycyjne typu II-go, kodujące jako czynnik lekoopornoS
ci ze szczepu Salmo-
ATPazy aktynopodobne występują w plazmi- nella typhimurium (Ryc. 3). Oprócz genu
dach rzadziej niż operony kodujące ATPazy parM kodującego ATPazę, zawiera on gen
typu Walkera. Sekwencja aminokwasowa akty- parR, kodujący białko wiążące się do centro-
nopodobnych ATPaz partycyjnych jest ewolu- meru (GERDES i współaut. 2000). Centromer
cyjnie najbardziej zbliżona do kodowanych plazmidu R1, parC, znajduje się przed genem
przez chromosomy bakteryjne białek rodziny parM. Składa się on z dwóch ciągów pięcio-
MreB, uznanych za prokariotyczne homologi krotnych powtórzeń podobnej, 12-to nukleoty-
aktyny (VAN DEN ENT i współaut. 2001, JONES i dowej sekwencji, przedzielonych krótkim frag-
współaut. 2001, MOLLER-JENSEN i współaut. mentem DNA zawierającym promotor opero-
2002). Białka rodziny MreB tworzą filamenty nu par (DAM i GERDES 1994). Białko ParR ma
podobne do filamentów eukariotycznej aktyny. zdolnoS
ć do wiązania się do centromeru. Jed-
U E. coli filamenty MreB formują pod błoną ko- noczeS
nie poprzez interakcję z sekwencjami
mórkową cytoszkielet, który umożliwia komór- sąsiadującymi z promotorem reprymuje ono
kom utrzymanie pałeczkowatego kształtu. transkrypcję operonu par (JENSEN i współaut.
Najlepiej zbadanym operonem typu II-go 1994). Białko ParM nie bierze udziału w autore-
jest operon par plazmidu R1, wyizolowanego gulacji ale uczestniczy w kompleksie centro-
310 MAŁGORZATA ŁOBOCKA i współaut.
merowym poprzez oddziaływanie z ParR 2002). AktywnoS
ć ATPazowa ParM jest silnie
(JENSEN i GERDES 1997). W komórce ParM stymulowana w obecnoS
ci kompleksu ParR z
może występować zarówno w kompleksie z parC.
ATP, jak i z ADP (MOLLER-JENSEN i współaut.
PORÓWNANIE PLAZMIDOWYCH SEKWENCJI CENTROMEROWYCH
Ze względu na obecnoS
ć dwóch rodzajów rzeń zapewnia wysoką efektywnoS
ć partycji.
sekwencji wiążących białko ParB i sekwencji Powtórzone sekwencje centromerowe w ope-
wiążącej białko bakteryjne IHF, centromer pla- ronach typu IA cechuje niezależnoS
ć. Ich zgru-
zmidu P1 reprezentuje grupę centromerów pla- powanie w jednym odcinku DNA nie jest nie-
zmidowych o najbardziej skomplikowanej bu- zbędne dla funkcji. Być może dlatego warian-
dowie. Jednak dla zachowania minimalnej funk- tem organizacji tego typu centromerów jest
cji partycyjnej, wystarczy 22 nukleotydowy rozproszenie pojedynczych powtórzeń w róż-
fragment jego prawego ramienia obejmujący nych rejonach DNA, gdzie każde z nich może
dwa miejsca wiązania ParB typu A (A2, A3) i jed- pełnić funkcję centromeru. Taka organizacja
no miejsce typu B (B2, Ryc. 3, MARTIN i sekwencji centromerowych występuje u szere-
współaut. 1991). Chociaż  minimalny frag- gu plazmidów i jest typowa dla chromosomów
ment centromeru powoduje niewielką stabili- bakteryjnych kodujących ATPazy partycyjne
zację plazmidu w porównaniu z kompletnym typu Walkera (BIGNELL i THOMAS 2001, GRIGO-
parS, jego aktywnoS
ć wskazuje, że zarówno po- RIEV i ŁOBOCKA, 2001, GODFRIN-ESTEVENON i
zostałe miejsca wiązania ParB, jak i miejsce współaut. 2002).
wiązania IHF są krytyczne dla efektywnoS
ci par- W plazmidach posiadających kasety party-
tycji, ale nie niezbędne dla zajS
cia procesów par- cyjne typu IB i II rejony centromerowe pokry-
tycyjnych. Sekwencje centromerowe podobne wają się z rejonami promotorowo-operatoro-
do parS P1 są wysoce efektywne w partycji. wymi operonów partycyjnych (BREUNER i
Przypuszczalnie dlatego w znanych plazmidach współaut. 1996, KALNIN i współaut. 2000). Ty-
podobne centromery występują w jednej kopii. powe centromery tych plazmidów składają się
Struktura większoS
ci centromerów plazmi- z kilku do kilkunastu powtórzeń podobnej se-
dowych w operonach typu IA jest inna niż kwencji. IntegralnoS
ć ciągu powtórzeń może
struktura parS. Zawierają one najczęS
ciej wie- być istotna dla funkcji centromerowej, ponie-
lokrotne powtórzenia podobnej sekwencji waż jego niepełne fragmenty okazywały się
(BIGNELL i THOMAS 2001). Centromer plazmi- niefunkcjonalne w partycji. Rejon centralnych
du F (sopC) składa się aż z 12-tu 43-nukleoty- powtórzeń w obrębie centromeru pokrywa się
dowych powtórzeń (Ryc. 3, LANE i współaut. lub sąsiaduje z sekwencjami promotorowymi
1987). Każde z nich zawiera sekwencję o cha- operonów partycyjnych (Ryc. 3). Dzięki temu
rakterze palindromu (IR), do której wiąże się w tego typu operonach sekwencje centrome-
białko SopB plazmidu F (homolog ParB P1, rowe mogą pełnić funkcję regulacyjną. Dwu-
MORI i współaut. 1989). Już obecnoS
ć na pla- funkcyjnoS
ć elementów centromerowych
zmidzie jednej z powtórzonych sekwencji cen- sprawia, że białka wiążące centromer tych ope-
tromerowych powoduje jego zauważalną sta- ronów (np. ParB pTAR i ParR R1) są elementa-
bilizację w obecnoS
ci białek partycyjnych F mi bezpoS
rednio kontrolującymi ich tran-
(BIEK i SHI 1994, RAVIN i LANE 1999). Jednak skrypcję, a kodowane przez nie ATPazy party-
dopiero obecnoS
ć co najmniej kilku powtó- cyjne nie biorą udziału w regulacji.
NIEZGODNOR
Ć PARTYCYJNA I PAROWANIE CZĄSTECZEK PLAZMIDÓW
Plazmidowe rejony centromerowe są czyn- rozpoznających ten centromer białek partycyj-
nikami tzw. niezgodnoS
ci partycyjnej (ang. nych. NiestabilnoS
ć plazmidów wynikająca z
partition incompatibility) (AUSTIN i NORD- niezgodnoS
ci nie jest dramatyczna. Po dłuż-
STROM 1990). Wyraża się ona tym, że dwa różne szym czasie wzrostu w nieobecnoS
ci antybioty-
plazmidy niosące taki sam centromer nie mogą ków selekcyjnych dla obu plazmidów
stabilnie współistnieć w komórce w obecnoS
ci początkowo dwuplazmidowe komórki tworzą
Partycja niskokopiowych plazmidów 311
dwie populacje. Komórki jednej z nich zawie- rejony centromerowe prowadzi do zablokowa-
rają wyłącznie jeden, komórki drugiej nia swobodnej rotacji sąsiadującego z centro-
wyłącznie drugi plazmid. merami DNA. RzeczywiS
cie, w eksperymen-
Zjawisko niezgodnoS
ci partycyjnej stało się tach in vivo pokazano, że obecnoS
ć miejsc cen-
podstawą do zaproponowania modelu party- tromerowych P1, parS, w cząsteczkach plazmi-
cji. Zakłada on, że przed podziałem komórko- dów blokuje dyfuzję wzdłuż cząsteczki
wym plazmidy łączą się w pary przy pomocy re- wywołanych transkrypcją zmian w superskrę-
jonów centromerowych, a następnie każdy z ceniu DNA (EDGAR i współaut. 2001). Efekt ten
elementów pary jest przemieszczany do prze- występował tylko w komórkach zawierających
ciwległej połówki dzielącej się komórki. Nie- białko ParB P1, co uznano za dowód tworzenia
zgodnoS
ć partycyjna byłaby konsekwencją par plazmidów zawierających parS w obecno-
tworzenia par zawierających dwa różne pla- S
ci tego białka.
zmidy. Ich rozdział prowadziłby do segregacji Wydaje się, że in vivo jednostką w partycji
każdego z plazmidów pary tylko do jednej z ko- nie jest pojedynczy rejon centromerowy, a cała
mórek potomnych. cząsteczka DNA zawierająca jeden lub więcej
Ostatnio potwierdzono zdolnoS
ć plazmido- centromerów. Partycja dwóch fragmentów
wych centromerów do tworzenia par w obec- centromerowych tej samej cząsteczki plazmi-
noS
ci białek partycyjnych. Pary fragmentów du prowadziłaby do rozerwania plazmidu i
DNA zawierających rejon centromerowy pla- jego utraty. Tymczasem plazmidy zawierające
zmidu R1, parC, zaobserwowano na zdjęciach dwa identyczne nawet odległe od siebie cen-
z mikroskopu elektronowego (JENSEN i tromery nie są mniej stabilne niż plazmidy jed-
współaut. 1998). Tworzenie par wymagało nocentromerowe (AUSTIN, 1984). Najprawdo-
związania białka ParR do parC i było silnie sty- podobniej in vivo parowanie zachodzi prefe-
mulowane w obecnoS
ci ATPazy partycyjnej rencyjnie pomiędzy centromerami dwóch róż-
plazmidu R1, ParM. Można założyć, że parowa- nych cząsteczek plazmidowych (LANE i
nie kolistych cząsteczek plazmidów poprzez współaut. 1987, GRIGORIEV i ŁOBOCKA 2001).
WIZUALIZACJA PROCESU PARTYCJI
Rozwój technik mikroskopii fluorescen- RK2 pokazano tzw. metodą FISH (ang. fluore-
cyjnej umożliwił obserwację cząsteczek pla- scent in situ hybridization), w której utrwalo-
zmidów w komórkach i potwierdzenie mode- ne komórki przytwierdzone do szkiełka mi-
lu partycji (Ryc. 2, 4). W pierwszych doS
wiad- kroskopowego, poddawano hybrydyzacji ze
czeniach tego typu użyto plazmidów P1i Fze znakowanymi fluorescencyjnie fragmentami
wstawionymi do cząsteczek wielokrotnymi DNA komplementarnymi do DNA tych pla-
kopiami sekwencji wiążącej białko bakteryj-
ne LacIQ. Komórki z tak skonstruowanymi
plazmidami, zamiast normalnego białka
LacIQ, zawierały jego fuzję z fluoryzującym
na zielono białkiem, Gfp (GORDON i
współaut. 1997). Wiążące się do DNA plazmi-
dowego białko fuzyjne LacIQ-Gfp tworzyło
ogniska fluorescencji w miejscach odpowia-
dających lokalizacji plazmidów. W małych ko-
mórkach powstałych S
wieżo po podziale za-
obserwowano pojedyncze ogniska fluore-
scencji umiejscowione w rejonie centrum
Ryc. 4. Lokalizacja plazmidów P1 w komórkach
komórki. W większych komórkach zaobser-
E. coli na różnych etapach cyklu komórkowego
wowano po dwa ogniska fluorescencji odpo-
(zdjęcie barwne na okładce).
wiadające rozsegregowanym po replikacji
Ogniska fluorescencji (jasne plamki) reprezentują
kopiom plazmidów. Były one rozmieszczone
kompleksy DNA plazmidu P1 z fluoryzującym
symetrycznie w rejonach bliskich 1/4 i 3/4
białkiem fuzyjnym ParB-Gfp wiążącym się do DNA
długoS
ci komórki. Podobną lokalizację za-
tego plazmidu (patrz tekst; Bugajska i Łobocka, dane
równo P1 i F, jak i niskokopiowego plazmidu nieopublikowane).
312 MAŁGORZATA ŁOBOCKA i współaut.
zmidów (BIGNELL i współaut. 1999, nielicznych małych komórkach w jej centrum,
POGLIANO i współaut. 2001, HO i współaut. lokalizacja niektórych plazmidów odpowiada
2002). Lokalizacja rozsegregowanych kopii etapom poS
rednim ich przemieszczania. W
plazmidów przy granicach ćwiartek komór- wolno rosnących komórkach przemieszczanie
kowych wydaje się charakterystyczna dla pla- cząsteczek plazmidów jest również powolne i
zmidów zawierających operony partycyjne odbywa się w tempie wielu minut (BIGNELL i
typu I-go. Rozsegregowane plazmidy R1 loka- współaut. 1999, BUGAJSKA i ŁOBOCKA, dane
lizują się odmiennie, głównie w rejonach bie- niepublikowane). Przemieszczanie plazmidów
gunów komórkowych (JENSEN i GERDES jednej pary zachodzi synchronicznie, nato-
1999, WEITAO i współaut. 2000). Dopiero po miast procesy partycyjne w dwóch komórkach
podziale komórkowym są one przemieszcza- powstałych z jednej po podziale często odby-
ne do centrów komórek potomnych. wają się w różnym czasie.
W komórkach zawierających plazmidy P1, Mimo, że liczne plazmidy umiejscowione są
F i RK2 białka wiążące centromer tych plazmi- podczas partycji w tych samych rejonach ko-
dów, ParB, SopB i KorB, lokalizują się w tych sa- mórkowych oglądane wspólnie w komórce nie
mych miejscach co cząsteczki DNA plazmido- lokalizują się dokładnie w tych samych miej-
wego (ERDMANN i współaut. 1999, HIRANO i scach (HO i współaut. 2002). Ponadto ich par-
współaut. 1998, BIGNELL i współaut. 1999). tycja nie jest zsynchronizowana w czasie. W
Dzięki wiązaniu się do swoistych centrome- prawie wszystkich badanych komórkach se-
rów i interakcji z DNA plazmidowym w ich gregacja kopii plazmidu RK2 powstałych po re-
sąsiedztwie (omówionym w dalszej częS
ci tego plikacji poprzedzała segregację kopii plazmidu
artykułu) fuzje tych białek z białkami fluory- F, a segregacja F poprzedzała segregację P1.
zującymi (np. Gfp) są dogodnymi wskax
nikami Obserwacje te wskazują, że albo różne plazmi-
wewnątrzkomórkowej lokalizacji plazmidów dy podczas partycji oddziaływują z różnymi
zawierających rozpoznawane przez nie se- strukturami komórki, albo segregują niezale-
kwencje centromerowe (Ryc. 4). żnie od struktur komórkowych, albo też ich od-
Chociaż w większoS
ci komórek z P1, F, czy działywanie z tymi samymi strukturami odby-
RK2 cząsteczki plazmidów znajdują się w rejo- wa się w różnym czasie.
nach bliskich 1/4 i 3/4 długoS
ci komórki, a w
PARTYCJA PLAZMIDÓW A KOMÓRKOWE CENTRA REPLIKACYJNE
Zaskakującym odkryciem ostatnich lat było chromosomu przemieszczają się z replisomu w
wykazanie, że replikacja DNA w komórkach Ba- kierunku przeciwnych biegunów komórki,
cillus subtilis nie zachodzi, jak przypuszczano, przy których lokalizują się przez większoS
ć cy-
przez przesuwanie się kompleksu replikacyjne- klu komórkowego. Najprawdopodobniej repli-
go wzdłuż DNA, a odwrotnie, przez przesuwa- kacja DNA niskokopiowych plazmidów rów-
nie się DNA chromosomalnego przez kompleks nież odbywa się w obrębie kompleksu komór-
enzymów replikacyjnych ulokowany w cen- kowych enzymów replikacyjnych. Możliwe, że
trum komórki lub w rejonach odpowiadającym każdy z plazmidów może inicjować montaż no-
przyszłym centrom komórek potomnych wego kompleksu białek replikacyjnych z uży-
(LEMON i GROSSMAN 1998, 2000). Przypuszcza ciem mechanizmu, który sprzęga centralnie
się, że ulokowany centralnie replisom mógłby tworzony kompleks z tym rejonem cząsteczki
działać jako rodzaj  silnika biosyntetycznego , plazmidu gdzie zaczyna się replikacja DNA (HO
który wypycha zreplikowane kopie chromoso- i współaut. 2002). Ostatnio doliczono się zwięk-
mu w przeciwnych kierunkach (LEMON i szonej liczby replisomów na komórkę w szcze-
GROSSMAN 2001). Zarówno u B. subtilis, jaki u pie Caulobacter crescentus zawierającym wie-
E. coli zreplikowane rejony startu replikacji lokopiowy plazmid (JENSEN i współaut. 2001).
WYCISZANIE TRANSKRYPCJI PRZEZ BIAŁKA PLAZMIDOWE WIĄŻĄCE CENTROMERY
Badania in vitro wskazują, że interakcje centromeru rozpoznawanych przez te białka.
białek wiążących centromer z DNA plazmido- Jednak właS
ciwoS
ci białek typu ParB in vivo su-
wym są ograniczone do sekwencji w obrębie gerują, że interakcje te mogą obejmować szer-
Partycja niskokopiowych plazmidów 313
sze rejony DNA plazmidowego. Chociaż natu- tromerowych zapoczątkowuje wiązanie dodat-
ralną funkcją systemu partycji jest stabilizacja kowych cząsteczek tych białek do sąsia-
plazmidów, białka z rodzin ParB mogą powo- dującego DNA. Wyciszanie transkrypcji
dować destabilizację plazmidów niosących mogłoby wynikać z ochrony DNA pokrytego
centromery, do których się wiążą (FUNNELL przez ParB lub SopB przed dostępem innych
1988a, ŁOBOCKA i YARMOLINSKY 1996, KUSU- białek. Niestety w warunkach in vitro nie uzy-
KAWA i współaut. 1987, GRIGORIEV i ŁOBOCKA skano kompleksów ParB ani SopB z DNA poza
2001, JAGURA-BURDZY i współaut. 1999). Desta- rejonem centromeru, co może sugerować
bilizacja prowadzi do utraty plazmidów cen- udział nieznanych białek komórkowych w
tromerowych z częstoS
cią większą niż wyni- tworzeniu takich kompleksów. Ciekawych wy-
kałoby to z ich przypadkowego rozdziału w ników dostarczyły badania nad fragmentem
nieobecnoS
ci systemu partycji. Zależy ona od SopB zawierającym 82 reszty aminokwasowe z
stężenia białka typu ParB i od kontekstu DNA N końca tego białka. Okazał się on niezbędny
w jakim znajduje się specyficzna dla tego białka dla wyciszania transkrypcji przez SopB choć
sekwencja centromerowa. Na przykład duży jest niezależny od ulokowanego centralnie re-
nadmiar białka ParB P1 prowadzi do destabili- jonu SopB niezbędnego dla wiązania DNA
zacji wszystkich badanych plazmidów (KIM i WANG 1999). N-końcowy fragment
niosących parS, niezależnie od obecnoS
ci SopB w połączeniu z fragmentami innych
ParA. białek zdolnymi do wiązania specyficznych se-
Destabilizacja plazmidów centromero- kwencji DNA, lecz niezdolnymi do wyciszania
wych przez białka rodziny ParB zależy od zdol- transkrypcji, nadawał białkom fuzyjnym zdol-
noS
ci tych białek do wyciszania transkrypcji noS
ć do wyciszania transkrypcji genów w
genów w sąsiedztwie rozpoznawanych przez sąsiedztwie tych sekwencji. Możliwe, że wyci-
nie sekwencji centromerowych (YARMOLIN- szanie transkrypcji po utworzeniu kompleksu
SKY 2000). Wydaje się, że zdolnoS
ć ParB P1 do SopB-sopC zależy od oddziaływania N-końco-
wyciszania transkrypcji ma związek z jego wego fragmentu SopB z niezidentyfikowanym
funkcją w reakcjach partycyjnych nastę- czynnikiem komórkowym zdolnym do wiąza-
pujących po związaniu centromeru. Białka mu- nia pozacentromerowego DNA. Podobieństwo
tantów parB P1, które wiązały parS, lecz były N-końcowych fragmentów SopB plazmidu F,
niezdolne do wyciszania transkrypcji, straciły ParB plazmidu P1 oraz ich homologów kodo-
także aktywnoS
ć partycyjną. wanych przez inne plazmidy wskazuje na
Mechanizm wyciszania transkrypcji nie jest wspólny mechanizm wyciszania transkrypcji
znany. Liczne obserwacje wskazują, że ParB genów przez te białka (HANAI i współaut.
plazmidu P1 i SopB plazmidu F, po związaniu z 1996). Samo wyciszanie mogłoby być przejS
-
DNA centromerowym, mogą poS
rednio lub ciowym efektem ubocznym tworzenia struk-
bezpoS
rednio wiązać się z DNA pozacentrome- tur białko-DNA niezbędnych dla wewnątrzko-
rowym. Dowodem takiej interakcji jest izolacja mórkowego przemieszczania plazmidu. Kom-
z komórek niosących plazmid P1 kompleksów pleksy ParB z pozacentromerowym DNA pla-
białka ParB tego plazmidu z DNA P1 reprezen- zmidu P1 występują w komórkach również
tującym rejony odległe o kilka tysięcy par zasad podczas aktywnej partycji tego plazmidu.
od sekwencji parS (RODIONOV i współaut. Wskazuje to, że w warunkach fizjologicznych
1999). Zaproponowano, że związanie SopB lub reakcje związane z tworzeniem tych komplek-
ParB do specyficznych dla nich sekwencji cen- sów nie prowadzą do zaburzeń partycji.
UDZIAŁ ATPAZ PARTYCYJNYCH W PRZEMIESZCZANIU PLAZMIDÓW
Pozycjonowanie plazmidów podczas par- Mechanizm lokalizacji plazmidów podczas
tycji wymaga ATPaz partycyjnych i zależy od partycji z udziałem ATPaz typu Walkera może
ich zdolnoS
ci do hydrolizy ATP. W nieobecno- przypominać mechanizm regulacji powstawa-
S
ci tych ATPaz niskokopiowe plazmidy lokali- nia przegród podziałowych wewnątrz komó-
zują się w dowolnych miejscach komórki, rek E. coli zależny od białek MinC, MinD i MinE
głównie w przestrzeniach nie zajętych przez (YAMAICHI i NIKI 2000). Potencjalne miejsca
nukleoid. tworzenia przegród znajdują się zarówno w
314 MAŁGORZATA ŁOBOCKA i współaut.
centrum komórki, jak i w płaszczyznach odpo- depolimeryzacji ParM. Tworzenie filamentów
wiadających 1/4 i 3/4 jej długoS
ci, które wyzna- zależało od obecnoS
ci w komórkach plazmidu
czają przyszłe centra komórek potomnych. zawierającego centromer R1, parC, i białka
Białka MinCDE umożliwiają tworzenie prze- ParR wiążącego się do centromeru, natomiast
grody centralnej blokując jednoczeS
nie two- nie zależało od aktywnoS
ci ATPazowej ParM.
rzenie przegród blisko rejonów biegunowych. Ta ostatnia okazała się niezbędna dla depolime-
Jedno z nich, MinD, jest ATPazą, której sekwen- ryzacji ParM i w konsekwencji dla wewnątrz-
cja aminokwasowa jest podobna do sekwencji komórkowej dynamiki tworzenia filamentów.
białek rodziny ParA. Ponadto z użyciem fuzji z Białka ParM mutantów, pozbawione aktywno-
fluoryzującym białkiem Gfp pokazano, że za- S
ci ATPazowej tworzyły stabilne filamenty we
równo MinD, jak i jego homologi partycyjne, wszystkich komórkach, niezależnie od obecno-
białko ParA kodowane przez plazmid pB171 S
ci ParR i parC. Również in vitro tworzenie fila-
patogennego szczepu E. coli i białko Soj kodo- mentów ParM wymagało ATP, a ich depolime-
wane przez chromosom B. subtilis, oscylują po- ryzacja następowała spontanicznie i zależała
między przeciwnymi biegunami komórki od hydrolizy ATP. Poprzez dodawanie do
(RASKIN i DE BOER 1999, QUISEL i współaut. oczyszczonego ParM kolejnych porcji ATP
1999, EBERSBACH i GERDES 2001). Oscylacja po- udało się odtworzyć cyklicznoS
ć procesu poli-
lega na przemieszczaniu się wewnątrzkomór- meryzacji i depolimeryzacji. Polimeryzacja
kowej puli MinD, ParA lub Soj na przemian z ParM w obecnoS
ci ATP stymuluje jego aktyw-
jednego do drugiego bieguna i zależy od aktyw- noS
ć ATPazową niezbędną do depolimeryzacji
noS
ci ATPazowej tych białek. Kinetyka oscyla- związanej z hydrolizą ATP do ADP i wolnego
cji MinD i białek partycyjnych jest różna: MinD fosforanu. Dodanie S
wieżej porcji ATP zwięk-
oscylowało w odstępach sekundowych, białko sza iloS
ć kompleksów wolnego ParM-ATP w
ParApB171 w odstępach minutowych. W prze- stosunku do ParM-ADP, co powoduje przesu-
ciwieństwie do MinD, ParApB171 było zdolne nięcie równowagi w stronę ponownego za-
do oscylacji tylko w komórkach zawierających początkowania procesów polimeryzacyjnych.
plazmid z centromerem pB171 i białko ParB Obserwowana in vivo zależnoS
ć tworzenia fi-
tego plazmidu, co wskazuje na zależnoS
ć oscy- lamentów ParM od ParR i parC ma miejsce
lacji od wczeS
niejszego utworzenia kompleksu również in vitro w roztworach ParM zawie-
białkowo-centromerowego i jej związek z za- rających zbyt niskie stężenia ATP dla za-
awansowanymi reakcjami partycyjnymi. Nie początkowania spontanicznie reakcji polime-
wiadomo czy oscylacja białek typu ParA jest w ryzacyjnych. Jednoczesne dodanie S
ladowych
jakiS
sposób zsynchronizowana z ruchem pla- iloS
ci ParR i DNA zawierającego parC za-
zmidów wewnątrz komórki i czy dostarcza siły początkowuje polimeryzację ParM w tych roz-
motorycznej dla tego ruchu. tworach. Filamenty ParM mają szerokoS
ć 7 nm,
Mechanizm przemieszczania plazmidów podobną do szerokoS
ci zawierających dwa
zależny od aktynopodobnych ATPaz partycyj- protofilamenty filamentów eukariotycznej ak-
nych może różnić się istotnie od mechanizmu tyny.
przemieszczania zależnego od ATPaz typu Wal- Aktynopodobna struktura ParM oraz jego
kera. Wydaje się on działać na zasadzie podob- cechy związane z tworzeniem i depolimeryza-
nej do generacji ruchu przez polimeryzację ak- cją filamentów stały się podstawą do zapropo-
tyny (patrz: STRZELECKA-GOLASZEWSKA 2001). nowania modelu przemieszczania plazmidów
Wskazują na to właS
ciwoS
ci ATPazy partycyj- z udziałem ATPaz rodziny ParM (Ryc. 5).
nej plazmidu R1, ParM, oraz zaobserwowane w Zakłada on, że po procesie replikacji plazmidów
komórkach, utrwalonych podczas aktywnej w centrum komórki i parowania zreplikowa-
partycji R1, dynamiczne zmiany w lokalizacji i nych kopii z udziałem kompleksów centrome-
sposobie organizacji cząsteczek ParM rowych parC-ParR, białko ParR w tych komplek-
(MOLLER-JENSEN i współaut. 2002). W częS
ci sach staje się miejscem przyłączania i polimery-
komórek białko ParM tworzyło filamenty zacji obecnego w komórce wolnego ParM-ATP.
ciągnące się wzdłuż długiej osi komórki od bie- Kolejne kompleksy ParM-ATP dołączając do
guna do bieguna, w częS
ci było rozproszone w tworzącego się filamentu poprzez interakcję z
cytoplazmie, w częS
ci skupiało się w postaci ParR są wstawiane pomiędzy kompleks centro-
ognisk w pozycjach biegunowych lub w cen- merowy, a utworzony dotychczas filament, co
trum komórki. Obserwowane zmiany można powoduje odsuwanie plazmidów pary od sie-
uznać za dowód naprzemiennej polimeryzacji i bie, w kierunku biegunów komórkowych. Po-
Partycja niskokopiowych plazmidów 315
Ryc. 5. Model partycji plazmidu
R1 z uwzględnieniem roli ATPazy
partycyjnej ParM w przemiesz-
czaniu cząsteczek plazmidu
wewnątrz komórki (wg MOLLER-
JENSENA i współaut. 2002, zmody-
fikowany). Opis w tekS
cie.
limeryzacja ParM stymuluje jego aktywnoS
ć w komórce lokalizują się blisko jej biegunów
ATPazową. Prowadzi to do zapoczątkowania założono, że po podziale komórkowym sam
hydrolizy ATP wewnątrz struktury filamen- proces replikacji mógłby w nieznany jeszcze
tów, tak jak w przypadku filamentów aktyny. sposób powodować przemieszczanie plazmi-
Konwersja ParM-ATP w filamentach do ParM- dów do centrum komórki i powtórzenie cyklu.
ADP + Pi oraz dyfuzja nieorganicznego fosfo- W proponowanym modelu przemieszczanie
ranu powodują zmiany konformacji ParM, a plazmidów podczepionych do rosnącego ko-
w konsekwencji destabilizację struktury fila- ńca filamentów byłoby generowane poprzez
mentu i jego depolimeryzację na końcu prze- zaobserwowany poprzednio w przypadku fila-
ciwnym do końca dołączania nowych kom- mentów aktynowych proces tzw.  przepływu
pleksów ParM-ATP. Wymiana ADP na ATP w monomerów (ang. treadmiling) przez fila-
odłączonych od filamentu kompleksach Par- menty rosnące od strony kompleksu centro-
M-ADP może inicjować następną rundę poli- merowego, a depolimeryzujące na przeciw-
meryzacji z udziałem tych samych cząsteczek nym końcu.
ParM. Ponieważ przed podziałem plazmidy R1
PARTITIONING OF LOW-COPY NUMBER PLASMIDS
S u mma r y
Partitioning of low-copy number plasmids at cell SopB or ParR) is a centromere-binding protein. Parti-
division resembles mitosis in that prior to cell divi- tioning ATPases belong to the Walker-type or
sion paired plasmid molecules are separated from actin-type ATPase families. They interact with their
each other and actively moved apart from the center target centromeric complexes indirectly, via plasmid
of the mother cell into positions corresponding to specific centromere- binding proteins. Two types of
the centers of future daughters. Two plasmid pro- partitioning ATPases may provide two different ways
teins and a cis-acting site in plasmid DNA, an analog of of plasmid translocation within a cell. The movement
eukaryotic centromere, are essential for partitioning of plasmid Rl, which encodes the actin-type ParM
to occur. Typically, partition proteins are encoded ATPase, is associated with extension of ParM fila-
within an operon whose expression is regulated by ments at their polar end and depolymerization at the
one or both of its products. The product of the first opposite end. Extension might possibly occur by in-
gene of the partition operon (ParA, SopA or ParM) is sertion of new ParM molecules between the
an ATPase, the product of the second gene (ParB, centromere-bound ParR proteins of paired Rl
316 MAŁGORZATA ŁOBOCKA i współaut.
plasmids and ParM molecules bound to ParR, thus proteins, MinD, that specify the sites of septum place-
pushing the plasmids towards the opposite cell poles. ment.
The role of Walker-type ATPases in plasmid Partitioning mechanisms in bacteria are
translocation is not clear. In their structure they re- evolutionarily conserved and of universal occurrence.
semble some ion pump proteins. They may either par- Plasmid partition operons with centromeric sites can
ticipate in plasmid movement by themselves or con- function as gene cassettes able to stabilize other unsta-
nect plasmids to unknown partition machinery of a ble low-copy number plasmids. Certain bacterial chro-
host. Some of them can oscillate between cellular mosomes encode homologs of plasmid partition
poles, reminiscent of the behavior of related bacterial genes essential for chromosome partitioning.
LITERATURA
DAVEY M. J., FUNNELL B. E., 1994. The P1 plasmid parti-
ABELES, A. L., FRIEDMAN S. A., AUSTIN S. J., 1985. Partition
tion protein ParA. A role for ATP in site-specific
of unit-copy miniplasmids to daughter cells. III.
DNA binding. J. Biol. Chem. 269, 29908 29913.
The DNA sequence and functional organization
DAVEY M. J., FUNNELL B. E., 1997. Modulation of the P1
of the P1 partition region. J. Mol. Biol. 185,
plasmid partition protein ParA by ATP, ADP, and
261 272.
P1 ParB. J. Biol. Chem. 272, 15286 15292.
AUSTIN S., FRIEDMAN S., LUDTKE D., 1986. Partition func-
DAVIS M. A., MARTIN K. A., AUSTIN S. J., 1992. Biochemi-
tions of unit-copy plasmids can stabilize the main-
cal activities of the parA partition protein of the
tenance of plasmid pBR322 at low copy number.
P1 plasmid. Mol. Microbiol. 6, 1141 1147.
J. Bacteriol. 168, 1010 103.
DAVIS M. A., RADNEDGE L., MARTIN K. A., HAYES F.,
AUSTIN S., NORDSTROM K., 1990. Partition-mediated in-
YOUNGREN B., AUSTIN S. J., 1996. The P1 ParA prote-
compatibility of bacterial plasmids. Cell 60,
in and its ATPase activity play a direct role in the
351 354.
segregation of plasmid copies to daughter cells.
AUSTIN S. J., 1984. Bacterial plasmids that carry two
Mol. Microbiol. 21, 1029 1036.
functional centromere analogs are stable and are
DE LA HOZ A. B., AYORA S., SITKIEWICZ I., FERNANDEZ S.,
partitioned faithfully. J. Bacteriol. 158, 742 745.
PANKIEWICZ R., ALONSO J.C., CEGŁOWSKI P., 2000.
BARTOSIK D., 2001. Bacterial plasmid stability. Postepy
Plasmid copy-number control and better-than-
Biochem. 47, 138 145.
random segregation genes of pSM19035 share a
BARTOSIK D., BAJ J., PIECHUCKA E., WALKER E.,
common regulator. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97,
WŁODARCZYK M., 2002. Comparative characteriza-
728 733.
tion of repABC-type replicons of Paracoccus versu-
EBERSBACH G., GERDES, K., 2001. The double par locus of
tus composite plasmids. Plasmid (w druku).
virulence factor pB171: DNA segregation is corre-
BIEK D. P., SHI J., 1994. A single 43-bp sopC repeat of
lated with oscillation of ParA. Proc. Natl. Acad. Sci.
plasmid mini-F is sufficient to allow assembly of a
USA 98, 15078 15083.
functional nucleoprotein partition complex. Proc.
EDGAR R., CHATTORAJ D. K., YARMOLINSKY M., 2001. Pa-
Natl. Acad. Sci. USA 91, 8027 8031.
iring of P1 plasmid partition sites by ParB. Mol.
BIGNELL C., THOMAS C. M., 2001 The bacterial Pa-
Microbiol. 42, 1363 70.
rA-ParB partitioning proteins. J. Biotechnol. 91,
ERDMANN N., PETROFF T., FUNNELL B.E., 1999. Intracellu-
1 34.
lar localization of P1 ParB protein depends on
BIGNELL C. R., HAINES A. S., KHARE D., THOMAS, C. M.,
ParA and parS. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96,
1999. Effect of growth rate and incC mutation on
14905 14910.
symmetric plasmid distribution by the IncP-1 par-
FUNG E., BOUET J.Y., FUNNELL B. E., 2001. Probing the AT-
titioning apparatus. Mol. Microbiol. 34, 205 216.
P-binding site of P1 ParA: partition and repres-
BORK P., SANDER C., VALENCIA A., 1992. An ATPase do-
sion have different requirements for ATP binding
main common to prokaryotic cell cycle proteins,
and hydrolysis. EMBO J. 20, 4901 4911.
sugar kinases, actin, and hsp70 heat shock prote-
FUNNELL B. E., 1988a. Mini-P1 plasmid partitioning:
ins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 89, 7290 7294.
excess ParB protein destabilizes plasmids conta-
BOUET J. Y., FUNNELL B. E., 1999. P1 ParA interacts with
ining the centromere parS. J. Bacteriol. 170,
the P1 partition complex at parS and an ATP-ADP
954 960.
switch controls ParA activities. Embo J. 18,
FUNNELL B. E., 1988b. Participation of Escherichia coli
1415 1424.
integration host factor in the P1 plasmid partition
BREUNER A., JENSEN R. B., DAM M., PEDERSEN S., GERDES K.,
system. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 85, 6657 6661.
1996. The centromere-like parC locus of plasmid
FUNNELL B. E., 1991. The P1 plasmid partition complex
R1. Mol. Microbiol. 20, 581 592.
at parS. The influence of Escherichia coli integra-
DAM M., GERDES K., 1994. Partitioning of plasmid R1.
tion host factor and of substrate topology. J. Biol.
Ten direct repeats flanking the parA promoter
Chem. 266, 14328 14337.
constitute a centromere-like partition site parC,
FUNNELL B. E., GAGNIER L., 1993. The P1 plasmid parti-
that expresses incompatibility. J Mol. Biol. 236,
tion complex at parS. II. Analysis of ParB protein
1289 1298.
binding activity and specificity. J. Biol. Chem. 268,
3616 3624.
Partycja niskokopiowych plazmidów 317
GERDES K., MOLLER-JENSEN J., BUGGE JENSEN R., 2000. Pla- KALNIN K., STEGALKINA S., YARMOLINSKY M., 2000. pTA-
smid and chromosome partitioning: surprises R-encoded proteins in plasmid partitioning. J. Bac-
from phylogeny. Mol. Microbiol. 37, 455 466. teriol. 182, 1889 1894.
GODFRIN-ESTEVENON A. M., PASTA F., LANE D., 2002. The KIM S. K., WANG J. C., 1999. Gene silencing via prote-
parAB gene products of Pseudomonas putida in-mediated subcellular localization of DNA.
exhibit partition activity in both P. putida and Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96, 8557 8561.
Escherichia coli. Mol. Microbiol. 43, 39 49. KOONIN E. V., 1993. A superfamily of ATPases with
GORDON G. S., SITNIKOV D., WEBB C. D., TELEMAN A., diverse functions containing either classical or
STRAIGHT A., LOSICK R., MURRAY A. W., WRIGHT A., deviant ATP-binding motif [published erratum
1997. Chromosome and low copy plasmid segre- appears in J. Mol. Biol. 1993232(3), 1013]. J. Mol.
gation in E. coli: visual evidence for distinct me- Biol. 229, 1165 1174.
chanisms. Cell 90, 1113 1121. KUSUKAWA N., MORI H., KONDO A., HIRAGA S., 1987. Par-
GRIGORIEV P., ŁOBOCKA M. B., 2001. Determinants of se- titioning of the F plasmid: overproduction of an
gregational stability of the linear plasmid propha- essential protein for partition inhibits plasmid
ge N15 of Escherichia coli. Mol. Microbiol. 42, maintenance. Mol. Gen. Genet. 208, 365 372.
355 368.. LANE D., ROTHENBUEHLER R., MERRILLAT A. M., AIKEN C.
HANAI R., LIU R., BENEDETTI P., CARON P. R., LYNCH A. S., 1987. Analysis of the F plasmid centromere. Mol.
WANG J. C., 1996. Molecular dissection of a protein Gen. Genet. 207, 406 412.
SopB essential for Escherichia coli F plasmid parti- LEMON K. P., GROSSMAN A. D., 1998. Localization of bac-
tion. J. Biol. Chem. 271, 17469 17475. terial DNA polymerase: evidence for a factory mo-
HAO J. J., YARMOLINSKY M., 2002. Effects of the plasmid del of replication [see comments]. Science 282,
centromere on expression of P1 partition genes. J. 1516 159.
Bacteriol. 184, 4857 4867. LEMON K. P., GROSSMAN A. D., 2000. Movement of repli-
HAYES F., AUSTIN S., 1994. Topological scanning of the cating DNA through a stationary replisome. Mol.
P1 plasmid partition site. J. Mol. Biol. 243, Cell 6, 1321 1330.
190 198. LIN D. C., GROSSMAN A. D., 1998. Identification and cha-
HIRAGA S., 2000. Dynamic localization of bacterial racterization of a bacterial chromosome partitio-
and plasmid chromosomes. Annu. Rev. Genet. 34, ning site. Cell 92, 675 685.
21 59. LOBOCKA M., YARMOLINSKY M., 1996. P1 plasmid parti-
HIRANO M., MORI H., ONOGI T., YAMAZOE M., NIKI H., tion: a mutational analysis of ParB. J. Mol. Biol.
OGURA T., HIRAGA S., 1998. Autoregulation of the 259, 366 382.
partition genes of the mini-F plasmid and the in- MARTIN K. A., DAVIS M. A., AUSTIN S., 1991. Fine-structu-
tracellular localization of their products in Esche- re analysis of the P1 plasmid partition site. J. Bac-
richia coli. Mol. Gen. Genet. 257, 392 403. teriol. 173, 3630 3634.
HO T. Q., ZHONG Z., AUNG S., POGLIANO J., 2002. Compa- MOHL D. A., GOBER J. W., 1997. Cell cycle-dependent po-
tible bacterial plasmids are targeted to indepen- lar localization of chromosome partitioning pro-
dent cellular locations in Escherichia coli. EMBO teins in Caulobacter crescentus. Cell 88, 675 684.
J. 21, 1864 1872. MOLLER-JENSEN J., JENSEN R. B., LOWE J., GERDES K., 2002.
JAGURA-BURDZY G., MACARTNEY D. P., ZATYKA M., Prokaryotic DNA segregation by an actin-like fila-
CUNLIFFE L., COOKE D., HUGGINS C., WESTBLADE L., ment. EMBO J. 21, 3119 3127.
KHANIM F., THOMAS C. M., 1999. Repression at a di- MORI H., MORI Y., ICHINOSE C., NIKI H., OGURA T., KATO
stance by the global regulator KorB of promiscu- A., HIRAGA S., 1989. Purification and characteriza-
ous IncP plasmids. Mol. Microbiol. 32, 519 532. tion of SopA and SopB proteins essential for F pla-
JENSEN R. B., DAM M., GERDES K., 1994. Partitioning of smid partitioning. J. Biol. Chem. 264,
plasmid R1. The parA operon is autoregulated by 15535 15541.
ParR and its transcription is highly stimulated by POGLIANO J., HO T. Q., ZHONG Z., HELINSKI D. R., 2001.
a downstream activating element. J. Mol. Biol. Multicopy plasmids are clustered and localized in
236, 1299 1309. Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98,
JENSEN R. B., GERDES K., 1997. Partitioning of plasmid 4486 4491.
R1. The ParM protein exhibits ATPase activity and QUISEL J. D., LIN D. C., GROSSMAN A. D., 1999. Control of
interacts with the centromere-like ParR-parC com- development by altered localization of a trans-
plex. J. Mol. Biol. 269, 505 513. cription factor in B. subtilis. Mol. Cell 4, 665 672.
JENSEN R. B., GERDES K., 1999. Mechanism of DNA segre- RASKIN D. M., DE BOER P. A.,1999. Rapid pole-to-pole
gation in prokaryotes: ParM partitioning protein oscillation of a protein required for directing divi-
of plasmid R1 co-localizes with its replicon during sion to the middle of Escherichia coli. Proc. Natl.
the cell cycle. EMBO J. 18, 4076 4084. Acad. Sci. USA 96, 4971 4976.
JENSEN R. B., LURZ R., GERDES K., 1998. Mechanism of RAVIN N., LANE D., 1999. Partition of the linear plasmid
DNA segregation in prokaryotes: replicon pairing N15: interactions of N15 partition functions with
by parC of plasmid R1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA the sop locus of the F plasmid. J. Bacteriol. 181,
95, 8550 8555. 6898 6906.
JONES L. J., CARBALLIDO-LOPEZ R., ERRINGTON J., 2001. RODIONOV O., LOBOCKA M., YARMOLINSKY M., 1999. Silen-
Control of cell shape in bacteria: helical, actin-like cing of genes flanking the P1 plasmid centromere.
filaments in Bacillus subtilis. Cell 104, 913 922. Science 283, 546 549.
318 MAŁGORZATA ŁOBOCKA i współaut.
STRZELECKA-GOLASZEWSKA H., 2001. Generacja ruchu YAMAICHI Y., NIKI H., 2000. Active segregation by the
przez polimeryzację aktyny. Kosmos, 50, 411 425. bacillus subtilis partitioning system in Escheri-
TREPTOW N., ROSENFELD R., YARMOLINSKY M., 1994 Parti- chia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97,
tion of nonreplicating DNA by the par system of 14656 14661.
bacteriophage P1. J. Bacteriol. 176, 1782 1786. YARMOLINSKY M., 2000. Transcriptional silencing in
VAN DEN ENT F., AMOS L. A., LOWE J., 2001. Prokaryotic bacteria. Curr. Opin. Microbiol. 3, 138 143.
origin of the actin cytoskeleton. Nature 413,
39 44.
WEITAO T., DASGUPTA S., NORDSTROM K., 2000. Plasmid
R1 is present as clusters in the cells of Escherichia
coli. Plasmid 43, 200 204.