Wytyczne do oceny stanu rzek

Wytyczne
do oceny stanu rzek na podstawie makrobezkręgowców
oraz
do pobierania prób makrobezkręgowców w jeziorach
Autorzy:
Dr Andrzej Kownacki - Zakład Ochrony Przyrody PAN w Krakowie
Dr Hanna Soszka - Instytut Ochrony Środowiska w Warszawie
Warszawa, kwiecień 2004
2
Spis treści
WYTYCZNE DO OCENY STANU RZEK NA PODSTAWIE
I.
MAKROBEZKRGOWCÓW
WYBRANE ELEMENTY EKOLOGII RZEK .............................................. 1
Wstęp ........................................................................................................... 6
1. PRACE TERENOWE
1.1. Okres przeprowadzenia badań makrofauny ................................................. 7
1.2. Wyznaczanie stanowiska badawczego ......................................................... 7
1.3. Przygotowanie do poboru prób ................................................................... 8
1.4. Wypełnianie protokołu terenowego ............................................................ 8
1.5. Sprzęt do poboru prób ............................................................................... 10
1.6. Pobieranie prób .......................................................................................... 13
1.7. Sposób poboru prób w terenie .................................................................... 13
1.8. Konserwowanie prób .................................................................................. 15
1.9. Opis prób w terenie .................................................................................... 16
2. LABORATORYJNE OPRACOWANIE PRÓB
2.1. Przebieranie prób ........................................................................................ 16
2.2. Oznaczanie makrobezkręgowców bentosowych .......................................... 19
3. OPRACOWANIE WYNIKÓW
3.1. Obliczenie zagęszczenia i bogactwa fauny ................................................... 19
3.2. Ocena i klasyfikacja wód na stanowisku badawczym ................................... 20
3.3 Prezentacja wyników biologicznej oceny rzek
na podstawie makrobezkręgowców ............................................................. 24
4. UWAGI KOCCOWE .................................................................................. 25
II.
WYTYCZNE DO POBIERANIA PRÓB MAKROBEZKRGOWCÓW
W JEZIORACH
Wstęp ........................................................................................................... 26
1. Okres przeprowadzenia badań makrofauny ................................................... 28
2. Miejsce poboru prób makrofauny ................................................................. 28
3. Pobieranie prób ........................................................ ................................... 28
4. Protokół terenowy ........................................................................................ 29
5. Laboratoryjne opracowanie prób .................................................................. 29
6. Sposób prezentacji wyników badań makrofauny
bezkręgowej w jeziorach .............................................................................. 29
Załącznik 1. Protokół terenowy z badań makrobezkręgowców
w rzekach .......................................................................................................... 30
Załącznik 2. Prezentacja wyników badań makrobezkręgowców
w rzekach .. ....................................................................................................... 35
Załącznik 3. Protokół terenowy z badań makrobezkręgowców
36
w jeziorach ........................................................................................................
Załącznik 4. Prezentacja wyników badań makrobezkręgowców
41
w jeziorach ........................................................................................................
42
Załącznik 5. Wykaz kluczy do oznaczania makrobezkręgowców ......................
51
UWAGI PRAKTYCZNE ..................................................................................
I. WYTYCZNE DO OCENY STANU RZEK
NA PODSTAWIE MAKROBEZKRGOWCÓW
WYBRANE ELEMENTY EKOLOGII RZEK
Ochrona i monitoring wód płynących stają się jednym z pierwszoplanowych
problemów współczesnej gospodarki wodnej. Aktualnie rzeki są głównym zródłem wody
pitnej i wykorzystywanej do celów gospodarczych a równocześnie odbiornikami większości
ścieków. Prócz tego rzeki zabudowuje się ró\nego typu urządzeniami technicznymi (regulacja
brzegów, zapory), zmieniając ich naturalny charakter oraz wykorzystuje jako drogi transportu
wodnego. Wzrost ilości ścieków spowodował, \e większość rzek w Europie jest obecnie
zanieczyszczona i ich wody nie nadają się do bezpośredniej konsumpcji oraz wykorzystania w
gospodarce. Uzdatnianie wody staje się coraz dro\sze. Równocześnie gwałtowny wzrost
populacji ludzkiej powoduje, \e ilość wody przypadająca na jednego mieszkańca z roku na
rok maleje. W szczególnie trudnej sytuacji jest Polska. Całkowita ilość wody przypadająca na
jednego mieszkańca nale\y do najni\szych w Europie. Aby móc prowadzić racjonalną
gospodarkę zasobami wodnymi konieczna jest znajomości podstawowych praw
przyrodniczych rządzących tymi ekosystemami.
Co powinniśmy wiedzieć przystępując do wykorzystania zoobentosu rzecznego w
monitoringu rzek?
Bioró\norodność
Rzeki i potoki zamieszkuje bardzo bogata i zró\nicowana fauna bezkręgowców. Są to
w głównej mierze larwy i poczwarki owadów (jętki, widelnice, chruściki, pluskwiaki,
chrząszcze, muchówki), których stadia imaginalne w większości wypadków wylatują z wody,
oraz wirki, skąposzczety, pijawki, mięczaki, skorupiaki (np. kieł\e) spędzające całe \ycie w
wodzie. W du\ej lub średniej rzece mo\na spotkać od 600 (Wisła) do 1300 (Wołga), a na
odcinku rzeki około 300-400 gatunków bezkręgowców. I prawdopodobnie nie są to zamknięte
listy. Pojedyncza osoba nie jest w stanie poprawnie oznaczyć wszystkich gatunków
znalezionych w rzece. Mogą to jedynie zrobić du\e zespoły specjalistów. Dlatego w
badaniach stosowanych, zazwyczaj oznacza się zebrany materiał faunistyczny do wy\szych
jednostek systematycznych rzędów, rodzin czasem rodzajów.
2
Strefowość
Rozwijające się w rzekach biocenozy nie są rozmieszczone równomiernie ale
zmieniają się wzdłu\ biegu rzeki, od zródeł do ujścia. Koncepcja strefowego rozmieszczenia
biocenoz jest podstawowym problemem naukowym w wodach płynących. Narodziła się
jeszcze w drugiej połowie XIX w. jako wynik obserwacji nad rozmieszczeniem ryb w
rzekach, doprowadzając do stworzenia podziału rzek na krainy: pstrąga, lipienia, brzany i
leszcza. Czasami włącza się do tej klasyfikacji krainę stynki lub flądry dla wód słonawych.
Wkrótce potem podobne podziały zostały opracowane w oparciu o bezkręgowce denne np.
wirki, na podstawie których wyró\niono krainy: Crenobia alpina, Polycelis felina, Dugesia
gonocephala, Planaria lugubris, Dendrocoelum lacteum. Narastająca wiedza na temat
strefowego rozmieszczenia biocenoz została podsumowana przez Illies, Botosaneanu (1963).
Wyró\nili oni trzy zasadnicze krainy: krenal - obszar zródeł, rhithral - potoki i rzeki górskie
oraz potamal - rzeki nizinne. Ka\dej z krain odpowiada odpowiednia biocenoza: krenon, rhithron,
potamon
Strefowe rozmieszczenie biotopów i biocenoz w potokach i rzekach
*takson spotykany tylko w niektórych rzekach
BIOTOP TAKSONY PRZEWODNIE KRAINY RYBNE
KRENAL EUKRENAL EUKRENON brak
zródło Niphargus
HYPOKRENAL HYPOKRENON
potok zródłowy Bythinella
RHITHRAL EPIRHITHRAL EPIRHITHRON Salmo trutta
potok górski Baetis alpinus, Rhithrogena
METARHITRHRAL METARHITHRON Salmo trutta
potok podgórski Orthocladius, Baetis,/Gammarus*
HYPORHITHRAL HYPORHITHRON Thymallus thymallus
rzeka podgórska i wy\ynne Orthocladius, Nais /Gammarus*
POTAMAL EPIPOTAMAL EPIPOTAMON Barbus barbus
średnia rzeka piaszczysta Chironomidae, Oligochaeta
METAPOTAMAL METAPOTAMON Abramis brama
du\a rzeka mulista Oligochaeta, Chironomidae, Mollusca
HYPOPOTAMAL HYPOPOTAMON Pleuronectes flesus
ujście - wody słonawe
Ten podział rzek na krainy rybne lub biocenotyczne starano się wyjaśnić przy pomocy
czynników środowiskowych lub ekologicznych. Przyjmuje się, \e na strefowe rozmieszczenie
biocenoz wzdłu\ biegu rzeki mają wpływ przede wszystkim zmiany klimatyczne związane z
wysokością a co za tym idzie temperatura wody. Du\e teoretyczne i praktyczne znaczenie
miała reguła spadków uwzględniająca spadek rzeki wyra\ony w %o, oraz szerokość i profil
doliny rzecznej.
3
Reguła spadków Huet a (1954) dla poszczególnych krain rybnych w rzekach Europy
STRUMYKI POTOKI MAAE RZEKI ŚREDNIE RZEKI DUśE RZEKI
szerokość do 1 m szerokość 1-5 m szerokość 5-25 m szerokość 25-100 m szerokość 100-300
m
V dolina o dnie nie V dolina o dnie U dolina szeroka U dolina z szerokie, płaskie
ściętym ściętym meandrami terasy zalewowe
Krainy rybne
50 - 12,5 %o 25,0 -7,5 %o 17,5 - 6,0 %o 12,5 - 4,5 %o -
Pstrąga
- 7,5 - 3,0 %o 6,0 - 2,0 %o 4,5 - 1,25 %o -
Lipienia
- 3,0 - 1,0 %o 2.0 - 0,5 %o 1,25 - 0,33 %o 0,75 - 0,25 %o
Brzany
- 1,0 - 0 %o 0,5 - 0 %o 0,33 - 0 %o 0,25 - 0 %o
Leszcza
Kolejnym wa\nym etapem wyjaśnienia strefowego rozmieszczenia biocenoz było
opracowanie koncepcji kontinuum rzecznego (River Continuum Concept) (Cummins 1974,
Cummins i Klug 1979, Vannote et al. 1980). Punktem wyjścia było stwierdzenie, \e rzeki są
ekosystemami cudzo\ywnymi i \yją głównie na koszt organicznej materii allochtonicznej,
zwłaszcza opadających jesienią liści z otaczającej zlewni. Materia ta jest wykorzystywana
przez zło\ony łańcuch konsumentów powodując stopniowe jej przechodzenie z formy
gruboziarnistej (CPOM >1 mm) poprzez drobnoziarnistą materię organiczną (FPOM <1 mm)
do materii rozpuszczonej (DOM <0,5 �m). W procesie tym wa\ną rolę odgrywają
funkcjonalne grupy troficzne bezkręgowców. Liczebność i stosunek funkcjonalnych grup
troficznych bezkręgowców zmienia się wzdłu\ biegu rzeki od zródeł do ujścia. W górnym
biegu potoków, gdzie brzegi porośnięte są drzewami, powodując zacienienie potoków
dominują bezkręgowce od\ywiające się CPOM i FPOM, natomiast udział form
roślino\ernych jest nieznaczny. W środkowym biegu, gdzie rzeki są szerokie, względnie
płytkie i dobrze naświetlone rozwija się bujnie preryfiton i makrofity, które są
wykorzystywane przez roślino\erców. Napływająca z górnych odcinków rzeki drobnoziarnista
materia organiczna (FPOM) jest podstawą pokarmu bezkręgowców od\ywiających się na
drodze filtracji. W du\ych nizinnych rzekach na skutek zmętnienia wody światło nie dochodzi
do dna ograniczając rozwój glonów, natomiast du\a ilość drobnoziarnistej materii organicznej
(FPOM) jest podstawą bazą pokarmową rozwijającego się tam zespołu bezkręgowców.
Siedliska
Rozwijające się w rzece biocenozy nie są rozmieszczone równomiernie ale zmieniają
się w zale\ności od siedlisk spotykanych w badanym odcinku rzeki. Mówiąc o siedliskach
nale\y brać pod uwagę dwa powiązane ze sobą czynniki: substrat (kamienie, \wir, piasek,
muł) i szybkość prądu (szybki prąd, wolny prąd, zastoiska). W ka\dym z siedlisk rozwija się
charakterystyczna zoocenoza. Zazwyczaj wią\e się to z morfologicznymi, behawioralnymi i
4
fizjologicznymi przystosowaniami do \ycia w określonym siedlisku poszczególnych grup
bezkręgowców. Oddzielnym typem siedlisk są makrofity w rzekach. Z jednej strony są
twardym podło\em dla organizmów reofilnych np. Simullidae w rzekach o dnie mulistym, z
drugiej są bezpośrednią bazą pokarmową dla bezkręgowców minujących (niektóre
Chironomidae) lub zjadających tkankę powierzchniową roślin (Gastropoda) albo
od\ywiających się rozwijającym się na roślinach peryfitonem (Chironomidae,
Ephemeroptera).
Podstawowe typy siedlisk i powiązane z nimi zespoły zoobentosu
ŚREDNICA SZYBKOŚĆ KATEGORIE FAUNY CHARAKERYSTYCZNE ORGANIZMY
TYP SUBSTRATU
CZSTEK PRDU
(mm) (cm/sek)
MUA
Pelofilna Oligochaeta (Limnodrilus),
<0,125 <20
Chironomini, Unionidae
PIASEK
Psamofilna Oligochaeta (Propappus volki)
0,125 - 2 20 - 60
Chironomidae (Harnischia-
complex)
śWIR
(Psephophilna) Ephemeroptera (Ephemera
2 - 16 60 - 140
danica), Plecoptera (Chloroperla),
Trichoptera, Chironomidae
KAMIENIE
Litofilna Ephemeroptera (Heptageniidae,
>16 170
Baetidae), Plecoptera, Trichoptera
(Silo) Diptera (Simuliidae,
Blephariceridae)
ZATOPIONE DREWNO
Ksylofilna Chironomidae (Symposiocladius
- -
lignicola), Trichoptera
(Lepidostoma), Coleoptera (larwy)
GLONY
Fitofilna Chironomidae (Eukiefferiella -
- -
PERYFITONOWE,
mech, Cricotopus, Corynoneura -
MECH, MAKROFITY
peryfiton), Psychodidae (Pericoma
- mech)
Zmiany sezonowe
W potokach i rzekach podobnie jak w innych ekosystemach wodnych obserwuje się
zmiany sezonowe, wyra\ające się zmianą liczebności fauny lub zastępowaniem jednych
gatunków przez drugie. Wydaje się jednak, \e mechanizm tych zmian jest inny ni\ w
jeziorach. Z czynników środowiskowych na zmiany sezonowe zoocenoz wpływa głównie
temperatura i przepływ wody. W rzekach, nie zmienionych jeszcze działalnością człowieka,
ilość tlenu jest zawsze wysoka, na skutek mechanicznego mieszania wody. Równie\ inne
parametry chemiczne w ciągu roku zmieniają się w małym stopniu. Istotnym czynnikiem
sezonowych zmian zespołów fauny jest biologia poszczególnych gatunków i ich cykle
\yciowe. W naszej strefie klimatycznej zazwyczaj obserwujemy dwa okresy rozwoju fauny:
zimowo-wiosenny i letnio-jesienny, które charakteryzują się innym składem gatunkowym,
liczebnością i strukturą dominacji. Równie wa\nym czynnikiem wpływającym na sezonowe
5
zmiany zespołów fauny są katastrofy ekologiczne : powodzie, susze. W naszej szerokości
geograficznej najniebezpieczniejsze dla fauny są powodzie letnie. Zdarza się, \e po
gwałtownej ulewie następuje wezbranie, które niszczy całą biocenozę. Gatunki jednoroczne,
nawet dominanty, które w tym momencie rozwijają się giną i często potrzeba dłu\szego czasu
nim się taka populacja odbuduje. Naturalnie gatunki, a zwłaszcza super gatunki -
zoocenozy, tego typu katastrofy ekologiczne wkalkulowują w koszty prze\ycia i
wytworzyły szereg mechanizmów pozwalających im na przetrwanie.
Geograficzne zró\nicowanie
Problem ten jest jeszcze słabo poznany w naszym kraju. Nie mniej wiadomo, \e nie
tylko oddalone geograficznie rzeki mają ró\ne typy zoocenoz ale często nawet wchodzące w
skład tego samego dorzecza. Przykładem mogą być czarne i białe wody np. Biała i Czarna
Wisełka, Biały i Czarny Dunajec lub Biała i Czarna Nida. Wydaje się, \e w tym wypadku
czynnikiem ró\nicującym jest chemizm i zawartość związków humusowych w wodzie,
budowa geologiczna, gleby, oraz charakter roślinności w zlewni. Ramowa Dyrektywa Wodna
2000/60/EC przykłada du\ą znaczenie do rozwiązania tego problemu.
Rozwa\ania powy\sze nie wyczerpują wszystkich problemów związanych z ekologią
wód płynących. Wybrano tylko pewne zagadnienia, które mogą przyczynić się do lepszego
zrozumienia zaproponowanej ekologicznej metody oceny jakości wód w rzekach na
podstawie bezkręgowców.
yródła:
CUMMINS K. W. 1974. Structure and function of stream ecosystem. BioScience, 24: 631-
641.
CUMMINS K. W., KLUG M.J. 1979.Feeding ecology of stream invertebrates. Annual Rev.
Ecology and Systematics, 10: 147-172.
DIRECIVE 2000/60/EC of the European Parliament and of the Council of 23 Oct. 2000
establishing a framework for Community action in the field of water policy. OJEC L 327/1
z 22.12.2000.
HILLBRICHT-ILKOWSKA A.1998. Ró\norodność biologiczna siedlisk słodkowodnych -
problemy, potrzeby, działania. W: Kraska M. (ed.) Bioró\norodność w środowisku
wodnym. Idee Ekologiczne, 13, Ser. Szkice 7: 13-54.
HUET M. 1954. Biologie, profils et long et en travers des eaux courents. Bull. Franc.
Pisciculture,27: 41-53.
ILLIES J., BOTOSANEANU L. 1963. Probl�mes et m�thodes de la classification et de la
zonation �cologique des eaux courantes, consider�es sourtout du point de vue faunistique.
Mitt. Internat. Verein. Limnol., 12: 1-57.
KOWNACKI A. 1999. Checklist of macroinvertebrates in the River Vistula. Acta Hydrobiol. 41: 45-
75.
6
VANNOTE R. L., NINSHALL G. W., CUMMINS K. W., SEDELL J. R., CUSHING C. E.
1980. The river continuum concept. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 37: 130-137.
7
Wstęp
Ramowa Dyrektywa Wodna Unii Europejskiej wprowadza zupełnie nowe podejście do
zagadnienia oceny i klasyfikacji wód, kładąc szczególny nacisk na ocenę ich stanu
ekologicznego i rolę badań biologicznych w tym zakresie. W przypadku rzek ocena ich stanu
ekologicznego powinna opierać się na kilku zespołach organizmów, takich jak fitoplankton,
makrofity i fitobentos, bezkręgowce bentosowe oraz ryby, które nazwane są w dyrektywie
biologicznymi elementami jakości. Spośród tych elementów, jak dotąd, do oceny rzek
najpowszechniej stosowane są w krajach europejskich makrobezkręgowce, uznane za zespół
organizmów najbardziej odpowiednich w badaniach monitoringowych.
Na potrzeby monitoringu biologicznego rzek w Polsce zaadaptowany został do
warunków krajowych brytyjski indeks BMWP (Biological Monitoring Working Party score),
który w skrócie nazywamy BMWP-PL. Drugim elementem oceny jest indeks
bioró\norodności. Prezentowana metodyka oceny jakości rzek na podstawie
makrobezkręgowców zawiera wytyczne poboru prób makrofauny, laboratoryjnego
opracowania prób, opracowywania wyników badań i ich prezentacji w postaci klasyfikacji
wód. Przy przygotowywaniu metodyki poboru i opracowywania prób makrofauny
wykorzystano zarówno własne doświadczenia jak i następujące zródła:
- Manual for completing the AQEM/STAR site protocol. www.eu-star.at
- The AQEM sampling method to be applied in STAR. www.eu-star.at
- Rapid Bioassessment Protocol for use in streams and wadeable streams and rivers.
Periphyton, benthic macroinvertebrates, and fish. Second Edition. US EPA 1994.
- Norma PN-EN 28265. 1994. Jakość wody. Przeznaczenie i sposób u\ycia czerpaczy
do ilościowego pobierania makrobentosu z kamienistego podło\a w płytkich wodach
śródlądowych.
- Norma PN-EN 27828. 1994. Jakość wody. Metody pobierania próbek do badań
biologicznych. Wytyczne do pobierania makrobentosu z u\yciem siatki ręcznej.
- Ramowa Dyrektywa Wodna. Wspólna Strategia Wdra\ania Ramowej Dyrektywy
Wodnej. Grupa Robocza 2.7. Monitoring. Wytyczne metodyczne do monitoringu
zgodnego z Ramową Dyrektywą Wodną. Wersja ostateczna z 23 stycznia 2003.
8
1. PRACE TERENOWE
1.1. Okres przeprowadzenia badań makrofauny
Badania makrofauny bezkręgowej na potrzeby oceny stanu środowiska wodnego
powinny być prowadzone w okresach największego jej zró\nicowania taksonomicznego, tj.
obligatoryjnie w okresie wiosennym (najlepiej w maju) i w miarę mo\liwości jesienią
(wrzesień, pazdziernik). W okresie letnim, gdy mają miejsce wyloty dojrzałych form owadów,
z przyczyn naturalnych zmniejsza się ró\norodność zespołów makrofauny bezkręgowej.
Wtedy brak pewnych taksonów nie wskazuje na zmiany jakości środowiska lecz
odzwierciedla zmiany fenologiczne. W ostatnich latach obserwuje się w okresie letnim częste
zmiany przepływów wody (na przemian powodzie i okresy suszy), co powoduje niszczenie
lub zmiany naturalnych biocenoz. Dlatego okres letni nie jest zalecany do poboru prób
makrobezkręgowców w celu przeprowadzenia biologicznej oceny rzeki.
Uwaga !!!
Prób nie nale\y pobierać w okresie
powodziowym (a po powodzi - minimum 2
tygodnie pózniej), a tak\e w trakcie lub tu\ po
okresie suszy.
1.2. Wyznaczenie stanowiska badawczego
Stanowisko do badań biologicznych to 100 m odcinek (wyznaczony wzdłu\ biegu
rzeki) ujmujący najbardziej typowe siedliska dla danego odcinka rzeki. Nale\y usytuować
stanowisko tak, aby w jak najmniejszym stopniu podlegało hydrotechnicznej zabudowie np.
powy\ej drogi czy mostu przecinającego rzekę, aby uniknąć zmian prędkości przepływu
wody czy głębokości na stanowisku badań, wywołanych zabudowaniem brzegów.
9
1.3. Przygotowanie do poboru prób
CO NALEśY ZABRAĆ ZE SOB W TEREN ???
Sprzęt do poboru prób (opisy patrz ni\ej)
Siatka/sito do płukania prób
Wiadro lub inne du\e naczynie do przemywania prób
40 % formalina, ew. 70 % alkohol do utrwalania prób
Szczelne pojemniki na próby
Etykiety do oznakowania prób (kalka techniczna)
Pęsety
Ołówki miękkie, sztywna podkładka do pisania
Flamaster wodoodporny
Zeszyt terenowy
Formularz protokołu terenowego
Buty biodrowe/spodniobuty
Długie gumowe rękawice (np. weterynaryjne)
Taśma miernicza
Przyrząd do pomiaru szybkości prądu
GPS
Aparat fotograficzny (opcjonalnie)
Zestaw do udzielenia pierwszej pomocy medycznej
Lina, zapasowe ubranie (na wypadek przemoknięcia)
1.4. Wypełnienie protokołu terenowego
Przed przystąpieniem do poboru prób nale\y wypełnić protokół terenowy (Załącznik 1).
Integralną częścią protokołu terenowego jest odręczny szkic badanego odcinka, na którym
zaznaczamy charakterystyczne cechy koryta, brzegu oraz strefy przybrze\nej (RYS. 1). Na
szkicu nale\y wskazać miejsca poboru prób. W punkcie poboru poło\onym najni\ej na biegu
rzeki nale\y ustalić poło\enie geograficzne (wykorzystując GPS) i wpisać w odpowiednie
miejsce formularza.
UWAGA !!!
Informacje do protokołu terenowego, których pozyskanie
wymaga przemieszczania się/poruszania się w wodzie, nale\y
zebrać po pobraniu prób biologicznych, aby wcześniej nie
naruszyć struktury dna.
10
głaz
szybki nurt (bystrze)
pojedyncza kłoda
łacha
przybrze\na
zastoisko
tamy...............
z powalonych
drzew i materii
organicznej
wolna kłoda
słaby prąd
osad i \wir
główny nurt
przecina
przybrze\ny
pas drzew
RYS. 1. Szkic koryta małej rzeki nizinnej.
11
1.5. Sprzęt do poboru prób
Ró\norodność podło\y w rzekach wymaga zastosowania odpowiednich typów
aparatów, aby pobrać reprezentatywną próbę fauny bezkręgowej. Istnieje bardzo wiele
rozmaitych urządzeń i rozwiązań technicznych. Metody badań monitoringowych muszą być
porównywalne, dlatego zaleca się stosowanie najczęściej stosowanych aparatów, opisanych
poni\ej.
Aparaty do poboru prób ilościowych
Siatka Surbera (RYS. 2) słu\y do poboru prób z podło\a gruboziarnistego (kamienie,
gruby \wir). Składa się z 2 ram, jednej utrzymującej siatkę, drugiej wyznaczającej
powierzchnię pobierania próby. Na górnej krawędzi ramy z siatką znajduje się uchwyt do
zamocowania drą\ka. Rama wyznaczająca powierzchnię poboru próby ma zazwyczaj
wymiary 20x20 cm lub 30x30 cm. Siatka powinna mieć długość 50 70 cm i kształt
kieszeni lub sto\ka. W przedniej części siatka wzmocniona jest kołnierzem wykonanym z
mocniejszego materiału (np. szarego lub \aglowego płótna), który jest przyszyty do ramy
pionowej. Tylna część siatki jest wykonana z gazy o średnicy oczek 0,3 mm.
Chwytacz dna typu Ekmana-Birge a (RYS. 3) słu\y do poboru prób z podło\a
drobnoziarnistego (muł, drobny piasek). Jest to metalowa skrzynka o bokach 15x15 cm,
co pozwala na wycięcia dna o powierzchni 225 cm2 oraz wysokości 15 20 cm lub 35
40 cm. Od dołu aparat jest zamykany półokrągłymi szczękami, uruchamianymi silnymi
sprę\ynami. Od góry aparat zamknięty jest metalowymi klapkami lub siatką,
przeciwdziałającą wypłukaniu próby i ucieczce organizmów w trakcie wyciągania próby z
wody. Skrzynka jest przymocowana do kabłąka, u góry którego znajduje się urządzenie
spustowe zwalniające szczęki. W rzekach zaleca się stosowanie chwytacza
umieszczonego na drągu. Przy poborze osadów dennych z głębszych partii jezior
chwytacz spuszczany jest na linie i zamykany przy pomocy posłańca.
Rurowe chwytacze dna np., Morduchaj-Bołtowskiego, Szczepańskiego, Kajaka
(RYS. 4) są to zazwyczaj rury z przezroczystego pleksi, o średnicy od 8 do 12 cm
(powierzchnia chwytna ą 80-110 cm2). W dolnej części zaopatrzone są w zaostrzony
metalowy pierścień ułatwiający wycinanie dna. Mogą być umocowane na drą\ku lub
spuszczane na dno na linie.
Sprzęt do poboru próby jakościowej
Kasarek (siatka ręczna) (RYS. 5) jest najprostszym przyrządem do poboru prób
jakościowych. Słu\y równie\ do przepłukiwania prób ilościowych, pobranych w terenie.
Składa się z obręczy metalowej okrągłej, półokrągłej, trójkątnej lub prostokątnej, o
średnicy 15-30 cm przy kasarku okrągłym, a długości do 30 cm wzdłu\ dolnego brzegu
przy kasarku o innym kształcie. Kasarek umocowany jest na kiju o długości odpowiedniej
do potrzeb. Siatka kasarka powinna być uszyta z gazy o średnicy oczek 0,3 mm.
Optymalna długość siatki wynosi 40 50 cm.
12
zaczep na siatkę
kolec
20 cm
20 cm
RYS. 2. Siatka Surbera
mechanizm
spustowy
b
a
RYS. 3. Chwytacz dna Ekmana-Birge a: a) na drągu; b) na linie
13
a
c
b
RYS. 4. Chwytacze rurowe:
a) Morduchaj-Bołtowskiego; b) Szczepańskiego; c) Kajaka
(rysunki nie oddają rzeczywistych proporcji).
a
b
RYS. 5. Przyrządy do pobierania prób jakościowych: a) kasarek; b) siatka ręczna
14
1.6. Pobieranie prób
Na stanowisku wyznaczamy 2 punkty poboru prób:
" Pierwszy przy brzegu do głębokości 40 cm, przy czym nie powinno być to miejsce
okresowo odsłaniane jest przy niskim stanie wody.
" Drugi w głównym nurcie rzeki, w miejscu, gdzie głębokość nie przekracza 1 m.
W ka\dym punkcie pobieramy 2 próby ilościowe siatką Surbera (ka\da o powierzchni
400 cm2, łącznie 800 cm2) lub 3 próby ilościowe chwytaczem Ekmana-Birge a (ka\da o
powierzchni 225 cm2, łącznie 675 cm2). Przy u\yciu aparatu rurowego nale\y pobrać tyle
prób, aby łączna powierzchnia wynosiła około 675 cm2, tzn.:
Średnica rury 8 cm 10 cm 12 cm
Liczba prób 13 8 6
Próby ilościowe powinny być pobierane z najbardziej typowych dla rzeki siedlisk (np. w rzece
górskiej kamienie na prądzie, w nizinnej piasek i muł w nurcie).
Ponadto, na badanym stanowisku pobieramy jedną próbę jakościową. Zbieramy ją ze
wszystkich występujących na danym stanowisku siedlisk (np. nurt, zastoiska, rośliny,
kamienie i inne zanurzone w wodzie obiekty).
UWAGA !!!
Prób jakościowych i ilościowej nie nale\y łączyć. Ka\dą
umieszcza się w oddzielnym pojemniku.
Pobór prób zacząć nale\y w dole wybranego odcinka rzeki
i stopniowo przesuwać się ku górze, aby wcześniej nie
naruszyć struktury dna.
1.7. Sposób poboru prób w terenie
Sposób poboru prób ilościowych z podło\a gruboziarnistego (kamienie, gruby \wir).
Siatkę Surbera ustawia się na dnie, wlotem pod prąd. Osoba pobierająca próbę powinna stać
za siatką i z powierzchni ograniczonej ramką zagarniać substrat do siatki. Siatkę nale\y wyjąć
z wody, przenieść zagarnięty substrat do naczynia (wiadro, miska) i następnie dokładnie zmyć
15
z powierzchni substratu glony i zwierzęta. Oczyszczony substrat (kamienie, du\e ziarna
\wiru) odrzuca się, a pozostałe glony i zwierzęta nale\y zagęścić w siatce ręcznej i przenieść ten
materiał do oddzielnego pojemnika na próby. Pojemnik na próby powinien być takiej wielkości, aby
cały pobrany materiał zmieścił się w jednym naczyniu.
Sposób poboru prób ilościowych z podło\a drobnoziarnistego (muł, piasek, drobny
\wir).
Chwytacz dna wbić nale\y w dno na głębokość 8-10 cm, a następnie całą wyciętą próbę przenosi się
do naczynia (wiadro, miska). Osady muliste przepłukać nale\y w siatce ręcznej/sicie i po dokładnym
wymyciu mułu pozostałość przenieść do pojemnika. Z piasku i drobnego \wiru nale\y oddzielić
faunę oraz materię organiczną metodą flotacji. Na sicie pozostają zwierzęta i materia organiczna,
natomiast \wir lub piasek odrzuca się.
UWAGA !!!
Przed odrzuceniem osadu nale\y sprawdzić, czy nie ma w nim
jeszcze chruścików budujących domki z piasku i kamyków oraz
du\ych mał\y i ślimaków.
Sposób poboru próby jakościowej
Próbę jakościową pobrać nale\y ze wszystkich siedlisk dostępnych na stanowisku.. Próbę z dna
pobiera się przy pomocy siatki ręcznej metodą zwaną kick sampling , tzn. wzruszając podło\e
stopą. Siatkę ustawić nale\y w korycie rzeki pod prąd, a stopę ustawić przed siatką i kilkakrotnie
energicznie wzruszyć podło\e stopą. Przy szybkim prądzie zmącony substrat dna wraz z fauną
wpływa do ustawionej siatki. Przy wolniejszym prądzie uwolniony materiał nale\y zebrać do siatki
przesuwając ją pod prąd tu\ nad poruszoną powierzchnią. Do częściowo zanurzonej w wodzie siatki
ręcznej lub kasarka przenieść mo\na równie\ kamienie, rośliny lub inne przedmioty zanurzone w
wodzie, z których nale\y zeskrobać lub spłukać występujące na ich powierzchni organizmy,
ewentualnie przenieść pęsetą przytwierdzone do podło\a poszczególne okazy. Pozbawiony fauny
substrat odrzuca się, a zagęszczoną faunę przenosi się do oznakowanego pojemnika. Z większych
przedmiotów zanurzonych w wodzie (powalone drzewa, umocnienia) nale\y zmyć lub zeskrobać
faunę podstawiając siatkę ręczną lub kasarek.
16
Obecność du\ych i rzadkich organizmów, a zwłaszcza chronionych prawnie, które łatwo
oznaczyć w terenie do wymaganego poziomu (np. mał\e, raki), nale\y odnotować w zeszycie
terenowym, a zwierzęta pozostawić w środowisku.
UWAGA !!!
Po pobraniu wszystkich prób, zarówno ilościowych jak i jakościowej,
nale\y dokładnie sprawdzić siatki, czy nie pozostały na nich jakieś
organizmy i ewentualnie przenieść je pęsetą do pojemnika na próby.
Nale\y BARDZO DOKAADNIE opłukać siatki, aby nie przenosić
organizmów z jednego stanowiska na drugie, co mo\e prowadzić do
zniekształcenia wyników. Nie mo\na dopuścić do sytuacji, aby w próbie
z silnie zanieczyszczonego stanowiska znalazły się organizmy
czystolubne, np. jętki lub widelnice, pochodzące z wcześniej badanego
stanowiska o czystej wodzie.
1.8. Konserwowanie prób
Proces konserwacji ma na celu zabicie i utrwalenie zebranych w próbie bezkręgowców
oraz ich dalsze przechowanie. Najczęściej stosowanym środkiem do utrwalania i konserwacji
prób bentosowych jest 2-4 % formalina. Zaletą tego sposobu jest mała pracochłonność: raz
utrwalona próba nie wymaga dalszych zabiegów, oraz pewność, \e tak utrwalona próba nie
ulega zepsuciu. Jednak ten sposób konserwacji ma te\ szereg wad. M.in. pod wpływem
formaliny ulegają odkształceniu niektóre organizmy, np. wirki, stułbie, które stają się trudne
do oznaczenia. Do konserwacji u\ywa się równie\ alkoholu 40-70 %. Alkohol zle utrwala
próby, natomiast dobrze się w nim przechowuje przebrany ju\ materiał. W pierwszych dniach
po pobraniu tak konserwowanej próby nale\y kilkakrotnie wymieniać w niej alkohol, \eby
utrzymać właściwe jego stę\enie.
Mo\na te\ przewozić próby bez konserwowania, o ile istnieje mo\liwość szybkiego ich
przebrania w laboratorium. Takie postępowanie byłoby najbardziej zalecane, poniewa\ \ywy materiał
daje się du\o łatwiej i szybciej przebrać.
17
1.9. Opis prób w terenie
Ka\da pobrana próba musi być dokładnie opisana. Zaleca się potrójny opis próby. Do
wszystkich pojemników z próbami nale\y wło\yć etykiety (pisane ołówkiem na kalce technicznej) z
następującymi informacjami: nazwa rzeki, nazwa stanowiska, data poboru próby, numer próby. Jeśli
jedną próbę musieliśmy przenieść do dwóch pojemników nale\y je odpowiednio oznaczyć: próba 1 -
część 1, próba 1 - część 2 itd. Te same informacje nale\y napisać markerem na pojemniku z próbą i
dodatkowo zaznaczyć sposób utrwalenia próby (np. formalina 4 %, alkohol 70 %). Oprócz tego
ka\dą próbę szerzej opisujemy w protokole terenowym (Załącznik 1).
UWAGA !!!
Nale\y pamiętać, \eby po pobraniu prób makrofauny zebrać ewentualnie
brakujące dane do protokołu terenowego, które wymagają penetracji
koryta rzecznego.
2. LABORATORYJNE OPRACOWANIE PRÓB
2.1. Przebieranie prób
UWAGA !!!
Formalina jest środkiem trującym, atakuje zwłaszcza wilgotne
błony śluzowe oczu i nosa człowieka. Aby zminimalizować
skutki działania formaliny, przed rozpoczęciem przebierania,
zaleca się przepłukanie próby w ręcznej siatce (o oczkach 0,3
mm) pod bie\ącą wodą, jednak na tyle delikatnie, aby nie
uszkodzić okazów znajdujących się w próbie.
Podstawową zasadą przy segregacji prób ilościowych jest wybranie z próby wszystkich
bezkręgowców o wielkości powy\ej 2 mm, które umieszczamy w oddzielnej próbówce. W
przypadku gdy zagęszczenie jest bardzo wysokie od paruset do kilku tysięcy osobników w
18
próbie (np. Oligochaeta na stanowiskach zanieczyszczonych, Chironomidae w górskich
rzekach) stosujemy wybieranie z podprób (patrz ni\ej).
Z prób jakościowych staramy się wybrać w miarę mo\ności wszystkie taksony, aby
uzyskać pełną informację o ró\norodność zoobentosu na stanowisku. W naszym wypadku są
to generalnie przedstawiciele poszczególnych rodzin. Wyjątkiem są Oligochaeta, które
traktujemy jako jeden takson (bez rozbicia na rodziny) oraz rodzina Heptageniidae, w obrębie
której nale\y rozró\nić przedstawicieli rodzaju Epeorus i Rhitrogena), Szczególną uwagę
zwracamy na te taksony, których nie stwierdzono w próbach ilościowych. W miarę mo\ności
wybieramy po parę okazów ka\dego taksonu z próby, aby móc go poprawnie oznaczyć. Je\eli
jest tylko jeden okaz to te\ go uwzględniamy. W próbach jakościowych nie interesuje nas
liczebność i nie musimy wybrać wszystkich okazów określonego taksonu. Dla ułatwienia
przebierania du\e patyki lub liście znajdujące się w próbie odrzucamy, po dokładnym
przepłukaniu ich nad siatką lub w szalce i sprawdzeniu czy nie ma w nich minujących
owadów.
Przebieranie próby jakościowej mo\na zakończyć, jeśli ma się pewność, \e
WYBRANO PRZEDSTAWICIELI WSZYSTKICH RODZIN obecnych w próbie.
Praktyka wskazuje, \e aby uzyskać jak najpełniejszy przegląd ró\norodności fauny w próbie
(na poziomie rodziny) nale\y przejrzeć co najmniej 100-200 okazów. Wybrane zwierzęta
przenieść nale\y do pojemników z 40 % alkoholem etylowym lub płynem konserwującym.
Warto pamiętać, \e przebieranie prób jest znacznie ułatwione, gdy kuweta jest dobrze
bezpośrednio oświetlona.
Skład płynu konserwującego:
alkohol (96%) 460 ml
gliceryna 60 ml
woda destylowana 540 ml
kryształek tymolu
UWAGA !!!
Nie mo\na łączyć okazów wybranych z ró\nych prób czy
podprób, ka\da z nich musi być przebrana do
oddzielnego pojemnika i dokładnie opisana.
19
Sposób wybierania podprób
Sposób postępowania z podpróbami przy próbach ilościowych dostosowujemy do
konkretnej sytuacji. Przed przystąpieniem do dzielenia próby na podpróby wszystkie
większe okazy widoczne gołym okiem wybieramy i wkładamy do oddzielnej
próbówki. Następnie na szalce lub kuwecie, na dnie których nale\y wcześniej
narysować markerem siatkę kwadratów lub prostokątów, ewentualnie podział koła,
równomiernie rozprowadzamy cały materiał. Je\eli mniejszych okazów jest tylko
kilkaset to wystarczy przebrać połowę próby, je\eli więcej, tysiąc - parę tysięcy
próbę dzielimy np. na 4...... 20 podpróby i wybieramy wszystkie bezkręgowce z
losowo wybranej podpróby. Liczbę wybranych z podpróby okazów mno\ymy
następnie x2, x4, x20 itd. aby uzyskać liczebność organizmów w całej próbie.
Następnie dodajemy do uzyskanej sumy liczebność du\ych bezkręgowców
wybranych wcześniej z całej próby. Organizmy wybrane z ka\dej podpróby
umieszczamy w osobnej fiolce, którą nale\y zaopatrzyć w etykietę, zawierającą
informację o miejscu poboru próby, dacie poboru i z jakiej części całej próby
wybierano bezkręgowce (np. 1/2, 1/4, 1/20 próby); w wypadku wybierania fauny z
kilku podprób, ka\dą z nich opisujemy, umieszczamy i opracowujemy oddzielnie.
W przypadku osobników le\ących na pograniczu oczek narysowanej siatki zalicza
się je do tej podpróby, w obrębie której le\y głowa osobnika. Nie nale\y liczyć
pustych muszli lub domków chruścików, ani fragmentów zwierząt takich jak odnó\a
lub skrzela. W przypadku skąposzczetów liczyć nale\y całe okazy lub fragmenty z
głową. Podobnie, większe fragmenty owadów liczymy tylko wtedy, gdy zachowała
się głowa.
20
2.2. Oznaczanie makrobezkręgowców bentosowych
Na potrzeby biologicznej oceny rzek w Polsce przyjęto wymóg oznaczenia fauny
generalnie do poziomu rodziny. Nie stosuje się tej zasady w odniesieniu do Oligochaeta, które
traktowane są jako jeden takson. Natomiast w przypadku rodziny Heptageniidae
(Ephemeroptera - jętki) wymagane jest oznaczenie do rodzaju, a w szczególności wykrycie
obecności rodzajów: Rhithrogena oraz Epeorus (pozostałe jętki z tej rodziny traktowane są
jako inne Heptageniidae). Do oznaczenia fauny na poziomie rodziny wystarcza na ogół lupa
binokularna
Podstawowy problem przy opracowywaniu materiału biologicznego stanowi dostęp do
odpowiednich kluczy do oznaczania organizmów. Najliczniejszą pod względem taksonów
grupą makrobezkręgowców wodnych są owady. Wiele z nich tylko w stadium larwalnym
związane jest ze środowiskiem wodnym. Istnieje wiele kluczy do oznaczania poszczególnych
grup owadów (rzędów, rodzin), z których część obejmuje tylko formy występujące w wodzie.
Bardzo często są to wydawnictwa sprzed kilkudziesięciu lat, obecnie trudno dostępne. Bardzo
liczne z nich to wydawnictwa zagraniczne, do których dostęp jest ograniczony. Dostępny w
ka\dym wojewódzkim inspektoracie ochrony środowiska jest natomiast Klucz do oznaczania
słodkowodnej makrofauny bezkręgowej dla potrzeb bioindykacji stanu środowiska
(Kołodziejczyk, Koperski i Kamiński 1998) wydany przez Państwową Inspekcję Ochrony
Środowiska w serii Biblioteka monitoringu środowiska. Klucz ten, po wniesieniu poprawek i
uzupełnień został w 2000 r. wydany przez Wydawnictwa Uniwersytetu Warszawskiego
(Kołodziejczyk, Koperski 2000). Obszerny zestaw kluczy, przewodników i katalogów
przydatnych do oznaczania makrofauny bezkręgowej podaje Załącznik 5.
3. OPRACOWANIE WYNIKÓW
3.1. Obliczenie zagęszczenia i bogactwa fauny
Wyniki z prób ilościowych i jakościowej wpisujemy do tabeli (Załącznik 2).
Uzyskane wyniki z poszczególnych prób ilościowych przeliczamy na powierzchnię 1 m2.
Pobierając np. próbę siatką Surbera z powierzchni 20x20 cm (= 0,04 m2) liczebność taksonu
w próbie przeliczamy na powierzchnię 1 m2 według wzoru:
N osobn./m2 = N osobn. w próbie/0,04 m2
21
Ta wartość jest punktem wyjścia do obliczenia średniej liczebności taksonu a tak\e całej
fauny na powierzchnię 1 m2 dna na badanym stanowisku. Średnie zagęszczenie
poszczególnego taksonu obliczamy ze wszystkich prób ilościowych pobranych w obu
punktach: przy brzegu i w nurcie. Zagęszczenie całej fauny na stanowisku jest sumą średnich
zagęszczeń poszczególnych taksonów.
Do tabeli ilościowej wpisujemy równie\ wyniki uzyskane z próby jakościowej.
Taksony znalezione w próbach jakościowych, o ile nie były wcześniej znalezione w próbie
ilościowej, wpisujemy do tabeli przypisując im wartość 1 w rubryce średnia ze wszystkich
prób ilościowych . Jest to oczywiście du\e uproszczenie, na które jednak godzimy się ze
względów praktycznych. Celem naszych badań jest uzyskanie dwóch informacji (1) o
zagęszczeniu fauny (osob./m2), którą uzyskujemy z prób ilościowych i (2) o bogactwie
(ró\norodności) fauny, którą uzyskujemy zarówno z prób ilościowych jak i próby
jakościowej. O ile w tabeli wynikowej mo\emy rozró\nić wartości uzyskane z prób
ilościowych i próby jakościowej podając liczby w odniesieniu do prób ilościowych oraz np.
krzy\yk dla taksonów wykrytych w próbie jakościowej, to przy komputerowej obróbce takich
niejednorodnych wyników trudno uzyskać informację np. o całkowitej liczbie taksonów
znalezionych w próbie. Mo\na naturalnie zliczyć to ręcznie, ale wtedy jest większa mo\liwość
pomyłki, zwłaszcza przy du\ym zbiorze danych (teoretycznie w rzekach Polski mo\e być
około 120 rodzin). Wpisując wartość 1 zamiast krzy\yka nieznacznie tylko zmieniamy
zagęszczenie fauny w próbie, ułatwiamy sobie natomiast dalsze przeliczenia. Po zsumowaniu
liczebności poszczególnych taksonów w przeliczeniu na 1 m2 uzyskujemy całkowitą
liczebność fauny na jednostkę powierzchni dna na stanowisku.
3.2. Ocena i klasyfikacja wód na stanowisku badawczym
Ocena jakości wód przeprowadzana jest w oparciu o 2 kryteria: wartość indeksu
BMWP-PL i wartość indeksu bioró\norodności.
Podstawą klasyfikacji jest standardowa tabela BMWP-PL, będąca modyfikacją angielskiego
systemu BMWP (tab. 1). Wartość indeksu BMWP-PL uzyskujemy dodając punkty przypisane
poszczególnym rodzinom znalezionym zarówno w próbach ilościowych jak i jakościowej
(ka\da rodzina punktowana jest oczywiście tylko raz). Uzyskaną wartość nale\y odnieść do
poni\szych zakresów BMWP-PL dla 5 klas jakości:
I Klasa BMWP-PL powy\ej 100
22
II Klasa BMWP-PL 70 99
III Klasa BMWP-PL 40 69
IV Klasa BMWP-PL 10 39
V Klasa BMWP-PL poni\ej 10
Tabela 1. Standardowa tabela do wyznaczania BMWP-PL
Rodziny Punktacja
Ephemeroptera Ameletidae
Trichoptera Glossosomatidae, Molannidae, Beraeidae, Odontoceridae, Leptoceridae 10
Diptera Blephariceridae, Thaumaleidae
Ephemeroptera Behningiidae
Plecoptera Taeniopterygidae
Odonata Cordulegastridae 9
Trichoptera Goeridae, Lepidostomatidae
Crustacea Astacidae
Ephemeroptera Oligoneuriidae, Heptageniidae (rodzaje Epeorus, Rhithrogena)
Plecoptera Capniidae, Perlidae, Chloroperlidae 8
Trichoptera Philopotamiidae
Diptera Athericidae
Ephemeroptera Siphlonuridae, Leptophlebiidae, Potamanthidae, Ephemerellidae,
Ephemeridae, Caenidae,
Plecoptera Perlodidae, Leuctridae
Odonata Calopterygidae, Gomphidae,
Trichoptera Rhyacophilidae, Brachycentridae, Sericostomatidae, Limnephilidae 7
Coleoptera Elmidae
Heteroptera Aphelocheiridae
Gastropoda Viviparidae
Bivalvia Unionidae, Dreissenidae
Hirudinea Piscicolidae
Crustacea Gammaridae, Corophiidae
Ephemeroptera) Baetidae, Heptageniidae (z wyjątkiem rodzajów Epeorus i Rhitrogena)
Plecoptera Nemouridae
Odonata Platycnemididae, Coenagrionidae 6
Trichoptera Hydroptilidae, Polycentropodidae, Ecnomidae
Diptera Limoniidae, Simuliidae, Empididae
Gastropoda Neritidae, Bithyniidae
Crustacea Cambaridae
Trichoptera Hydropsychidae, Psychomyidae
Coleoptera Gyrinidae, Dytiscidae, Haliplidae, Hydrophilidae
Heteropera Mesoveliidae, Veliidae, Nepidae, Naucoridae, Notonectidae, Pleidae, 5
Corixidae
Diptera Tipuliidae
Gastropoda Hydrobiidae
Diptera Ceratopogonidae
Gastropoda Valvatidae, Planorbidae 4
Bivalvia Sphaeriidae
Hirudinea Glossiphonidae, Erpobdellidae, Hirudinidae
Crustacea Asellidae
Megaloptera Sialidae 3
Diptera Chironomidae
Gastropoda Ancylidae, Physidae, Lymnaeidae
Oligochaeta wszystkie Oligochaeta 2
Diptera Culicidae
Diptera Syrphidae, Psychodidae 1
23
Następnie nale\y wyliczyć wskaznik bioró\norodności (d) według zmodyfikowanego wzoru
Margalefa:
d = s/logN
gdzie: d wskaznik bioró\norodności
s liczba rodzin występujących na stanowisku
N całkowite średnie zagęszczenie fauny na stanowisku w przeliczeniu na powierzchnię 1 m2.
UWAGA !!!
Nale\y pamiętać, \e we wzorze na obliczenie
wskaznika bioró\norodności logarytm
zagęszczenia fauny (logN) ma podstawę 10.
Nale\y w tym miejscu podkreślić, \e wartość s dotyczy wszystkich rodzin znalezionych
zarówno w próbach ilościowych jak i jakościowych, a nie tylko tych, które wykazane są w
tabeli standardowej BMWP-PL.
Uzyskaną wartość indeksu bioró\norodności (d) nale\y odnieść do następującej 5-cio
stopniowej skali wartości indeksu:
I klasa d > 5,50
II klasa d 4,00 - 5,49
III klasa d 2,50 - 3,99
IV klasa d 1,00 - 2,49
V klasa d < 1
Jeśli klasa BMWP-PL i klasa (d) są zgodne ostateczna klasyfikacja wód na stanowisku
jest taka, na jaką wskazują oba indeksy.
Przykład: Indeks BMWP-PL na stanowisku wynosi 151. Odpowiada to I klasie BMWP-PL.
Indeks bioró\norodności (d) wynosi 8,86 a więc odpowiada równie\ I klasie indeksu (d).
Zatem ostatecznie wody na badanym stanowisku zakwalifikujemy do I klasy.
Je\eli wartości nie są zgodne to jako ostateczną przyjmuje się klasę ni\szą
Przykład: Indeks BMWP-PL na stanowisku wynosi 105. Odpowiada to I klasie BMWP-PL.
Indeks bioró\norodności (d) wynosi 4,60 a więc odpowiada II klasie indeksu d. W tym
przypadku ostatecznie wody na badanym stanowisku zakwalifikujemy do II klasy.
24
W nielicznych przypadkach, jak wykazuje praktyka, gdy jakość wody obliczona na
podstawie BMWP-PL i (d) ró\ni się o 2 klasy, jako ostateczną przyjmujemy wartość średnią.
Przykład: Indeks BMWP-PL na stanowisku wynosi 69. Odpowiada to III klasie BMWP-PL.
Indeks bioró\norodności (d) wynosi 5,76, a więc odpowiada I klasie indeksu (d). W tym
przypadku ostatecznie wody na badanym stanowisku zakwalifikujemy do II klasy.
Biologiczne metody oceny rzek oparte na indeksach biotycznych, zarówno te, które
funkcjonują od lat w Europie, jak i zaproponowana polska modyfikacja BMWP (BMWP-PL)
dają uproszczony obraz sytuacji biologicznej w badanym odcinku rzeki. Są one bowiem
kompromisem pomiędzy niezbędną do oceny stanu rzeki ilością informacji i mo\liwością
wyra\enia wyniku tej oceny w prosty, zrozumiały dla decydentów i społeczeństwa sposób.
Dlatego wynik oceny uzyskanej według BMWP-PL i ewentualnie zweryfikowanej za pomocą
indeksu bioró\norodności warto na koniec skonfrontować z klasyczną, opisową interpretacją
biologiczną, która sprowadza się do następujących obserwacji:
" W wodach czystych i słabo zanieczyszczonych występuje du\a ró\norodność
taksonomiczna, dominują Chironomidae oraz przedstawiciele Ephemeroptera,
Trichoptera, w rzekach górskich pojawiają się Plecoptera, nizinnych Amphipoda.
Oligochaeta są nieliczne, a liczebność fauny niska.
" W wodach średniozanieczyszczonych skład gatunkowy pozostaje bez zmian, natomiast
zmienia się struktura dominacji fauny. Znacznie wzrasta liczebność Oligochaeta.
Chironomidae nadal są dominantami lecz ich udział jest ju\ mniejszy. Maleje liczebność
Ephemeroptera, Trichoptera i innych grup czystolubnych. Liczebność fauny jest wysoka.
" W wodach bardzo silnie zanieczyszczonych obserwuje się masowe występowanie
Oligochaeta. Przedstawiciele pozostałych grup występują sporadycznie (Chironomidae,
Hirudinea, Mollusca), lub nie występują wcale (Ephemeroptera, Plecoptera, Trichoptera).
Zmniejsza się bioró\norodność, natomiast liczebność jest bardzo wysoka.
" Wody zatrute charakteryzuje brak fauny, lub występują tylko pojedyncze okazy muchówek
oddychających powietrzem atmosferycznym (Eristalis, Psychoda, Culicidae).
25
3.3. Prezentacja wyników biologicznej oceny rzek w oparciu o
makrobezkręgowce
Wyniki biologicznej oceny rzek nale\y przedstawiać na mapie odpowiednimi
kolorami. Zgodnie z europejską normą EN ISO 8689-2 (2000) oraz Ramową Dyrektywą
Wodną dla poszczególnych klas jakości wód przyjęto następujące oznaczenia:
I klasa - kolor niebieski
II klasa - kolor zielony
III klasa - kolor \ółty
IV klasa - kolor pomarańczowy
V klasa - kolor czerwony
W przypadku braku fauny na stanowisku (np. z powodu silnej toksyczności wody) mo\na
zastosować oznaczenie kolorem czarnym, co nie oznacza jednak dodatkowej klasy w
pięciostopniowym systemie klasyfikacyjnym.
26
4. UWAGI KOCCOWE
Przedstawiona do stosowania w monitoringu rzek w Polsce metodyka oceny na
podstawie makrofauny nie jest jeszcze w pełni zgodna z wymaganiami Ramowej Dyrektywy
Wodnej. Jak ju\ wspomniano wcześniej, w Polsce nie ma jeszcze opracowanej typologii rzek
i nie ustalono warunków referencyjnych dla poszczególnych typów rzek, wobec których,
zgodnie z Dyrektywą, nale\y dokonywać oceny stanu ekologicznego, tj. stopnia odchylenia
od stanu referencyjnego. O ile abiotyczna typologia rzek będzie opracowana ju\ w połowie
2004 r., to jej zweryfikowanie wynikami badań biologicznych (w tym badaniami makrofauny
bezkręgowej) będzie wymagało zebrania bardzo du\ej liczby danych z terenu całej Polski. W
Instytucie Ochrony Środowiska w Warszawie od roku 1999 funkcjonuje ju\ baza danych o
makrobezkręgowcach w rzekach polskich, która obecnie obejmuje około 120 stanowisk,
badanych m.in. przez wojewódzkie inspektoraty ochrony środowiska w ramach projektu,
który doprowadził do opracowania polskiej modyfikacji brytyjskiego systemu BMWP. Baza
jest ciągle powiększana poniewa\ wprowadzane są do niej nowe wyniki własnych badań
Instytutu Ochrony Środowiska. Oprogramowanie tej bazy danych umo\liwia równie\
przetwarzanie i zestawianie danych o makrobezkręgowcach. Mo\e więc być bardzo przydatne
w pracach nad udoskonaleniem prezentowanej metody oceny rzek polskich na podstawie
makrobezkręgowców, polegających na ustaleniu referencyjnych zespołów makrofauny w
ró\nych typach rzek polskich. W pracach tych powinny być równie\ wykorzystane wyniki
monitoringowych badań makrofauny bezkręgowej, prowadzonych przez wojewódzkie
inspektoraty ochrony środowiska zgodnie z prezentowaną metodyką. Dlatego ze wszech
miar po\ądane byłoby przesyłanie przez wojewódzkie inspektoraty ochrony środowiska
wyników badań makrofauny w monitorowanych rzekach (wraz z protokołem terenowym) do
Instytutu Ochrony Środowiska w Warszawie celem wprowadzenia ich do bazy danych i
wykorzystania w opracowaniu zgodnej z Ramową Dyrektywą Wodną klasyfikacji stanu
ekologicznego rzek.
Wydaje się równie\, \e ze względu na pilną potrzebę ustalenia specyficznych dla
ka\dego typu rzek warunków referencyjnych, sensownym byłoby przeprowadzenie badań
monitoringowych na jak największej liczbie stanowisk, które mogą okazać się referencyjne
(najlepsze na terenie, w minimalnym stopniu poddane presji antropogenicznej, bez
przekształceń hydromorfologicznych).
27
II. WYTYCZNE DO POBIERANIA PRÓB
MAKROBEZKRGOWCÓW W JEZIORACH
Wstęp
Zgodnie z Ramową Dyrektywą Wodną makrozoobentos, obok fitoplanktonu,
makrofitów, fitobentosu i ryb, jest tzw. elementem biologicznym będącym podstawą oceny
stanu ekologicznego jezior. Rekomendowanymi parametrami oceny w odniesieniu do tego
elementu są: skład taksonomiczny i liczebność, ró\norodność oraz stosunek taksonów
wra\liwych na zakłócenia do taksonów niewra\liwych. Dyrektywa nie precyzuje z której
strefy jeziora: litoralu, sublitoralu czy profundalu, ma być pobrany materiał do analizy. Fauna
litoralna jest na ogół najbardziej ró\norodna ze względu na mo\liwość zasiedlania bardzo
ró\nych substratów, ale te\ jednocześnie najbardziej zmienna, co mo\e utrudniać ocenę.
Strefa sublitoralu (poza zasięgiem roślinności, ale jeszcze powy\ej termokliny) jest
stosunkowo jednorodna i mniej zale\na od czynników zewnętrznych. Charakteryzuje ją dość
bogata fauna, którą stosunkowo łatwo pobrać. Fauna profundalna jest z reguły ograniczona do
przedstawicieli Chironomidae, Oligochaeta i Chaoboridae, odpornych na niskie stę\enia tlenu,
przy czym ostry deficyt tlenowy mo\e je równie\ wyeliminować. Makrozoobentos ju\ w
latach 30-ych XX wieku wykorzystywany był do typologii troficznej jezior. Jej podstawą były
ró\ne wskazniki oparte na składzie i liczebności Chironomidae i Oligochaeta (Wiederholm
1980). Metody biologicznej oceny jezior, oparte na makrofaunie bezkręgowej i spełniające
wymogi Ramowej Dyrektywy Wodnej, są w krajach europejskich na ogół dopiero
opracowywane. Wyjątkiem są tu kraje skandynawskie, w których funkcjonują metody oceny
zakwaszenia jezior na podstawie bentosu profundalnego, a ściślej na podstawie szczegółowej
analizy składu gatunkowego Chironomidae i Oligochaeta (Wiederholm 1976, 1980, Saether
1979, Johnson 1989). Międzynarodowy program Monitoringu Zintegrowanego (Keskitalo,
Salonen 1994) uwzględnia analizę zoobentosu zarówno profundalnego jak i litoralnego. W
Estonii do oceny jezior wykorzystuje się makrobezkręgowce litoralne, na podstawie których
wylicza się taki sam jak dla rzek indeks biotyczny (Noges, informacja ustna). Z kolei
biomonitoring jezior w USA opiera się na analizie makrobezkręgowców sublitoralnych, ze
względu na stosunkowo stały charakter zespołów zasiedlających tą strefę jeziora (US EPA
1998).
W Polsce, podobnie jak w większości krajów europejskich, nie ma jeszcze
opracowanej metody oceny klasyfikacji biologicznej jezior na podstawie makrofauny
28
bentosowej. Nale\y jednak jak najszybciej zacząć w kraju gromadzić dane, które będą
podstawą do opracowania takiej metody, z uwzględnieniem specyficznych dla
poszczególnych typów jezior warunków referencyjnych. Temu celowi słu\yć ma
proponowana metodyka pobierania prób zoobentosu w jeziorach. Opracowana została w
oparciu o wymienione poni\ej zródła, wśród których znalazły się tak\e Wytyczne
metodyczne do monitoringu zgodnego z Ramową Dyrektywą Wodną , opracowane przez
Grupę Roboczą 2.7 Monitoring powołaną przez Komisję Europejską w ramach Wspólnej
Strategii Wdra\ania Ramowej Dyrektywy Wodnej.
Wykorzystane zródła:
- Giziński A. 1974. Typologia faunistyczna eutroficznych jezior Północnej Polski.
Uniwersytet Mikołaja Kopernika. Toruń
- Wiederholm T. 1976. Chironomids as indicators of water quality in Swedish lakes.
Naturvardsverkets Limnologiska Undersokningar, 10: 1-17.
- Saether O.A. 1979. Chironomid communities as water quality indicators. Holarctic
Ecology, 2: 65-74.
- Wiederholm T. 1980. Use of benthos in lake monitoring. Journal of the Water
Pollution Control Federation, 52: 537-547.
- Keskitalo J., Salonen K. 1994. Manual for Integrated Monitoring. Subprogramme
Hydrobiology of Lakes. National Board of Waters and Environment. Helsinki.
- Norma PN-EN 28265. 1994. Jakość wody. Przeznaczenie i sposób u\ycia czerpaczy
do ilościowego pobierania makrobentosu z kamienistego podło\a w płytkich wodach
śródlądowych.
- Norma PN-EN 27828. 1994. Jakość wody. Metody pobierania próbek do badań
biologicznych. Wytyczne do pobierania makrobentosu z u\yciem siatki ręcznej.
- US EPA. 1998. Lake and Reservoir Bioassessment and Biocriteria. Technical
Guidance Document. EPA 841-B-98-007.
- Ramowa Dyrektywa Wodna. Wspólna Strategia Wdra\ania Ramowej Dyrektywy
Wodnej. Grupa Robocza 2.7. Monitoring. Wytyczne metodyczne do monitoringu
zgodnego z Ramową Dyrektywą Wodną. Wersja ostateczna z 23 stycznia 2003.
29
1. Okres przeprowadzenia badań makrofauny
Podobnie jak w przypadku rzek, badania makrofauny bezkręgowej na potrzeby oceny
stanu jezior powinny być prowadzone w okresach największego jej zró\nicowania
taksonomicznego, tj. w okresie wiosennym (najlepiej w maju) i w miarę mo\liwości jesienią
(wrzesień, pazdziernik). W okresie letnim, gdy mają miejsce wyloty dojrzałych form owadów,
z przyczyn naturalnych zmniejsza się ró\norodność zespołów makrofauny bezkręgowej.
Równie\ ze względu na występujące latem w hypolimnionie wielu eutroficznych jezior
deficyty tlenu (tak\e w warunkach referencyjnych), powodujące zubo\enie fauny, okres ten
nie jest zalecany do badań. Co prawda wyniki badań profundalnej fauny jezior polskich,
prowadzonych przez Gizińskiego (1974) wskazują, \e najbardziej reprezentatywne są próby
pobrane spod lodu w styczniu, to ze względu na techniczne warunki prowadzenia prac
terenowych i względy bezpieczeństwa nie uwzględniamy tej pory roku.
2. Miejsce poboru prób makrofauny
Próby pobierać nale\y wzdłu\ transektu, zaczynając w litoralu, poprzez sublitoral i
wreszcie w profundalu. Liczbę stanowisk poboru prób nale\y wyznaczyć w zale\ności od
wielkości i głębokości jeziora. Liczba transektów na jeziorze powinna wynosić od 3 do 5 w
zale\ności od stopnia zró\nicowania środowiska. Liczba stanowisk na ka\dym transekcie
powinna wynosić co najmniej 3 (litoral, sublitoral, profundal). Próby z profundalu nale\y
pobierać z takiej głębokości, na jakiej stwierdza się jeszcze obecność tlenu. Zatem próby
wcale nie muszą być pobrane z głęboczka, który często jest odtleniony, mo\e mieć niewielką
powierzchnię i mo\e być trudny do odszukania w terenie. W przypadku jezior płytkich, w
których nie występuje profundal, liczba stanowisk w transekcie mo\e być mniejsza.
3. Pobieranie prób
Na stanowiskach litoralnych pobiera się próby półilościowe za pomocą siatki ręcznej
(patrz rozdział I.1.5). Zmienia się tylko technika poboru prób w stosunku do opisanej w
rozdziale I.1.6. Poniewa\ nie mo\na tu wykorzystać prądu wody, który przenosi uwolnione z
podło\a zwierzęta do siatki, nale\y po wzruszeniu podło\a chwytać uwolnioną faunę
poruszając siatką w wodzie. W litoralu jeziornym istnieje du\a ró\norodność podło\y (np.
muł, piasek, kamienie, rośliny wynurzone, rośliny zanurzone), co wymaga zastosowania
30
ró\nych wariantów tej metody (poruszanie osadów, przeciąganie siatki pośród roślinności
itp.). Wspólną ich cechą jest efektywny czas pobierania ka\dej próby wynoszący około 30
sekund z dodatkowym czasem potrzebnym do zebrania przytwierdzonych do podło\a
organizmów. W ka\dym transekcie nale\y w litoralu pobrać 3 próby z najbardziej
charakterystycznych podło\y.
Na ka\dym stanowisku sublitoralnym i profundalnym pobrać nale\y próby ilościowe,
przy u\yciu takiego samego, jak w przypadku rzek, sprzętu. Jeśli próby pobierane są
chwytaczem Ekmana-Birge a pobrać nale\y 3 próby, jeśli aparatem rurowym liczba prób musi
być większa, tak jak to wskazano w rozdziale I.1.6.
4. Protokół terenowy
Podobnie jak w przypadku badań makrobezkręgowców w rzekach, równie\ badaniom
na jeziorach towarzyszy wypełnienie protokołu terenowego. Integralną częścią protokołu jest
plan batymetryczny jeziora z zaznaczonymi transektami ustalonymi do badań makrofauny
bezkręgowej i rozmieszczeniem stanowisk poboru prób.
Formularz protokołu terenowego, wraz z wyjaśnieniami, stanowi Załącznik 3.
5. Laboratoryjne opracowanie prób
Sposób postępowania z półilościowymi próbami litoralnymi oraz ilościowymi próbami
z sublitoralu i profundalu (płukanie, utrwalanie, przebieranie, obróbka laboratoryjna i
oznaczanie) jest taki sam jak w przypadku ilościowych prób rzecznych (patrz rozdziały I.1.8
I.2.2).
6. Sposób prezentacji wyników badań makrofauny bezkręgowej w
jeziorach
Jak ju\ wcześniej zaznaczono na razie, nie tylko w Polsce, brakuje biologicznych
metod oceny jezior na podstawie makrozoobentosu. Dlatego wyniki przeprowadzonych badań
powinny być zestawione w przejrzystych tabelach, umo\liwiających przeliczanie zarówno
danych surowych jak i obrobionych.
Wyniki z ka\dej pobranej w transekcie próby półilościowej z litoralu oraz ilościowej z
sublitoralu i profundalu nale\y wpisać do odpowiednich tabel (wzór Załącznik 4).
31
Załącznik 1
Protokół terenowy
z badań makrobezkręgowców w rzekach
1. Dane o rzece
Nazwa rzeki .............................................................................................................................
Dorzecze .................................................................................................................................
Makroregion ............................................................................................................................
Ekoregion ................................................................................................................................
2. Dane o stanowisku
Nazwa .....................................................................................................................................
Poło\enie .................................................................................................................................
Km b.rz. ...................................................................................................................................
Typ badanego odcinka rzeki zgodnie z typologią krajową ........................................................
.................................................................................................................................................
Szerokość geograficzna ...........................................................................................................
Długość geograficzna ...............................................................................................................
Wysokość n.p.m. .....................................................................................................................
Odległość od zródeł (km) .........................................................................................................
Szerokość cieku .......................................................................................................................
Charakter koryta rzecznego (obecność zapór, przegród,
umocnień brzegu) ....................................................................................................................
.................................................................................................................................................
Charakterystyka substratu dna ..................................................................................................
.................................................................................................................................................
Natę\enie przepływu ................................................................................................................
Obecność makrofitów (skład jakościowy, % pokrycia dna) .......................................................
.................................................................................................................................................
Obecność glonów ....................................................................................................................
.................................................................................................................................................
Zacienienie ...............................................................................................................................
Średni spadek doliny rzecznej ...................................................................................................
Powierzchnia zlewni (km2) do badanego przekroju ...................................................................
Powierzchniowe utwory geologiczne w zlewni .........................................................................
.................................................................................................................................................
U\ytkowanie zlewni:
Lasy (%) ......................................... Pola uprawne (%) ...............................................
Aąki i pastwiska (%) ....................... Wody powierzchniowe (%) .................................
Podmokłości (%) ............................ Tereny zurbanizowane (%) ..................................
Zagospodarowanie terenów przybrze\nych:
Brzeg lewy ...................................................................................................................
Brzeg prawy .................................................................................................................
32
Charakterystyka punktowych zródeł zanieczyszczeń powy\ej badanego przekroju
.................................................................................................................................................
.................................................................................................................................................
.................................................................................................................................................
...
Chemizm wód ..........................................................................................................................
.................................................................................................................................................
.................................................................................................................................................
.................................................................................................................................................
3. Dane o pobranych próbach makrofauny
Data poboru prób ................................................................
Poziom wody .......................................................................
Próba ..... (ilościowa)
Szybkość prądu ....................................................................
Głębokość poboru próby ......................................................
Aparat do poboru próby .......................................................
Powierzchnia zbioru próby ...................................................
Rodzaj podło\a, z którego pobrano próbę ............................
..............................................................................................
Próba ..... (ilościowa)
Szybkość prądu ....................................................................
Głębokość poboru próby ......................................................
Aparat do poboru próby .......................................................
Powierzchnia zbioru próby ...................................................
Rodzaj podło\a, z którego pobrano próbę ............................
..............................................................................................
Próba 3 (ilościowa)
Szybkość prądu ....................................................................
Głębokość poboru próby ......................................................
Aparat do poboru próby .......................................................
Powierzchnia zbioru próby ...................................................
Rodzaj podło\a, z którego pobrano próbę ............................
..............................................................................................
Próba jakościowa
Rodzaje podło\y, z których pobrano próbę ............................
................................................................................................
................................................................................................
UWAGI dodatkowe ..............................................................................................................
................................................................................................................................................
.................................................................................................................................................
.................................................................................................................................................
Integralną częścią protokołu jest szkic badanego odcinka rzeki
33
Komentarz
do protokołu terenowego z badań makrobezkręgowców w rzekach
Zwykle protokół terenowy pomaga w interpretacji wyników badań biologicznych i
umo\liwia ponowne zlokalizowanie stanowiska w terenie. W początkowym okresie
wykonywania monitoringowych badań makrofauny w rzekach polskich protokół terenowy
będzie spełniał jeszcze dodatkową rolę. W przypadku naszego kraju, w którym nie ma tradycji
monitoringowych badań makrobezkręgowców w rzekach, włączenie od 2004 r. tego
komponentu do rutynowej praktyki monitoringowej ma ogromne znaczenie dla prac,
związanych z wdra\aniem Ramowej Dyrektywy Wodnej. W Polsce tzw. abiotyczna typologia
rzek (oparta na parametrach systemu B według załącznika 2 Ramowej Dyrektywy Wodnej)
zostanie ukończona dopiero w połowie 2004 r. Następnym etapem prac będzie weryfikacja tej
hipotetycznej, abiotycznej typologii wynikami badań biologicznych, w tym badaniami
makrofauny bezkręgowej, prowadzonymi równie\ w ramach monitoringu rzek, zgodnie z
prezentowaną metodyką. W procesie weryfikowania typologii abiotycznej i ustalania
ostatecznej biotycznej typologii rzek podstawowe znaczenie ma precyzyjny opis rzeki i
stanowiska, z którego wykorzystywane są dane o makrofaunie. Jeśli więc wyniki
monitoringowych badań makrofauny mają być pomocne w ustaleniu biotycznej typologii rzek
nale\y z du\ą starannością wypełnić protokół terenowy, poświęcając temu nie tylko czas w
terenie lecz równie\ wykonując w pewnym zakresie prace studialne.
Protokół terenowy z badań makrofauny w rzekach zawiera informacje o badanej rzece,
stanowisku i pobranych próbach.
1. Dane o rzece
Nazwa rzeki powinna być zgodna z nazewnictwem stosowanym w Podziale hydrograficznym
Polski opracowanym w IMGW. W nawiasie mo\na podać inne lokalne nazwy rzeki.
Dorzecze nale\y podać cały ciąg rzek rozpoczynając od nazwy badanej rzeki a kończąc na
rzece uchodzącej do morza.
Makroregion według Podziału fizycznogeograficznego Polski Kondracki J. 1998 (lub
2000). Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa.
Ekoregion według mapy z załącznika XI Ramowej Dyrektywy Wodnej (wg Illies 1978).
2. Dane o stanowisku
Nazwa nazwa miejscowości lub innego charakterystycznego punktu orientacyjnego
34
Poło\enie uszczegółowienie lokalizacji stanowiska (jeśli mo\liwe i potrzebne)
Km b.rz. z zaznaczeniem, czy liczony od zródeł, czy od ujścia
Typ badanego odcinka rzeki zgodnie z typologią krajową mo\liwy będzie do wskazania
po opracowaniu ostatecznej typologii rzek w Polsce
Szerokość geograficzna stopnie, minuty, sekundy wg wskazań GPS w punkcie poboru
próby najdalej w dole wybranego do badań odcinka rzeki lub na podstawie mapy
Długość geograficzna stopnie, minuty, sekundy wg wskazań GPS w punkcie poboru próby
najdalej w dole wybranego do badań odcinka rzeki lub na podstawie mapy
Wysokość n.p.m. z mapy 1:50 000 (ewentualnie wg wskazań GPS)
Odległość od zródeł (km) z mapy 1:50 000
Szerokość cieku (m) pomiar w terenie
Charakter koryta rzecznego mapy oraz obserwacje w terenie (odcinek meandrujący,
koryto naturalne, uregulowane, obecność zapór, przegród, umocnień brzegu)
Charakterystyka substratu dna obserwacje w terenie: % pokrycia ró\nymi frakcjami:
kamienie, \wir, piasek, muł, podło\e organiczne
Obecność makrofitów obserwacje w terenie: skład jakościowy, % pokrycia dna
Obecność glonów obserwacje w terenie
Zacienienie w 5-stopniowej skali:1 0 %, 2 poni\ej 25 %, 3 poni\ej 50 %, 4
poni\ej 75 %, 5 do 100 %
Średni spadek doliny rzecznej wyliczony na podstawie map
Powierzchnia zlewni (km2) zamknięta w przekroju badanego stanowiska na podstawie
podziału hydrograficznego Polski opracowanego w IMGW
Powierzchniowe utwory geologiczne w zlewni (zamkniętej w przekroju badanego
stanowiska) udział procentowy poszczególnych formacji z zaznaczeniem, które przewa\ają
w bezpośrednim sąsiedztwie koryta rzecznego
U\ytkowanie zlewni Na podstawie map udział procentowy głównych form u\ytkowania
zlewni (zamkniętej w przekroju badanego stanowiska): lasy, pola uprawne, łąki i pastwiska,
wody powierzchniowe, podmokłości, tereny zurbanizowane
Zagospodarowanie terenów przybrze\nych obserwacje w terenie zagospodarowania
lewego i prawego brzegu (szerokość pasa zadrzewień, obecność pól, łąk, zabudowań)
35
Charakterystyka punktowych zródeł zanieczyszczeń powy\ej badanego stanowiska
liczba i charakter punktowych zródeł, które mogą oddziaływać na jakość wód badanego
odcinka rzeki.
Chemizm wód zaleca się podanie wartości podstawowych wskazników jakości wody
badanego odcinka rzeki (pH, barwa, przewodność, zasadowość, O2, BZT5, ChZT, związki P i
N, Ca)
1. Dane o pobranych próbach makrofauny
Po wpisaniu daty poboru i stanu rzeki (wysoki, średni, niski) nale\y szczegółowo opisać
ka\dą z pobranych prób podając szybkość prądu w miejscu poboru, głębokość poboru próby,
aparat którym pobrano próbę, powierzchnię zbioru próby oraz rodzaj podło\a, z którego
pobrano próbę. Dodatkowo nale\y wpisać inne uwagi dotyczące pobranej próby.
Informacje dodatkowe nale\y podać nieujęte w protokole informacje, które mogą ułatwić
interpretację wyników (np. obecność jezior powy\ej badanego odcinka rzeki).
Do protokołu nale\y dołączyć odręczny szkic badanego odcinka rzeki.
35
Załącznik 2
Prezentacja wyników badań makrobezkręgowców w rzekach
Tabelaryczne zestawienie wyników ze wszystkich punktów poboru
Punkt .... Punkt .... Punkt ..... Badany odcinek
Próba ilościowa 1 Próba ilościowa ..... Próba ilościowa ...... Próba jakościowa Średnie
zagęszczenie fauny
liczebność liczebność liczebność
Taksony w próbie os/m2 w próbie os/m2 w próbie os/m2 Obecność taksonu
osobniki/m2
pow. zbioru pow. zbioru pow. zbioru w próbie
................. ................. .................
Razem
"
"
"
"
Prezentacja klasyfikacji wód na stanowisku
Wartość BMWP-PL
Klasa BMWP-PL
Liczba taksonów s
Zagęszczenie fauny N
Log N
Wskaznik bioró\norodności (d)
Klasa (d)
Ostateczna klasa wód na
podstawie makrobezkręgowców
36
Załącznik 3
Protokół terenowy
z badań makrobezkręgowców w jeziorach
1. Dane o jeziorze
Nazwa jeziora .........................................................................................................................
Dorzecze .................................................................................................................................
Region fizycznogeograficzny ....................................................................................................
Ekoregion ................................................................................................................................
Typ jeziora zgodnie z typologią krajową ..................................................................................
.................................................................................................................................................
Szerokość geograficzna ...........................................................................................................
Długość geograficzna ...............................................................................................................
Wysokość n.p.m. .....................................................................................................................
Powierzchnia zwierciadła wody (ha) .........................................................................................
Objętość wód (tys. m3)..............................................................................................................
Głębokość maksymalna (m) .....................................................................................................
Głębokość średnia (m) .............................................................................................................
Powierzchnia zlewni całkowitej (km2) ......................................................................................
Powierzchniowe utwory geologiczne w zlewni całkowitej ........................................................
.......................................................................................................................................................
...........................................................................................................................................
U\ytkowanie zlewni całkowitej:
Lasy (%) .................................................. Pola uprawne (%) .................................
Aąki i pastwiska (%) ............................... Wody powierzchniowe (%) ....................
Podmokłości (%) .................................... Tereny zurbanizowane (%) ....................
Powierzchnia zlewni bezpośredniej ...........................................................................................
Powierzchniowe utwory geologiczne w zlewni bezpośredniej ...................................................
.................................................................................................................................................
.................................................................................................................................................
U\ytkowanie zlewni bezpośredniej:
Lasy (%) ................................................ Pola uprawne (%) .....................................
Aąki i pastwiska (%) ............................. Wody powierzchniowe (%) ........................
Podmokłości (%) .................................. Tereny zurbanizowane (%) ........................
Zagospodarowanie terenów przybrze\nych:
.................................................................................................................................................
.................................................................................................................................................
Przekształcenie brzegów (umocnienia, zabudowa, pomosty itp.)...............................................
.................................................................................................................................................
37
Charakterystyka punktowych zródeł zanieczyszczeń (pośrednich i bezpośrednich)
.................................................................................................................................................
.................................................................................................................................................
.................................................................................................................................................
2. Charakterystyka badanych transektów
Transekt nr ...........
Data poboru prób ....................................
Litoral:
Próba 1
Podło\e, z którego zebrano próbę ..........................................................................................
Głębokość ................................................................................................................................
Metoda poboru próby ..............................................................................................................
.................................................................................................................................................
Próba 2
Podło\e, z którego zebrano próbę ...........................................................................................
Głębokość ................................................................................................................................
Metoda poboru próby ..............................................................................................................
.................................................................................................................................................
Próba 3
Podło\e, z którego zebrano próbę ...........................................................................................
Głębokość ................................................................................................................................
Metoda poboru próby ..............................................................................................................
.................................................................................................................................................
Sublitoral:
Próba 1
Podło\e, z którego zebrano próbę ...........................................................................................
Głębokość ................................................................................................................................
Aparat do pobierania prób ........................................................................................................
Powierzchnia chwytna aparatu (cm2) .....................
Próba 2
Podło\e, z którego zebrano próbę ............................................................................................
Głębokość ................................................................................................................................
Aparat do pobierania prób ........................................................................................................
Powierzchnia chwytna aparatu (cm2) .....................
Próba 3
Podło\e, z którego zebrano próbę ............................................................................................
Głębokość ................................................................................................................................
Powierzchnia chwytna aparatu (cm2) .....................
38
Profundal:
Próba 1
Podło\e, z którego zebrano próbę ............................................................................................
Głębokość ................................................................................................................................
Aparat do pobierania prób ........................................................................................................
Powierzchnia chwytna aparatu (cm2) .....................
Próba 2
Podło\e, z którego zebrano próbę ............................................................................................
Głębokość ................................................................................................................................
Aparat do pobierania prób ........................................................................................................
Powierzchnia chwytna aparatu (cm2) ......................
Próba 3
Podło\e, z którego zebrano próbę ............................................................................................
Głębokość ................................................................................................................................
Aparat do pobierania prób ........................................................................................................
Powierzchnia chwytna aparatu (cm2) .....................
Informacje dodatkowe ............................................................................................................
.......................................................................................................................................................
.......................................................................................................................................................
.....................................................................................................................................
Integralną częścią protokołu terenowego jest plan batymetryczny jeziora z naniesionymi
transektami i stanowiskami poboru prób.
39
Komentarz
do protokołu terenowego z badań makrobezkręgowców w jeziorach
1. Dane o jeziorze
Nazwa jeziora - powinna być zgodna z nazewnictwem stosowanym w Podziale
hydrograficznym Polski opracowanym w IMGW. W nawiasie mo\na podać inne lokalne
nazwy zbiornika
Dorzecze nale\y podać cały ciąg rzek rozpoczynając od nazwy rzeki wypływającej z jeziora
a kończąc na rzece uchodzącej do morza
Makroregion według Podziału fizycznogeograficznego Polski Kondracki J. 1998 (lub
2000). Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa
Ekoregion według mapy z załącznika XI Ramowej Dyrektywy Wodnej (wg. Illies 1978)
Typ jeziora zgodnie z typologią krajową mo\liwy będzie do wskazania po opracowaniu
ostatecznej typologii jezior w Polsce
Szerokość geograficzna stopnie, minuty, sekundy wg wskazań GPS w centralnym punkcie
jeziora lub na podstawie mapy
Długość geograficzna stopnie, minuty, sekundy wg wskazań GPS w centralnym punkcie
jeziora lub na podstawie mapy
Wysokość n.p.m. z mapy 1:50 000 (ewentualnie wg wskazań GPS)
Powierzchnia zwierciadła wody (ha) według karty morfometrycznej do planu
batymetrycznego
Objętość wód (tys. m3) według karty morfometrycznej do planu batymetrycznego
Głębokość maksymalna (m) według karty morfometrycznej do planu batymetrycznego
Głębokość średnia (m) według karty morfometrycznej do planu batymetrycznego
Powierzchnia zlewni całkowitej (km2) wyznaczona na podstawie Podziału
hydrograficznego Polski opracowanego w IMGW i map bardziej szczegółowych
Powierzchniowe utwory geologiczne w zlewni całkowitej udział procentowy
poszczególnych formacji według mapy geologicznej
U\ytkowanie zlewni całkowitej na podstawie map udział procentowy głównych form
u\ytkowania zlewni: lasy, pola uprawne, łąki i pastwiska, wody powierzchniowe,
podmokłości, tereny zurbanizowane
Powierzchnia zlewni bezpośredniej - wyznaczona na podstawie Podziału hydrograficznego
Polski opracowanego w IMGW i map bardziej szczegółowych
40
Powierzchniowe utwory geologiczne w zlewni bezpośredniej udział procentowy
poszczególnych formacji według mapy geologicznej
U\ytkowanie zlewni bezpośredniej na podstawie map udział procentowy głównych form
u\ytkowania zlewni bezpośredniej: lasy, pola uprawne, łąki i pastwiska, wody
powierzchniowe, podmokłości, tereny zurbanizowane
Zagospodarowanie terenów przybrze\nych - obserwacje w terenie (szerokość pasa
zadrzewień, obecność pól, łąk, zabudowań)
Przekształcenie brzegów (umocnienia, zabudowa, pomosty itp.) obserwacje w terenie
Charakterystyka punktowych zródeł zanieczyszczeń (pośrednich i bezpośrednich) -
liczba i charakter punktowych zródeł, odprowadzających zanieczyszczenia bezpośrednio do
wód jeziora lub do jego dopływów, które mogą oddziaływać na jakość wód badanego jeziora
2. Charakterystyka badanych transektów
Po wpisaniu daty poboru prób nale\y szczegółowo opisać ka\de stanowisko poboru (strefa
jeziora, typ podło\a, występowanie roślin, głębokość) oraz ka\dą pobraną próbę (aparat,
którym pobrano próbę, powierzchnię zbioru próby, inne uwagi dotyczące pobranej próby). W
wypadku poboru prób z roślinności wy\szej nale\y podać jej skład jakościowy i obfitość.
Informacje dodatkowe nale\y podać nieujęte w protokole informacje, które mogą ułatwić
interpretację wyników.
Integralną częścią protokołu terenowego jest plan batymetryczny jeziora z naniesionymi
transektami i stanowiskami poboru prób.
41
Załącznik 4
Prezentacja wyników badań makrobezkręgowców w jeziorach
Prezentacja wyników półilościowych badań makrofauny bezkręgowej w litoralu jezior
Transekt 1 Transekt & ...
Próba 1 Próba 2 Próba 3 Próba 1 Próba 2 Próba 3
liczebność liczebność liczebność liczebność liczebność liczebność
Taksony udział udział udział udział udział
udział
w próbie
% w próbie % w próbie % w próbie % w próbie % w próbie %
Prezentacja wyników ilościowych badań makrofauny bezkręgowej w sublitoralu i profundalu
jezior
Transekt nr ..........
Sublitoral Pofundal
Próba 1 Próba 2 Próba 3 Próba 1 Próba 2 Próba 3
Taksony
liczebność liczebność liczebność liczebność liczebność liczebność
w próbie
os/m2 w próbie os/m2 w próbie os/m2 w próbie os/m2 w próbie os/m2 w próbie os/m2
pow.zbioru pow.zbioru pow.zbioru pow.zbioru pow.zbioru pow.zbioru
................. ................. ................. ................. ................. .................
Uśrednione wyniki ilościowych badań makrofauny bezkręgowej w jeziorach
Transekt nr ............. Transekt nr ............. Transekt nr .............
Taksony sublitoral profundal sublitoral profundal sublitoral profundal
Średnia Średnia Średnia Średnia Średnia Średnia
liczebność fauny liczebność fauny liczebność fauny liczebność fauny liczebność fauny liczebność fauny
os/m2 os/m2 os/m2 os/m2 os/m2 os/m2
42
Załącznik 5
WYKAZ KLUCZY DO OZNACZANIA BEZKRGOWCÓW
KLUCZE OGÓLNE
Campaioli S., Ghetti P. F., Minelli A., Ruffo S. (red.) 1994. Manuale per il
riconoscimento dei macroinvertebrati delle aeque dolci Italiane. Vol. 1.
Provincia autonoma di Trento: 357 str.
Bardzo poglądowy klucz z ciekawym ujęciem graficznym do wy\szych jednostek
taksonomicznych.
Croft P. S. 1986. Freshwater invertebrates. A key to the major groups of
British. Field Studies 6: 531-579.
Popularny klucz do oznaczania wy\szych jednostek taksonomicznych z podaniem
niektórych pospolitych gatunków.
Engelhard W., J�rging P., Pfadenhauer J., Rehfeld K. 1998. (tłumaczenie z
języka niemieckiego S. Aukomski). Przewodnik flora i fauna wód śródlądowych.
Wyd. Multico, Warszawa: 313 str.
Klucz do wy\szych jednostek taksonomicznych z podaniem wybranych pospolitych
gatunków. Są w nim jednak umieszczone gatunki, które w Polsce nie występują np.
Bythinella dunkeri, Theodoxus danubialis. Wspaniałe ilustracje, jednak
tłumaczenie pozostawia wiele do \yczenia.
Fitter R., Manuel R. 1986. Collins field guide to freshwater life of Britain and
North-West Europe. Collins, Grafton Street, London: 382 str.
Popularny klucz do oznaczania wy\szych jednostek taksonomicznych z podaniem
niektórych pospolitych gatunków. Poglądowe ilustracje.
Kołodziejczyk A., Koperski P., Kamiński M. 1998. Polski. Klucz do
oznaczania słodkowodnej makrofauny bezkręgowej dla potrzeb bioindykacji stanu
środowiska. PIOŚ. Biblioteka Monitoringu Środowiska, Warszawa:136 str.
Klucz dostępny we wszystkich wojewódzkich inspektoratach ochrony środowiska.
Kołodziejczyk A., Koperski P. 2000. Bezkręgowce słodkowodne Polski. Klucz do
oznaczania oraz podstawy biologii i ekologii makrofauny. Wydawnictwa Uniwersytetu
Warszawskiego, Warszawa: 250 str.
Rozszerzona wersja wy\ej wymienionego klucza.
Rozkoany R. (red.) 1980. Kli%0ń vodnich larev hmyzu. eskoslovenska Akademie Ved.
Praha: 521 str.
Aktualnie jedyny nowoczesny klucz pozwalający na oznaczenie larw owadów
wszystkich rodzajów i większości gatunków środkowoeuropejskich.
Rybak J. I. Przewodnik do rozpoznawania niektórych bezkręgowych zwierząt
słodkowodnych. PWN, Warszawa: 75.
43
Pozwala na szybkie zorientowanie się i zaliczenie bezkręgowców do wy\szych
jednostek taksonomicznych. Dobre ryciny i ich układ ułatwiają to zadanie. Mo\e
być punktem wyjścia do dalszych oznaczeń.
Rybak J. I., 1996. Przegląd słodkowodnych zwierząt bezkręgowych. Cz. V.
Bezkręgowce Bentosowe. PIOŚ, Biblioteka monitoringu środowiska. Warszawa: 92 str.
Opis wybranych taksonów Oligochaeeta, Mollusca i Chironomidae. Nienajlepsze
rysunki. Systematyka Chironomidae nieaktualna.
Rybak J. I.,1997. Przegląd słodkowodnych zwierząt bezkręgowych. Cz. VI.
Diptera muchówki (larwy). PIOŚ, Biblioteka monitoringu środowiska. Warszawa: 77 str.
Opis wybranych rodzin Diptera.
Rybak J. I., 1999. Przegląd słodkowodnych zwierząt bezkręgowych. Cz. VII.
Insecta owady (larwy). PIOŚ, Biblioteka Monitoringu Środowiska. Warszawa: 71 str.
Opis wybranych rodzin Ephemeroptera, Plecoptera i Trichoptera.
Rybak J. I., 2000. Przegląd słodkowodnych zwierząt bezkręgowych. Cz. VIII.
Insecta owady. PIOŚ, Biblioteka monitoringu środowiska. Warszawa: 66 str.
Opis wybranych rodzin Odonata, Lepidoptera, Megaloptera, Plenipennia.
Stańczykowska A., 1986. Zwierzęta bezkręgowe naszych wód. Wyd. Szk. i Pedag.,
Warszawa: 341 str.
Daje dobrą orientację i pozwala na zaliczenie bezkręgowców do wy\szych
jednostek taksonomicznych. Dobre ryciny.
Tachet H., Richoux P., Bournaud M., Usseglio-Polatera P., 2000. Invert�br�s d eau douce.
Syst�matique, biologie, �cologie. CNRS Edition, Paris 588 str.
Klucz do oznaczania wszystkich grup makrobezkręgowców. Bardzo du\o dobrych rycin
ułatwiających oznaczanie.
KLUCZE DO POSZCZEGÓLNYCH GRUP FAUNY
PORIFERA
Simm K., 1960. Gąbki słodkowodne. Popularne monografie zoologiczne. 9. PWN,
Warszawa: 68 str.
Popularna monografia, zawierająca klucz do oznaczania większości krajowych
gatunków. Nazewnictwo nale\y skorygować w oparciu Wykaz zwierząt Polski Tom
IV (Razowski 1997).
Sim K., 1953. Gąbki (Porifera). Fauna Słodkowodna Polski. 37: 79 str.
Klucz do wszystkich gatunków znanych w tym czasie w Polsce.
HYDROZOA
Sembrat K. 1953. Stułbia. Popularne monografie zoologiczne. 5. PWN, Warszawa:
79 str.
Pomimo upływu lat klucz ten nadal mo\e być z powodzeniem u\ywany i uwzględnia
wszystkie gatunki słodkowodne wykazane z naszego kraju.
44
TURBELLARIA
Gieysztor M., 1952. Wirki. Popularne Monografie zoologiczne. 3. PWN, Warszawa:
71 str.
Krótki i łatwy klucz do wirków. Trudno określić jego aktualność poniewa\ wirki
nie były ostatnio opracowywane w Polsce (Razowski 1997). Nale\y pamiętać, \e
nie ma mo\liwości oznaczenia konserwowanego materiału na podstawie tego klucza.
Reynolds T. B., 1978. A key to British species od freshwater triclads.
Freshwater Biological Association. Scientific publication No 23: 32 str.
Uwaga jak wy\ej.
MOLLUSCA
Piechocki A. 1979. Mięczaki (Mollusca). Ślimaki (Gastropoda). Fauna Słodkowodna
Polski. Zeszyt 7. PWN, Warszawa, Poznań: 187 str.
Bardzo dobry i przystępnie napisany klucz, z dobrymi rycinami, pozwalający na
oznaczenie większości gatunków w Polsce. Od jego napisania nastąpiły pewne
zmiany w systematyce tej grupy i opisano nowe gatunki z Polski.
Piechocki A. 1989. The Sphaeriidae of Poland (Bivalvia, Eulamellibranchiata).
Ann. Zool. 42,12: 249 ą 320.
Monografia mał\y z rodziny Spaeriidae występujących w Polsce. Dobre ryciny i
klucz ułatwiają oznaczanie. Podano mapy z rozmieszczeniem poszczególnych
gatunków.
Piechocki A., Dyduch-Falniowska A., 1993. Mięczaki (Mollusca). Mał\e
(Bivalvia). Fauna Słodkowodna Polski. Zeszyt 7a. Wyd. Nauk. PWN, Warszawa: 204
str.
Nowoczesny, bardzo dobry i przystępnie napisany klucz, z dobrymi rycinami,
pozwalający na oznaczenie wszystkich gatunków w Polsce.
OLIGOCHAETA
Brinkhurst R., 1963. A Guide for the identification of British aquatic
Oligochaeta. Freshwater Biological Association. Scientific publication. No. 22:
52 str.
Klucz bardzo prosty pozwala poprawnie oznaczyć skąposzczety do rodzajów i
pospolitszych gatunków.
Kasprzak K., 1981. Skąposzczety wodne, I. Rodziny: Aeolosomatidae,
Potamodrilidae, Naididae, Tubificidae, Dorydrilidae, Lumbriculidae,
Haplotaxidae, Glossoscolecidae, Branchiobdellidae. Klucze do oznaczania
bezkręgowców Polski . Tom 4. PWN, Warszawa:226 str.
Aktualnie najlepszy klucz do polskich wodnych skąposzczetów, jednak zaszły ju\
pewne zmiany w systematyce od czasu jego opublikowania.
Kasprzak K., 1986. Skąposzczety wodne i glebowe, II. Rodzina: Wazonkowce
(Enchytraeidae). Klucze do oznaczania bezkręgowców Polski. Tom 5. PWN,
Warszawa: 366 str.
Posługiwanie się tym kluczem wymaga dobrej znajomości grupy.
45
Timm T. 1999. A guide to the Estonian Annelida. Naturalist s Handbooks 1. Estonian
Academy Publishers, Tartu-Tallinn: 208 str.
Profesjonalny klucz z bardzo dobrymi rycinami. Nie obejmuje jednak wszystkich gatunków
wykazanych z Polski.
HIRUDINEA
Pawłowski L. K., 1936. Pijawki (Hirudinea). Fauna Słodkowodna Polski. Zeszyt
26. Wyd. Kasy im. Mianowskiego Instytutu Popierania Nauki, Warszawa: 178 str.
Pomimo upływu lat klucz ten nadal mo\e być z powodzeniem u\ywany i dla polskich
warunków jest pełniejszy ni\ klucz angielski (Elliott, Mann 1979). Od jego
napisania fauna pijawek zwiększyła się o cztery nowe gatunki: Casiobdella
fadejewi, Acipenserobdella volgensis, Piscicola pojmanskae, Dina stschegolewi.
Pewne zmiany jakie zaszły w nazewnictwie mo\na skorygować w oparciu o Wykaz
zwierząt Polski Tom IV (Razowski 1997).
Lukin E. I. 1976. Pijavki. Tom I. Fauna SSSR. Izd. Nauka , Leningrad: 484 str.
Klucz ten mo\e być uzupełnieniem klucza Pawłowskiego 1936.
Elliott J. M., Mann K. H., 1979. A key to the Britisch freshwater leeches with notes on their
life cycles and ecology. Freshwater Biological Association, Scientific Publication No. 40: 72 str.
Prosty w u\yciu klucz, nie obejmuje jednak wszystkich gatunków wykazanych z Polski.
MALACOSTRACA
Ja\d\ewski K., 1975. Morfologia, taksonomia i występowanie w Polsce kieł\y z
rodzaju Gammarus Fabr. i Chaetogammarus Mart. (Crustacea, Amphipoda). Acta
Univ. Lodz., Aódz: 185 str.
Monografia rodzaju Gammarus i Chaetogammarus, z rycinami pozwalającymi na
oznaczenie.
Micherdziński W. 1959. Kieł\e rodzaju Gammarus Fabricius (Amphipoda) w wodach
Polski. Acta Zool. Cracov., 4: 527-637.
Monografia rodzaju Gammarus.
EPHEMEROPTERA
MQller-Liebenau J., 1969. Revision der europ�ischen Arten der Gattung Baetis
Leach, 1815. Gew�sser und Abw�sser, 48/49: 214 str.
Pomimo upływu czasu klucz ten nie stracił aktualności i nadal jest podstawą
oznaczania rodzaju Baetis. Część kluczowa podana jest w języku niemieckim i
angielskim.
Studemann D., Landolt P., Sartori M., Hefti D., Tomka I., 1992. Ephemeroptera
(version francaise). Insecta Helvetica Fauna 9. Fribourg: 174 str.
Najnowocześniejszy klucz z dobrymi rycinami, pozwalający na oznaczenie
europejskich rodzajów i większości gatunków, które spotyka się w Polsce.
Podobno jest równie\ wersja angielska.
PLECOPTERA
Aubert J., Plecoptera. Insecta Helvetica, Fauna 1. Lausanne: 140 str.
46
Klucz stary, nie obejmuje ju\ nowo opisanych w ostatnich latach gatunków.
Pozwala na poprawne oznaczenie rodzajów w pewnych wypadkach gatunków. Posiada
bardzo dobre ryciny i jest prosty w u\yciu.
Hynes H. B. N., 1977. A key to the adults and nymphs of British Stoneflies
(Plecoptera). Freshwater Biological Association. Scientific publication, No 17:
91 str.
Klucz pozwala na oznaczenie rodzajów, ale podany w nim wykaz gatunkowy nie
wyczerpuje listy gatunkowej widelnic Polski.
Rauaer J. 1980.X�d Poavatky - Plecoptera. W: Rozkoany R. (red.). Kli%0ń vodnich
larev hmyzu. eskoslovenska Akademie Ved. Praha: 86-132
Najlepszy obecnie klucz do środkowoeuropejskich widelnic, du\o rysunków
pozwala na pewniejsze oznaczenie. Posługiwanie się nim nie jest łatwe.
TRICHOPTERA
Edington J. M., Hildrew A. G., Caseless caddis larvae of the British Isles. A
key with ecological notes. Freshwater Biological Association. Scientific
publication, No 53: 134 str.
Klucz łatwy w u\yciu, pozwala na oznaczenie bezdomkowych chruścików do rodzaju
ale nie do gatunku (np. w Polsce jest znanych 15 gatunków Rhacophila, w Anglii
4).
Sedlak E., 1980. X�d Chrostici - Trichoptera.W: Rozkoany R. (red.). Kli%0ń vodnich
larev hmyzu. eskoslovenska Akademie Ved. Praha: 163-220.
Jedyny obecnie całościowy klucz do środkowoeuropejskich chruścików, du\o
rysunków pozwala na pewniejsze oznaczenie. Posługiwanie się nim nie jest łatwe.
Wallace I. D., Wallace B., Philipson G. N., 1990. A key to the case-bearing
caddis larvae of Britain and Ireland. Freshwater Biological Association.
Scientific publication No 51: 237 str.
Popularny klucz do oznaczania domkowych chruścików. Nale\y pamiętać, \e liczba
podanych w tym kluczu gatunków jest mniejsza ni\ w Polsce.
Wallace I. D., Wallace B., Philipson G. N., 2003. A key to the case-bearing caddis larvae of
Britain and Ireland. Second edition. Freshwater Biological Association. Scientific publication
No 61: 260 str.
Wznowienie klucza z roku 1990 do oznaczania domkowych chruścików.
Waringer J., Graf W., 1997. Atlas der �sterreichisen K�cherfliegenlarven unter Einschluss
der angrenzenden Gebiete. Facultas Universit�tsverlag, Wien: 286 str.
Profesjonalny klucz z doskonałymi ilustracjami (zdjęcia kolorowe) pozwala na oznaczenie
większości gatunków nizinnych i podgórskich.
MEGALOPTERA i NEUROPTERA
Elliott J. M., 1996. British freshwater Megaloptera and Neuroptera. A key with
ecological notes. Freshwater Biological Association. Scientific publication. No
54: 68 str.
Najnowszy klucz do larw i imago sieciarek, prosty w u\yciu.
47
Mikulski J. S. 1951. Sieciarki (Neuroptera s. l.). Fauna Słodkowodna Polski,
Zeszyt 14: 55 str.
Napisany bardzo popularnie, mo\e być wykorzystany wstępnie do zapoznania się z
budową sieciarek.
HETEROPTERA
Jaczewski T., Wróblewski A., 1978. Klucze do oznaczania owadów Polski. Część
XVIII. Pluskwiaki ró\noskrzydłe - Heteroptera. Zeszyt 2. Corixidae,
Notonectidae, Pleidae, Nepidae, Neurocoridae i Aphelocheridae. PWN, Warszawa -
Wrocław: 68 str.
Profesjonalny klucz do oznaczania form dorosłych wodnych pluskwiaków. Ujmuje
prawie wszystkie gatunki wykazane z Polski.
Macan T. T., 1976. A key to Britisch water bugs. Freshwater Biological
Association. Scientific publication, No 16: 78 str.
Klucz pozwala na oznaczenie rodzajów i większości gatunków. Prosty w u\yciu.
Wróblewski A., 1958. The Polish species of the genus Micronecta Kirk.
(Heteroptera, Corixidae). Ann. Zool. 17: 247-382.
Monografia rodzaju Micronecta z kluczem do oznaczania gatunków.
Wróblewski A., 1980. Pluskwiaki Heteroptera. Fauna Słodkowodna Polski. 8. PWN,
Warszawa - Poznań: 157 str.
Klucz nadal aktualny, obejmuje wszystkie pluskwiaki Polski.
COLEOPTERA
Friday L. E., 1988. A key to the adults of British water beetles. field studies
7: 151 str.
Popularny klucz do oznaczania dorosłych chrząszczy nie obejmuje wszystkich
gatunków środkowoeropejskich.
Galewski K., 1990. Chrząszcze (Coleoptera). Rodzina kału\nicowate
(Hydrophylidae). Fauna słodkowodna Polski. Zeszyt 10 A. PWN, Warszawa: 261 str.
Klucz do imago i larw, z dobrymi rysunkami, uwagami o rozmieszczeniu i ekologii
poszczególnych gatunków. Trudny dla nie specjalisty.
Galewski K. 1990. Klucze do oznaczania owadów Polski. Część XIX. Chrząszcze -
Coleoptera. Zeszyt 7e. Pływakowate - Dytiscidae. Larwy z podrodziny
Colymbetinae. PWN, Warszawa. 144 str.
Bardzo specjalistyczny klucz do larw.
Galewski K., Tranda E., 1978. Chrząszcze (Coleoptera). Rodziny pływakowate
(Dytiscidae), flisakowate (Haliplidae), mokrzelicowate (Hygrobiidae),
krętakowate (Gyrinidae). Fauna Słodkowodna Polski. Zeszyt 10. PWN, Warszawa -
Poznań: 396 str.
Klucz do imago i części larw, z dobrymi rysunkami, uwagami o rozmieszczeniu i
ekologii poszczególnych gatunków. Trudny dla nie specjalisty.
48
Holland D. G., 1972. A key to the larvae, pupae and adults of the British species of
Elmintidae. Freshwater Biological Association. Scientific publication, No 26: 58 str.
Klucz ten jest uzupełnieniem polskich opracowań, które nie uwzględniają tej rodziny, bardzo
wa\nej w wodach płynących.
Tranda E., 1969. Klucze do oznaczania owadów Polski. Część XIX. Chrząszcze -
Coleoptera. Zeszyt 8 Krętakowate - Gyrinidae. PWN, Warszawa: 18 str.
Klucz do dorosłych chrząszczy, trudny dla nie specjalisty.
DIPTERA
Culicidae
Skierska B. 1971. Klucze do oznaczania owadów Polski. Część XXVIII. Muchówki -
Diptera. Zeszyt 9 a. Komary - Culicidae. Larwy i poczwarki (z uwzględnieniem
jaj niektórych gatunków). PWN, Warszawa: 138 str.
Pozwala na poprawne oznaczenie wszystkich rodzajów i większości gatunków
komarów znalezionych w Polsce. Klucz specjalistyczny.
Chironomidae
Chironomidae
Cranston P. S., 1982. A key to the larvae of the Brithish Orthocladiinae
(Chironomidae). Freshwater Biological Association. Scientific Publication No.
45: 152 str.
Przystępny klucz do oznaczania larw podrodziny Orthocladiinae. Nie obejmuje
wszystkich gatunków środkowoeuropejskich.
Langton P. H. 1991. A key to pupal exuviae of the West Palearctic Chironomidae.
P. H. Langton: 386 str.
Klucz do wylinek poczwarkowych pozwalający na oznaczenie większości
europejskich gatunków Chironomidae.
Pinder L. C. V., 1978. A key to adult males of British Chironomidae. Freshwater
Biological Association. Scientific publication, 37. Vol 1. The key: 169 str.
Vol. 2. Illustration of the hypopygia (Figures 77-189).
Klucz bardzo prosty pozwala poprawnie oznaczyć imago Chironomidae do rodzajów i
części gatunków. Nie obejmuje wszystkich gatunków środkowoeuropejskich.
Wiederholm T. (red.) 1983. Chironomidae of the Holarctic region. Keys and
diagnoses. Part 1 - Larvae. Ent. scand. Suppl. 19:
Cranston P. S. Reiss F. 2. The larvae of Chironomidae (Diptera) of the
Holarctic region - Keys to subfamilies: 115-138.
Cranston P. S. 3. The larvae of Telmatogetoninae (Diptera: Chironomidae) of the
Holarctic region - Keys and diagnoses: 17-22.
Fittkau E. J., Roback S. S. 5. The larvae of Tanypodinae (Diptera:
Chironomidae) of the Holarctic region - Keys and diagnoses: 33-110.
Saether O. A. 6. The larvae of Buchonomyiinae (Diptera: Chironomidae) of the
Holarctic region - Keys and diagnoses: 113.
Oliver D. R. 7. The larvae of Diamesinae (Diptera: Chironomidae) of the
Holarctic region - Keys and diagnoses: 115-138.
49
Saether O. A. 8. The larvae of Prodiamesinae (Diptera: Chironomidae) of the
Holarctic region - Keys and diagnoses: 141-147.
Cranston P. S. Oliver D. R., Saether O. A. 9. The larvae of Orthocladiinae
(Diptera: Chironomidae) of the Holarctic region - Keys and diagnoses: 149-291.
Pinder L. C. V., Reiss F. 10. The larvae of Chironominae (Diptera:
Chironomidae) of the Holarctic region - Keus and diagnoses: 293-435.
Podstawowy, obowiązujący w całej Europie, klucz do oznaczania larw Chironomidae
do rodzaju. W pewnych wypadkach podano grupy w obrębie rodzaju.
Wiederholm T. 1986. Chironomidae of the Holarctic region. Keys and diagnoses.
Part 2 - Pupae. Ent. scand. Suppl. 28: 482 str.
Podstawowy, obowiazujący w całej Europie, klucz do oznaczania poczwarek
Chironomidae do rodzaju.
Wiederholm T. (red.)1989. Chironomidae of the Holarctic region. Keys and
diagnoses. Part 2 - Adult males. Ent. scand. Suppl. 28: 482 str.
Podstawowy, obowiązujący w całej Europie, klucz do oznaczania imago
Chironomidae do rodzaju.
Empididae
Niesiołowski S., 1992. Empididae aquatica. Wodne wujkowate (Insecta: Diptera).
Fauna Polski. Tom 14. Inst. Zool., PAN, Warszawa: 128 str.
Monografia rodziny Empidiae, zawiera krótki klucz do larw pozwalający na
oznaczenie rodzajów.
Niesiołowski S. 2004. Muchówki (Diptera) Wujkowate (Empididae
Hemerodromiinae, Clinocerinae). Fauna Słodkowodna Polski. Zeszyt 11B (w druku)
Najnowocześniejszy klucz do oznaczania larw, poczwarek i imago
wszystkich gatunków meszek wykazanych do roku 2003 z Polski.
Dobrze zilustrowany.
Simuliidae
Davies L., 1968. A key to the British species of Simuliidae (Diptera) in the
larval, pupal and adult stages. Freshwater Biological Association. Scientific
Publication No 24: 126 str.
Popularny klucz do larw, poczwarek i imago. Nie obejmuje wszystkich gatunków i
rodzajów znalezionych w Polsce.
Dinulescu G., 1966. Diptera fam. Simuliidae (Mustele columbace) Fauna Republici
Socialiste Romania; Ed. Acad. Rep. Soc. Romania, Bucuresti: 600 str.
Profesionalny klucz do larw, poczwarek i imago. Obejmuje większą część gatunków
spotykanych w Polsce. Ze względu na język są du\e kłopoty z jego
wykorzystaniem, mo\na u\ywać części ilustracyjnej
Niesiołowski S. Bokłak J., 2001. Meszki (Simuliidae, Diptera).
Fauna Słodkowodna Polski, 11A, Wyd. Uniw. Aódzkiego, Aódz: 200 str.
Najnowszy klucz do oznaczania larw, poczwarek i imago wszystkich
gatunków meszek wykazanych do roku 2000 z Polski. Dobrze zilustrowany.
50
KATALOGI I WYKAZY
Foechler F., Lindner S., Burmeister E. G., 1996. Compilation of
determination - literature for aquatic macroinvertebrate of Central Europe. Int.
Revue ges Hydrobiol., 81, 1: 25-61.
Wykaz kluczy do oznaczania europejskich wodnych makrobezkręgowców.
Illies J. 1978. Limnofauna Europea. A checklist of the animals inhabiting
european inland waters, with accounts of their distribution and ecology (except
Protozoa). Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, New York, Swets & Zeitlinger B.V.,
Amsterdam: 532 str.
Wykaz i rozmieszczenie europejskich gatunków słodkowodnych (Polska obejmuje
krainy 9, 10, 14, 15, 16). Częściowo wykaz ten się ju\ zdezaktualizował (w +/- 20
%).
Ja\d\ewski K., Konopacka A., 1995. Pancerzowce prócz równonogów lądowych.
Malacostraca prócz Oniscoidae. Katalog fauny Polski. Część XIII, tom 1, Dział
Wydawnictw Muzeum i Instytutu Zoologii PAN, Warszawa: 165 str.
Pełny wykaz Malacostraca z Polski, z dokładnym podaniem stanowisk, bardzo
obszerna literatura.
Razowski J. (red.), 1990. Wykaz zwierząt Polski. Tom I. Ossolineum. Wrocław -
Warszawa - Kraków: 188 str.
Razowski J. (red.), 1991. Wykaz zwierząt Polski. Tom II. Ossolineum. Wrocław -
Warszawa - Kraków: 342 str.
Razowski J. (red.), 1991. Wykaz zwierząt Polski. Tom III. Krakowskie
Wydawnictwo Zoologiczne. Kraków: 217 str.
Razowski J. (red.), 1997. Wykaz zwierząt Polski. Tom IV. Wydawnictwa Instytutu
Systematyki i Ewolucji Zwierząt PAN, Kraków: 303 str
Razowski J. (red.), 1990. Wykaz zwierząt Polski. Tom V. Wydawnictwa Instytutu
Systematyki i Ewolucji Zwierząt PAN, Kraków: 260 str
Podstawowy wykaz zwierząt lądowych i wodnych, podanych do roku 1997 z Polski.
51
UWAGI PRAKTYCZNE
Gazę o średnicy oczek 0,3 mm mo\na zamówić w firmie SURTEX, Aódz, Plac Zwycięstwa 2
tel. (42) 674-07-01.
Chwytacz dna Ekmana-Birge a (a raczej jego fińską modyfikację) mo\na kupić w firmie
TREADSTONE F.P. ul. Akacjowa 1, 05-806 Komorów tel. (22) 758-02-10
fax (22) 759-13-63 (koszt ok. 950 Euro)
lub w firmie GEOMOR-TECHNIK Sp. z oo. ul. Białowieska 2, 71-010 Szczecin
tel. (91) 482-00-90 (koszt 7500 zł) lub te\
zamówić w warsztacie ślusarskim P. Mieczysława Boguckiego w Warszawie, ul. Fabryczna
21, tel. (22) 629-03-60 (koszt ok. 2500 zł).
Ramę do siatki Surbera mo\na równie\ zamówić w ww. warsztacie ślusarskim.

Wyszukiwarka

Podobne podstrony:
Lista kontrolna do oceny stanu bezpieczenstwa i higieny pracy
wytyczne do standar przyl4
wytyczne do projektu
wytyczne do PORTFOLIO
Metoda oceny stanu zdrowotnego raków
Wytyczne do projektu podstawowej sieci niwelacyjnej
wytyczne do monografii
Wytyczne do sprawozdania nr 1 z FiT
Formularz zlecenia sprawy do oceny
wytyczne do sprawozdania z Badanie własności mechanicznych materiałów
Metody oceny stanu betonu w konstrukcji po pożarze
9 Wytyczne do przeprowadzania raportów z inspekcji spełnienia zasad DPL
Wytyczne do sprawozdań
Wytyczne do praktyk pedagogicznych

więcej podobnych podstron