Metoda oceny stanu zdrowotnego raków, sekcja raków,
pobieranie, przygotowanie i analiza materiału
Ocenę stanu zdrowotnego raków należy rozpocząć od obserwacji zachowania się
oraz reakcji w wodzie i po wyjęciu ze zbiornika. Raki należy ocenić makroskopowo w celu
stwierdzenia ewentualnych nieprawidłowości budowy, uszkodzeń mechanicznych lub zmian
chorobowych. Zwraca się uwagę na zabarwienie odwłoka (obserwacja od strony brzusznej),
występowanie różnej wielkości plam i odbarwień na pancerzu lub odnóżach oraz widoczne
gołym okiem naloty (nie zawsze pleśniawka!) i pasożyty w różnych miejscach ciała raka. Na
podstawie tych obserwacji trudno ocenić stan zdrowotny; podobne objawy mogą dotyczyć
różnych schorzeń raków (Bernad i Własow 2007; Własow i Bernad 2007; Własow i Guziur
2008). Dlatego kolejnym etapem oceny jest przeprowadzenie sekcji raków, umożliwiającej
pobranie materiału i ocenę parazytologiczną.
Sekcję należy rozpocząć od uśmiercenia raków. Bardziej skuteczną metodą
uśmiercania raków, niż odcinanie odwłoka jest przecięcie pni nerwowych. U raków występują
dwa główne pnie nerwowe biegnące wzdłuż ciała po stronie brzusznej, połączone między sobą
zwojami nerwowymi leżącymi w każdym segmencie. Układ ten przypomina kształtem
drabinkę. Z uwagi na umiejscowienie układu nerwowego blisko strony brzusznej, raka należy
położyć na stole sekcyjnym na grzbiecie. Przytrzymując go w tej pozycji pęsetą, wykonujemy
szybkie przecięcie nożycami pni nerwowych, zaczynając od otworu odbytowego przez odwłok
w kierunku rostrum (ryc. 1).
Bezpośrednio po uśmierceniu raków określamy płeć, dokonujemy pomiaru masy ciała
oraz długości ciała, mierząc od rostrum do telsonu. Następnie układamy raka w pozycji
brzusznej i delikatnie odcinamy boczny płat pancerza głowotułowia (okrywy skrzelowe)
wzdłuż bruzd skrzelowo-sercowych i bruzdy karkowej (ryc. 2). Cięcia te przeprowadzamy po
obu stronach ciała raka odsłaniając w ten sposób skrzela (ryc. 3). Następnie odpreparowujemy
skrzela u podstawy chitynowej płytki (ryc.4).
Odcięte skrzela przenosimy na płytkę z wodą i poddajemy badaniu makroskopowemu,
oceniając barwę narządu, obecność plam, stan zanieczyszczenia, obecność widocznych gołym
okiem pasożytów i epibiontów (ryc. 5). Kolejny etap to badanie mikroskopowe, które należy
przeprowadzić przy użyciu mikroskopu stereoskopowego (ryc. 6). Po wybraniu materiału ze
skrzeli wykonuje się preparaty mokre lub prześwietlane w glicerolu w celu dokładniejszej
analizy, korzystajÄ…c przy tym z mikroskopu biologicznego.
Z odciętych okryw skrzelowych zeskrobujemy błonę spod pancerza, którą również poddajemy
analizie mikroskopowej na obecność pasożytów (ryc. 7). Następnie odcinamy wzdłuż bruzdy
karkowej pozostałą część pancerza głowotułowia, odsłaniając watrobotrzustkę, żołądek i
mięśnie żuwaczek (ryc. 8).
Po odcięciu bocznej części głowotułowia wzdłuż listwy zaocznej uwidaczniamy narządy
wydalnicze raka  gruczoły zielone ułożone po obu stronach głowotułowia (ryc. 9).
Ryc. 1. Uśmiercanie raków.
Ryc. 2. Odcinanie bocznych płatów pancerza.
2
Ryc. 3. Odcięte okrywy skrzelowe po obu stronach pancerza
Ryc. 4. Wycinanie skrzeli do analizy parazytologicznej
Ryc. 5. Skrzela przeznaczone do oceny makro- i mikroskopowej
3
Ryc. 6. Obserwacja skrzeli pod mikroskopem stereoskopowym
Ryc. 7. Pobieranie błony  podpancerzowej do badań parazytologicznych
4
Ryc. 8. NarzÄ…dy raka: (od lewej strony do prawej), a  wÄ…trobotrzustka,
b- żołądek, c- mięśnie żuwaczek
Ryc. 9. Narządy wydalnicze raka  gruczoł zielony ( )
W dalszej kolejności odcinamy górną część pancerza okrywającego odwłok, wykonując cięcie
po obu stronach ciała raka. Odchylamy do góry odreparowany od mięśni odwłokowych
pancerz i odsłaniamy mięśnie odwłokowe, jelito, a w przypadku samców - nasieniowód (ryc.
10). Pnie nerwowe można uwidocznić przez rozcięcie brzusznej części pancerza raka i
odchylenie części odwłoka lekko na bok (ryc. 11).
5
Ryc. 10. Narządy raka: a - jelito, b - mięśnie odwłokowe, c  nasieniowód
Ryc. 11. NarzÄ…dy raka: pnie nerwowe ( )
Odsłonięcie w trakcie sekcji narządów wewnętrznych umożliwia nie tylko
dokładniejszą analizę parazytologiczną, lecz także  ocenę anatomopatologiczną. Uwzględnia
się wielkość, barwę, konsystencję i strukturę morfologiczną narządów. Zwraca się uwagę na
obecność ewentualnego płynu w jamie ciała oraz plam i ocystowań. Następnie wypreparowuje
się narządy z jamy ciała i poddaje badaniom parazytologicznym. W przypadku analizy
bakteriologicznej i mikologicznej obowiązuje procedura zapewniająca jałowość pobierania
materiału i stosowanie ogólnie przyjętych zasad obowiązujących w pracowni
mikrobiologicznej.
6
Literatura
1. Avault J.W. Jr. 1973. Crayfish farming in the United States. In: Freshwater crayfish. Papers
from The First International Symposium on freshwater Crayfish, Austria 1973. (Ed. S.
Abrahamsson). Studentlitteratur, Lund. Pp. 240  250.
2. Bernad A., Własow T., Sobczak J. 2001.Ocena stanu zdrowotnego raków słodkowodnych w
odniesieniu do normy BN-73/ 9147-17. Materiały na VIII konferencję Lepsza żywność,
Olsztyn, 27.06.2001. Biul. Nauk. UWM, 13: 157 - 158.
3. BN  73.1973. Norma branżowa. Raki hodowlane. Materiał obsadowy raków. BN  73/9147.
Dz. Norm. Miar. Nr 31/1973, poz.98.
4. Bouckenooghe A.R., Marino B.J. 2001. Psorospermium haeckeli: a cause of pseudoparasitosis.
South. Med. J. 94: 233 234.
5. Corbel V., Zuprizal N., Shi Z., Huang C., Sumartono N., Arcier J. M., Bonami J.R. 2001.
Experimental infection of European crustaceans with white spot syndrome virus (WSSV). J.
Fish Dis. 24: 377 382.
6. Cuellar M. C., Garcia Cuenca I., Fontanillas J.C. 2002. Description de la zooépibiose de
l écrvisse signal (Pacifastacus leniusculus, Dana) en astaciculture. Bull.Fr. P%1Å‚che Piscic.
367:959  972.
7. Diler O., Bolat Y. 2001. Isolation of Acremonium species from crayfish Astacus leptodactylus
in Egirdir Lake. Bull. Europ. Ass. Fish Pathol. l21:164  168.
8. Edgerton B. F., Evans L. H., Stephens F. J., Overstreet R. M. 2002. Synopsis of freshwater
crayfish diseases and commensal organisms. Aquaculture 206: 57  135.
9. Diagnostic Manual OIE, 2000. Diagnostic Manual for Aquatic Animal Diseases. 4.2.4 Crayfish
plague. OIE Paris, pp. 227-230.
10. Diéguez-Uribeondo J., Cerenius L., Söderhäll K. 1994. Saprolegnia parasitica and its virulence
on three different species of crayfish. Aquaculture 120: 219-228.
11. Grabda E., Wierzbicka J. 1969. The problem of parasitism of the species of the genus
Branchiobdella Odier, 1823. Pol. Arch. Hydrobiol. 16(29): 93 -104.
12. Kocyłowski B., Miączyński T. 1960. Choroby ryb i raków. PWR i L, Warszawa, s. 418.
13. Kossakowski J. 1964. obchodzenie się z rakami żywymi przy odławianiu, przetrzymywaniu i
przesyłaniu. Opracowanie IRS przeznaczone do użytku w rybactwie śródlądowym  12. IRS
Olsztyn, 19 s.
14. Lom J. 2002. A catalogue of described genera and species of microsporidians parasitic
in fish. Systematic Parasitology, 53:81 -99.
15. Mastyński J., Andrzejewski W.2005.Chów i hodowla raków. A. R. Im. A.Cieczkowskiego,
Poznań
16. Niewiadomska K., Pojmańska T., Machnicka B., Czubaj A. 2001. Zarys parazytologii
ogólnej. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, s.515.
17. Oidtmann B., Hoffmann R. W. 2000. Krankheiten einheimischer Flusskrebse  ein Überblick.
Teil II: Weitere bei Krebsen vorkommende Krankheiten. Fisch. Teichwirt,11: 428 431.
18. Scott J. R., Thune R. L. 1986. Ectocomensal protozoan infestations of gills of red swamp
crawfish, Procambarus clarkii (Girard), from commercial ponds. Aquaculture, 55(3):161-164.
19. Stiller J. 1971. SzájkoszurÅ›s csillósok  Peritricha. Fauna Hungarica 105(11):1-245.
20. Thörnquist P. O., Söderhäll K. 1993. Psorospermium haeckeli and its interaction with the
crayfish defense system. Aquaculture, 117: 205  213.
7
21. Vey A.. 1978. Researches on a crrayfish disease caused by an enigmatic parasite
Psorospermium haeckeli. Fourth International Symposium of the IA Astacology, Thonon,
France; 28th -31st August 1978. Abstracts.
22. Vey A.. 1981. Les maladies des ecrevises, leur reconnaissance et la surveilance sanitare des
populations astacicoles. Bull. Fr. Piscic., 281: 223-226.
23. Vogt G., Rug M. 1999. Life stages and tentative life cycle of Psorospermium haeckeli, a
species of the novel DRIPs clade from the animal-fungal dichotomy. J. Exp. Zool.283:31-42.
24. WÅ‚asow T., Bernad A., Krzywosz T. 2002. White  tail disease in noble crayfish and mycotic
and bacterial infection. European Aquaculture Soc. Spec. Publ., 31(1): 95  98.
25. Własow T., Bernad A. 2004. Występowanie Branchiobdella w jamie skrzelowej raka błotnego
Astacus leptodactylus z wybranych stanowisk. The XX Congress of the Polish Parasitological
Society, Warszawa, 2-4 September 2004, Wiad. Parazytol., 50:128.
26. Własow T., Bernad A. 2007. Analiza przyczyn śmiertelności raków. W:  Ochrona zdrowia w
gospodarce rybackiej. Monografia. (Red. J. Żelazny), Wyd. PIWet - PIB Puławy, s.: 73 81.
27. WÅ‚asow T., Bernad A., A
astowska M. 2005. Epibionty z rodzaju Cothurnia w jamie skrzelowej
raka szlachetnego Astacus astacus (L.) z wybranych stanowisk w Polsce. Materiały XVI
Wrocławskiej Konferencji Parazytologicznej, 9.06.- 11.06. 2005. Wrocław -Karpacz.
28. Własow T., Guziur J. (2008). Higiena ryb i środowiska hodowlanego z profilaktyką chorób
raków . Oficyna Wydawnicza  Hoża , Warszawa , [w druku]
8