ENZYMY
Enzymy są katalizatorami, które zwiększają szybkość reakcji chemicznej, same nie ulegając zmianie. W nieobecności enzymu reakcja może zachodzić niezwykle wolno, natomiast w jego obecności szybkość reakcji znacznie wzrasta, nawet do 107 razy. Reakcje katalizowane przez enzymy zazwyczaj przebiegają we względnie łagodnych warunkach (temperatura i poniżej 100�C, ciśnienie atmosferyczne i obojętne pH) - w porównaniu | z warunkami odpowiednich niekatalizowanych reakcji chemicznych. Enzymy są wysoce specyficzne względem substratów, na które działają, i produktów, które tworzą. Poza tym aktywność enzymatyczna może być regulowana, zmieniając się w zależności od stężenia substratów lub innych cząsteczek. Prawie wszystkie enzymy są białkami, chociaż zidentyfikowano też kilka rodzajów cząsteczek RNA aktywnych katalitycznie.
E AKTYWACJI Zmiany energii zachodzące w przebiegu reakcji biochemicznej przedstawiono na rysunku 1. Dla wszystkich reakcji istnieje bariera energetyczna, którą należy pokonać, aby umożliwić przebieg reakcji. Jest to ilość energii potrzebna do przeprowadzenia cząsteczek substratu w stan przejściowy, który jest niestabilną formą chemiczną, prowadzącą od substratów do produktów. Stan przejściowy ma największą energię swobodną ze wszystkich związków w drodze reakcji. Energia aktywacji (AG++) równa jest różnicy w energii swobodnej między stanem przejściowym a substratem. Enzym działa w drodze stabilizowania stanu przejściowego reakcji chemicznej i zmniejsza AG++. Enzym nie zmienia poziomu energii zarówno substratu, jak i produktu. Tak więc enzym zwiększa szybkość przebiegu reakcji, ale nie wpływa na ogólną zmianę energii w tej reakcji.
Zmiana energii swobodnej (Gibbsa) (DeltaG; kj-mol-1) decyduje, czy reakcja będzie energetycznie korzystna, czy niekorzystna. Na rysunku 1 przedstawiono przykład, w którym sumaryczna zmiana energii reakcji czyni ją energetycznie korzystną (tzn. produkty mają niższy poziom energii niż substraty, a AG ma wartość ujemną). Należy zaznaczyć, że AG jest pojęciem innym niż AG++. Wartość AG reakcji jest niezależna od drogi reakcji i nie dostarcza żadnej informacji o szybkości reakcji, ponieważ o szybkości reakcji decyduje AG++. Ujemna wartość AG wskazuje, że reakcja jest termodynamicznie korzystna we wskazanym kierunku (tj. ma dużą szansę przebiegu spontanicznego), natomiast dodatnia wartość AG wskazuje, że reakcja jest termodynamicznie niekorzystna i wymaga nakładu energii, aby zajść we wskazanym kierunku. W układach biochemicznych ten nakład energii uzyskuje się często przez sprzężenie reakcji energetycznie niekorzystnej z reakcją energetycznie korzystną (reakcje sprzężone).
Często jest korzystne odwoływanie się do wartości AG aktualnej dla standardowego zestawu warunków, jakimi są jednakowe stężenia (1,0 M) zarówno substratów, jak i produktów reakcji oraz przebieg reakcji w stałym pH 7,0. W tych warunkach wartość stwierdzana dla AG jest nieco odmienna niż w innych warunkach i jest określana jako AG�'. Przykładem reakcji energetycznie korzystnej, o dużej ujemnej wartości AG�' i często używanej do napędzania reakcji energetycznie niekorzystnych jest hydroliza ATP, tworząca ADP i wolny P|:
ATP + H20 -> ADP + Pi AG�' = -30,5 kj mol-1
RÓWNOWAGA EAKCJI Reakcja chemiczna istnieje zazwyczaj w stanie równowagi dynamicznej, w której mimo ustawicznego przekształcania nowych cząsteczek sub-stratu i tworzenia nowych cząsteczek produktu, proporcja substratu do produktu pozostaje stała.
W równowadze stosunek stężeń substratu i produktu stanowi wartość stałą, znaną jako stała równowagi (X). Stałą równowagi dla danej reakcji definiuje się jako: K=[prod]eq/[substr]eq=[B]eq/[A]eq
gdzie prostokątne nawiasy oznaczają stężenie. Stała równowagi jest określona przez stosunek szybkości reakcji w kierunku wprost (fcf) do szybkości reakcji w kierunku odwrotnym (fa).
Tak więc dla tej reakcji w stanie równowagi istnieje 100 razy więcej produktu B niż substratu A, niezależnie od tego, czy enzym jest obecny, czy nie. Dzieje się tak dlatego, że enzymy nie zmieniają położenia równowagi reakcji, ale przyspieszają szybkość reakcji w obu kierunkach w tym samym stopniu. Innymi słowy, enzymy przyspieszają osiągnięcie stanu równowagi, ale nie przesuwają jego położenia. W przypadku pokazanej tu hipotetycznej reakcji, w nieobecności enzymu reakcja może potrzebować więcej niż godzinę do osiągnięcia stanu równowagi, natomiast w obecności enzymu może osiągnąć stan równowagi w czasie krótszym niż 1 sekunda.

MIEJSCE AKTYWNE enzymu jest regionem, który wiąże substrat i przemienia go w produkt. Zazwyczaj jest to względnie niewielka część całej cząsteczki enzymu i stanowi określoną trójwymiarową przestrzeń, utworzoną przez reszty aminokwasów, które w liniowym łańcuchu polipepty-dowym mogą leżeć daleko od siebie (patrz temat B2). Miejsce aktywne jest często szczeliną lub zagłębieniem w cząsteczce enzymu, które tworzy środowisko w znacznym stopniu niepolarne, co ułatwia wiązanie substratu. Substrat(y) jest wiązany w miejscu aktywnym przez liczne słabe siły (oddziaływania elektrostatyczne, wiązania wodorowe, siły van der Waalsa, oddziaływania hydrofobowe), a w pewnych przypadkach przez odwracalne wiązania kowalencyjne. Po związaniu cząsteczki substratu i utworzeniu kompleksu enzym-substrat, katalitycznie czynne reszty w obrębie aktywnego miejsca enzymu działają na cząsteczkę substratu tak, aby przekształcić go początkowo w stan przejściowy (patrz wyżej), a następnie w produkt, który zostaje uwolniony do roztworu. Potem enzym, już wolny, może związać kolejną cząsteczkę substratu i rozpocząć nowy cykl katalityczny.
Zaproponowano dwa modele wyjaśniające, jak enzym może wiązać swój substrat. W modelu zamka i klucza, zaproponowanym przez Emila Fischera w 1894 roku, kształt substratu i aktywnego miejsca enzymu miałyby pasować do siebie jak klucz do zamka {rys. 2a). Oba kształty są uważane za sztywne i utrwalone oraz pasujące do siebie idealnie po odpowiednim zestawieniu. W modelu indukowanego dopasowania, zaproponowanym w 1958 roku przez Daniela E. Koshlanda, Jr, związanie substratu indukuje zmianę konformacyjną w aktywnym miejscu enzymu (rys. 2b). Poza tym enzym może zniekształcić substrat wymuszając w nim konformację podobną do stanu przejściowego. Na przykład, związanie glukozy z heksokinazą indukuje taką konformacyjną zmianę w strukturze enzymu, że jego miejsce aktywne przyjmuje kształt komplementarny do substratu (glukozy) tylko po jego związaniu z enzymem. Różne enzymy wykazują cechy charakterystyczne dla obu modeli, a więc pewną komplementarność i pewne zmiany konformacji.

SPECYFICZNOŚĆ SUBSTRATOWA Właściwości i ułożenie przestrzenne reszt aminokwasów tworzących aktywne miejsce enzymu determinują rodzaj cząsteczki, która może zostać związana i stać się substratem dla tego enzymu. O specyficzności substratowej często decydują zmiany stosunkowo niewielkiej liczby aminokwasów w miejscu aktywnym. Widać to wyraźnie w trzech enzymach trawiennych: trypsynie, chymotrypsynie i elastazie (patrz temat C4). Te trzy enzymy należą do rodziny enzymów o nazwie proteazy serynowe "serynowe", ponieważ mają w miejscu aktywnym resztę seryny, której udział w katalizie jest krytyczny, a "proteazy", ponieważ katalizują hydrolizę wiązań peptydowych w białku. Te trzy enzymy rozszczepiają wiązania peptydowe w białkowych substratach po karboksylowej stronie pewnych reszt aminokwasów.
Trypsyna rozszczepia (tnie) po karboksylowej stronie dodatnio naładowanych reszt Lys lub Arg, chymotrypsyna po karboksylowej strome dużych reszt aminokwasów aromatycznych i hydrofobowych, a elastaza po karboksylowej stronie reszt o krótkich, nie naładowanych łańcuchach bocznych. Różna specyficzność tych enzymów jest narzucona przez charakter grup aminokwasów w miejscach wiązania substratu, komplementarnych względem substratu, na który działają. Tak więc trypsyna ma w swym miejscu wiązania substratu ujemnie naładowaną resztę Asp, która oddziałuje z dodatnimi ładunkami na bocznych łańcuchach Lys i Arg substratu (rys. 3a). Chymotrypsyna ma w miejscu wiązania substratu reszty aminokwasów o krótkich łańcuchach bocznych, takie jak Gly i Ser, co umożliwia wejście do tych miejsc dużych łańcuchów bocznych substratu (rys. 3b). Natomiast elastaza ma względnie duże, nie naładowane boczne łańcuchy aminokwasów Val i Thr, wystające do miejsca wiązania substratu, co pozwala na wejście do tego miejsca wyłącznie krótkich łańcuchów bocznych Gly i Ala substratu (rys. 3c).

KLASYFIKACJA Wiele enzymów ma nazwy utworzone przez dodanie końcówki ,,-aza" do nazwy substratu. Tak więc ureaza jest enzymem katalizującym hydrolizę mocznika (ang. urea), a fruktozo-l,6-bisfosfataza hydrolizuje frukto-zo-l,6-bisfosforan. Jednakże pewne enzymy, np. trypsyna i chymotrypsyna, mają nazwy nie odnoszące się do ich substratów (nazwy zwyczajowe). Są też enzymy, które mają po kilka różnych nazw. W celu ujednolicenią nazw enzymów opracowano system nazewnictwa enzymów, uzgodniony międzynarodowo (Enzyme CommissionEC). System ten dzieli wszystkie enzymy na sześć głównych klas, opartych na typie prowadzonej reakcji. Następnie każdy enzym zostaje zidentyfikowany przez czteroliczbowy numer. Tak więc trypsyna ma numer (EC) 3.4.21.4, przy czym pierwsza liczba (3) oznacza, ze jest ona hydrolazą, druga liczba (4) oznacza, że jest proteazą, która hydrolizuje wiązania peptydowe, trzecia liczba (21) oznacza, że enzym jest proteazą sery nową, mającą w miejscu aktywnym krytyczną resztę seryny, a czwarta liczba (4) wskazuje, że był to czwarty enzym historycznie przypisany do tej klasy. Dla porównania: chymotrypsyna ma numer EC 3.4.21.1, a elastaza 3.4.21.36.
KLASYFIKACJA 2
1 Oksydoreduktazy - przenoszenie elektronów, np. dehydrogenaza alkoholowa A- + B -> A + B-
2 Transferazy - przenoszenie grup funkcyjnych, np. heksokinaza: A-B + C ->A + B-C
3 Hydrolazy - reakcje hydrolizy, np. trypsyna: A-B + H2O -> A-H + B-OH
4 Liazy - rozszczepianie wiązań C-C, C-O, C-N i Innych, często tworzenie podwójnego wiązania, np. dekarboksylaza plrogronianowa: A-B->A=B + X-Y
5 Izomerazy - przenoszenie grup w obrębie cząsteczki, np. izomeraza maleinianowa
6 Ligazy (syntetazy) - tworzenie wiązań sprzężone z hydrolizą ATP, np. karboksylaza pirogronianowa


OZNACZANIE ENZYMU
polega na pomiarze przemiany substratu w produkt w warunkach obecności kofaktorów i w określonym pH oraz temperaturze, w których enzym jest optymalnie aktywny. Używa się dużych stężeń substratu, przez co początkowa szybkość reakcji jest proporcjonalna do stężenia enzymu. Mierzy się albo szybkość powstawania produktu, albo szybkość zużywania substratu, często posługując się zmianami absorbancji mierzonymi spektrofotometrycznie. Do monitorowania reakcji enzymatycznej często używa się zredukowanego dinukleotydu nikotynoamidoadeninowego (NADH) oraz zredukowanego fosforanu dinukleotydu nikotynoamidoadeninowego (NADPH), które absorbują światło przy 340 nm.
Jeśli ani substrat, ani produkt reakcji katalizowanej enzymatycznie nie absorbuje światła przy dostępnej dla pomiarów długości fali, enzym można oznaczać wiążąc reakcję z reakcją katalizowaną przez inny enzym, w której występują zmiany absorbancji. Ten drugi enzym musi być użyty w nadmiarze, przez co etapem ograniczającym w takim połączonym pomiarze jest działanie pierwszego enzymu.

SZYBKOŚĆ DZIAŁANIA
Aktywność enzymu wyraża się zwykle jako początkową szybkość (Vb) katalizowanej reakcji. Jednostką V0 jest Mikromol/min, ale można ją również wyrazić w jednostkach enzymatycznych (U) lub katalach (kat), przy czym 1 Mikromol/min = 1U = 16,67 nanokat. Określenie aktywność (lub aktywność całkowita) odnosi się do całkowitej ilości jednostek enzymu w próbce, natomiast określenie aktywność specyficzna jest liczbą jednostek przypadającą na miligram białka (jednostki mg-1).
WPŁYW NA SZYBKOŚĆ REAKCJI ENZYMATYCZNEJ
STĘŻENIE SUBSTRATU Przy małych stężeniach substratu ([S]) podwojenie [S] prowadzi do podwojenia wartości Vo, natomiast przy większych [5] enzym ulega wy syceniu, a jego VQ już dalej nie wzrasta. Wykres Vn jako funkcji [S] daje krzywą hiperboliczną.
STĘZENIE ENZYMU Gdy [S] ma wartość wysycającą, podwojenie stężenia enzymu powoduje podwojenie wartości VQ.
TEMPERATURA wpływa na szybkość reakcji katalizowanej enzymatycznie przez zwiększanie termicznej energii cząsteczek substratu. Zwiększa to proporcję cząsteczek mających dostateczną ilość energii, aby przekroczyć barierę aktywacji, i przez to powoduje wzrost szybkości reakcji. Zarazem jednak wzrasta energia termiczna cząsteczek samego enzymu, co wywołuje denaturację białka enzymatycznego, wynikającą z rozerwania niekowalencyjnych oddziaływań utrzymujących funkcjonalną strukturę enzymu.
pH Każdy enzym, ma optymalną wartość pH, przy której s2ybkość katalizowanej reakcji jest maksymalna. Niewielkie odchylenia od optymalnej wartości pH powodują zmniejszenie szybkości reakcji. Duże odchylenia wartości pH prowadzą do denaturaqi enzymu, wywołanej zmianami w stanie jonizacji reszt aminokwasów i zerwaniem niekowalencyjnych oddziaływań.
KOENZYMY Pewne enzymy, aby funkcjonować, wymagają obecności kofaktorów małych jednostek niebiałkowych. Kofaktorami mogą być nieorganiczne jony lub złożone cząsteczki organiczne, nazywane koenzymami. Kofaktor związany z enzymem kowalencyjnie jest nazywany grupą prostetyczną. Holoenzym jest katalitycznie aktywną formą enzymu z jego kofaktorem, natomiast apoenzym to tylko sama jego część białkowa. Wiele koenzymów pochodzi z prekursorów, jakimi są witaminy pobierane z pokarmem, których niedobór powoduje określone choroby. Szeroko rozpowszechnionymi koenzymami, biorącymi udział w reakcjach oksydoredukcyjnych, są: dinukleotyd nikotynoamidoadeninowy (NAD+), fosforan dinukleotydu nikorynoamidoadeninowego (NADP+), dinukleotyd flawinoadeninowy (FAD) i mononukleotyd flawinowy (FMN).
IZOENZYMY są różnymi formami danego enzymu, które katalizują tę samą reakcję, ale wykazują odmienne właściwości fizyczne lub kinetyczne. Izoenzymy dehydrogenazy mleczanowej (LDH) można rozdzielić elektroforetycznie, co stanowi na przykład podstawę klinicznej diagnozy zawału mięśnia sercowego.

KINETYKA
MODEL MICHAELISA-MENTEN opiera się na następujące koncepcji katalizy enzymatycznej:
E+S <-k1,k2-> ES
k3-> E + P
Enzym (E) wiąże się ze swym substratem (S) tworząc kompleks enzym-substrat (ES). Kompleks ES może dysocjować z powrotem do E + S lub przekształcać się w sam E i produkt P. Stałe szybkości k1, k2, k3 opisują szybkości przebiegu każdego etapu procesu katalitycznego. Przyjmuje się, iż reakcja odwrotna, w której enzym i produkt (E + P) byłyby przekształcane w kompleks ES, przebiega z tak małą szybkością, że reakcję tę można pominąć. Na podstawie obserwacji właściwości wielu enzymów wiadomo było, że przy małych stężeniach substratu początkowa szybkość reakcji (V0) jest wprost proporcjonalna do [S], natomiast przy dużych stężeniach substratu szybkość zmierza do wartości maksymalnej, to znaczy, że szybkość staje się niezależna od [S]. Szybkość maksymalną oznacza się jako Vmax (w Mikromol/min).
W celu opisania tych obserwacji Michaelis i Menten wyprowadzili równanie nazwane od ich nazwisk
RÓWNANIEM MICHAELISA-MENTEN:
V0=Vmax[S]/Km+[S]
Równanie to opisuje krzywą hiperboliczną. Wyprowadzając to równanie Michaelis i Menten zdefiniowali nową stałą, Km, zwaną stalą Michaehsa (jednostki: molarność, M):
Km=k2+k3/k1
Km jest miarą stabilności kompleksu ES, stanowiąc iloraz sumy szybkości rozkładu ES i szybkości jego powstawania. Dla wielu enzymów k2z jest znacznie większa niż k3. W tych warunkach wartość Km staje się miarą powinowactwa enzymu do substratu, ponieważ wartość ta zależy od względnych wartości k1 i k2 dla, odpowiednio, tworzenia i dysocjacji kompleksu ES. Duża wartość Km wskazuje na słabe wiązanie substratu (k2 przeważa nad k1), a mała wartość Km wskazuje na silne wiązanie substratu (k1 przeważa nad k2). Wartość Km można wyznaczyć doświadczalnie na podstawie tego, że wartość ta równa się stężeniu substratu, przy którym szybkość reakcji jest równa połowie Vmax.
Ponieważ Vmax jest osiągana przy nieskończenie dużym stężeniu substratu, nie można wyznaczyć wartości Vmax (a więc również wartości Km) z wykresu hiperbolicznego przedstawionego na rysunku la. Jednakże wartości Vmax oraz Km można wyznaczyć doświadczalnie mierząc V0 przy różnych stężeniach substratu. Następnie wykonuje się wykres kinetyki enzymu w układzie współrzędnych, które są odwrotnościami V i [S]), czyli
WYKRES LINEWEAVERA-BURKA, przedstawiając 1/Vo jako funkcję 1/[S]. Wykres taki pochodzi z przekształcenia równania Michaelisa-Menten do postaci:
1/V0=1/Vmax+Km/Vmax*[S]
dającej linię prostą, której przecięcie z osią y równa się Vmax, a przecięcie z osią x równa się -1/Km. Nachylenie linii ma wartość Km/Vmam. Wykres Lineweavera-Burka stanowi również użyteczną metodę określenia typu wiązania się inhibitora z enzymem.
Wprawdzie dla wielu enzymów model Michaelisa-Menten stanowi bardzo dobry model danych doświadczalnych, ale istnieją enzymy, które nie podlegają kinetyce Michaelisa-Menten. Enzymy te, np. transkarba-moilaza asparaginianowa (ATCaza), są nazywne enzymami allosterycz-nymi (patrz temat C4).

INCHIBICJA
Istnieje wiele typów cząsteczek, które są zdolne do zakłócania aktywności danego enzymu. Każda cząsteczka działająca bezpośrednio na enzym w kierunku zmniejszania jego szybkości katalitycznej jest określana jako inhibitor. Pewne inhibitory enzymów są normalnymi metabolitami

komórkowymi, które hamują dany enzym w ramach naturalnej metabolicznej kontroli odpowiedniego szlaku. Inne inhibitory mogą być substancjami obcymi dla organizmu, takimi jak toksyny i leki, i w tym przypadku hamowanie enzymu może mieć działanie terapeutyczne, ale również letalne. Rozróżnia się dwa główne typy inhibicji enzymów: nieodwracalną i odwracalną, przy czym inhibicja odwracalna dzieli się na inhibicję kompetycyjną i niekompetycyjną. Inhibicję odwracalną można przezwyciężyć usuwając inhibitor z enzymu, na przykład w drodze dializy, ale jest to z definicji niemożliwe w przypadku inhibicji nieodwracalnej.

INCHIBICJA NIEODWRACALNA
Te inhibitory, które wiążą się z enzymem nieodwracalnie, często tworzą kowalencyjne wiązania z resztami aminokwasów znajdującymi się w miejscu aktywnym lub jego pobliżu i inaktywują enzym na stałe. W wiązaniu tym biorą udział reszty Ser i Cys mające, odpowiednio, reaktywne grupy -OH oraz -SH. Na przykład związek diizopropylofluoro-fosforan (DIPF), składnik gazów bojowych działających na układ nerwowy, reaguje z resztą Ser w miejscu aktywnym enzymu esterazy acetylo-cholinowej, nieodwracalnie hamując enzym i uniemożliwiając przekazywanie impulsów nerwowych. Amid kwasu jodooctowego modyfikuje reszty Cys i może być stosowany jako czynnik diagnostyczny w określaniu, czy aktywność enzymatyczna wymaga jednej tylko, czy też więcej reszt Cys. Antybiotyk penicylina nieodwracalnie hamuje enzym transpeptydazę peptydoglikanu, która tworzy poprzeczne wiązania w ścianie komórek bakteryjnych, przy czym hamowanie to polega na łączeniu się penicyliny z resztą Ser w miejscu aktywnym enzymu..

KOMPETENCYJNA ODWRACALNA
Inhibitor kompetycyjny jest zazwyczaj strukturalnie podobny do normalnego substratu danego enzymu. Dzięki temu współzawodniczy z cząsteczkami substratu o wiązanie się z miejscem aktywnym. Enzym może wiązać albo cząsteczkę substratu, albo cząsteczkę inhibitora, ale nie obie równocześnie. Inhibitor kompetycyjny wiąże się z miejscem aktywnym odwracalnie. Przy dużych stężeniach substratu działanie inhibitora kompetycyjnego zostaje przezwyciężone, ponieważ duże stężenie substratu będzie z powodzeniem współzawodniczyć z cząsteczką inhibitora o wiązanie się w miejscu aktywnym. Nie nastąpi więc żadna zmiana w wartości Vmax enzymu, ale w obecności inhibitora kompetycyjnego pozornie zmniejsza się powinowactwo enzymu do jego substratu i dlatego wartość Km wzrasta.
Dobrego przykładu hamowania kompetycyjnego dostarcza dehydrogenaza bursztynianowa. Enzym ten używa bursztynianu jako substratu i jest hamowany kompetycyjnie przez malonian, który różni się od bursztynianu posiadaniem tylko jednej, a nie dwóch grup metylenowych. Wiele leków działa przez naśladowanie struktury substratu specyficznego dla enzymu docelowego i stąd działają one jako inhibitory kompetycyjne tego enzymu. Kompetycyjny charakter inhibicji można rozpoznać z użyciem wykresu Lineweavera-Burka. Mierzy się wtedy V0 różnych stężeniach substratu w obecności stałego stężenia inhibitora. Inhibicja kompetycyjna zwiększa nachylenie linii na wykresie Lineweavera-Burka i zmienia jej przecięcie z osią x (ponieważ Km wzrasta), ale nie zmienia pozycji przecięcia tej linii z osią y (ponieważ wartość Vmax pozostaje stała)

INHIBICJA NIEKOMPETENCYJNA ODWRACALNA
Inhibitor niekompetycyjny wiąże się odwracalnie w innym miejscu enzymu niż jego miejsce aktywne i powoduje zmianę przestrzennego kształtu enzymu, co prowadzi do zmniejszenia aktywności katalitycznej. Ponieważ inhibitor wiąże się w innym miejscu niż substrat, enzym może wiązać albo inhibitor, albo substrat, lub też inhibitor i substrat równocześnie. Efektu działania inhibitora niekompetycyjnego nie można przezwyciężyć przez zwiększanie stężenia substratu i dlatego zmniejsza się wartość Vmax. W inhibicji niekompetycyjnej powinowactwo enzymu do substratu pozostaje nie zmienione, a więc wartość Km nie zmienia się. Przykładem inhibicji niekompetycyjnej jest działanie pepstatyny na enzym reninę.
Niekompetycyjny charakter inhibicji można łatwo rozpoznać na wykresie Lineweavera-Burka, ponieważ następuje wtedy wzrost nachylenia linii wyznaczonej doświadczalnie i zmienia się miejsce jej przecięcia z osią y (ponieważ wartość Vmax maleje), ale miejsce jej przecięcia z osią x nie zmienia się (ponieważ wartość Km pozostaje stała).

ENDONUKLEAZY - enzymy należące do klasy hydrolaz, które działając na DNA i RNA doprowadzają do ich rozkładu do oligonukleotydów przez rozerwanie wiązań fosfodiestrowych wewnątrz łańcucha kwasu nukleinowego. Występują w niemal wszystkich komórkach organizmów. Służą one komórce do cięcia, niszczenia DNA obcego lub zbędnego własnego. W zależności od mechanizmu, w jakim następuje cięcie DNA, dzielimy je na trzy rodzaje, Typ I, Typ II, Typ III. W okresie pełnienia procesów metabolicznych komórka chroni swoje DNA przed nimi, natomiast gdy życie komórki się kończy, wykorzystuje je do autodestrukcji. Endonukleazy należą do tzw. enzymów restrykcyjnych.