Postępy Biochemii 58 (3) 2012

281

Daria Sałata

1,2,*

Marta Budkowska

1,2

Barbara Dołęgowska

1,2

1

Katedra

Diagnostyki

Laboratoryj-

nej i Medycyny Molekularnej, Pomor-

ski

Uniwersytet

Medyczny,

Szczecin

2

Katedra i Zakład Fizjologii, Pracownia Bioche-

mii i Fizjologii Komórki Macierzystej, Pomor-

ski Uniwersytet Medyczny, Szczecin

*

Katedra Diagnostyki Laboratoryjnej i

Medycyny Molekularnej, Zakład Analityki

Medycznej, Pomorski Uniwersytet Medyczny,

ul. Powstańców Wielkopolskich 72, 70-111

Szczecin; tel.: (91) 466 15 08, e-mail: daria_

[e-mail]

Artykuł otrzymano 22 grudnia 2011 r.

Artykuł zaakceptowano 23 maja 2012 r.

Słowa kluczowe: sfingozyno-1-fosforan, me-

tabolizm sfingozyno-1-fosforanu, sfingozyno-

-1-fosforan w fizjologii, sfingozyno-1-fosforan

w patologii, komórka macierzysta

Wykaz skrótów: CXCR4 (ang. C-X-C chemokin

receptor type 4) — receptor dla chemokiny SDF-

1; FTY720 (ang. fingolimod) — fingolimod, lek

immunosupresyjny; GPCR (ang. G-protein

coupled receptors) — receptory sprzężone z

białkiem G; HSCP (ang. hematopoietic stem and

progenitor cells) — hematopoetyczne komórki

macierzyste szpiku kostnego; MAC (ang. mem-

brane attack complex) — kompleks atakujący

błonę; PKC (ang. protein kinase C) — kinaza

białkowa C; S1P (ang. sphingosine-1-phosphate)

— sfingozyno-1-fosforan; SDF-1 (ang. stromal-

derived factor-1) — stromalny czynnik wzrostu

1; SphK (ang. sphingosine kinase) — kinaza

sfingozyny; VSELs (ang. very small embryonic-

like stem cells) — małe komórki macierzyste

podobne do embrionalnych

Podziękowania: Publikacja powstała w trakcie

realizacji projektu „Innowacyjne metody wy-

korzystania komórek macierzystych w medy-

cynie” POIG, 01.02.02-00-109/09 współfinan-

sowanego przez Unię Europejską w ramach

Europejskiego Funduszu Rozwoju Regional-

nego Programu Operacyjnego Innowacyjna

Gospodarka.

Sfingozyno-1-fosforan — dyrygent wśród cząsteczek

STRESZCZENIE

S

fingozyno-1-fosforan (S1P) jest bioaktywnym lipidem z rodziny sfingolipidów, synte-

tyzowanym między innymi przez płytki krwi, magazynowanym w erytrocytach. Efekty

działania tego związku na komórki są związane z obecnością na ich powierzchni swoistych

receptorów (S1P1-S1P5). S1P działa między innymi na komórki układu krwiotwórczego i

nerwowego, wpływając na ich migrację, adhezję, różnicowanie i długość życia. Odgrywa

rolę mediatora w reakcjach zapalnych, procesach angiogenezy i gojeniu się ran. Przeciwdzia-

ła apoptozie w przeciwieństwie do sfingozyny i ceramidu. Doniesienia ostatnich lat dowo-

dzą, że S1P jest czynnikiem uczestniczącym w procesie uwalniania komórek macierzystych

ze szpiku kostnego i ich przechodzeniu do krwi obwodowej. Na ich liczbę mają wpływ:

uszkodzenie komórek i tkanek, stres, wysiłek fizyczny i niektóre leki. Badania nad S1P w

roli głównego czynnika chemotaktycznego dla komórek macierzystych mogą w dużym stop-

niu przyczynić się do rozwoju medycyny regeneracyjnej.

WPROWADZENIE

Sfingolipidy to ważna klasa lipidów występująca w błonach plazmatycznych

wszystkich organizmów eukariotycznych [1]. Syntetyzowane są w siateczce en-

doplazmatycznej i w aparacie Golgiego, skąd są transportowane do błony ko-

mórkowej [2]. Biorą udział w regulacji licznych procesów komórkowych takich

jak wzrost, różnicowanie, ruchliwość chemotaktyczna, kontrolowana śmierć ko-

mórki (apoptoza) w odpowiedzi na stres i działanie cytokin [1,3].

Cząsteczki sfingolipidów wykazują skłonność do samoorganizacji, tworząc

w błonach komórkowych mikrodomeny błonowe zwane tratwami lipidowymi,

uczestniczące w wielu procesach komórkowych, między innymi takich jak prze-

kazywanie sygnałów czy endocytoza niezależna od klatryny [4]. Zaburzenia

funkcjonowania tratw lipidowych mogą odgrywać istotną rolę w patogenezie

cukrzycy typu 2, rozwoju otyłości, chorób nowotworowych, chorób neurode-

generacyjnych (np. choroby Alzheimera), mukowiscydozy, chorób autoimmu-

nologicznych (np. SLE), lipidowych chorób spichrzeniowych oraz uszkodzenia

niedokrwienno-reperfuzyjnego [2,5].

Centralną pozycję w metabolizmie sfingolipidów zajmuje ceramid, cząsteczka

prekursorowa wszystkich sfingolipidów. W reakcji katalizowanej przez enzym ce-

ramidazę z cząsteczki ceramidu uwalniany jest aminoalkohol, sfingozyna (Ryc. 1)

[1,6]. Z kolei kinaza sfingozyny katalizuje reakcję fosforylacji sfingozyny do sfin-

gozyno-1-fosforanu (S1P), związku o olbrzymim znaczeniu z punktu widzenia

procesów komórkowych [6]. Sfingozyna i ceramid odgrywają rolę w procesach

hamowania wzrostu komórek oraz ich apoptozie w przeciwieństwie do S1P, który

wpływa na wzrost i przeżywalność komórek. Wzajemne stosunki ilościowe po-

między tymi lipidami decydują o losie komórek, ich proliferacji lub apoptozie [3].

CHARAKTERYSTYKA SFINGOZYNO-1-FOSFORANU

Sfingozyna (1,3-dihydroksy-2-amino-4-oktadeken) jest jednonienasyconym

aminoalkoholem o konfiguracji trans. W fosforanie-1-sfingozyny (ang. membrane

attack complex) reszta fosforanowa jest połączona wiązaniem estrowym z grupą

hydroksylową sfingozyny (Ryc. 1). S1P jest związkiem o właściwościach amfipa-

tycznych, nieprzechodzącym przez hydrofobowe błony komórkowe z powodu

obecności w cząsteczce polarnej „głowy” fosforanowej [3]. Źródłem sfingozyno-

-1-fosforanu w osoczu jest reakcja fosforylacji zewnątrzkomórkowej sfingozyny

przy udziale kinaz uwalnianych przez komórki śródbłonka, a także płytki krwi

(gdzie S1P jest syntetyzowany w dużych ilościach) oraz erytrocyty i komórki

tuczne [7-9]. Molekularny mechanizm działania sfingozyno-1-fosforanu na ko-

mórki polega na wiązaniu się tej cząsteczki z receptorami błonowymi (S1P1-

-S1P5) sprzężonymi z białkami G [10].

282

www.postepybiochemii.pl

Płytki krwi uważa się za jedno z głównych źródeł S1P.

Wiąże się to ze stwierdzaną w nich wysoką aktywnością

kinazy sfingozyny 1 (SphK 1) i brakiem aktywności liazy

sfingozyno-1-fosforanu [11]. Sfingozyna ulegająca fosfory-

lacji w płytkach krwi pochodzi z osocza lub powstaje w wy-

niku metabolizmu endogennych sfingolipidów [3]. Proces

uwalniania S1P z zewnętrznej warstwy błony komórkowej

płytek krwi do osocza zachodzi pod wpływem sił ścinania

(ang. shear stress), a także po stymulacji trombiną i jest ściśle

związany z aktywnością kinazy białkowej C (PKC). Biorą w

nim udział białka transbłonowe ABC [3,8,12].

Erytrocyty magazynują S1P, chronią go przed degradacją

oraz uwalniają do osocza. Nie stwierdza się w nich obecno-

ści enzymów rozkładających S1P (liaza S1P, fosfataza S1P),

natomiast aktywność erytrocytarnej kinazy sfingozyny

(SphK) jest niewielka. Erytrocyty prawdopodobnie odbie-

rają S1P z tkanek podczas krążenia w organizmie lub też

absorbują egzogenną sfingozynę z osocza i przekształcają

ją w S1P [9,11,13]. Krwinki czerwone są określane jako oso-

czowy magazyn S1P i odgrywają główną rolę w regulacji

stężenia S1P w osoczu [13]. Ito i wsp. wykazali, że ilość S1P

w erytrocytach stanowi około połowę całkowitego stężenia

tego sfingolipidu we krwi pełnej [14]. Erytrocyty stanowią

rodzaj buforu kontrolującego stężenie S1P we krwi obwo-

dowej oraz jego uwalnianie [15].

Czynniki zakaźne, stres, wysiłek

fizyczny, uszkodzenie tkanek i na-

rządów, a także niektóre leki, mogą

prowadzić do aktywacji układu do-

pełniacza, w wyniku czego powstaje

kompleks atakujący błonę (MAC).

MAC jest odpowiedzialny za rozpad

erytrocytów połączony z uwalnia-

niem S1P do osocza [16].

Sfingozyno-1-fosforan uwalniany z

płytek po ich aktywacji oraz z erytro-

cytów stanowi stały składnik osocza i

surowicy. W surowicy stężenia S1P są

większe w porównaniu z osoczem, co

jest spowodowane jego uwalnianiem

z płytek podczas krzepnięcia krwi [8].

W osoczu S1P krąży w połączeniu z

albuminą i lipoproteinami, głównie

frakcją HDL (HDL>LDL>VLDL),

dzięki czemu jest chroniony przed

działaniem osoczowych fosfataz. Po-

łączenie z białkiem i lipoproteinami

reguluje również biodostępność S1P,

chroniąc go przed związaniem się z

receptorami dla S1P obecnymi na ko-

mórkach śródbłonka [11]. Doniesienia

dotyczące stężeniach S1P w surowicy,

osoczu oraz elementach morfotycz-

nych krwi różnią się istotnie w zależ-

ności od zastosowanej przez autorów

metody ekstrakcji i oznaczania tego

sfingolipidu (Tab. 1) [8].

Rycina 1. Metabolizm sfingolipidów.

Tabela 1. Stężenie sfingozyno-1-fosforanu we krwi.

Materiał biologiczny Metoda

Stężenie S1P

Piśmiennictwo

OSOCZE

radioizotopowa

191 ± 79 pmol/mol

[17]

ekstrakcja HPLC

368,8 ± 55,5 pmol/mol

[18]

radioizotopowa HPLC

145 pmol/mol

[19]

ekstrakcja HPLC

711 ± 11 pmol/mol

[20]

ekstrakcja HPLC

212 ± 59 pmol/mol

[21]

SUROWICA

radioizotopowa

484 ± 82 pmol/mol

[17]

ekstrakcja HPLC

982 ± 89 pmol/mol

[22]

ekstrakcja HPLC

1760 ± 11 pmol/ml

[20]

PŁYTKI KRWI

ekstrakcja HPLC

84 ± 15 (pmol/10

8

komórek) [22]

radioizotopowa HPLC

341 pmol/mol

[19]

radioizotopowa

141,4 ± 4 (pmol/10

8

komórek)

[17]

ERYTROCYTY

ekstrakcja HPLC

14,1 ± 1,9 g/dl

[18]

radioizotopowa HPLC

589 pmol/mol

[23]

radioizotopowa

7,17 ± 1,66 pmol/mol

[17]

Postępy Biochemii 58 (3) 2012

283

Na temat zawartości S1P w komórkach i tkankach czło-

wieka wiadomo stosunkowo niewiele. Badania przeprowa-

dzone na tkankach szczura wykazały w nich wielokrotnie

mniejsze stężenia S1P w porównaniu z elementami morfo-

tycznymi krwi. Wyjątek stanowią komórki nowotworowe,

gdzie stężenie S1P jest wysokie ze względu na wysoką ak-

tywność kinazy sfingozyny 1 (SphK1) [24].

METABOLIZM SFINGOZYNO-1-FOSFORANU

Wewnątrzkomórkowy poziom S1P jest wynikiem rów-

nowagi między jego syntezą katalizowaną przez kinazę

sfingozyny (SphK) i degradacją S1P katalizowaną przez fos-

fatazę S1P i liazę S1P [12]. Kinaza S1P katalizuje fosforylację

sfingozyny do S1P (Ryc. 1) i tym samym ustala równowagę

pomiędzy stężeniem S1P i sfingozyny. Scharakteryzowano

dwie izoformy tego enzymu: kinazę sfingozyny 1 (SphK1)

i kinazę sfingozyny 2 (SphK2). Kinaza SphK2, w odróż-

nieniu od Sphk1 występującej głównie w cytozolu, zależ-

nie od typu komórki jest obecna w różnych przedziałach

wewnątrzkomórkowych [25]. Obie kinazy mogą się prze-

mieszczać do błony komórkowej, gdzie katalizują syntezę

zewnątrzkomórkowej puli S1P [26].

SphK1 jest głównym enzymem, którego aktywność regu-

luje poziom S1P. Na aktywność kinaz S1P, a tym samym na

zwiększenie poziomu S1P mogą wpływać między innymi

czynniki wzrostu, agoniści receptorów sprzężonych z biał-

kiem G (GPCR), cytokiny, estry forbolu, witamina D3. W

procesie aktywacji kinazy SphK1 następują kolejno fosfo-

rylacja, translokacja do błony komórkowej, gdzie znajduje

się substrat (S1P) oraz oddziaływanie z fosfolipidami i/lub

niektórymi białkami [12].

Zsyntetyzowany sfingozyno-1-fosforan może działać

jako wewnątrzkomórkowy przekaźnik drugiego rzędu, a

także autokrynnie lub parakrynnie za pośrednictwem re-

ceptorów S1P [11,12]. S1P wyprodukowany wewnątrz ko-

mórek może dotrzeć do receptorów na powierzchni błony

za pomocą białek transportowych ABC, czego przykładem

jest jego wydzielanie z aktywowanych komórek tucznych

[27].

Rozmieszczenie tkankowe kinaz jest zróżnicowane.

Najwyższe aktywności SphK1 stwierdzono w płucach, śle-

dzionie i wątrobie. SphK2 występuje głównie w wątrobie,

mózgu i w sercu. Podwyższone aktywności SphK1 i SphK2

stwierdza się także podczas rozwoju embrionalnego [28].

Geny kodujące SphK1 wykazują znaczną nadekspresję w

wielu rodzajach nowotworów (mózgu, piersi, jelita grube-

go, płuc, jajnika, żołądka, macicy, nerki, odbytnicy i jelita

cienkiego) w porównaniu ze zdrowymi tkankami. SphK1

odgrywa istotną rolę w progresji zmian nowotworowych.

Obecność tego enzymu wiąże się z procesami angiogenezy,

a także z opornością komórek nowotworowych na radiote-

rapię oraz chemioterapię. Funkcja SphK2 jest jeszcze słabo

poznana [3,29].

Liazy S1P i fosfatazy S1P są zlokalizowane w siateczce

endoplazmatycznej. Liaza S1P (zależna od fosforanu piry-

doksalu) katalizuje rozkład S1P do fosforanu etanoloaminy

i heksadecenalu. Rozkład S1P przez liazy S1P wydaje się być

główną drogą umożliwiającą przekształcanie sfingolipidów

do glicerofosfolipidów. Liazy S1P wykazują swoją aktyw-

ność głównie w wątrobie, nerkach, płucach, sercu i mózgu.

Nie występują w płytkach krwi i erytrocytach [10]. W ba-

daniach przeprowadzonych na myszach pozbawionych lia-

zy S1P stwierdzono patologiczne zmiany w płucach, sercu,

drogach moczowych i w kościach oraz skrócony czas życia

zwierząt [30].

Reakcja defosforylacji S1P jest katalizowana przez S1P-

-specyficzne fosfohydrolazy SPP1 i SPP2 lub przez fosfo-

hydrolazy o szerokiej specyficzności substratowej (LPP1,

LPP2 i LPP3) [31]. Fosfataza SPP1 oraz kinaza SphK2

uczestniczą w procesie syntezy ceramidu i innych sfingo-

lipidów. Zmniejszona aktywność SPP1 powoduje zwięk-

szenie zawartości S1P w komórce, natomiast nadaktywność

tego enzymu prowadzi do nadprodukcji ceramidu i inicjacji

apoptozy. Znacznie mniej wiadomo na temat fizjologicznej

funkcji SPP2 [32].

RECEPTORY SFINGOZYNO-1-FOSFORANU

Do chwili obecnej zidentyfikowano pięć ludzkich recep-

torów sfingozyno-1-fosforanu, które sklasyfikowano jako

S1P1-S1P5. Każdy z receptorów jest sprzężony z odpowied-

nim białkiem G (S1P1 — białko G

i

, S1P2 oraz S1P3 — białka

G

i

, G

q

, G

13

, S1P4 — białko G

i

, G

12/13

, S1P5 — białko G

i

, G

12

)

Receptory S1P posiadają siedem domen transbłonowych

wykazujących między sobą około 50% identyczności se-

kwencji aminokwasowej. Głównym ligandem jest dla nich

S1P oraz wykazujący mniejsze powinowactwo dihydro-S1P

[10,33].

Receptory S1P1-S1P5

są obecne w wielu komórkach or-

ganizmu. Obecność S1P1, S1P2, i S1P3 stwierdzono w mó-

zgu, sercu, płucach, śledzionie i wątrobie oraz w mniejszym

stopniu w nerkach, mięśniach i grasicy. S1P4 występuje

głównie w tkankach limfatycznych (grasicy, śledzionie, wę-

złach chłonnych) oraz w płucach. S1P5 jest obecny głównie

w układzie nerwowym i skórze [34,35]. Identyfikacja recep-

torów S1P przyczyniła się do lepszego zrozumienia ich roli

w utrzymaniu homeostazy oraz w wielu procesach patolo-

gicznych [36].

Aktywacja receptorów S1P powoduje dysocjację białek G

na podjednostki alfa i beta co zapoczątkowuje dalsze ścieżki

sygnałowe decydujące o przebiegu wielu procesów fizjolo-

gicznych, między innymi takich jak migracja komórek, krą-

żenie limfocytów, przepuszczalność naczyń czy prawidło-

wa czynność serca [33,35]. Funkcje poszczególnych recepto-

rów i związanych z nimi białek G przedstawiono w tabeli 2.

MECHANIZMY DZIAŁANIA

SFINGOZYNO-1-FOSFORANU

Sfingozyno-1-fosforan za pośrednictwem swoistych re-

ceptorów S1P wywiera istotny wpływ na migrację, adhezję,

różnicowanie i przeżywalność wielu komórek [37]. Migracja

komórek in vivo lub in vitro jest zapoczątkowywana przez

stymulację receptorów na powierzchni komórek i przeka-

zywanie zewnątrzkomórkowego sygnału, który wywołuje

284

www.postepybiochemii.pl

szereg zmian prowadzących do przebudowy cytoszkieletu

[38]. W zależności od typu aktywowanego receptora, S1P

może zarówno zwiększyć jak i zmniejszyć migrację komó-

rek. W przypadku komórek nowotworowych S1P działają-

cy za pośrednictwem receptorów S1P1 oraz S1P3 nasila ich

migrację. Natomiast gdy S1P aktywuje receptor S1P2, pro-

ces ten ulega zahamowaniu (np. w komórkach nowotworo-

wych żołądka) [39]. Uważa się że promigracyjny efekt po-

budzenia receptorów S1P1 i S1P3 wynika z ich połączenia z

białkiem G

i

. Receptor S1P2 występuje głównie w połączeniu

z białkiem G

12/13

, chociaż także

może się łączyć z białkiem

G

i

. Konsekwencją sprzężenia receptora S1P2 z białkiem

G

12/13

jest silna aktywacja białka Rho, hamowanie białka Rac

i migracji komórek [40].

Na migrację komórek wpływają także czynniki wzro-

stu współdziałające z S1P. Stężenie sfingozyno-1-fosforanu

oraz aktywność SphK modulują odpowiedź komórkową

na szereg czynników takich jak płytkowy czynnik wzrostu

(PDGF) [41], nerwowy czynnik wzrostu (NGF) [42], epider-

malny czynnik wzrostu (EGF) [43], transformujący czynnik

wzrostu (TGF-β) [44]. W fibroblastach i komórkach mięśni

gładkich receptor S1P1 wraz z receptorem PDGFβ tworzą

kompleks, którego pobudzenie stymuluje migrację tych ko-

mórek [40].

Sfingozyno-1-fosforan jest kluczowym mediatorem za-

równo w procesach migracji, jak i różnicowania komórek

śródbłonka oraz mięśni gładkich, w angiogenezie, zapale-

niu i gojeniu się ran [38,45]. S1P odgrywa główną rolę w mi-

gracji limfocytów i komórek tucznych do antygenów oraz

do miejsc infekcji [3].

Sfingolipidy wpływają na poziom wapnia w komórce.

Ceramid powoduje uwalnianie wapnia z siateczki endopla-

zmatycznej i prowadzi do zwiększenia zawartości wapnia

w cytoplazmie i mitochondrium. W regulacji homeostazy

wapnia w komórkach ssaków może także uczestniczyć S1P

[46]. Badania sugerują, że S1P jest przekaźnikiem drugiego

rzędu, który może aktywować kanały wapniowe. Sfingo-

zyno-1-fosforan wpływa na wewnątrzkomórkowy poziom

Ca

2+

za pośrednictwem receptorów S1P2 i S1P3 powodując

uwalnianie jonów wapnia z magazynów, głównie z siatecz-

ki endoplazmatycznej [47]. S1P może również indukować

uwalnianie jonów wapnia z permeabilizowanych komórek

na drodze niereceptorowego mechanizmu zależnego od tri-

fosforanu inozytolu [48]. Równowaga pomiędzy stężeniem

ceramidu, sfingozyny i S1P decyduje o śmierci lub przeży-

ciu komórki. Jej przesunięcie w kierunku zwiększonego stę-

żenia ceramidu i sfingozyny prowadzi do śmierci komórki.

Z kolei przeżywalność i/lub proliferacja komórki wymaga

obecności zwiększonego stężenia S1P [49].

Antyapoptotyczne działanie S1P jest związane z kilkoma

różnymi procesami komórkowymi. W niektórych popu-

lacjach komórek S1P może zapobiegać apoptozie poprzez

hamowanie zmiany potencjału błony mitochondrialnej i

uniemożliwiając tym samym uwolnienie z mitochondriów

cytochromu c [50]. W innych komórkach S1P bezpośrednio

stymuluje kinazę MAP (kinaza aktywowana mitogenami)

Tabela 2. Charakterystyka receptorów S1P [37].

Receptor

Białko G

Szlak sygnalny

Obecność w tkankach Fizjologiczne działanie

Agonista/Antagonista

S1P1

Gi/o

↓ AC, ↓ERK,

↑ PLC,

↑ PI3K/Akt,

↑ eNOS,

↑ Rac,

↑ Rho

szeroka dystrybucja

ruchliwość komórek

FTY720-P

cyrkulacja limfocytów

KRP-203

angiogeneza

SEW2871

neurogeneza

VPC 23019

S1P2

Gi/o,Gq, G12/13

↕ AC, ↑ PLC,

↑ JNK,

↑ p38,

↓Rho, ↓ Rac

szeroka dystrybucja,

komórki mięśni

gładkich naczyń

hamowanie ruchliwości,

proliferacji komórek,

pobudzenia neuronalne,

słuch

JTE 013

S1P3

Gi/o,Gq, G12/13

↓ AC,

↑ ERK,

↑PLC,

↑ Rac, ↑ Rho

serce, płuca,

śledziona,

nerki, jelita,

przepona,

tkanka chrzęstna

bradykardia

FTY720-P

nabłonkowa bariera

płuc, słuch

VPC 23019

S1P4

Gi/o,Gs, G12/13

↑ ERK,

↑ PLC

komórki odporności,

leukocyty

cytokineza??

FTY720-P

S1P5

Gi/o,G12/

↓ AC,

↓ ERK, ↑JNK,

↑ p54JNK

ośrodkowy

układ nerwowy,

komórki NK

ruchliwość komórek

FTY720-P

AC — cyklaza adenylanowa; ERK — kinazy regulowane przez sygnały wewnątrzkomórkowe; PLC — fosfolipaza C; PI3K — 3-kinaza

fosfatydyloinozytolu; eNOS — śródbłonkowa syntaza tlenku azotu; JNK — c-Jun, NH

2

-terminalne kinazy; Rac — małe białko G z rodziny Rho;

Ras — małe białko G kodowane przez protoonkogen ras (homolog wirusowego onkogenu zidentyfikowanego w wirusie mięsaka myszy)

Postępy Biochemii 58 (3) 2012

285

na szlaku antyapoptotycznym, prowadząc do aktywacji ki-

nazy Akt i hamowania kilku białek z rodziny kaspaz. S1P

wpływa na utrzymanie równowagi pomiędzy liczbą ,,pra-

widłowych’’ komórek i komórek apoptotycznych [51].

Interesującym wydaje się fakt, że SphK1 i SphK2 wyka-

zują różny wpływ na przeżywalność komórek. Podczas ba-

dań na różnych typach komórek stwierdzono, że nadaktyw-

ność SphK1 i zwiększenie syntezy S1P promuje przeżywal-

ność komórki, indukując jej przejście z fazy G1 do fazy S i

wzrost w fazie S. W porównaniu do SphK1, nadaktywność

SphK2 hamuje wzrost komórek i nasila apoptozę [46]. W ba-

daniach in vitro na komórkach fibroblastów oraz komórkach

nowotworowych wykazano, że nadekspresja genu kodują-

cego kinazę SphK2 powoduje zatrzymanie cyklu komór-

kowego, aktywację kaspazy 3, uwolnienie cytochromu c,

czego konsekwencją jest apoptoza komórek. Apoptoza in-

dukowana przez kinazę SphK2 jest niezależna od aktywacji

receptorów S1P [52].

Przypuszcza się, że S1P powstający przy udziale SphK1,

w normalnych warunkach może działać bezpośrednio lub

pośrednio jako negatywny regulator enzymów uczestniczą-

cych w syntezie ceramidu, takich jak palmitoilotransferaza

serynowa lub syntaza ceramidu. Ta regulacja biosyntezy ce-

ramidu przez S1P może prowadzić do hamowania zależnej

od ceramidu apoptozy. Fosfataza SPP poprzez zmniejszenie

stężenia S1P także może pośrednio regulować stężenie cera-

midu i w konsekwencji proces apoptozy [46].

ROLA SFINGOZYNO-1-FOSFORANU W ORGANIZMIE

Sfingozyno-1-fosforan jest kluczowym mediatorem

w wielu procesach fizjologicznych i patologicznych [37]

(Ryc. 2). Zwiększone zainteresowanie tą cząsteczką w ostat-

nich latach spowodowało odkrycie wielu nowych funkcji

tego sfingolipidu. Poniżej omówiono najbardziej znane pro-

cesy, w których uczestniczy S1P oraz nową koncepcję na

temat roli tego lipidu w fizjologii komórek macierzystych.

PROCESY ODPORNOŚCIOWE

Sfingozyno-1-fosforan pełni główną rolę w uwalnianiu

limfocytów z pierwotnych i wtórnych narządów limfatycz-

nych [53]. Znane są dwa mechanizmy tego procesu: kontro-

la migracji limfocytów oraz kontrola wyjścia limfocytów ze

zrębu. W pierwszym mechanizmie kluczową rolę odgrywa-

ją receptory S1P1 znajdujące się na powierzchni limfocytów.

Stężenie S1P we krwi obwodowej odpowiada za ukierun-

kowaną migrację limfocytów z narządów limfatycznych

do chłonki i dalej do krwi [54]. Lek immunosupresyjny fin-

golimod (FTY720) posiadający wysokie powinowactwo do

wszystkich receptorów dla S1P, hamuje ten proces poprzez

zmniejszenie dostępności do receptora S1P1 na powierzchni

komórek. Powoduje to brak reakcji limfocytów na bodziec

chemotaktyczny jakim jest wzrost stężenia S1P [55]. W me-

chanizmie kontroli wyjścia limfocytów ze zrębu istotną rolę

odgrywają receptory S1P1 obecne w komórkach śródbłonka

oraz w warunkach prawidłowych przepuszczalne dla lim-

focytów połączenia śródbłonkowo-komórkowe. Wysokie

stężenie S1P, czy syntetyczni agoniści receptora S1P1 uru-

chamiają procesy, w wyniku których dochodzi do zamknię-

cia połączeń pomiędzy komórkami śródbłonka i limfocyty

gromadzą się w narządach limfatycznych [55,56].

Sfingozyno-1-fosforan uczestnicząc w ukierunkowanej

migracji komórek T z grasicy i drugorzędowych narzą-

dów limfatycznych odgrywa ważną rolę w prawidłowym

funkcjonowaniu układu odpornościowego. Stwierdzono,

że układ odpornościowy jest wrażliwy na zmiany aktyw-

ności enzymów uczestniczących w metabolizmie S1P [57].

S1P można zatem wiązać z rozwojem wielu chorób autoim-

munologicznych takich jak toczeń rumieniowaty układowy

(SLE), stwardnienie rozsiane, łuszczyca, choroby zapalne

jelit czy cukrzyca [57,58].

Fingolimod poprzez swoje działanie na receptory S1P

okazał się skutecznym lekiem stosowanym między inny-

mi u pacjentów po przeszczepach narządowych [59,60], w

chorobach autoimmunologicznych oraz w stwardnieniu

rozsianym [61]. Badania nad tym lekiem przyczyniły się do

poznania roli S1P w regulacji odporności [59,60,61].

ANGIOGENEZA

Sfingozyno-1-fosforan za pośrednictwem receptorów

sprzężonych z białkiem G (głównie S1P1) wpływa na ko-

mórki śródbłonka (ECs) i komórki mięśni gładkich naczyń

krwionośnych (SMCs) oddziałując na ich migrację, proli-

ferację, powstawanie struktur tubularnych oraz tworzenie

połączeń komórka-komórka [56,62]. S1P wzmacnia inte-

gralność bariery śródbłonkowej. W hodowli komórek śród-

błonka S1P powoduje zwiększenie ilości włókien aktyny i

włókien naprężeniowych [63].

Sfingozyno-1-fosforan odgrywa istotną rolę w angioge-

nezie (neowaskularyzacji) [64]. W procesie tym uczestniczą

czynniki stymulujące kinazę sfingozyny, między innymi

czynnik wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF), czyn-

nik martwicy nowotworu (TNFα), naskórkowy czynnik

wzrostu (EGF) [12,37,65]. S1P aktywuje z kolei błonową me-

taloproteinazę macierzy zewnątrzkomórkowej typu 1 (MT1-

-MMP) indukującą migrację komórek śródbłonkowych [66].

W terapeutycznej neowaskularyzacji S1P lub jego synte-

tyczny analog (FTY720) zwiększają skuteczność przeszcze-

Rycina 2. Udział sfingozyno-1-fosforanu w patogenezie wielu chorób (wg [25]).

286

www.postepybiochemii.pl

pionych progenitorowych komórek śródbłonka (EPCs) i

jednojądrzastych komórek szpiku kostnego (BMCs) [67].

UKŁAD SERCOWO-NACZYNIOWY

W badaniach eksperymentalnych u zwierząt stwierdzo-

no, że zmiany stężenia S1P prowadzą do zmian ciśnienia

krwi, stężenia wapnia, przerostu miocytów, skurczu tętnic

wieńcowych i bradykardii [68]. Wykazano także, że pod-

czas uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego (IR) w

mięśniu sercowym dochodzi do aktywacji kinazy SphK.

Podczas uszkodzenia IR pobudzane są receptory S1P2 i

S1P3, za pośrednictwem których S1P zwiększa przeży-

walność kardiomiocytów. Z kolei receptor S1P1 wykazuje

zwiększoną aktywność w proliferujących komórkach mię-

śni gładkich naczyń i w blaszkach miażdżycowych [69].

S1P oraz fingolimod działając na komórki macierzyste za

pośrednictwem receptorów S1P3 uruchamiają w nich szlaki

sygnałowe wpływające stymulująco na receptory CXCR4

dla SDF-1 (stromalny czynnik wzrostu 1). Stężenie S1P w

surowicy może być wskaźnikiem choroby wieńcowej. Wy-

niki badań wskazują, że zwiększenie stężenia S1P we krwi

może stanowić zapowiedź incydentu niedokrwienia mię-

śnia sercowego [67,70].

NOWOTWORY

W warunkach patologicznych metabolizm i działanie

S1P może ulegać modyfikacjom. W powstawanie i progresję

nowotworów zaangażowane są enzymy odpowiedzialne za

katabolizm S1P. W komórkach nowotworowych jelita gru-

bego geny kodujące fosfatazę i liazę S1P są antyonkogena-

mi. W innych typach komórek nowotworowych, na przy-

kład w raku jajnika zwiększona aktywność liazy S1P jest

przyczyną oporności na chemioterapię [56]. Liczne badania

wykazały, że gen dla SphK1 może działać jako onkogen

[71]. Zwiększoną aktywność kinazy stwierdzono w wielu

nowotworach, między innymi płuc, okrężnicy, piersi, jajni-

ka, mózgu, żołądka, macicy i nerek [56]. SphK1 moduluje

kumulację czynnika HIF-1α (czynnik 1 indukowany przez

hipoksję) w komórkach nowotworowych, a także hamuje

syntezę czynnika stymulującego inwazyjność niektórych

komórek nowotworowych, urokinazowego aktywatora pla-

zminogenu (uPA) oraz jego receptora uPAR [56,72].

Podczas badań nad glejakiem wielopostaciowym stwier-

dzono nadekspresję genu kodującego białko receptorowe

S1P1 oraz aktywację uPA, co sugeruje, że szlak sygnałowy

uruchamiany przez S1P/S1P1 zwiększa inwazyjność tego

nowotworu, pobudzenie receptora S1P1 prowadzi do mi-

gracji komórek nowotworowych [73]. Aktywacja receptora

S1P2 wywołuje efekt odwrotny. W metastazie istotna jest

zatem równowaga między podtypami receptorów dla S1P.

Rola jaką S1P odgrywa w rozwoju niektórych nowotwo-

rów sugeruje zastosowanie związków działających na re-

ceptory dla S1P jako jeden z możliwych kierunków terapii

przeciwnowotworowej. FTY720 hamuje unaczynienie guza,

angiogenezę oraz pośredniczy w apoptozie komórek nowo-

tworowych [74]. Antagonista S1P, VPC23019 hamuje pobu-

dzaną przez S1P migrację komórek raka tarczycy i jajnika.

Skuteczną w terapii nowotworowej może również okazać

się neutralizacja S1P przeciwciałami monoklonalnymi an-

ty-S1P lub zastosowanie inhibitorów SphK, na przykład

dimetylosfingozyny (DMS), która hamuje wzrost komórek

raka płuc i żołądka u myszy pozbawionych grasicy [75] lub

SK1-I, który wpływa na ograniczanie wzrostu i przeżywal-

ności komórek ludzkiej białaczki [76].

NOWO ODKRYTA ROLA S1P — PRZYCIĄGANIE

KOMÓREK MACIERZYSTYCH ZE SZPIKU

KOSTNEGO DO KRWI OBWODOWEJ

W początkowym okresie rozwoju człowieka progenito-

rowe komórki hematopoetyczne (HSPCs) krążą we krwi

obwodowej i chłonce pomiędzy obszarami aktywnymi

hematopoetycznie (np. śródbłonek aorty, wątroba płodu),

skąd docierają do tkanki docelowej, szpiku kostnego, gdzie

zasiedlają tak zwane nisze [77]. Obecność nisz podobnych

do szpikowych stwierdzono także w innych tkankach, ta-

kich jak tkanki nerwowe, mięśnia sercowego, mózgu i in-

nych [78]. W okresie życia pozapłodowego jedynie niewiel-

ka liczba komórek HSPCs jest uwalniana z nisz szpikowych

do krwi obwodowej, z którą przenoszone są do różnych na-

rządów [77]. Migracja progenitorowych komórek macierzy-

stych w organizmie jest regulowana poprzez oddziaływanie

chemokin z odpowiednimi receptorami chemokinowymi.

Liczba komórek HSPCs uwalnianych ze szpiku kostne-

go może ulec zwiększeniu w odpowiedzi na stres, stany

zapalne, uszkodzenie tkanek, wysiłek fizyczny i niektóre

leki. Najbardziej znanymi lekami powodującymi uwalnia-

nie progenitorowych komórek macierzystych ze szpiku

kostnego są cytokiny (np. G-CSF — czynnik stymulujacy

tworzenie kolonii granulocytów), cytostatyki (np. cyklofos-

famid), inhibitory receptora CXCR4 (np. AMD3100) [78,79].

Komórki macierzyste mogą ulegać ukierunkowanej migra-

cji z nisz szpiku kostnego do krwi obwodowej i zasiedleniu

w tkance docelowej. Procesy te, będąc elementami reakcji

zapalnej i regeneracji tkanek wymagają obecności chemo-

kin, aktywacji układu dopełniacza, a także niektórych fos-

folipidów takich jak sfingozyno-1-fosforan. Stwierdzono, że

niedokrwienie może być jednym z tych procesów, podczas

których dochodzi do zwiększenia stężenia i aktywności che-

moatraktantów (S1P), chemokin (SDF-1), czynników wzro-

stu (VEGF — śródbłonka naczyniowego, HGF — hepato-

cytów), cytokin (LIF — czynnik hamujący białaczkę) oraz

uruchomienia kaskady dopełniacza [80,81].

Początkowo sądzono, że czynnikiem pełniącym funkcję

chemotaktyczną w stosunku do komórek macierzystych jest

gradient SDF-1 (stromalny czynnik wzrostu -1). Wykazano

jednak, że stężenie SDF-1 w osoczu nie zawsze koreluje z

efektywnością migracji komórek macierzystych ze szpiku

kostnego [15,82,83]. Badania in vitro chemotaksji mysich ko-

mórek HSPCs wykazały, że osocze krwi myszy poddawa-

nych działaniu środków farmakologicznych silnie przycią-

ga komórki HSPCs w sposób niezależny od SDF-1. W bada-

niach tych stwierdzono również, że gradient stężeń SDF-1

pomiędzy szpikiem kostnym i krwią obwodową nie zawsze

pełni kluczową rolę w uwalnianiu komórek macierzystych,

co wskazuje na udział w tym procesie innych chemoatrak-

tantów [15]. Co więcej, cieplna inaktywacja osocza nie po-

woduje zmniejszenia migracji komórek HSPCs , natomiast

efekt ten uzyskuje się po usunięciu lipidów (ang. charcoal

Postępy Biochemii 58 (3) 2012

287

stripping). Wyniki tych doświadczeń wskazują na istotny

wpływ lipidów na procesy uwalniania i migracji komórek

macierzystych [84].

Sfingozyno-1-fosforan jest bioaktywnym

lipidem odpowiedzialnym za uwalnianie

limfocytów do krwi i chłonki. Wpływa on

także na migrację komórek progenitoro-

wych ze szpiku kostnego do różnych tka-

nek i narządów [85]. Fizjologiczne stężenie

tego sfingolipidu w osoczu jest większe od

stężenia SDF-1. Podczas uwalniania komó-

rek macierzystych z nisz szpiku kostnego

indukowanego u myszy, stwierdzono istot-

ne zwiększenie stężenia S1P we krwi obwo-

dowej [15,86,87]. Zostało to potwierdzone

również w badaniach u ludzi [91]. Działanie

S1P na komórki macierzyste jest związane

z obecnością na ich powierzchni swoistych

receptorów. Komórki HSPCs ze szpiku mi-

grują w kierunku wzrastającego stężenia

S1P we krwi i chłonce. Proces ten jest za-

leżny od receptorów S1P1 oraz S1P3 obec-

nych na powierzchni tych komórek [86]. Po

związaniu się z cząsteczką S1P receptory są

szybko internalizowane z błony komórko-

wej, podobnie jak receptory CXCR4 po ich

połączeniu się z SDF-1 [84]. W wyniku prze-

prowadzonych doświadczeń udowodniono,

że to nie SDF-1, a S1P jest kluczowym che-

moatraktantem dla różnych typów komórek

macierzystych [15,82-84,86-88]. Wniosek ten

stał się podstawą dla nowej koncepcji opisu-

jącej proces uwalniania komórek macierzystych ze szpiku

kostnego do krwi obwodowej (Ryc. 3) [15].

Migracja komórek macierzystych między

innymi może być indukowana przez stres,

wysiłek fizyczny, urazy, niedokrwienie, nie-

które leki i związki chemiczne [79]. Istotną

częścią zmian molekularnych towarzyszą-

cych przyciąganiu komórek macierzystych z

nisz szpiku kostnego do krwi jest aktywacja

układu dopełniacza (Ryc. 4). Uszkodzone

przez enzymy proteolityczne komórki pod-

ścieliska szpiku kostnego eksponują deter-

minantę antygenową (neoepitop), która jest

rozpoznawana przez tak zwane „naturalne”

przeciwciała klasy IgM krążące we krwi ob-

wodowej. Związanie IgM z neoepitopem

aktywuje dopełniacz na drodze klasycznej.

Może także dojść do aktywacji dopełniacza

drogą alternatywną zapoczątkowywaną

przez uwalniane proteazy [72,79]. Akty-

wacja układu komplementu i powstanie

anafilotoksyn C3a i C5a moduluje aktyw-

ność granulocytów. Po pierwsze, mogą one

zwiększać wydzielanie proteaz przez wy-

stępujące w szpiku granulocyty, co prowa-

dzi do enzymatycznej modyfikacji czynni-

ków warunkujących przyleganie HSPCs do

nisz szpikowych (zniesienia oddziaływań

SDF-1-CXCR4, VLA-4-VCAM-I). Po drugie,

fragmenty C5 wraz z interleukiną 8, NAP-2

(białkiem aktywującym neutrofile 2) mogą

Rycina 3. Uwalnianie komórek macierzystych z nisz szpiku kostnego do krwi obwodowej, założenia

nowej koncepcji (wg [15]).

Rycina 4. Proces uwalniania komórek macierzystych z nisz szpiku kostnego do krwi obwodowej z

udziałem sfingozyno-1-fosforanu. C3,C5,C5b — składowe układu dopełniacza; CXCR4 — receptor dla

chemokiny SDF-1; ECM — macierz pozakomórkowa; G-CSF — czynnik stymulujący tworzenie kolonii

granulocytów; HSPC — progenitorowa komórka macierzysta szpiku kostnego; MAC — kompleks ata-

kujący błonę; MT1-MMP — receptor 1 metaloproteinazy macierzy zewnątrzkomórkowej; SDF-1 — stro-

malny czynnik wzrostu 1; S1P — sfingozyno-1-fosforan; S1PR — receptory dla sfingozyno-1-fosforanu;

VCAM-1 — cząsteczka adhezji komórkowej naczyń typu 1, VLA-4 — ligand VCAM1.

288

www.postepybiochemii.pl

wspomagać migrację granulocytów z nisz szpiku kostnego

do krwi obwodowej. Granulocyty zwiększają przepuszczal-

ność bariery krew-szpik kostny, a tym samym torują drogę

dla komórek HSPCs. We krwi obwodowej aktywacja skła-

dowej układu dopełniacza C5 zapoczątkowuje powstanie

kompleksu atakującego błonę (C5b-9), który działając na

erytrocyty powoduje uwalnianie z nich S1P. S1P uwolnio-

ny z krwinek czerwonych działa przyciągająco na komórki

macierzyste dzięki obecności na ich powierzchni swoistych

receptorów [15,89].

Szpik kostny osoby dorosłej jest zasiedlany przez małe

populacje komórek macierzystych, które mogą być uwal-

niane do krwi i transportowane do uszkodzonych tkanek i

narządów. Są to progenitorowe komórki śródbłonka (EPC),

mezenchymalne komórki macierzyste (MSC), a także od-

kryte w ostatnich latach małe podobne do embrionalnych

komórki macierzyste (VSEL). To właśnie z komórkami

VSEL wiąże się największe nadzieje w medycynie regene-

racyjnej [90].

U zdrowych osób we krwi obwodowej i w tkankach moż-

na stwierdzić obecność bardzo niewielkiej liczby komórek

VSEL. W czasie ostrego niedokrwienia mięśnia sercowego

są one uwalniane z nisz szpiku kostnego do krwi obwodo-

wej. Podczas tego procesu we krwi obwodowej stwierdza się

zwiększone stężenia mRNA markerów komórek pluripo-

tencjalnych (wczesnych markerów komórek serca: GATA-

4, Nkx2.5/Csx oraz markerów komórek nerwowych: GFAP,

nestyny, beta-III-tubuliny, Olig1, Olig2, Sox2) [81,91]. Nie-

dokrwienie tkanek zapoczątkowuje proces migracji komó-

rek macierzystych ze szpiku kostnego (lub innych tkanek)

do uszkodzonych narządów. Dochodzi do hamowania od-

działywania SDF-1-CXCR4, zatrzymującej komórki macie-

rzyste w niszach szpiku kostnego. Brak chemotaktycznego

działania SDF-1 w szpiku kostnym powoduje migrację ko-

mórek macierzystych w kierunku wzrastającego stężenia

S1P we krwi obwodowej oraz w uszkodzonych tkankach

[91]. Pierwsze próby zastosowania komórek macierzystych

w terapii uszkodzeń narządowych zostały przeprowadzo-

ne na modelu mysim oraz u pacjentów po zawale mięśnia

sercowego. Wyniki tych doświadczeń, chociaż obiecujące,

wskazują na konieczność kontynuowania badań [4,92,93].

Sfingozyno-1-fosforan odgrywa bardzo ważną rolę w

fizjologii komórek macierzystych. W wielu ośrodkach pro-

wadzone są badania nad wpływem S1P na różne typy tych

komórek (Ryc. 5). Sfingozyno-1-fosforan stymuluje prolife-

rację mezenchymalnych komórek macierzystych ze szpiku

kostnego i z tkanki tłuszczowej z jednoczesnym zachowa-

niem ich multipotencjalności. Działanie S1P nie powoduje

w tym przypadku żadnych istotnych skutków ubocznych, a

komórki zachowują swoją morfologię, profil ekspresji mar-

kerów oraz kościotwórczy i tłuszczowy potencjał różnico-

wania [16].

Funkcja S1P jako chemoatraktanta została potwierdzo-

na w badaniach przeprowadzonych na embrionalnych

komórkach macierzystych [23], neuronalnych komórkach

progenitorowych [94] oraz mezangioblastach [95]. Podob-

ne wyniki uzyskano w przypadku komórek macierzystych

szpiku kostnego. Komórki te zasiedlały uszkodzoną wątro-

bę w odpowiedzi na gradient S1P [96]. W modelu mysim

wykazano, że progenitorowe komórki śródbłonka migrują

do uszkodzonych naczyń krwionośnych w odpowiedzi na

gradient S1P spowodowany nieszczelnością naczyń, płytka-

mi krwi oraz aktywacją układu krzepnięcia. W odpowiedzi

na gradient S1P neuronalne komórki progenitorowe (NPC)

są kierowane do miejsc uszkodzeń w mózgu. Sfingolipid

ten powoduje także migrację i różnicowanie prekursorów

osteoblastów [88].

PODSUMOWANIE

W okresie ostatnich kilku lat poczyniono wielkie postę-

py w poznaniu roli sfingolipidów jako cząsteczek biorących

udział w wielu istotnych procesach komórkowych. Obec-

nie wiadomo, że sfingozyno-1-fosforan jest cząsteczką o

właściwościach plejotropowych. Odgrywa istotną rolę w

procesach migracji, adhezji, różnicowania i przeżywalno-

ści wielu komórek. Z drugiej strony wpływa na patogenezę

wielu chorób m.in. autoimmunologicznych, układu serco-

wo-naczyniowego oraz nowotworów. W chwili obecnej naj-

większe nadzieje wiąże się z faktem, że S1P jest kluczowym

czynnikiem biorącym udział w migracji komórek macie-

rzystych ze szpiku kostnego i innych tkanek do uszkodzo-

nych narządów. Dalsze poznanie funkcji S1P pozwoli lepiej

zrozumieć mechanizmy regeneracji w organizmie, a tym

samym umożliwi w przyszłości opracowanie skutecznych

metod leczniczych mających zastosowanie w medycynie re-

generacyjnej.

PIŚMIENNICTWO

1. Fyrst H, Saba JD (2010) An update on sphingosine-1-phosphate and

other sphingolipid mediators. Nat Chem Biol 6: 489-497

2. Bandorowicz-Pikuła J, Pikuła S, Tylki-Szymańska A (2011) Patogeneza

lipidowych chorób spichrzeniowych. Postepy Biochem 57: 158-167

Rycina 5. Typy komórek macierzystych migrujące w kierunku wzrastającego stę-

żenia S1P (wg [88]).

Postępy Biochemii 58 (3) 2012

289

3. Kim RH, Takabe K, Milstien S, Spiegel S (2009) Export and functions of

sphingosine 1-phosphate. Biochim Biophys Acta 1791: 692-696

4. Zuba-Surma EK, Guo Y, Taher H, Sanganalmath SK, Hunt G, Vincent

RJ, Kucia M, Abdel-Latif A, Tang XL, Ratajczak MZ, Dawn B, Bolli R

(2011) Transplantation of expanded bone marrow-derived very small

embryonic-like stem cells (VSEL-SCs) improves left ventricular func-

tion and remodelling after myocardial infarction. J Cell Mol Med 15:

1319-1328

5. Lingwood D, Kaiser HJ, Levental I, Simons K (2009) Lipid rafts as func-

tional heterogeneity in cell membranes. Biochem Soc Trans 37: 955-960

6. Mullen TD, Hannun YA, Obeid LM (2012) Ceramide synthases at the

centre of sphingolipid metabolism and biology. Biochem J 441: 789-802

7. Olivera A, Rivera J (2005) Sphingolipids and the balancing of immune

cell function: lessons from the mast cell. J Immunol 174: 1153-1158

8. Tani M, Sano T, Ito M, Igarashi Y (2005) Mechanisms of sphingosine

and sphingosine 1-phosphate generation in human platelets. J Lipid

Res 46: 2458-2467

9. Jessup W (2008) Lipid metabolism: sources and stability of plasma

sphingosine-1-phosphate. Curr Opin Lipidol 19: 543-544

10. Pyne S, Pyne NJ (2002) Sphingosine 1-phosphate signalling and ter-

mination at lipid phosphate receptors. Biochim Biophys Acta 1582:

121-131

11. Yatomi Y (2008) Plasma sphingosine 1-phosphate metabolism and

analysis. Biochim Biophys Acta 1780: 606-611

12. Alvarez SE, Milstein S, Spiegel S (2007) Autocrine and paracrine roles

of sphingosine-1-phosphate. Trends Endocrinol Metab 18: 300-307

13. Hänel P, Andrèani P, Gräler MH (2007) Erythrocytes store and release

sphingosine 1-phosphate in blood. FASEB J 21: 1202-1209

14. Ito K, Anada Y, Tani M, Ikeda M, Sano T, Kihara A, Igarashi Y (2007)

Lack of sphingosine 1-phosphate-degrading enzymes in erythrocytes.

Biochem Biophys Res Commun 357: 212-217

15. Ratajczak MZ, Lee H, Wysoczynski M, Wan W, Marlicz W, Laughlin

MJ, Kucia M, Janowska-Wieczorek A, Ratajczak J (2010) Novel insight

into stem cell mobilization-plasma sphingosine-1-phosphate is a major

chemoattractant that directs the egress of hematopoietic stem progeni-

tor cells from the bone marrow and its level in peripheral blood incre-

ases during mobilization due to activation of complement cascade/

membrane attack complex. Leukemia 24: 976-985

16. He X, H’ng SC , Leong DT, Hutmacher DW, Melendez AJ (2010)

Sphingosine 1-Phosphate Mediates Proliferation Maintaining the Mul-

tipotency of Human Adult Bone Marrow and Adipose Tissue-derived.

Stem Cells 2: 199-208

17. Yatomi Y, Igarashi Y, Yang L, Hisano N, Asazuma N, Satoh K, Ozaki

Y, Kume S (1997) Sphingosine 1-phosphate, a bioactive sphingolipid

abundantly stored in platelets, is a normal constituent of human pla-

sma and serum. J Biochem 121: 969-973

18. Ohkawa R, Nakamura K, Okubo S, Hosogaya S, Ozaki Y, Tozuka M,

Osima N, Kokota H, Kieda H, Yatomi Y (2008) Plasma sphingosine-

-1-phosphate measurement in healthy subjects: close correlation with

red blood cell parameters. Ann Clin Biochem 45: 356-363

19. Yang L, Yatomi Y, Miura Y, Satoh K, Ozaki Y (1999) Metabolism and

functional effects of sphingolipids in blood cells. Br J Haematol 107:

282-93

20. Caligan TB, Peters K, Ou J, Wang E, Saba J, Merrill AH Jr (2000) A

high-performance liquid chromatographic method to measure sphin-

gosine 1-phosphate and related compounds from sphingosine kinase

assays and other biological samples. Anal Biochem 15: 36-44

21. Andréani P, Gräler MH (2006) Comparative quantification of sphingo-

lipids and analogs in biological samples by high-performance liquid

chromatography after chloroform extraction. Anal Biochem 15: 239-

246

22. Ruwisch L, Schafer-Korting M, Kleuser B (2001) An improved high-

-performance liquid chromatographic method for the determination

of sphingosine-1-phosphate in complex biological materials. Arch

Pharmacol 363: 358-363

23. Pèbay A, Wong RC, Piston SM, Wolvetang EJ, Peh GS, Filipczyk A,

Koh KL, Tellis I, Nguyen LT, Pera MF (2005) Essential roles of sphin-

gosine-1-phosphate and platelet-derived growth factor in the mainte-

nance of human embryonic stem cells. Stem Cells 23: 1541-1548

24. Pyne S, Pyne NJ (2000) Sphingosine 1-phosphate signalling in mam-

malian cells. Biochem J 349: 385-402

25. Maceyka M, Harikumar KB, Milstien S, Spiegel S (2012) Sphingosine-

-1-phosphate signaling and its role in disease. Trends Cell Biol 22: 50-

60

26. Pitson SM, Xia P, Leclercq TM, Moretti PA, Zebol JR, Lynn HE, Wat-

tenberg BW, Vadas MA (2005) Phosphorylation-dependent transloca-

tion of sphingosine kinase to the plasma membrane drives its oncoge-

nic signalling. J Exp Med 20: 49-54

27. Mitra P, Oskeritzian CA, Payne SG, Beaven MA, Milstien S, Spiegel S

(2006) Role of ABCC1 in export of sphingosine-1-phosphate from mast

cell. Proc Nat Acad Sci 103: 16394–16399

28. Liu H, Sugiura M, Nava VE, Edsall LC, Kono K, Poulton S, Milstien S,

Kohama T, Spiegel S (2000) Molecular cloning and functional charac-

terization of a novel mammalian sphingosine kinase type 2 isoforms. J

Biol Chem 275: 19513-19520

29. Shida D, Takabe K, Kapitanov D, Milstein S, Spiegel S (2008) Targeting

SphK1 as a new strategy against cancer. Curr Drug Targets 9: 662-673

30. Vogel P, Donoviel MS, Read R, Hansen GM, Hazlewood J, Ander-

son SJ, Sun W, Swaffield J, Oravecz T (2009) Incomplete inhibition of

sphingosine-1- phosphate lyase modulates immune system function

yet prevents early lethality and non-lymphoid lesions. PLoS One 4:

4112

31. Mechtcheriakova D, Wlachos A, Sobanov J, Kopp T, Reuschel R, Bor-

nancin F, Cai R, Zemann B, Urtz N, Stingl G, Zlabinger G, Woiset-

schläger M, Baumruker T, Billich A (2007) Sphingosine-1-phosphate

phosphatase 2 is induced during inflammatory responses. Cell Signal

19: 748-760

32. Pyne S, Pyne NJ (2011) Translational aspects of sphingosine-1-pho-

sphate biology. Trends Mol Med 17: 463-472

33. Taha TA, Argraves KM, Obeid LM (2004) Sphingosine-1-phosphate

receptors: receptor specificity versus functional redundancy. Biochim

Biophys Acta 1682: 48-55

34. Gil PR, Japtok L, Kleuser B (2010) Sphingosine 1-phosphate mediates

Chemotaxis of Human Primary Fibroblasts via the S1P-receptor subty-

pes S1P1 and S1P3 and Smad-signaling. Cytoskeleton 67: 773-783

35. Sanchez T, Hla T (2004) Structural and Functional Characteristics of

S1P Receptors. J Cell Biochem 92: 913-922

36. Spiegel S, English D, Milstein S (2002) Sphingosine 1-phosphate si-

gnaling: providing cells with a sense of direction. Trends Cell Biol 12:

236-242

37. Takabe K, Paugh SW, Milstien S, Spiegel S (2008) “Inside-out” signa-

ling of sphingosine-1-phosphate: therapeutic targets. Pharmacol Rev

60: 181-195

38. Gerthoffer WT (2007) Mechanisms of vascular smooth muscle cell mi-

gration. Circ Res 100: 607-621

39. Yester JW, Tizazu E, Harikumar KB, Kordula T (2011) Extracellular

and intracellular sphingosine-1-phosphate in cancer. Cancer Metasta-

sis Rev 30: 577-597

40. Sugimoto N, Takuwa N, Okamoto H, Sakurada S, Takuwa Y (2003)

Inhibitory and stimulatory regulation of Rac and cell motility by the

G12/13-Rho and Gi pathways integrated downstream of a single G

protein-coupled sphingosine 1-phosphate receptor isoform. Mol Cell

Biol 23: 1534-1545

41. Roelofsen T, Akkers R, Beumer W, Apotheker M, Steeghs I, van de

Ven J, Gelderblom C, Garritsen A, Dechering K (2008) Sphingosine-

-1-phosphate acts as a developmental stage specific inhibitor of pla-

telet-derived growth factor-induced chemotaxis of osteoblasts. J Cell

Biochem 105: 1128-1138

42. Nicol GD (2008) Nerve growth factor, sphingomyelins, and sensitiza-

tion in sensory neurons. Sheng Li Xue Bao 60: 603-604

43. Hsieh HL, Sun CC, Wu CB, Wu CY, Tung WH, Wang HH, Yang CM

(2008) Sphingosine 1-phosphate induces EGFR expression via Akt/

NF-kappaB and ERK/AP-1 pathways in rat vascular smooth muscle

cells. J Cell Biochem 103: 1732-1746

290

www.postepybiochemii.pl

44. Gellings Lowe N, Swaney JS, Moreno KM, Sabbadini RA (2009) Sphin-

gosine-1-phosphate and sphingosine kinase are critical for transfor-

ming growth factor-beta-stimulated collagen production by cardiac

fibroblasts. Cardiovasc Res 82: 303-312

45. Harvey KA, Welch Z, Sliva D, Siddiqui RA (2010) Role of Rho kinase

in sphingosine 1-phosphate-mediated endothelial and smooth muscle

cell migration and differentiation. Mol Cell Biochem 342: 7-19

46. Hait NC, Oskeritzian CA, Paugh SW, Milstien S, Spiegel S (2006)

Sphingosine kinases, sphingosine 1-phosphate, apoptosis and dise-

ases. Biochim Biophys Acta 1758: 2016-2026

47. Rapizzi E, Donati C, Cencetti F, Pinton P, Rizzuto R, Bruni P (2007)

Sphingosine 1-phosphate receptors modulate intracellular Ca

2+

home-

ostasis. Biochem Biophys Res Commun 353: 268-274

48. Strub GM, Maceyka M, Hait NC, Milstien S, Spiegel S (2010) Extracel-

lular and intracellular actions of sphingosine-1-phosphate. Adv Exp

Med Biol 688: 141-155

49. Huang YL, Huang WP, Lee H (2011) Roles of sphingosine 1-phosphate

on tumorigenesis. World J Biol Chem 2: 25-34

50. Cuvillier O, Levade T (2001) Sphingosine 1-phosphate antagonizes

apoptosis of human leukemia cells by inhibiting release of cytochrome

c and Smac/DIABLO from mitochondria. Blood 98: 2828-2836

51. Greenspon J, Li R, Xiao L, Rao JN, Marasa BS, Strauch ED, Wang JY,

Turner DJ (2009) Sphingosine-1-phosphate protects intestinal epithe-

lial cells from apoptosis through the Akt signaling pathway. Dig Dis

Sci 54: 499-510

52. Liu H, Toman RE, Goparaju SK, Maceyka M, Nava VE, Sankala H,

Payne SG, Bektas M, Ishii I, Chun J, Milstien S, Spiegel S (2003) Sphin-

gosine kinase type 2 is a putative BH3-only protein that induces apop-

tosis. J Biol Chem 278: 40330-40336

53. Rosen H, Goetzl EJ (2005) Sphingosine 1-phosphate and its receptors:

an autocrine and paracrine network. Nat Rev Immunol 5: 560-570

54. Schwab SR, Pereira JP, Matloubian M, Xu Y, Huang Y, Cyster JG (2005)

Lymphocyte sequestration through S1P lyase inhibition and disrup-

tion of S1P gradients. Science 309: 1735-1739

55. Gräler MH, Goetzl EJ (2004) The immunosupresant FTY720 downre-

gulates sphingosine 1-phosphate G-protein-coupled receptors. FASEB

J 18: 551-553

56. Leong WI, Saba JD (2010) S1P metabolism in cancer and other patholo-

gical conditions. Biochimie 92: 716-723

57. Hla T (2004) Physiological and pathological actions of sphingosine

1-phosphate. Sein cell Dev Biol 15: 513-520

58. Iwasaki T, Tsunemi S, Kitano S, Kanda C, Sekiguchi M, Kitano M, Sano

H (2011) Role of sphingosine-1-phosphate signaling for the pathogene-

sis of autoimmune diseases. Inflamm Regen 31: 175-183

59. Tedesco-Silva H, Mourad G, Kahan BD, Boira JG, Weimar W, Mulga-

onkar S, Madsen S, Charpentier B, Pellet P, Vanrenterghem Y (2005)

FTY720, a novel immunomodulator: efficacy and safety results from

the first phase 2A study in de novo renal transplantation. Transplan-

tation 79: 1553-1560

60. Brinkmann V (2004) FTY720: mechanism of action and potential bene-

fit in organ transplantation. Yonsei Med J 45: 991-997

61. Kappos L, Antel J, Comi G, Montalban X, O’Connor P, Polman CH,

Haas T, Korn AA, Karisson G, Radue EW (2006) Oral fingolimod

(FTY720) for relapsing multiple sclerosis. N Engl J Med 355: 1124-1140

62. Schuchardt M, Tölle M, Prüfer J, van der Giet M (2011) Pharmacologi-

cal relevance and potential of sphingosine-1-phosphate in the vascular

system. Br J Pharmacol 163: 1140-1162

63. Lucke S, Levkau B (2010) Endothelial functions of sphingosine-1-phos-

phate. Cell Physiol Biochem 26: 87-96

64. Igarashi J, Erwin PA, Dantas AP, Chen H, Michel T (2003) VEGF in-

duces S1P1receptors in endothelial cells: implications for cross-talk

between sphingolipid and growth factor receptors. Proc Natl Acad Sci

100: 10664-10669

65. Takuwa Y, Okamoto Y, Yoshioka K, Takuwa N (2008) Sphingosine-

1-phosphate signaling and biological activities in the cardiovascular

system. Biochim Biophys Acta 781: 483-488

66. Langlois S, Gingras D, Béliveau R (2004) Membrane type 1-matrix me-

talloproteinase (MT1-MMP) cooperates with sphingosine 1-phosphate

to induce endothelial cell migration and morphogenic differentiation.

Blood 103: 3020-3028

67. Keul HP, Levkau B, Zeiher AM, Dimmeler S, Aicher J, Urbich C, Spy-

ridopoulos I, Chun J, Brinkmann V, Walter DH, Rochwalsky U, Rein-

hold J, Seeger F (2007) Receptor by Activation of the CXCR 4-Depen-

dent Signaling Pathway via the S1P3. Arterioscler Thromb Vasc Biol

27: 275-282

68. Karliner JS (2004) Mechanisms of cardioprotection by lysophospholip-

ids. J Cell Biochem 92: 1095-1103

69. Means CK, Xiao CY, Li Z, Zhang T, Omens JH, Ishii I, Chun J, Brown

JH (2007) Sphingosine 1-phosphate S1P2 and S1P3 receptor-mediated

Akt activation protects against in vivo myocardial ischemia-reperfu-

sion injury. Am J Physiol Heart Circ Physiol 292: 2944-2951

70. Wojakowski W, Tendera M, Kucia M, Zuba-Surma E, Paczkowska

E, Ciosek J, Hałasa M, Król M, Kazmierski M, Buszman P, Ochała A,

Ratajczak J, Machaliński B, Ratajczak MZ (2009) Mobilization of bone

marrow-derived Oct-4+ SSEA-4+ very small embryonic-like stem cells

in patients with acute myocardial infarction. J Am Coll Cardiol 53: 1-9

71. Vadas M, Xia P, McCaughan G, Gamble J (2008) The role of sphingo-

sine kinase 1 in cancer: oncogene or non-oncogene addiction? Biochim

Biophys Acta 1781: 442-447

72. Słowik-Żyłka D, Poziomkowska-Gęsicka I, Mikołajek-Bedner W

(2009) Udział układu dopełniacza w regulacji krwiotworzenia. Post

Biol Kom 36: 279-294

73. Young N, Pearl DK, Van Brocklyn JR (2009) Sphingosine-1-phosphate

regulates glioblastoma cell invasiveness through the urokinase plas-

minogen activator system and CCN1/Cyr61. Mol Cancer Res 7: 23-32

74. LaMontagne K, Littlewood-Evans A, Schnell C, O’Reilly T, Wyder L,

Sanchez T, Probst B, Butler J, Wood A, Liau G, Billy E, Theuer A, Hla T,

Wood J (2006) Antagonism of sphingosine-1-phosphate receptors by

FTY720 inhibits angiogenesis and tumor vascularization. Cancer Res

66: 221-231

75. Cuvillier O (2008) Downregulating sphingosine kinase-1 for cancer

therapy. Expert Opin Ther Targets 12: 1009-1020

76. Paugh SW, Paugh BS, Rahmani M, Kapitonov D, Almenara JA, Kor-

dula T, Milstien S, Adams JK, Zipkin RE, Grant S, Spiegel S (2008) A

selective sphingosine kinase 1 inhibitor integrates multiple molecular

therapeutic targets in human leukemia. Blood 112: 1382-1391

77. Ratajczak MZ, Kim C, Wu W, Shin DM, Bryndza E, Kucia M, Ratajczak

J (2012) The role of innate immunity in trafficking of hematopoietic

stem cells-an emerging link between activation of complement cas-

cade and chemotactic gradients of bioactive sphingolipids. Adv Exp

Med Biol 946: 37-54

78. Machaliński B (2008) Nieembrionalne komórki macierzyste, a regene-

racja układu nerwowego. Pol Prz Neurol 4: 15-19

79. Ratajczak MZ, Kim C (2011) Bioactive Sphingolipids and Complement

Cascade as New Emerging Regulators of Stem Cell Mobilization and

Homing. J Stem Cell Res Ther 1: 102

80. Janowska-Wieczorek A, Marquez-Curtis LA, Shirvaikar N, Ratajczak

MZ (2012) The role of complement in the trafficking of hematopoietic

stem/progenitor cells. Transfusion, w druku

81. Wojakowski W, Kucia M, Zuba-Surma E, Jadczyk T, Książek B, Rata-

jczak MZ, Tendera M (2011) Very small embryonic-like stem cells in

cardiovascular repair. Pharmacol Ther 129: 21-28

82. Seitz G, Boehmler AM, Kanz L, Möhle R (2005) The role of sphingosine

1-phosphate receptors in the trafficking of hematopoietic progenitor

cells. Ann N Y Acad Sci 1044: 84-89

83. Marquez-Curtis LA, Turner AR, Sridharan S, Ratajczak MZ, Janow-

ska-Wieczorek A (2010) The ins and outs of hematopoietic stem cells:

studies to improve transplantation outcomes. Stem Cell Rev 7: 590-607

84. Ratajczak MZ, Kim CH, Abdel-Latif A, Schneider G, Kucia M, Morris

AJ, Laughlin MJ, Ratajczak J (2012) A novel perspective on stem cell

homing and mobilization: review on bioactive lipids as potent chemo-

attractants and cationic peptides as underappreciated modulators of

responsiveness to SDF-1 gradients. Leukemia 26: 63-72

Postępy Biochemii 58 (3) 2012

291

Sphingosine-1-phosphate — molecular maestro

Daria Sałata

1,2,*

, Marta Budkowska

1,2

, Barbara Dołęgowska

1,2

1

Department of Laboratory Diagnostics and Molecular Medicine and

2

Department of Physiology, Laboratory of Physiology and Biochemistry of

Stem Cells, Pomeranian Medical University, Szczecin, 72 Powstańców Wielkopolskich St., 70-111 Szczecin, Poland

*

e-mail: [e-mail]

Key words: sphingosine-1-phosphate, metabolism of sphingosine-1-phosphate, sphingosine-1-phosphate in physiology, sphingosine-1-phosphate

in pathology, stem cell

ABSTRACT

Sphingosine-1-phosphate (S1P), which is a bioactive lipid from the family of sphingolipids is synthesized i.e. by platelates and stored in

erythrocytes. The effects of this compound on the cells are connected with the presence of specific receptors on their surface (S1P1-S1P5). S1P

acts upon, i.e, hematopoetic and nervous cells, having influencing their migration, adhesion, differentation and survival. This molecule plays

mediator role in inflammatory responses, angiogenesis and wound healing. In contrast to spingosine and ceramid, S1P counteracts apoptosis.

Recent studies have shown that S1P is a factor, which participates in the process of release stem cells from bone marrow to peripherial blood.

Cell and tissue damaged, stress, physical exercise and some drugs have influence on the numbers of stem cells. The research on S1P as the

main chemotactic factor for stem cells may have substantial impact on the development of regenerative medicine.

85. Massberg S, von Andrian UH (2009) Novel trafficking routes for he-

matopoietic stem and progenitor cells. Ann N Y Acad Sci 1176: 87-93

86. Golan K, Vagima Y, Ludin A, Itkin T, Cohen-Gur S, Kalinkovich A,

Kollet O, Kim C, Schajnovitz A, Ovadya Y, Lapid K, Shivtiel S, Morris

AJ, Ratajczak MZ, Lapidot T (2012) S1P promotes murine progenitor

cell egress and mobilization via S1P1-mediated ROS signaling and

SDF-1 release. Blood 119: 2478-2488

87. Juarez JG, Harun N, Thien M, Welschinger R, Baraz R, Pena AD, Pitson

SM, Rettig M, DiPersio JF, Bradstock KF, Bendall LJ (2012) Sphingosi-

ne-1-phosphate facilitates trafficking of hematopoietic stem cells and

their mobilization by CXCR4 antagonists in mice. Blood 119: 707-716

88. Liu J, Hsu A, Lee JF, Cramer DE, Lee MJ (2011) To stay or to leave:

Stem cells and progenitor cells navigating the S1P gradient. World J

Biol Chem 26: 1-13

89. Lee HM, Wu W, Wysoczynski M, Liu R, Zuba-Surma EK, Kucia M,

Ratajczak J, Ratajczak MZ (2009) Impaired mobilization of hematopo-

ietic stem/progenitor cells in C5-deficient mice supports the pivotal

involvement of innate immunity in this process and reveals novel pro-

mobilization effects of granulocytes. Leukemia 23: 2052-2062

90. Ratajczak MZ, Zuba-Surma EK, Ratajczak J, Wysoczynski M, Kucia M

(2008) Very Small Embryonic Like (VSEL) Stem Cells – Characteriza-

tion, Developmental Origin and Biological Significance. Exp Hematol

36: 742-751

91. Wojakowski W, Landmesser U, Bachowski R, Jadczyk T, Tendera M

(2012) Mobilization of stem and progenitor cells in cardiovascular di-

seases. Leukemia 26: 23-33

92. Dawn B, Tiwari S, Kucia MJ, Zuba-Surma EK, Guo Y, Sanganalmath

SK, Abdel-Latif A, Hunt G, Vincent RJ, Taher H, Reed NJ, Ratajczak

MZ, Bolli R (2008) Transplantation of bone marrow-derived very small

embryonic-like stem cells attenuates left ventricular dysfunction and

remodeling after myocardial infarction. Stem Cells 26: 1646-1655

93. Wojakowski W, Tendera M, Kucia M, Zuba-Surma E, Paczkowska

E, Ciosek J, Hałasa M, Król M, Kazmierski M, Buszman P, Ochała A,

Ratajczak J, Machaliński B, Ratajczak MZ (2009) Mobilization of bone

marrow-derived Oct-4+ SSEA-4+ very small embryonic-like stem cells

in patients with acute myocardial infarction. J Am Coll Cardiol 53: 1-9

94. Harada J, Foley M, Moskowitz MA, Waeber C (2004) Sphingosine-

-1-phosphate induces proliferation and morphological changes of

neural progenitor cells. J Neurochem 88: 1026-1039

95. Donati C, Cencetti F, Nincheri P, Bernacchioni C, Brunelli S, Clementi

E, Cossu G, Bruni P (2007) Sphingosine 1-phosphate mediates prolife-

ration and survival of mesoangioblasts. Stem Cells 25: 1713-1719

96. Li C, KongY, Wang H, Wang S, Yu H, Liu X, Yang L, Jiang X, Li L

(2009) Homing of bone marrow mesenchymal stem cells mediated

by sphingosine 1-phosphate contributes to liver fibrosis. J Hepatol 50:

1174-1183