Postępy Biochemii 58 (4) 2012 

437

Joanna Moraczewska

1,*

Małgorzata Śliwińska

1

Maria Jolanta Rędowicz

2

1

Uniwersytet Kazimierza Wielkiego w Byd-

goszczy, Instytut Biologii Eksperymentalnej, 

Bydgoszcz 

2

Instytut Biologii Doświadczalnej im. Marcele-

go Nenckiego PAN w Warszawie

*

Uniwersytet Kazimierza Wielkiego w 

Bydgoszczy, Instytut Biologii Eksperymentalnej, 

ul. Chodkiewicza 30, 85-064 Bydgoszcz; 

e-mail:moraczjo@ukw.edu.pl

Artykuł otrzymano 22 października 2012 r.

Artykuł  zaakceptowano  24  października 

2012  r.

Słowa kluczowe: aktyna, miozyna, jony wap-

nia, aktywność ATPazowa, regulacja

Wykaz skrótów: CaD — kaldesmon; l-CaD —

izoforma lekka kaldesmonu; h-CaD — izofor-

ma ciężka kaldesmonu; CaM — kalmodulina; 

CaMK — kinaza zależna od Ca

2+

 i kalmoduli-

ny; CLP (ang. calmodulin like protein) — białko 

podobne do kalmoduliny; IQ — motyw wiążą-

cy lekkie łańcuchy miozyny lub kalmodulinę; 

ELC (ang. essential light chain) — istotny lekki 

łańcuch miozyny; KRP (ang. kinase related pro-

tein) — białko pokrewne kinazie; MLCK (ang. 

myosin light chain kinase) — kinaza lekkich łań-

cuchów miozyny; cMLCK — izoforma sercowa 

MLCK; MLCP (ang. myosin light chain phospha-

tase) — fosfataza lekkich łańcuchów miozyny; 

PKA — kinaza zależna od cyklicznego AMP; 

RLC (ang. regulatory light chain) — regulatoro-

wy lekki łańcuch miozyny; cRLC — izoforma 

RLC w mięśniu sercowym; TM — tropomiozy-

na; Tn — kompleks troponiny; TnC — tropo-

nina C; TnI — troponina I; TnT — troponina T

Podziękowania:  Praca  powstała  w  ramach 

działania  Sieci  Naukowej:  Mechanizmy  Ru-

chów  Komórkowych  Mobilitas.pl.  Wsparcia 

finansowe MJR, z grantu nr N303 3593 35 Mi-

nisterstwa Nauki i Szkolnictwa Wyższego oraz 

dotacji  statutowej  dla  Instytutu  Nenckiego  z 

Ministerstwa Nauki i Szkolnictwa Wyższego.

Udział jonów wapnia w regulacji oddziaływań aktyny z miozyną

STRESZCZENIE

S

kurcz komórek mięśniowych oraz różnorodne formy ruchliwości komórek niemięśnio-

wych są uzależnione od cyklicznych oddziaływań pomiędzy filamentami aktynowymi 

i motorami molekularnymi z rodziny miozyn. Głównym wewnątrzkomórkowym przekaź-

nikiem, który pośredniczy w aktywacji oddziaływań aktyny z miozyną są jony wapnia. W 

zależności od typu komórki oraz rodzaju miozyny, molekularne mechanizmy regulacji są 

różne i zachodzą na dwóch poziomach — na poziomie filamentu aktynowego oraz na pozio-

mie miozyny. W komórkach mięśni poprzecznie prążkowanych regulacji podlega filament 

aktynowy, poprzez związany z nim kompleks troponiny. W mięśniach gładkich i w komór-

kach niemięśniowych głównym białkiem regulującym aktywność filamentu cienkiego jest 

kaldesmon. Kontrola aktywności miozyny w tych komórkach odbywa się na drodze fosfo-

rylacji lekkich łańcuchów oraz fosforylacji ciężkiego łańcucha miozyny. Bezpośrednie wią-

zanie jonów wapnia z łańcuchami lekkimi (którymi mogą być cząsteczki kalmoduliny) jest 

obserwowane  w  przypadku  miozyny  mięśni  mięczaków  oraz  niektórych  miozyn  niekon-

wencjonalnych. Intensywne badania prowadzone w laboratoriach na całym świecie umożli-

wiają coraz bardziej szczegółowe zrozumienie mechanizmów regulacji oddziaływań aktyny 

z miozyną. W niniejszym artykule zostały omówione współczesne poglądy na ten temat.

WPROWADZENIE

Aktyna i miozyna są białkami szeroko rozpowszechnionymi we wszystkich 

komórkach eukariotycznych, co świadczy o ich doskonałym przystosowaniu do 

pełnienia licznych funkcji. Oddziaływania pomiędzy aktyną i miozyną leżą u 

podstaw  różnorodnych  procesów  ruchliwości,  począwszy  od  skurczu  mięśni 

szkieletowych i mięśnia sercowego, utrzymania napięcia mięśni gładkich, mi-

gracji  komórek  niemięśniowych,  poprzez  cytokinezę  i  transport  wewnątrzko-

mórkowy, aż po ekspresję genów. Specyfika tych procesów jest determinowana 

przez różnorodność izoform miozyny oraz precyzję regulacji oddziaływań po-

między tymi białkami. Oba czynniki umożliwiają właściwą odpowiedź komór-

kową na sygnały zewnętrzne.

Aktyna występuje w komórkach w dwóch formach — monomerycznej i fila-

mentowej. Przejście pomiędzy tymi formami jest procesem dynamicznym i ści-

śle regulowanym przez liczne białka wiążące aktynę [1,2]. Filamenty aktynowe 

mają  postać  dwóch  helikalnie  zwiniętych  łańcuchów,  po  których,  jak  po  szy-

nach, poruszają się białkowe motory molekularne z rodziny miozyn. Dotychczas 

poznano sekwencje blisko 2,5 tys. ciężkich łańcuchów miozyn, które na podsta-

wie różnic w domenie motorycznej zaklasyfikowano do ponad 35 rodzin (klas). 

Najbardziej znane i najliczniej reprezentowane są miozyny tworzące dwubie-

gunowe  filamenty,  zwane  również  miozynami  konwencjonalnymi.  Pozostałe 

miozyny  zwane  są  miozynami  niekonwencjonalnymi  [3].  Wszystkie  poznane 

dotychczas miozyny mają zbliżoną budowę domenową. Na końcu aminowym 

(końcu N) z reguły występuje najbardziej zachowana w ewolucji domena mo-

toryczna,  która  jest  zdolna  do  wiązania  aktyny  i  ATP.  Za  domeną  motorycz-

ną znajduje się szyjka o strukturze helikalnej, do której dzięki oddziaływaniom 

niekonwalencyjnym przyłączają się łańcuchy lekkie. Dalej rozciąga się najbar-

dziej zróżnicowana domena, zwana pałeczką lub ogonkiem, determinująca spe-

cyficzne funkcje danej miozyny [4]. Domena motoryczna wraz z szyjką zwana 

jest również główką. Hydroliza ATP zachodząca w główce miozyny, powoduje 

zmiany konformacyjne napędzające cykliczne oddziaływania miozyny z aktyną. 

Gdyby dostępność ATP była jedynym czynnikiem warunkującym te oddziały-

wania, wówczas wszystkie procesy zależne od miozyny byłyby konstytutywnie 

aktywne.  Konieczność  selektywnej  aktywacji  tylko  niektórych  procesów  po-

trzebnych w danym momencie życia komórki wymusiła rozwinięcie precyzyj-

nych mechanizmów regulacji. Kaskada sygnalizacji wewnątrzkomórkowej, któ-

rą zapoczątkowuje wzrost stężenia jonów wapnia, jest głównym mechanizmem 

umożliwiającym kontrolę oddziaływań pomiędzy miozynami i aktyną.

438

 

www.postepybiochemii.pl

W komórkach pobudliwych jony wapnia stanowią główny 

wewnątrzkomórkowy przekaźnik sygnału. Odbiorcami tego 

sygnału są białka wiążące wapń, które z udziałem białek efek-

torowych, uczestniczą w różnorodnych procesach zachodzą-

cych w komórce. Aktywujące stężenia jonów Ca

2+

 pojawiają się 

w komórce tylko przejściowo dzięki ich uwalnianiu z siateczki 

śródplazmatycznej oraz napływowi z zewnątrz. W stanie spo-

czynku Ca

2+

 są magazynowane w siateczce śródplazmatycznej 

oraz są transportowane na zewnątrz komórki, a ich stężenie 

w cytoplazmie jest stosunkowo małe (poniżej 0,1 mM). Pobu-

dzenie  komórki  powoduje  otwarcie  kanałów  wapniowych, 

dzięki czemu następuje wzrost stężenia Ca

2+

 powyżej 1 mM. 

Regulacja stężenia jonów wapnia w komórkach różnego typu 

przebiega w nieco odmienny sposób. Ponieważ mechanizmy 

uwalniania Ca

2+

 są dość zawiłe, nie będą omawiane w tym ar-

tykule, a zainteresowane osoby odsyłamy do artykułów prze-

glądowych poświęconych tym zagadnieniom, również w tym 

numerze „Postępów Biochemii” .

Zależna od stężenia Ca

2+

 regulacja oddziaływań miozyny z 

filamentami aktynowymi, która funkcjonuje w mięśniach po-

przecznie prążkowanych różni się w zasadniczy sposób od re-

gulacji w mięśniach gładkich i w komórkach niemięśniowych. 

W  mięśniach  poprzecznie  prążkowanych  (czyli  mięśniach 

szkieletowych i mięśniu sercowym) kontrola zachodzi głów-

nie  na  poziomie  filamentu  aktynowego,  poprzez  kompleks 

troponiny, którego podjednostka — troponina C, wiąże jony 

wapnia.  To  zapoczątkowuje  szereg  zmian  konformacyjnych 

prowadzących do odblokowania miejsc wiązania główek mio-

zyny  w  cząsteczce  aktyny  i  w  konsekwencji  do  skurczu.  W 

mięśniach gładkich i komórkach niemięśniowych gen troponi-

ny nie ulega ekspresji, a funkcję regulatora filamentów aktyno-

wych pełni kaldesmon (CaD). Chociaż CaD bezpośrednio nie 

wiąże jonów wapnia, to jest on wrażliwy na ich stężenie dzięki 

wiązaniu kalmoduliny (CaM). Kompleks CaM/Ca

2+

 wiąże się 

do CaD w rejonie jego oddziaływań z aktyną, co prowadzi do 

odblokowania miejsc wiązania miozyny w cząsteczce aktyny. 

W mięśniach gładkich i komórkach niemięśniowych oddzia-

ływania miozyny z aktyną są regulowane także na poziomie 

miozyny. W tym przypadku odbiorcą sygnału wapniowego 

jest również CaM, która po związaniu Ca

2+

 aktywuje kinazę 

lekkich łańcuchów miozyny. Kolejnym etapem jest fosforyla-

cja jednego z lekkich łańcuchów miozyny (regulującego), opla-

tającego rejon szyjki, co prowadzi do aktywacji miozyny. W 

przypadku miozyny z mięśni mięczaków regulacja jej aktyw-

ności następuje poprzez wiązanie się jonów wapnia z innym 

typem łańcucha lekkiego, zwanego istotnym.

Badania nad mechanizmami regulacji oddziaływań pomię-

dzy miozyną i aktyną są przedmiotem intensywnych badań 

prowadzonych na całym świecie. Nowe fakty, które wyłoniły 

się w ostatnich latach pozwoliły lepiej zrozumieć te procesy. 

Celem tego artykułu przeglądowego jest podsumowanie aktu-

alnych poglądów na temat udziału jonów wapnia w regulacji 

oddziaływania miozyny z aktyną.

Ca

2+

 W REGULACJI SKURCZU MIĘŚNI 

POPRZECZNIE PRĄŻKOWANYCH

Komórki mięśni poprzecznie prążkowanych, do których 

zaliczane  są  mięśnie  szkieletowe  oraz  mięsień  sercowy, 

kurczą  się  dzięki  oddziaływaniom  pomiędzy  filamenta-

mi aktynowymi i miozynowymi regularnie upakowanymi 

w  sarkomerach,  czyli  jednostkach  kurczliwych  komórek 

mięśniowych ograniczonych przez gęste struktury białko-

we  zwane  liniami  Z.  Cienkie  filamenty  aktynowe  jednym 

końcem są zakotwiczone w linii Z, a drugim są skierowane 

w stronę centrum sarkomeru. Grube filamenty miozynowe 

mają strukturę dwubiegunową. Oznacza to, że główki mio-

zyny wystają po obu końcach grubego filamentu. Ponieważ 

filamenty miozynowe są ulokowane w centrum sarkomeru, 

główki znajdujące się na przeciwległych końcach oddziału-

ją z filamentami aktynowymi powodując wnikanie filamen-

tów miozynowych pomiędzy aktynowe, a to prowadzi do 

skracania sarkomeru i w konsekwencji do skurczu [5].

STRUKTURA FILAMENTÓW CIENKICH MIĘŚNI 

POPRZECZNIE PRĄŻKOWANYCH

Centralnym białkiem filamentów cienkich jest fibrylarna 

aktyna  (F-aktyna),  powstała  w  wyniku  polimeryzacji  glo-

bularnych  podjednostek  aktyny  monomerycznej  (Ryc.  1). 

Filament aktynowy zbudowany jest z dwóch spiralnie zwi-

niętych  łańcuchów  podjednostek  układających  się  w  pra-

woskrętną  helisę.  Po  obu  stronach  filamentu  aktynowego 

układają się cząsteczki białka regulatorowego, tropomiozy-

ny (TM). Długość jednej cząsteczki izoformy TM z mięśni 

prążkowanych  odpowiada  siedmiu  monomerom  aktyny. 

Możliwość tworzenia liniowych polimerów białka na całej 

długości  filamentów  aktynowych  wynika  z  oddziaływań 

między końcami sąsiadujących cząsteczek TM [6].

Drugie  białko  regulatorowe  filamentu  cienkiego,  kom-

pleks troponiny, jest rozmieszczone na filamencie w regu-

larnych  odstępach  odpowiadających  długości  pojedynczej 

cząsteczki TM. Kompleks składa się z trzech podjednostek: 

troponiny C (TnC) wiążącej Ca

2+

, troponiny I (TnI) wykazu-

jącej zdolność hamowania oddziaływań akto-miozynowych 

oraz troponiny T (TnT), która poprzez wiązanie z TM zako-

twicza cały kompleks na filamencie cienkim (Ryc. 1) [7,8]. 

Ponieważ w mięśniach szkieletowych aktywacja oddziały-

wań aktyny z miozyną jest wyzwalana przez przyłączanie 

Ca

2+

 do kompleksu Tn, wyjaśnienie mechanizmu regulacji 

wymaga bardziej szczegółowego omówienia budowy tego 

białka.

STRUKTURA TROPONINY

Największą podjednostką całego kompleksu Tn jest TnT. 

Białko to odgrywa główną rolę w łączeniu wszystkich pod-

Rycina  1.  Schemat  budowy  filamentu  cienkiego  mięśni  poprzecznie  prążko-

wanych. Każdy z dwóch łańcuchów złożonych z podjednostek aktynowych (1) 

wiąże cząsteczki tropomiozyny (2) oraz kompleks troponiny, zbudowany z tro-

poniny C (3), troponiny I (5) oraz troponiny T złożonej z dwóch funkcjonalnych 

domen, TnT1 (4b) i TnT2 (4a). Na podstawie [25]; zmodyfikowano.

Postępy Biochemii 58 (4) 2012 

439

jednostek Tn oraz pośredniczy w przekazywaniu aktywacji 

z TnC na pozostałe białka filamentu. W cząsteczce troponi-

ny T wyróżnia się dwie zasadnicze części: TnT1 i TnT2 [9]. 

N-końcowa TnT1 wiąże TM i tworzy mostek pomiędzy czą-

steczkami  TM  sąsiadującymi  na  filamencie  (Ryc.  1).  TnT2 

również wiąże TM, ale jej koniec karboksylowy jest zaanga-

żowany w oddziaływania z TnI oraz TnC (Ryc. 2).

TnC  ma  budowę  dwudomenową.  Globularne  domeny 

N-  i  C-końcowe  są  połączone  przez  centralnie  położony 

łącznik, dzięki czemu białko przybiera kształt ciężarka do 

ćwiczeń (hantli). Obie domeny zawierają po dwa motywy 

EF-hand.  Motyw  EF-hand  jest  złożony  z  helisy-pętli-heli-

sy,  które  przestrzennie  koordynują  jony  dwuwartościowe 

dzięki obecności reszt aminokwasowych „dostarczających” 

mostków  tlenowych  dla  tych  jonów.  Domena  N-końcowa 

jest  domeną  regulatorową,  a  mieszczące  się  w  jej  obrębie 

motywy  EF-hand  wykazują  dużą  selektywność  w  stosun-

ku  do  Ca

2+

.  Domena  C-końcowa  pełni  rolę  strukturalną. 

Miejsca wiązania jonów dwuwartościowych znajdujące się 

tej  domenie,  wykazują  wyższe  powinowactwo  do  jonów 

magnezu  niż  do  jonów  wapnia,  co  sprawia,  że  w  warun-

kach fizjologicznych to właśnie jony Mg

2+

wysycają tę część 

cząsteczki  TnC  [8].  Pod  nieobecność  Ca

2+

,  helisy  motywu 

EF-hand znajdujące się w domenie N-końcowej są ułożone 

równolegle  do  centralnego  łącznika,  który  prawdopodob-

nie ma rozluźnioną konformację [10]. Wiązanie jonów wap-

nia powoduje, że helisy w domenie regulatorowej układają 

się prostopadle w stosunku do łącznika, a TnC przechodzi z 

konformacji zamkniętej w otwartą. Towarzyszą temu zmia-

ny w rejonie centralnego łącznika, który przybiera konfor-

mację a-helikalną. Efektem tych zmian jest odsłonięcie hy-

drofobowej kieszeni, która ma zdolność wiązania segmentu 

TnI nazywanego przełącznikiem (Ryc. 2) [10].

W  badaniach  in vitro  wykazano,  że  podjednostka  TnI 

wiąże  się  z  aktyną  i  hamuje  aktywność  ATPazy  aktomio-

zynowej  w  sposób  niezależny  od  stężenia  jonów  wapnia. 

Gdy TnI funkcjonuje w kompleksie z pozostałymi podjed-

nostkami,  jej  oddziaływania  z  aktyną  stają  się  zależne  od 

zmian stężenia Ca

2+

 [8]. Szczegółowa struktura TnI nie jest 

znana, jednak udało się określić, które rejony TnI są odpo-

wiedzialne za funkcje tej podjednostki oraz w jaki sposób są 

one  powiązane  z  pozostałymi  podjednostkami  Tn.  W  TnI 

zlokalizowano  dwa  miejsca  oddziaływania  z  TnC.  Pierw-

sze z nich mieści się w N-końcowej czę-

ści cząsteczki i oddziałuje z C-końcową 

domeną  TnC  w  sposób  niezależny  od 

zmian stężenia Ca

2+

 [11]. Drugie miejsce 

to przełącznik, segment, który w łańcu-

chu  polipeptydowym  jest  położony  w 

centralnej części i wiąże się z N-końcową 

domeną regulatorową TnC tylko wtedy, 

gdy  jest  ona  wysycona  przez  Ca

2+

.  Ma 

to kluczowe znaczenie dla mechanizmu 

regulacji, gdyż po obu stronach przełącz-

nika znajdują się segmenty wiążące akty-

nę. Od strony N-końcowej przełącznika 

jest  zlokalizowany  rejon  inhibitorowy, 

który  przy  niskim  stężeniu  Ca

2+

  przy-

biera formę częściowo helikalną i wyka-

zuje zdolność do wiązania z końcem N 

aktyny [12,13]. Drugi rejon, którym TnI 

oddziałuje z aktyną, jest domena C-końcowa. Badania mi-

kroskopowe ujawniły, że pod nieobecność Ca

2+

 domena ta 

jest rozciągnięta i tworzy pomost pomiędzy dwoma proto-

filamentami aktynowymi [14,15].

Orientacja  podjednostek  Tn  w  części  rdzeniowej  kom-

pleksu (obejmującej fragmenty TnT2, TnI i całą TnC) oraz 

jego położenie na filamencie zostały określone na podsta-

wie badań strukturalnych polegających na opracowywaniu 

atomowych modeli filamentu w oparciu o dane otrzymane 

metodami  krystalograficznymi  [10,16],  mikroskopowymi 

[14,17],  biochemicznymi  i  biofizycznymi  [15,18-20].  Wza-

jemne  powiązania  pomiędzy  podjednostkami  i  zmiany, 

jakie następują po przyłączeniu jonów wapnia przez TnC 

przedstawia rycina 2. C-końcowa helisa TnT2 splata się z 

centralną helisą TnI tworząc strukturę superhelikalną, która 

wraz z N-końcowym odcinkiem TnI przytrzymuje globular-

ną C-końcową domenę TnC. Struktura tej części rdzenia Tn, 

nazywana ramieniem IT, jest niezależna od zmian stężenia 

Ca

2+

, a w kompleksie z aktyną i tropomiozyną jest odsunięta 

od powierzchni aktyny [15,17,21]. Pozostałe oddziaływania 

podlegają zmianom zależnym od wiązania Ca

2+

 przez do-

menę  regulatorową  TnC.  Przejście  domeny  regulatorowej 

TnC  w  stan  otwarty  i  odsłonięcie  hydrofobowego  rejonu 

prowadzi do wiązania segmentu przełącznika, co przywra-

ca helikalną strukturę w rejonie łącznikowym TnC, a to z 

kolei prowadzi do rozciągnięcia struktury rejonu inhibito-

rowego TnI. Wiązanie przełącznika przez TnC ma również 

wpływ  na  strukturę  i  orientację  C-końcowej  domeny  TnI 

[10]. Na filamencie N-końcowa domena regulatorowa TnC 

jest skierowana w stronę aktyny [15,17,21], zatem zmiany 

w oddziaływaniach pomiędzy tym rejonem TnC i rejonami 

TnI bezpośrednio wpływają na oddziaływanie TnI z pozo-

stałymi białkami cienkiego filamentu.

Troponina mięśnia sercowego charakteryzuje się podob-

ną organizacją podjednostek do izoformy z mięśni szkiele-

towych, jednak istnieją wyraźne różnice w strukturze kilku 

elementów  w  części  rdzeniowej  tego  białka.  N-końcowa 

domena  sercowej  TnC  wiąże  tylko  jeden  jon  wapnia  [22], 

co sprawia, że nawet po związaniu Ca

2+

 domena regulato-

rowa  pozostaje  w  stanie  zamkniętym  Wiązanie  segmentu 

przełącznika  wspomaga  otwarcie  domeny  EF-hand  rejonu 

regulatorowego [23]. Różnice dotyczą również centralnego 

Rycina 2. Schemat zależnych od zmiennego stężenia jonów wapnia oddziaływań pomiędzy TnC i segmen-

tami TnI oraz TnT wchodzącymi w skład domeny rdzeniowej kompleksu Tn. Na podstawie [10]; zmody-

fikowano.

440

 

www.postepybiochemii.pl

łącznika oraz rejonu inhibitorowego, które są słabiej ustruk-

turyzowane niż ich szkieletowe odpowiedniki [16]. Cechą 

charakterystyczną  sercowej  TnI  jest  obecność  złożonego  z 

27-33  reszt  aminokwasowych  przedłużenia  na  końcu  N, 

które  podlega  fosforylacji.  Te  strukturalne  różnice  spra-

wiają, że sercowa izoforma Tn wykazuje niższą wrażliwość 

na  jony  wapnia,  dodatkowo  osłabianą  przez  fosforylację 

N-końcowego  przedłużenia  TnI  przez  kinazy  zależne  od 

cAMP [24].

MECHANIZM REGULACJI ODDZIAŁYWAŃ 

AKTOMIOZYNOWYCH PRZEZ TROPOMIOZYNĘ 

I KOMPLEKS TROPONINY

W  cienkim  filamencie  jeden  kompleks  Tn  jest  związa-

ny z jedną cząsteczką TM, dzięki której może kontrolować 

przynajmniej  siedem  podjednostek  aktyny  sąsiadujących 

wzdłuż  filamentu  [8,24,25].  W  stanie  relaksacji  (małe  stę-

żenie jonów wapnia) Tn utrzymuje TM w pozycji, w któ-

rej blokuje ona w aktynie większość miejsc oddziaływania 

z miozyną. Przy małych stężeniach jonów wapnia segment 

inhibitorowy i domena C-końcowa TnI są związane z akty-

ną. Rejon inhibitorowy TnI działa jak haczyk, który utrzy-

muje białka regulatorowe w pozycji hamującej oddziaływa-

nia aktyny z miozyną. To działanie jest wspomagane przez 

C-końcową  domenę  TnI,  która  konkuruje  z  TM  o  miejsca 

wiązania w aktynie i dodatkowo utrzymuje TM w pozycji 

blokującej [14,15]. Opisane powyżej zmiany konformacyjne 

w N-końcowej domenie TnC prowadzą do zmiany orienta-

cji przełącznika, a w konsekwencji do zerwania kontaktów 

pomiędzy  aktyną  i  TnI,  które  są  utrzymywane  w  małych 

stężeniach Ca

2+

. Odsunięcie od aktyny rejonu inhibitorowe-

go oraz domeny C-końcowej TnI daje tropomiozynie więk-

szą swobodę ruchu, dzięki czemu może się ona przesuwać i 

odsłaniać miejsca wiązania główek miozyny.

Dodatkowy  mechanizm  regulacji  z  udziałem  Ca

2+

  wy-

kryto w mięśniach wprawiających w ruch skrzydła u musz-

ki owocowej. W tym typie mięśni ekspresji ulega gen kodu-

jący izoformę TnT, zawierającą, zbudowane z ok. 136 reszt 

aminokwasowych, C-końcowe przedłużenie bogate w resz-

ty kwasu glutaminowego, które może bezpośrednio wiązać 

jony  wapnia  [26].  TnT  w  całości  rozciąga  się  wzdłuż  TM, 

przez  co  zwiększa  sztywność  łańcuchów  tropomiozyno-

wych. Przypuszcza się, że wiązanie Ca

2+

 do TnT może wy-

dajnie przyczyniać się do zwiększenia rytmicznej aktywacji 

filamentów aktynowych [27].

 Dzięki tropomiozynie zmiany konformacyjne w obrębie 

cienkiego filamentu mają charakter allosteryczny i koopera-

tywny [28]. Oznacza to, że informacje o zmianach konfor-

macyjnych zachodzących w rejonie filamentu bezpośrednio 

oddziałującym z troponiną, są przenoszone wzdłuż filamen-

tu. W mięśniach szkieletowych wielkość jednostki regulato-

rowej,  pozostającej  pod  wpływem  jednego  kompleksu  Tn 

obejmuje 1,5-3 cząsteczki tropomiozyny i związane z nimi 

podjednostki aktyny. Dzięki temu cały filament odpowiada 

na sygnał zewnętrzny w sposób zintegrowany [25,28].

Cząsteczka aktyny jest czynnie zaangażowana w ten pro-

ces, a oddziaływania pewnych rejonów aktyny z TM oraz z 

TnI determinują wrażliwość filamentu na aktywujące stęże-

nia jonów wapnia oraz siłę aktywacji ATPazy miozynowej 

przez cienki filament [18,29-31]. Zatem, subtelne oddziały-

wania pomiędzy wszystkimi białkami filamentu cienkiego 

są kluczowe dla precyzyjnej regulacji skurczu. Zaburzenia 

w tych oddziaływaniach, wynikające na przykład z defek-

tów strukturalnych powstałych na skutek mutacji w genach 

kodujących  białka  cienkiego  filamentu,  bardzo  często  są 

przyczyną poważnych, nieuleczalnych chorób serca i ukła-

du ruchu [32-34].

ROLA KALDESMONU W REGULACJI 

ODDZIAŁYWAŃ AKTYNY Z MIOZYNĄ

Kaldesmon jest białkiem regulatorowym związanym z fi-

lamentami aktynowymi, którego gen ulega ekspresji w mię-

śniach gładkich oraz komórkach niemięśniowych. Regulu-

jąc oddziaływania aktyny i miozyny CaD kontroluje skurcz 

i  napięcie  mięśni  gładkich,  ruchliwość  komórkową,  czas  i 

szybkość cytokinezy [35,36].

  U  kręgowców  CaD  jest  kodowany  przez  pojedynczy 

gen,  z  którego  na  drodze  alternatywnego  składania  eks-

onów  powstają  dwie  izoformy  tego  białka.  Izoforma  o 

dużej masie cząsteczkowej (h-CaD) występuje tylko w ko-

mórkach  mięśni  gładkich,  natomiast  izoforma  krótsza,  o 

mniejszej masie cząsteczkowej (l-CaD) występuje zarówno 

w mięśniach gładkich, jak i w komórkach niemięśniowych. 

Obie izoformy CaD mają prawie identyczną strukturę re-

jonów C- i N-końcowych, natomiast różnią się helikalnym 

rejonem  zbudowanym  z  ok.  160  reszt  aminokwasowych, 

położonym w centralnej części cząsteczki, który jest usu-

wany z l-CaD na etapie potranskrypcyjnej obróbki mRNA 

[36-38].  Uważa  się,  że  h-CaD  jest  składnikiem  aparatu 

kurczliwego, podczas gdy l-CaD wiąże filamenty aktyno-

we budujące cytoszkielet [39]. Badania nad ekspresją ge-

nów  izoform  CaD  w  komórkach  mięśni  gładkich  myszy 

transgenicznych wykazały, że kontrolowane zmniejszenie 

ekspresji  genu  h-CaD  jest  częściowo  rekompensowane 

przez zwiększenie ekspresji genu l-CaD [40].

CaD może jednocześnie wiązać kilka białkowych ligan-

dów — aktynę, TM, miozynę i CaM/Ca

2+

 (Ryc. 3). Skom-

plikowany wzór oddziaływań między białkami jest możli-

wy dzięki wielodomenowej strukturze CaD, w której wy-

różnia  się  trzy  funkcjonalne  rejony:  domenę  N-końcową, 

domenę  C-końcową  oraz  domenę  łącznikową.  Centralna 

domena łącznikowa rozdziela oba końce, które przybierają 

formę globularną. To sprawia, że cała cząsteczka kształtem 

przypomina  ciężarek  do  ćwiczeń  [41].  Obecność  długiego 

elementu łącznikowego w h-CaD pozwala na jednoczesne 

wiązanie CaD z filamentem aktynowym oraz oddziaływa-

nia z filamentem miozynowym.

Mechanizm oddziaływania CaD z aktyną jest złożony. W 

domenie C-końcowej zlokalizowano dwa rejony oddziały-

wania z aktyną (Ryc. 3). Rejon położony bliżej środka czą-

steczki wykazuje wysokie powinowactwo do aktyny. Drugi 

rejon, umieszczony na końcu C kaldesmonu, wiąże się z ak-

tyną z niższym powinowactwem, ale zapewnia hamowanie 

ATPazy  aktomiozynowej.  Badania  strukturalne  ujawniły, 

że C-końcowa domena zawiera liczne zagięcia b, które na-

dają jej dużą konformacyjną elastyczność [42]. Badania z za-

Postępy Biochemii 58 (4) 2012 

441

stosowaniem metody trójwymiarowych rekonstrukcji obra-

zów uzyskanych w mikroskopie elektronowym wykazały, 

że C-końcowa domena CaD przyłącza się do zewnętrznej 

krawędzi filamentu i spina dwie podjednostki, wchodzące 

w skład sąsiednich protofilamentów [43].

W C-końcowej domenie CaD znajduje się również miej-

sce wiązania tropomiozyny. Oddziaływania pomiędzy tymi 

białkami mają działanie synergistyczne. Z jednej strony, TM 

zwiększa  powinowactwo  CaD  do  aktyny  i  potęguje  ha-

mowanie ATPazy aktomiozynowej. Z drugiej strony, CaD 

wpływa  na  położenie  TM  na  filamencie  blokując  przesu-

nięcie TM na powierzchni filamentu aktynowego, przez co 

wzmacnia hamowanie oddziaływań aktyny z miozyną [44].

Dodatkowe miejsca oddziałujące z aktyną znajdują się w 

domenie  N-końcowej  CaD  [45].  Wiązanie  przeciwległych 

końców CaD z aktyną umożliwia boczne przyleganie tego 

białka do filamentu. Jednak nie jest do końca jasne, czy ten 

rejon jest na stałe związany z aktyną, gdyż końcu amino-

wym  znajduje  się  główne  miejsce  oddziaływania  CaD  z 

miozyną. Przyłączenie CaD do filamentu miozynowego po-

woduje zrywanie połączenia pomiędzy końcem aminowym 

kaldesmonu a aktyną [37].

Aktywność  hamująca  CaD  została  zlokalizowana  w 

C-końcowym  rejonie,  obejmującym  około  30  reszt  ami-

nokwasowych  [46].  Odsunięcie  tego  rejonu  od  aktyny 

jest  indukowane  przez  bezpośrednie  wiązanie  CaM/

Ca

2+

  i  prowadzi  do  aktywacji  ATPazy  aktomiozynowej 

[35,37,38,47].  W  C-końcowej  domenie  CaD  znajdują  się 

dwa  miejsca  wiązania  CaM/Ca

2+

,  określane  jako  miej-

sca A i B (Ryc. 3), które wspólnie wiążą jedną cząsteczkę 

CaM/Ca

2+

 tworząc przeciwrównoległy kompleks. CaM/

Ca

2+

  współzawodniczy  z  aktyną  o  CaD  powodując  czę-

ściowe  oddysocjowanie  CaD  z  filamentu.  Ten  proces 

odwraca  hamujące  działanie  kaldesmonu  [35,37].  Taki 

mechanizm znoszenia inhibitorowej aktywności CaD był 

kwestionowany. Zauważono bowiem, że CaM/Ca

2+

 wy-

kazuje niezbyt silne powinowactwo do CaD, co sprawia, 

że białka silnie wiążące CaM/Ca

2+

 mogą skutecznie kon-

kurować z CaD o kalmodulinę [48-50]. Jednak zwolenni-

cy udziału CaM/Ca

2+

 w procesie regulacji argumentują, 

że poziom CaM może lokalnie wzrastać i być wystarcza-

jący dla utworzenia kompleksu z CaD i odwrócenia ha-

mowania oddziaływań aktyny z miozyną [51-52].

Dodatkowym  mechanizmem  kontroli  ak-

tywności  ATPazy  aktomiozynowej  jest  fosfo-

rylacja reszt seryny znajdujących się w pobliżu 

rejonów  wiążących  aktynę  w  C-końcowej  do-

menie CaD (Ryc. 3). Fosforylacja, której ulega 

zarówno izoforma h-CaD, jak i jej niemięśniowy 

odpowiednik  l-CaD,  jest  katalizowana  przez 

liczne kinazy białkowe, poprzez które regulacja 

filamentu  aktynowego  jest  powiązana  z  róż-

norodnymi drogami sygnalizacji wewnątrzko-

mórkowej [53]. Wspomniane wyżej trójwymia-

rowe rekonstrukcje obrazów mikroskopowych 

pozwoliły na stwierdzenie, że fosforylacja CaD 

prowadzi do częściowej dysocjacji C-końcowej 

domeny CaD od aktyny. W formie ufosforylo-

wanej  zrywane  jest  połączenie  z  jedną  z  pod-

jednostek aktyny, które jest utrzymywane poprzez miejsce 

o  słabym  powinowactwie,  natomiast  miejsce  o  wysokim 

powinowactwie do aktyny jest w stanie wiązać CaD do fi-

lamentu niezależnie od fosforylacji [38,43]. Wiele doświad-

czeń  sugeruje  bezpośrednią  korelację  pomiędzy  aktywno-

ścią ruchową komórek a poziomem ufosforylowania CaD, 

jednak istnieją dane wskazujące, że skurcz niektórych mię-

śni gładkich zachodzi nawet po zahamowaniu aktywności 

kinaz fosforylujących CaD [54], co świadczy o istnieniu al-

ternatywnych dróg aktywacji w różnych typach komórek.

Molekularny mechanizm regulacji przez CaD oddziały-

wań pomiędzy aktyną i miozyną wciąż jest tematem dys-

kusji.  Prosty  model  sterycznego  blokowania  przez  CaD  i 

tropomiozynę miejsc oddziaływania aktyny z miozyną zo-

stał odrzucony, gdyż jednoczesne wiązanie CaD i główek 

miozyny (S1-ADP-Pi) do kompleksu aktyny z tropomiozy-

ną wzajemnie się nie wykluczają [55]. W świetle nowszych 

badań bardziej prawdopodobny wydaje się model alloste-

ryczno-kooperatywny, według którego wiązanie CaM/Ca

2+

 

(i/lub fosforylacja CaD) wyzwala szereg zmian konforma-

cyjnych prowadzących do przełączenia całego filamentu ze 

stanu OFF, w którym aktyna nie aktywuje ATPazy miozy-

nowej, do stanu ON, w którym ATPaza osiąga poziom dużo 

wyższy niż poziom obserwowany dla aktyny pozbawionej 

białek regulatorowych. Stany OFF i ON charakteryzują się 

wysokim powinowactwem odpowiednio do samego CaD i 

do  CaD  związanego  z  CaM/Ca

2+

  [56],  zatem  CaD  można 

uznać za przełącznik, który w zależności od poziomu jonów 

wapnia stabilizuje jeden ze stanów aktywacji filamentu.

JONY WAPNIA A ODDZIAŁYWANIE 

MIOZYNY Z AKTYNĄ

Od  ponad  siedmiu  dekad  wiadomo,  że  oddziaływanie 

miozyny  z  aktyną  sprzężone  z  hydrolizą  ATP  generuje 

skurcz  mięśni  poprzecznie  prążkowanych,  a  blisko  cztery 

dekady temu pojawiły się doniesienia, że podobny mecha-

nizm  generacji  ruchu  wykorzystywany  jest  przez  izofor-

my niemięśniowe konwencjonalnej miozyny Wówczas też 

zaczęły się ukazywać doniesienia o istnieniu nietypowych 

miozyn,  niezdolnych  do  tworzenia  filamentów;  zwanych 

obecnie miozynami niekonwencjonalnymi. Oddziaływanie 

miozyn  niekonwencjonalnych  z  aktyną  jest  wykorzysty-

wane podczas transportu wewnątrzkomórkowego cząstek, 

Rycina 3. Schemat domenowej struktury kaldesmonu. Strzałki pionowe wskazują rejony oddzia-

ływań kaldesmonu z białkami bezpośrednio biorącymi udział w skurczu (aktyna, miozyna) i biał-

kami regulatorowymi (tropomiozyna, CaM). Centralny rejon zawierający powtórzenia przeciwnie 

naładowanych  reszt  aminokwasowych  (Glu  i  Lys/Arg)  występuje  tylko  w  izoformie  h-CaD.  Na 

podstawie [37,38]; zmodyfikowano.

442

 

www.postepybiochemii.pl

pęcherzyków i organelli, zarówno w cytoplazmie, jak i w 

jądrze komórek eukariotycznych.

Na poziomie miozyny zidentyfikowano dotychczas trzy 

główne  mechanizmy  regulacji:  (i)  fosforylację  lekkich  łań-

cuchów miozyny przy udziale specyficznej kinazy lekkich 

łańcuchów miozyny zależnej od jonów wapnia i kalmodu-

liny (dotyczy miozyn konwencjonalnych), (ii) wiązanie Ca

2+

 

z  łańcuchami  lekkimi  (dotyczy  miozyny  konwencjonalnej 

mięczaków  i  niektórych  miozyn  niekonwencjonalnych) 

oraz (iii) fosforylację ciężkiego łańcucha miozyny (dotyczy 

miozyn  konwencjonalnych  i  niektórych  miozyn  niekon-

wencjonalnych).  Wszystkie  te  mechanizmy  są  mniej  lub 

bardziej zależne od Ca

2+

, aczkolwiek tylko drugi z nich jest 

związany z bezpośrednim przyłączaniem jonów wapnia do 

podjednostki miozyny [57].

FOSFORYLACJA LEKKIEGO ŁAŃCUCHA 

MIOZYN KONWENCJONALNYCH

Budowa miozyn konwencjonalnych

Miozyny konwencjonalne są zbudowane z sześciu pod-

jednostek: pary łańcuchów ciężkich i dwóch par łańcuchów 

lekkich,  istotnych  i  regulujących.  Koniec  aminowy  każde-

go  z  łańcuchów  ciężkich  tworzy  główkę,  w  skład  której 

wchodzi globularna domena motoryczna i helikalna szyjka, 

z  którą  wiążą  się  łańcuchy  lekkie.  Łańcuchy  lekkie  przy-

łączają  się  do  motywów  IQ,  których  nazwa  pochodzi  od 

reszt izoleucyny i glutaminy, zapoczątkowujących ten ok. 

25-aminokwasowy motyw, obecny również w białkach wią-

żących kalmodulinę. Do każdego z motywów IQ przyłącza 

się  wiązaniami  niekowalencyjnymi  jeden  łańcuch  istot-

ny (ELC, ang. essential light chain) i jeden regulujący (RLC, 

ang.  regulatory light chain).  Za  szyjką  następuje  helikalny 

odcinek,  który  z  helikalnym  odcinkiem  pochodzącym  od 

drugiego ciężkiego łańcucha tworzy superhelisę, która nosi 

nazwę  pałeczki.  (Ryc.  4).  Tak  zbudowana  cząsteczka  jest 

traktowana w literaturze jako monomer miozyny. Pałeczka 

jest zaangażowana w tworzenie antyrównolegle ułożonych 

filamentów (Ryc. 5). Filamenty miozyny, które w mięśniach 

są główną składową filamentu grubego, w komórkach nie-

mięśniowych budują struktury nazywane włóknami naprę-

żeniowymi (ang. stress fibers). RLC, podobnie jak ELC, opla-

tają  helikalną  szyjkę,  stabilizując  jej  strukturę,  przy  czym 

RLC jest przyłączony do dystalnego odcinka szyjki, blisko 

jej granicy z pałeczką. W aminowej części RLC znajdują się 

reszty treoninowa i/lub serynowa, które mogą ulegać fos-

forylacji [57].

Kinaza lekkiego łańcucha miozyny (MLCK)

Głównym  enzymem  katalizującym  reakcje  fosforylacji 

reszty seryny RLC (Ser19 dla RLC miozyny z mięśni gład-

kich i komórek nięmięśniowych) jest specyficzna dla mio-

zyn  II  kinaza  lekkich  łańcuchów  miozyny  (MLCK,  ang. 

myosin light chain kinase) [58]. U ludzi MLCK kodowana jest 

Rycina 4. Budowa miozyn. Górna część — schemat budowy miozyny konwen-

cjonalnej; środek — schemat budowy miozyn niekonwencjonalnych; poniżej —

struktura krystaliczna główki miozyny z mięśni szkieletowych kury. Na podsta-

wie [116]; zmodyfikowano. ELC i RLC, odpowiednio, istotny i regulujący lekki 

łańcuch miozyny, IQ, motyw IQ, P, miejsca fosforylacji w cząsteczce miozyny.

Rycina  5.  Fosforylacja  lekkiego  łańcucha  miozyny  z  mięśni  gładkich.  A.  Sche-

mat zmian konformacyjnych w cząsteczce miozyny, na podstawie [117], zmody-

fikowano.  B.  Odblokowanie  główek  na  skutek  fosforylacji.  Na  podstawie  [69]; 

zmodyfikowano. C. Wpływ fosforylacji na konformację lekkich łańcuchów regu-

lujących, na podstawie [72], zmodyfikowano.

Postępy Biochemii 58 (4) 2012 

443

przez  trzy  geny:  MYLK1  ulegający  ekspresji  w  mięśniach 

gładkich  oraz  w  komórkach  niemięśniowych,  MYLK2  z 

mięśni  szkieletowych  oraz  MYLK3  wyrażany  w  mięśniu 

sercowym [59,60]. Co ciekawe, MYLK1 koduje również inne 

białko, telokinę, zwaną białkiem pokrewnym kinazie (KRP, 

ang. kinase related protein), które również jest zaangażowane 

w regulację aktywności miozyny z mięśni gładkich. Jest to 

możliwe  dzięki  alternatywnemu  wyborowi  miejsca  inicja-

cji  transkrypcji  podczas  składania  eksonów  MYLK1  [61]. 

Najwięcej  wiadomo  o  strukturze  i  mechanizmach  działa-

nia produktu genu MYLK1 [58]. Domenowa budowa pro-

duktów tego genu jest zilustrowana na rycinie 6b. MLCK1 

występująca w komórkach niemięśniowych jest dłuższa od 

jej  mięśniowego  odpowiednika  o  zbudowany  z  900  reszt 

aminokwasowych N-końcowy segment, w którym znajduje 

się miejsce wiązania aktyny i CaM. Oddziaływania z CaM 

osłabiają  wiązanie  tego  rejonu  do  filamentu  aktynowego. 

Główne  oddziaływania  z  aktyną  zachodzą  przy  udziale 

domeny,  która  w  izoformie  niemięśniowej  jest  położona 

w środku sekwencji białka, natomiast w krótkiej izoformie 

mięśniowej  na  końcu  N.  Domena  katalityczna  i  domena 

wiążąca CaM mieszczą się obok siebie w centralnej części 

cząsteczki. Koniec C zajmuje telokina, która bierze udział w 

oddziaływaniu z miozyną. Rola dwóch domen — sekwen-

cji bogatej w prolinę i domeny fibronektynowej nie została 

jeszcze określona [58]. Substraty wiązane przez domenę ka-

talityczną to ATP i N-końcowy odcinek RLC, który zawiera 

poddawaną fosforylacji resztę Ser19. MLCK jest zdolna do 

oddziaływania zarówno z monomerami, jak i filamentami 

miozyny. Wiązanie poprzez domenę telokinową zachodzi 

w sąsiedztwie RLC, w rejonie połączenia pomiędzy główką 

a pałeczką [58]. Dzięki wielodomenowej strukturze MLCK 

jest  związana  z  aparatem  skurczu  mięśni  i  włóknami  na-

prężeniowymi komórek niemięśniowych zarówno poprzez 

filament cienki, jak i filament gruby. Ten bliski kontakt za-

pewnia natychmiastową dostępność enzymu regulatorowe-

go w momencie aktywacji komórki przez jony wapnia.

Aktywacja  MLCK  zachodzi  poprzez  przyłączenie  czą-

steczki CaM związanej z jonami wapnia do miejsca wiąza-

nia  CaM  położonego  tuż  za  domeną  katalityczną  [58].  In 

vivo, łańcuchy regulujące miozyny są jedynym substratem 

dla  MLCK.  Jednak  RLC  nie  ulegają  fosforylacji  wyłącznie 

przy udziale MLCK, są one również substratem dla kinazy 

CaMK zależnej od kalmoduliny i wapnia oraz kinaz białko-

wych, których aktywność nie jest bezpośrednio regulowa-

na poprzez zmiany stężenia Ca

2+

. Wśród nich znajdują się 

m.in.: kinaza ROCK (zależna od białka Rho), kinaza PAK 

(zależna od białek Rac1/Cdc42) i kinaza PKA (zależna od 

cAMP)  [62].  Należy  nadmienić,  że  kinazy  te  obok  reszty 

Ser19 fosforylują również resztę treoninową 18 (Thr18). Jed-

noczesna  fosforylacja  obu  reszt  aminokwasowych  jeszcze 

bardziej zwiększa aktywność ATPazową miozyny oraz ge-

nerację siły, co prowadzi do hiperkurczliwości [63].

W  warunkach  małego  stężenia  jonów  wapnia  MLCK 

jest zahamowana przez fragment autoinhibitorowy bloku-

jący  miejsce  aktywne.  Przyłączenie  CaM/Ca

2+

  do  MLCK 

wywołuje zmianę konformacyjną w domenie katalitycznej, 

prowadzącą do odsunięcia domeny (fragmentu) autoinhibi-

torowej, dzięki czemu staje się ono dostępne dla substratu 

(Ryc.  6A)  [58].  Wiązanie  to  powoduje  również  osłabienie 

oddziaływania domeny telokiny z miozyną, co wydaje się 

istotne dla dynamiki procesu fosforylacji. Obniżenie stęże-

nia jonów wapnia powoduje odłączenie CaM, co prowadzi 

do inaktywacji kinazy.

Fosfataza lekkiego łańcucha miozyny (MLCP)

Defosforylacja reszty serynowej w łańcuchu regulującym 

zachodzi  z  udziałem  specyficznej  fosfatazy,  MLCP  (ang. 

myosin light chain phosphatase), należącej do fosfataz typu 1, 

występującej w różnych typach mięśni i w komórkach nie-

mięśniowych  [64,65].  Podobnie  jak  w  przypadku  MLCK, 

najwięcej wiadomo o fosfatazie występującej w mięśniach 

gładkich (Ryc. 6C). Białko to zbudowane jest z trzech pod-

jednostek: z podjednostki katalitycznej, PP1Cd o m.cz. ok. 38 

kDa, będącej izoformą d fosfataz typu 1, podjednostki wią-

żącej miozynę (MYPT1, ang. myosin phosphatase target) o m. 

Rycina 6. Regulacja fosforylacji lekkiego łańcucha miozyny. A. Schemat działania 

kinazy (MLCK) i fosfatazy (MLCP) lekkich łańcuchów miozyny opracowany z 

wykorzystaniem dostępnych struktur krystalicznych białek zaangażowanych w 

tym procesie, na podstawie pracy przeglądowej [73]; zmodyfikowano. B. Sche-

mat domenowej budowy MLCK, na podstawie [59]. C. Schemat budowy MLCP, 

na podstawie [65]; zmodyfikowano. Wyjaśnienia skrótów w tekście.

444

 

www.postepybiochemii.pl

cz. ok. 130 kDa, oraz podjednostki o m. cz. ok. 20 kDa (M20), 

której funkcja nie została dotychczas poznana [66]. MYPT1 

jest kodowana przez pojedynczy gen, z którego dzięki al-

ternatywnemu składaniu eksonów powstaje kilka izoform 

białka specyficznych tkankowo. Poza MYPT1 istnieją rów-

nież geny: MYPT2, który ulega ekspresji w mięśniach szkie-

letowych i mózgu [67] oraz MYPT3, występujący głównie w 

mięśniu sercowym, mózgu, nerce, jądrach, wątrobie i w bia-

łych  adipocytach  [68].  MLCP  katalizuje  defosforylację  nie 

tylko RLC, lecz również innych białek związanych z orga-

nizacją cytoszkieletu, np. ezryny/radyksyny/moezyny, tau 

czy adducyny, co wskazuje, że fosfataza ta bierze udział w 

szerszym spektrum procesów komórkowych niż wcześniej 

sądzono [64].

Na  końcu  aminowym  MYPT1  występuje  motyw  RVXF 

biorący  udział  w  wiązaniu  podjednostki  katalitycznej,  po 

którym  występuje  osiem  powtórzeń  ankirynowych  [65]. 

Uważa się, że powtórzenia te przyspieszają oddziaływanie 

fosfatazy z ufosforylowanym RLC oraz oddziałują z pod-

jednostką  katalityczną  wzmacniając  jej  aktywność  enzy-

matyczną [66]. Rejon bogaty w ujemnie naładowane reszty 

kwasu  asparaginowego  i  glutaminowego  (D/E)  prawdo-

podobnie uczestniczy w aktywacji fosfatazy. Z kolei koniec 

karboksylowy  jest  odpowiedzialny  za  wiązanie  miozyny. 

Uważa  się  obecnie,  że  wiązanie  N-końcowego  odcinka 

MYPT1 z ufosforylowanym RLC jest niezbędne dla procesu 

defosforylacji, natomiast wiązanie poprzez rejon C-końco-

wy ma rolę regulatorową oraz decyduje o komórkowej dys-

trybucji fosfatazy [64]. Postuluje się również, że C-końcowy 

rejon MYPT1 bierze udział w dimeryzacji tej podjednostki, 

co może prowadzić do utworzenia amfipatycznej α-helisy 

[64].  W  rejonie  C-końcowym  występują  reszty  treonino-

we 697 i 855, które są substratami dla m.in. kinazy ROCK. 

Fosforylacja tych reszt prowadzi do zahamowania aktyw-

ności MLCP poprzez osłabienie oddziaływania z miozyną 

[65].  Inaktywacja  fosfatazy  prowadzi  do  aktywacji  kinazy 

MLCK, zależnej kompleksu CaM/Ca

2+

, uwrażliwiając w ten 

sposób  aktomiozynę  na  jony  Ca

2+ 

(Ryc.  6A).  Równowaga 

pomiędzy aktywnością MLCK i MLCP zapewnia prawidło-

we funkcjonowanie całego organizmu, a zwłaszcza układu 

sercowo-naczyniowego.

Wpływ fosforylacji lekkiego łańcucha miozyny 

na konformację i aktywność miozyny

Monomery miozyny z mięśni gładkich oraz miozyn nie-

mięśniowych, w których łańcuch lekki RLC nie jest ufosfo-

rylowany przyjmują zwiniętą konformację (10S), natomiast 

fosforylacja  powoduje  wyprostowanie  monomeru  (przej-

ściowa konformacja 6S), co umożliwia utworzenie filamen-

tu  miozynowego  (Ryc.  5A).  W  konformacji  10S  pałeczka 

miozyny,  dzięki  obecności  giętkich  rejonów  (tzw.  zawia-

sów), owija się w charakterystyczny sposób wokół rejonu 

połączenia szyjki z pałeczką, uniemożliwiając w ten sposób 

oddziaływanie  miozyny  z  aktyną.  Zarówno  w  konforma-

cji 10S, jak i w nieufosforylowanej miozynie w filamencie, 

w aparacie skurczu dochodzi do wzajemnego blokowania 

główek w ten sposób, że miejsce wiązania aktyny w jednej 

z główek oddziałuje z konwerterem drugiej z główek (Ryc. 

5B)  [69].  Konwerter  jest  rejonem  główki  przekazującym 

zmiany konformacyjne zachodzące w domenie motorycznej 

na helikalny odcinek łańcucha ciężkiego przechodzący na-

stępnie w szyjkę. Takie wzajemne ułożenie główek w czą-

steczce miozyny blokuje aktywność enzymatyczną miozy-

ny, co sprawia, że generowanie przez nią siły niezbędnej do 

cyklicznego oddziaływania z aktyną jest zahamowane [70]. 

Fosforylacja  przynajmniej  jednego  łańcucha  w  cząsteczce 

miozyny powoduje rotację o około 70º rejonu konwertera w 

zablokowanej główce, co prowadzi do uwolnienia obu głó-

wek i umożliwia im wiązanie aktyny oraz hydrolizę ATP 

(Ryc. 5B) [69,71]. Fosforylacja Ser19 zwiększa ujemny ładu-

nek w płacie N-końcowym RLC, a to umożliwia przekazy-

wanie zmian konformacyjnych do płata C-końcowego i na-

daje odpowiednią orientację RLC w stosunku do łańcucha 

ciężkiego (Ryc. 5C). W nieufosforylowanym RLC tworzony 

jest  mostek  solny  pomiędzy  resztami  Arg4  (i/lub  innymi 

pozytywnie naładowanymi resztami w tym rejonie łańcu-

cha), a Asp100 i/lub Glu99 w płacie C-końcowym. Dzięki 

temu rejon N-końcowy RLC znajduje się zarówno w pobli-

żu  płata  C-końcowego,  jak  i  łańcucha  ciężkiego  w  rejonie 

szyjki; taka konformacja nosi nazwę zamkniętej. Po fosfo-

rylacji mostek solny ulega zerwaniu, co powoduje zmianę 

konformacji rejonu N-końcowego (staje się bardziej giętki) 

oraz zmianę ułożenia obu tych domen łańcucha względem 

łańcucha ciężkiego. Zwłaszcza N-końcowy segment zawie-

rający  ufosforylowaną  resztę  Ser19  jest  bardziej  oddalony 

od łańcucha ciężkiego i płata C-końcowego; taka konforma-

cja nosi nazwę otwartej [72].

Izoformy MLCK oraz MLCP występują również w mię-

śniach porzecznie prążkowanych. Zatem, należałoby się spo-

dziewać,  że  podobny  mechanizm  regulacji  oddziaływania 

aktyny z miozyną poprzez fosforylację RLC jest wykorzysty-

wany również w tych typach mięśni [73,74]. Badania bioche-

miczne z lat 80. ubiegłego wieku wykazały jednakże, że mio-

zyny z mięśni poprzecznie prążkowanych wykazują aktyw-

ność enzymatyczną niezależnie od stanu ufosforylowania ich 

łańcuchów regulujących [75]. Skoro natura wyprodukowała 

podobną do występującej w mięśniach gładkich kaskadę en-

zymów, jaka jest więc fizjologiczna rola tej modyfikacji?

Wiele danych wskazuje na to, że odwracalna fosforylacja 

skRLC  ma  funkcje  modulujące  działanie  mięśni  szkieleto-

wych, gdyż uwrażliwia miozynę na jony wapnia przesuwa-

jąc wrażliwość mięśnia w kierunku suboptymalnych stężeń 

Ca

2+

. To powoduje przyspieszenie kinetyki procesu genero-

wania siły podczas inicjacji skurczu oraz obniżenie szybko-

ści relaksacji włókien przy wyższych stężeniach Ca

2+

 [73].

Niewiele wiadomo o strukturze i funkcji kinazy lekkich 

łańcuchów miozyny, cMLCK (m. cz. ok. 100 kDa) występu-

jącej  w  mięśniu  sercowym,  działającej  w  sposób  odmien-

ny niż izoformy szkieletowa i niemięśniowa [60]. Chociaż 

pierwsze doniesienia na temat funkcjonowania tej izoformy 

MLCK wskazywały, że działa ona w sposób zależny od Ca

2+ 

i kalmoduliny [76], to z uwagi na brak jednoznacznych do-

wodów na obecność domeny wiążącej CaM, ten mechanizm 

aktywacji jest wciąż przedmiotem dyskusji [60,77]. Aktywa-

cja cMLCK jest prawdopodobnie zależna od receptorów α- i 

β-adrenergicznych, gdyż stymulacja tych receptorów pod-

wyższa poziom fosforylacji cRLC [74].

Defosforylacja cRLC zachodzi z udziałem fosfatazy cMLCP 

zawierającej  podjednostkę  MYPT2;  zablokowanie  genu  ko-

Postępy Biochemii 58 (4) 2012 

445

dującego tę podjednostkę u myszy zwiększa aktywność pod-

jednostki  katalitycznej  fosfatazy,  co  prowadzi  do  obniżenia 

poziomu fosforylacji cRLC, a to z kolei obniża poziom wrażli-

wość miozyny na aktywujące stężenia Ca

2+

 [78]. W dłuższym 

okresie prowadzi to do hypertrofii mięśnia sercowego, zmniej-

szenia jego kurczliwości oraz zaburzenia w organizacji sarko-

meru. Wskazuje to na ważną rolę fosforylacji lekkich łańcu-

chów miozyny z mięśnia sercowego w funkcjonowaniu tego 

narządu, mimo iż fosforylacja wpływa jedynie modulująco na 

kinetykę oddziaływania miozyny i aktyny [74].

WIĄZANIE JONÓW WAPNIA PRZEZ 

LEKKIE ŁAŃCUCHY MIOZYNY

Miozyna z mięśni mięczaków

Jak wcześniej wspomniano, łańcuchy lekkie miozyny przy-

pominają  strukturalnie  cząsteczkę  CaM  (m.  cz.  ok.  16  kDa), 

białka  zawierającego  cztery  motywy  EF-hand  wiążące  Ca

2+

. 

CaM, podobnie jak łańcuchy lekkie miozyny, jest zbudowa-

na  z  dwóch  płatów  (w  każdym  płacie  znajdują  się  po  dwa 

motywy EF-hand), połączonych ze sobą odcinkiem łączącym, 

tzw. linkerem. Pod nieobecność jonów wapnia CaM przyjmu-

je konformację zamkniętą, w której łącznik jest zagięty, a oba 

płaty zbliżają się do siebie. W obecności Ca

2+

 CaM przyjmuje 

formę  wyprostowaną,  zdolną  do  oddziaływania  z  białkami 

docelowymi m.in. z MLCK [73]. Łańcuchy istotne i regulują-

ce posiadają wprawdzie domeny EF- hand, ale preferencyjnie 

wiążą Mg

2+

, których stężenie w komórce i włóknie mięśnio-

wym jest co najmniej 4 rzędy wielkości większe niż aktywujące 

stężenie jonów wapnia. Ukazały się doniesienia, że w warun-

kach in vitro RLC miozyny z mięśni poprzecznie prążkowa-

nych mogą wiązać Ca

2+

, jednak oddysocjowują one tak wolno, 

że nie może to być wiązanie o znaczeniu regulacyjnym [79]. W 

mięśniach mięczaków zdolność odwracalnego wiązania Ca

2+

 

przez lekkie łańcuchy została zachowana i dzięki temu jony 

wapnia  bezpośrednio  wpływają  na  aktywność  katalityczną 

domeny motorycznej miozyny.

Mechanizm  regulacji  aktywności  miozyny  z  mięśni  po-

przecznie prążkowanych przegrzebka zatokowego (Argopec-

ten irradians)  został  opisany  w  latach  90.  ubiegłego  stulecia, 

dzięki  pracom  rentgenograficznym  prowadzonym  przez 

grupę Carolyn Cohen [80,81]. Analiza struktury domeny re-

gulatorowej wykazała, że motywy EF-hand obu lekkich łańcu-

chów oplatających szyjkę miozyny wiążą Mg

2+

. Odkryto jed-

nak, że jedno miejsce wiązania kationów dwuwartościowych 

znajdujące się w końcu aminowym płata ELC preferencyjnie 

wiąże Ca

2+

. Miejsce to jest położone w pobliżu C-końcowego 

płata RLC (Ryc. 7A). Co więcej, reszty aminokwasowe z tego 

rejonu cząsteczki RLC są zaangażowane w wiązanie Ca

2+

. W 

obecności jonu wapnia reszty Asp117 i Gly118 RLC oddziału-

ją z Arg24 w ELC, znajdującą się w pobliżu miejsca wiązania 

Ca

2+

 (Ryc. 7B). W wiązaniu jonu wapnia

 

pośredniczy również 

fragment łańcucha ciężkiego miozyny. W obecności Ca

2+

 wy-

twarzane jest dodatkowe połączenie pomiędzy resztą Gln812 

łańcucha  ciężkiego  a  resztą  Leu113  w  RLC.  Oddziaływania, 

ELC-RLC i RLC-łańcuch ciężki, zanikają pod nieobecność jonu 

Ca

2+ 

(Ryc. 7C) [82]. Stwierdzono również, że sam ELC nie wią-

że Ca

2+

, co dodatkowo potwierdza, że powyższe oddziaływa-

nia są niezbędne dla wiązania tego jonu [81]. Analiza struktur 

domeny  regulatorowej  wykazała,  że  pod  nieobecność  jonu 

wapnia jest ona bardziej giętka [82]. Utrata sztywności szyjki 

uniemożliwia miozynie przekazanie zmian konformacyjnych 

zachodzących w główce do reszty cząsteczki, w konsekwencji 

nie dochodzi więc do generacji siły niezbędnej do przesuwu 

filamentów aktynowych.

Miozyny niekonwencjonalne

Łańcuchy lekkie większości miozyn niekonwencjonalnych 

to cząsteczki kalmoduliny. Na podstawie liczby motywów IQ 

zidentyfikowanych  w  sekwencji  aminokwasowej  łańcucha 

ciężkiego przyjmuje się, że w zależności od typu miozyny, do 

łańcucha ciężkiego przyłącza się od jednej (np. w miozynie I) 

do siedmiu (np. w miozynie XII występującej w roślinach) czą-

steczek CaM [4]. Można się zatem spodziewać, że jony wapnia 

mają istotne znaczenie dla regulacji aktywności miozyn nie-

konwencjonalnych.

Izoformy miozyny I są najwcześniej wykrytymi i najliczniej 

reprezentowanymi miozynami niekonwencjonalnymi, wystę-

pującymi od ameb po komórki ssaków. U człowieka zidenty-

fikowano aż 8 genów kodujących łańcuchy ciężkie miozyny 

I  przy  14  genach  kodujących  łańcuchy  miozyn  konwencjo-

nalnych  [4].  Łańcuchy  ciężkie  izoform  miozyny  I  różnią  się 

między sobą liczbą wiążących CaM motywów IQ (od jednego 

do sześciu) i budową domenową ogonka. Ich cechą wspólną 

jest obecność w ogonku miozyn I drugiego miejsca wiążącego 

aktynę, lecz w sposób niezależny od ATP, co umożliwia tym 

miozynom również udział w organizacji filamentów aktyno-

wych [4]. Badania nad aktywnością ATPazową miozyny I z 

Rycina  7.  Wiązanie  jonów  wapnia  do  łańcuchów  istotnych  miozyny  mięcza-

ków. A. Struktura krystaliczna domeny regulatorowej w obecności jonów Ca

2+

. 

B i C, schemat oddziaływań pomiędzy podjednostkami domeny regulatorowej, 

odpowiednio, w obecności i pod nieobecność jonów wapnia. Oznaczenia amino-

kwasów wg kodu jednoliterowego: D, kwas asparaginowy; G, glicyna; F, fenylo-

alanina; L, leucyna; N, asparagina; M, metionina; R, arginina; Q, glutamina. Na 

podstawie [82]; zmodyfikowano.

446

 

www.postepybiochemii.pl

rąbka szczoteczkowego kosmków jelitowych (Myo1b) wyka-

zały, że jest ona regulowana przez jony wapnia, poprzez CaM. 

W obecności 2–3 μM Ca

2+

 dochodzi do oddysocjowania jednej 

z czterech cząsteczek CaM, co prowadzi do wzrostu aktywno-

ści ATPazy aktynowej oraz obniżenia zdolności do przesuwa-

nia filamentów aktynowych, co może być skutkiem odłączenia 

w tych warunkach cząsteczki miozyny od filamentu aktyno-

wego [83,84]. Zjawisko to nie było obserwowano przy niższym 

stężeniu  Ca

2+

  lub  nadmiarze  egzogennej  kalmoduliny.  Jony 

wapnia zmniejszają również wrażliwość tej miozyny na naprę-

żenia [85]. W przypadku innej izoformy, Myo1C, zawierającej 

cztery motywy IQ wykazano, że tylko trzy pierwsze z nich są 

zaangażowane w wiązanie CaM, a w regulacji aktywności tej 

miozyny poprzez jony wapnia uczestniczy CaM związana z 

pierwszym motywem IQ, położonym najbliżej domeny mo-

torycznej [86,87]. Oddziaływanie izoform miozyny I z aktyną 

jest również regulowane poprzez fosforylację reszt seryny lub 

treoniny w łańcuchu ciężkim. Temu zagadnieniu poświęcona 

jest kolejna część niniejszego artykułu.

Miozyna III, niezbędna w procesie fototransdukcji, w swo-

im  łańcuchu  ciężkim  zawiera  domenę  o  aktywności  kinazy 

serynowo-treoninowej, poprzedzającą klasyczną domenę mo-

toryczną,  po  której  znajdują  się  dwa  wiążące  CaM  motywy 

IQ. Międzycząsteczkowa autofosforylacja domeny kinazowej 

powoduje  obniżenie  aktywności  ATPazowej  miozyny  i  jej 

powinowactwa  do  aktyny,  natomiast  zahamowanie  aktyw-

ności kinazy nie wpływa na aktywność ATPazową, ale zabu-

rza aktywność motoryczną białka [88]. Stwierdzono także, że 

miozyna III w sposób zależny od Ca

2+

 i kalmoduliny hamuje 

aktywność metarodopsyny, białka zaangażowanego w proces 

fototransdukcji [89]. Uważa się, że miozyna III stanowi swoje-

go rodzaju ruchomy rezerwuar kalmoduliny, gdyż CaM/Ca

2+

 

po oddysocjowaniu od łańcucha ciężkiego może być wykorzy-

stywana przez metarodopsynę i inne białka [90].

Miozyna V jest złożona z dwóch łańcuchów ciężkich, któ-

re dimeryzują w C-końcowej części cząsteczki, i sześciu par 

łańcuchów lekkich, z czego cztery pary to cząsteczki kalmo-

duliny, a dwie to łańcuchy istotne miozyn konwencjonalnych. 

Jest to typowa miozyna transportująca, progresywna, co ozna-

cza, że pozostaje ona w kontakcie z filamentami aktynowymi 

podczas kilku cykli hydrolizy ATP w główce miozyny. Prze-

noszone przez miozynę V organelle i pęcherzyki łączą się z 

domeną cargo, która znajduje się w C-końcowej części białka 

[91]. Pod nieobecność jonów wapnia cząsteczki kalmoduliny 

są związane z łańcuchem ciężkim, a miozyna przyjmuje kon-

formację zwiniętą, w której domena motoryczna oddziałuje z 

domeną cargo. To powoduje, że miozyna nie jest zdolna do 

hydrolizy ATP i wiązania aktyny. W obecności 1 μM Ca

2+

 do-

chodzi do zmian konformacyjnych w cząsteczkach kalmodu-

liny,  następuje  dysocjacja  kalmoduliny  związanej  z  drugim 

motywem IQ, co wywołuje zmiany konformacyjne w szyjce, 

które są przekazywane do domeny motorycznej [92]. Zmiany 

konformacyjne  zachodzą  również  w  cząsteczkach  kalmodu-

liny związanych z motywami IQ1, IQ3 i IQ5 [93]. Zmiany te 

są odpowiedzialne za wyprostowanie się cząsteczki miozyny, 

co prowadzi do wzrostu jej aktywności ATPazowej [91]. Do 

aktywacji zależnej od aktyny aktywności ATPazowej miozyny 

V wymagane są mikromolowe stężenia jonów wapnia. W ma-

łych stężeniach Ca

2+

 oddziaływanie miozyny z aktyną jest bar-

dzo słabe, nawet w dużym nadmiarze aktyny [91]. Jednakże w 

obecności jonów wapnia dochodzi również do oddysocjowa-

nia miozyny od filamentu aktynowego i w konsekwencji do 

zahamowania jej ruchu [94]. Nie znamy jeszcze mechanizmu 

tej paradoksalnej obserwacji.

Miozyna VI jest jedyną z dotychczas poznanych miozyn, 

która się porusza w kierunku końca ostrego (ang. pointed end) 

filamentu aktynowego, co jest możliwe dzięki obecności w 

rejonie konwertera wstawki złożonej z 53 reszt aminokwa-

sowych, która stanowi również niekonwencjonalne miejsce 

wiązania kalmoduliny [95]. W szyjce natomiast znajduje się 

klasyczny motyw IQ, również wiążący kalmodulinę. Uwa-

ża się, że cząsteczka kalmoduliny znajdująca się we wstaw-

ce pełni rolę strukturalną, istotną podczas generacji ruchu, 

podczas gdy kalmodulina w szyjce może być zaangażowa-

na w regulację aktywności miozyny VI poprzez jony wap-

nia [96]. Wykazano, że obecność tych jonów prowadzi do 

spowolnienia ruchu miozyny VI wzdłuż filamentów akty-

nowych, nie wpływając w znaczący sposób na jej aktywność 

ATPazową i uwalnianie ADP [97,98]. Wprawdzie wiązanie 

kalmoduliny do całej cząsteczki miozyny VI nie jest zależne 

od Ca

2+

, zachodzi bowiem nawet przy 100 μM stężeniu tych 

jonów, wykazano jednak, że w obecności jonów wapnia

 

kal-

modulina wiąże się z dużo większym powinowactwem do 

rejonu wstawki, z jednoczesnym osłabieniem wiązania tej 

cząsteczki  związanej  z  szyjką.  Nie  dochodzi  jednak  do  jej 

oddysocjowania, jak to ma miejsce w przypadku miozyny 

I i V [95]. Uważa się, że zmiany konformacyjne zachodzące 

w  cząsteczce  kalmoduliny  są  „wyczuwane”  przez  dome-

nę motoryczną, nie wyklucza się również, że te zmiany są 

przekazywane na filament aktynowy i allosterycznie modu-

lują sztywność filamentu aktynowego [96].

Miozyna VII zawiera w łańcuchu ciężkim pięć motywów 

IQ, co sugeruje, że potencjalnie może on wiązać nawet pięć 

cząsteczek kalmoduliny [4]. Wykazano natomiast, że do czą-

steczki miozyny VI przyłącza się średnio 3,2 cząsteczki kal-

moduliny [99]. Powinowactwo miozyny VII do kalmoduliny 

maleje w obecności jonów wapnia, co wskazuje na rolę tego 

oddziaływania w regulacji aktywności miozyny [99]. Bada-

nia ostatnich lat wskazują, że miozyny VII występują w ko-

mórkach jako monomer, który może przyjmować konforma-

cję otwartą i zwiniętą, w której koniec karboksylowy ogonka 

oddziałuje z domeną motoryczną. Wyniki badań wskazują 

na to, że ogonek bierze udział w regulacji aktywności ATPa-

zowej. Aktywność fragmentu pozbawionego ogonka maleje, 

gdy ogonek jest dodawany w obecności małego stężenia Ca

2+

 

(pCa7), natomiast nie ulega zmianie gdy ogonek jest doda-

wany w wysokich (pCa4) stężeniach Ca

2+

 [91]. Sądzi się, że 

w małych stężeniach jonów wapnia również in vivo dochodzi 

do oddziaływania główki z ogonkiem, co prowadzi do inak-

tywacji miozyny.

Miozyna  IX  to  unikalna  miozyna  niekonwencjonalna, 

zawierająca  w  ogonku  domeny  wiążące  jony  cynku  oraz 

aktywną domenę RhoGAP, która uczestniczy w wymianie 

GTP na GDP w małych GTPazach z rodziny Rho, wpływa-

jąc na dynamikę cytoszkieletu aktynowego [90]. W główce, 

w rejonie miejsca oddziaływania z aktyną, zidentyfikowano 

długą wstawkę (ok. 150 reszt aminokwasowych), wspoma-

gającą wiązanie z aktyną i zapewniającą tej monomerycznej 

miozynie ruch procesywny. W szyjce występują cztery mo-

Postępy Biochemii 58 (4) 2012 

447

tywy IQ, a dodatkowe miejsce wiązania CaM wykryto w re-

jonie wspomnianej wyżej wstawki. Badania wykazały, że w 

obecności jonów wapnia CaM związana w główce miozyny 

pełni  funkcje  regulujące  aktywność  enzymatyczną  miozy-

ny, natomiast cząsteczki CaM związane w szyjce wydają się 

ważne w generowaniu ruchu [100].

Miozyna  X,  izoforma  występująca  głównie  na  zakoń-

czeniach wypustek komórkowych (filopodiach), zawiera w 

łańcuchu ciężkim trzy motywy IQ [101]. Wykazano, że wią-

zanie CaM nie jest czynnikiem determinującym generowa-

nie ruchu przez tę miozynę. Odkryto także, że z motywem 

IQ3 miozyny X człowieka oddziałuje białko CLP (ang. cal-

modulin-like protein), które jest produkowane w komórkach 

nabłonkowych,  a  obniżenie  jego  syntezy  obserwuje  się  w 

niektórych  nowotworach  [102].  Oddziaływanie  to  jest  za-

leżne od stężenia Ca

2+

 i prawdopodobnie jest bardziej spe-

cyficzne niż w przypadku CaM. CaM i CLP z podobnym 

powinowactwem oddziałują z motywami IQ1 i IQ2 [103]. 

Wykazano również, że wiązanie CLP determinuje obecność 

miozyny X na końcach filopodiów [104].

FOSFORYLACJA CIĘŻKIEGO ŁAŃCUCHA MIOZYNY

Aktywność  niektórych  miozyn,  zwłaszcza  niekonwen-

cjonalnych,  jest  również  regulowana  poprzez  fosforylację 

reszt  serynowych  lub  treoninowych  w  ciężkim  łańcuchu 

miozyny. Fosforylację obserwuje się głównie w dwóch rejo-

nach łańcucha ciężkiego, w domenie motorycznej, w pobli-

żu miejsca oddziaływania z aktyną oraz w pałeczce/ogon-

ku, z reguły na końcu karboksylowym łańcucha. Niektóre 

konwencjonalne miozyny niemięśniowe (NMII) „wykorzy-

stują”  do  regulacji  swojej  aktywności  fosforylację  lekkich 

łańcuchów  regulujących  oraz  fosforylację  w  C-końcowym 

odcinku łańcucha ciężkiego [105].

Fosforylacja w domenie motorycznej

Dotychczas  wykryto  fosforylację  w  domenie  motorycz-

nej  izoform  miozyny  I  oraz  w  miozynie  VI.  W  przypadku 

miozyn I jest to podstawowy mechanizm aktywacji ATPazy 

aktomiozynowej przesuwania filamentów aktynowych, na-

tomiast nie wykazano, aby fosforylacja reszty Thr406 miała 

znaczący wpływ na oddziaływanie miozyny VI kręgowców 

z aktyną [98,105].

Fosforylacja miozyn I zachodzi głównie przy udziale ki-

naz z rodziny PAK, aktywowanych przez Cdc42 i Rac1. W 

przypadku miozyny IC z Acanthamoeba castellanii fosforylo-

wana jest reszta Ser311, znajdująca się w miejscu wiązania 

aktyny. Nota bene, w odpowiadającym tej serynie resztom 

łańcucha ciężkiego miozyn z mięśni poprzecznie prążkowa-

nych, np. reszcie 411 miozyny z mięśni szkieletowych kury 

znajduje się kwas asparaginowy, co wskazuje, że natura na 

stałe dodała kwaśny ładunek, czyniąc te miozyny konstytu-

tywnie aktywne [105]. Nie wykazano, aby fosforylacja reszt 

znajdujących się w domenie motorycznej miozyn I kręgow-

ców miała bezpośredni związek z jonami wapnia, natomiast 

amebowe  izoformy  kinazy  PAK  są  hamowane  poprzez 

wiązanie  kalmoduliny  i  Ca

2+

,  co  niewątpliwie  wpływa  na 

aktywność miozyny I z A. castellanii i amebowej formy ślu-

zowca Dictyostelium discoideum [106].

Fosforylacja w pałeczce/ogonku miozyny

Większość niemięśniowych miozyn konwencjonalnych po-

siada dwa mechanizmy regulacji ich aktywności, są to fosfory-

lacja łańcuchów lekkich aktywująca oddziaływanie miozyn z 

aktyną oraz fosforylacja reszt serynowych lub treoninowych 

w C-końcowym odcinku pałeczki, prowadząca do inaktywacji 

miozyn [105]. W najlepiej poznanym przypadku miozyny II ze 

śluzowca, D. discoideum, fosforylacja trzech reszt treoninowych 

poprzez specyficzną kinazę ciężkich łańcuchów miozyny po-

woduje zagięcie pałeczki w rejonie zawiasu, co uniemożliwia 

tworzenie bipolarnych filamentów [107]. Brak jednak dowo-

dów na zaangażowanie w tym procesie jonów wapnia [108].

W dwóch izoformach miozyn niemięśniowych występują-

cych u ssaków (NMIIA i NMIIB) również dochodzi do fosfo-

rylacji reszty Ser 1917 m.in. przez kinazę PKC lub kinazę kaze-

inową II znajdującą się w C-końcowym odcinku tych miozyn 

[105].  Natomiast  w  obecności  jonów  wapnia  do  tego  rejonu 

cząsteczki przyłączają się cząsteczki białka Mts1, należącego 

do białek wiążących Ca

2+ 

z rodziny S100. Synteza Mts1 (wg 

klasyfikacji białek S100 to S100A4) jest znacznie zwiększona 

w  komórkach  nowotworowych,  białko  to  bowiem  odgrywa 

ważną rolę w procesie powstawania przerzutów. Przyłącze-

nie MtS1 uniemożliwia fosforylację pałeczki, powoduje jednak 

podobne skutki; destabilizuje w obecności jonów wapnia fi-

lamenty i hamuje aktywność ATPazową aktomiozyny [109]. 

Mechanizm ten jest szczególnie istotny dla regulacji stabilności 

filamentów złożonych z NMIIA, która występuje głównie w 

strefie podbłonowej [110].

NMIIA  jest  również  fosforylowana  przez  TRPM7,  kanał 

jonowy biorący udział w homeostazie jonów magnezu, któ-

rego integralną częścią jest kinaza białkowa alfa. Obniżenie 

poziomu  tego  białka  prowadzi  również  do  podwyższenia 

wewnątrzkomórkowego  stężenia  Ca

2+

.  Wykazano,  że  ki-

naza fosforyluje w sposób zależny od jonów wapnia reszty 

Thr1800, Ser1803 i 1808, co obniża zdolność tej miozyny do 

tworzenia filamentów [111].

Wykryto również fosforylację reszt serynowych i treonino-

wych w ogonkach miozyn niekonwencjonalnych, miozyny III, 

V, VI i VII, ale z wyjątkiem miozyny V ich fosforylacja nie ma 

powiązania z jonami wapnia i oddziaływaniem tych miozyn z 

aktyną. Uzyskane dotychczas dane wskazują, że fosforylacja 

miozyn  niekonwencjonalnych  reguluje  przyłączanie  do  nich 

ładunku  (cargo)  [91,112].  Natomiast  podczas  otrzymywania 

miozyny VA z mózgu okazało się, że wraz z nią oczyszcza się 

kinaza II zależna od jonów wapnia i CaM, która będąc związa-

na z ogonkiem miozyny fosforyluje resztę Ser1650 w łańcuchu 

ciężkim miozyny, znajdującą się w środkowej części ogonka. 

Co ciekawe, okazało się iż związanie miozyny aktywuję tę ki-

nazę, a niezbędna do aktywacji cząsteczka CaM jest uwalniana 

w obecności Ca

2+

 z rejonu szyjki miozyny V [113,114]. Fosfo-

rylacja reszty Ser1650 warunkuje uwalnianie przez miozynę 

ładunku oraz jest niezbędna do translokacji tego motoru mole-

kularnego do jądra komórkowego [114,115].

PODSUMOWANIE

Oddziaływania aktyny z miozyną, procesy zasilane ener-

gią hydrolizy ATP, determinują wiele podstawowych funkcji 

448

 

www.postepybiochemii.pl

komórki, takich jak skurcz, migracja, transport wewnątrzko-

mórkowy, cytokineza. Podstawą różnorodności tych zjawisk i 

ich specyficznej regulacji w odpowiedzi na potrzeby komórki 

i sygnały ze środowiska zewnętrznego jest obecność licznych 

izoform miozyny oraz precyzyjna kontrola kinetyki wiązania 

miozyny z aktyną. Zmiany stężenia Ca

2+

 w komórce to głów-

ny czynnik determinujący aktywność aktomiozyny. Wielolet-

nie  badania  umożliwiły  poznanie  struktury  zarówno  białek 

kurczliwych, jak i towarzyszących im białek regulatorowych. 

Określenie  zmian  konformacyjnych  w  tych  białkach  zacho-

dzących na skutek przejścia ze stanu relaksacji (niskie stężenie 

Ca

2+

) do aktywacji (wysokie stężenie Ca

2+

) umożliwiło opraco-

wanie molekularnych modeli regulacji.

W mięśniach poprzecznie prążkowanych białkiem regulu-

jącym oddziaływania aktomiozynowe w sposób zależny od jo-

nów wapnia jest Tn, kompleks złożony z trzech podjednostek 

zakotwiczonych do filamentu aktynowego poprzez TnT. Wią-

zanie Ca

2+

 przez TnC wyzwala szereg zmian w kompleksie Tn. 

W szczególności dochodzi do przesunięcia dwóch segmentów 

TnI i zerwania ich kontaktów z aktyną. Dzięki temu TM, biał-

ko regulatorowe, które rozciąga się wzdłuż filamentu aktyno-

wego, zmienia swoje położenie na filamecie i w konsekwencji 

zostają  odblokowane  miejsca  wiązania  miozyny  na  aktynie. 

Towarzyszące temu allosteryczne zmiany konformacyjne za-

chodzące w cząsteczce aktyny potęgują oddziaływania aktyny 

z miozyną i towarzyszącą im hydrolizę ATP.

W komórkach mięśni gładkich oraz w komórkach niemię-

śniowych regulacja na poziomie filamentu aktynowego zacho-

dzi z udziałem innego białka regulatorowego - kaldesmonu. 

W  niskich  stężeniach  jonów  Ca

2+

  CaD  wiąże  się  do  aktyny 

domeną C-końcową, przez co hamuje przejścia konformacyj-

ne w obrębie filamentu aktynowego, które są konieczne dla 

wydajnych oddziaływań z miozyną. Hamowanie jest znoszo-

ne przez kompleks CaM/Ca

2+

, który wiąże się z C-końcową 

domeną CaD i znosi jej hamujący wpływ na akto-miozynę. Al-

ternatywny mechanizm aktywacji polega na fosforylacji koń-

ca C kaldesmonu. N-końcowa domena cząsteczki CaD wiąże 

szyjkowy rejon miozyny i w ten sposób utrzymuje oba białka 

w orientacji odpowiedniej dla ich wzajemnych oddziaływań.

Drugi mechanizm regulacji, funkcjonujący w mięśniach 

gładkich i w komórkach niemięśniowych, polega na fosfory-

lacji lekkich łańcuchów miozyny, które oplatają rejon szyjki 

miozyny. Zmiany konformacyjne zachodzące na skutek fos-

forylacji są przenoszone do domeny katalitycznej miozyny 

i  umożliwiają  wydajne  wiązanie  aktyny  i  hydrolizę  ATP. 

Fosforylacja  jest  wynikiem  równowagi  pomiędzy  aktyw-

nością  kinazową  MLCK  i  fosfatazową  MLCP.  MLCK  jest 

aktywowana przez wiązanie kompleksu CaM/Ca

2+

. Z kolei 

fosforylacja  MLCP  prowadzi  do  zahamowania  jej  aktyw-

ności.  Inaktywacja  fosfatazy  zwiększa  poziom  fosforylacji 

łańcuchów lekkich i w ten sposób uwrażliwia akto-miozy-

nę na jony wapnia. W mięśniach szkieletowych odwracalna 

fosforylacja łańcuchów regulatorowych również zachodzi, 

ale  ma  ona  jedynie  znaczenie  modulujące,  polegające  na 

uwrażliwieniu miozyny na suboptymalne stężenia Ca

2+

.

W mięśniach mięczaków zdolność odwracalnego wiąza-

nia  Ca

2+

  przez  lekkie  łańcuchy  została  zachowana  i  dzięki 

temu jony wapnia bezpośrednio wpływają na aktywność ka-

talityczną  domeny  motorycznej  miozyny.  Pod  nieobecność 

Ca

2+

 domena regulatorowa miozyny jest bardziej giętka niż 

po związaniu Ca

2+

 przez łańcuch regulujący, a to uniemoż-

liwia miozynie przekazanie zmian konformacyjnych zacho-

dzących w główce do reszty cząsteczki i w konsekwencji nie 

dochodzi do generacji siły niezbędnej do przesuwu filamen-

tów aktynowych.

W większości miozyn niekonwencjonalnych, czyli miozyn 

niezdolnych do tworzenia filamentów, rolę łańcuchów lek-

kich pełnią cząsteczki kalmoduliny. Podwyższenie stężenia 

Ca

2+

 prowadzi najczęściej do oddysocjowania przynajmniej 

jednej cząsteczki kalmoduliny (lub osłabienia jej wiązania z 

ciężkim łańcuchem), czego konsekwencją jest zmiana konfor-

macyjna  prowadząca  do  osłabienia  oddziaływania  miozyn 

niekonwencjonalnych z filamentami aktynowymi.

Aktywność niektórych miozyn, zwłaszcza niekonwencjo-

nalnych, jest również regulowana poprzez fosforylację reszt 

serynowych  lub  treoninowych  w  ciężkim  łańcuchu  miozy-

ny. Fosforylacja w domenie motorycznej, w pobliżu miejsca 

oddziaływania  z  aktyną,  ma  duże  znaczenie  dla  aktywacji 

miozyn klasy I. W przypadku miozyny I ameb fosforylacja 

domeny motorycznej jest regulowana przez kompleks CaM/

Ca

2+

, natomiast u kręgowców zachodzi ona w sposób nieza-

leżny od stężenia Ca

2+

.

Większość  niemięśniowych  miozyn  konwencjonalnych 

ulega  fosforylacji  w  C-końcowym  odcinku  pałeczki,  któ-

ra  w zależności od typu miozyny, jest zależna od stężenia 

Ca

2+

 lub zachodzi niezależnie od poziomu Ca

2+

 w komórce. 

Modyfikacja ta prowadzi do zahamowania tworzenia dwu-

biegunowych  filamentów.  W  przypadku  większości  mio-

zyn  niekonwencjonalnych,  fosforylacja  ogonka  zachodzi 

niezależnie od jonów wapnia i nie jest powiązana z oddzia-

ływaniami  aktomiozynowymi.  Wyjątek  stanowi  miozyna 

V,  która  jest  fosforylowana  w  centralnej  części  ogonka  w 

sposób zależny od CaM/Ca

2+

. Ma to znaczenie dla procesu 

uwalniania  ładunku  związanego  z  łańcuchem  ciężkim  tej 

miozyny.

Pomimo  ogromnego  postępu  wiedzy  na  temat  regulacji 

oddziaływań aktyny z miozyną, wiele kwestii wymaga wy-

jaśnienia. Jednak dzięki badaniom nad poznaniem struktury 

cząsteczek, można oczekiwać, że w niedalekiej perspektywie 

będzie możliwe dogłębne zrozumienie procesów ruchliwości 

i zbudowanie modeli regulacji na poziomie atomowym.

PIŚMIENNICTWO

1.  Carlier MF, Pantaloni D (2007) Control of actin assembly dynamics in 

cell motility. J Biol Chem 282: 23005-23009

2.  Dominguez R, Holmes KC (2011) Actin structure and function. Annu 

Rev Biophys 40: 169-186

3.  Odronitz F, Kollmar M (2007) Drawing the tree of eukaryotic life ba-

sed on the analysis of 2,269 manually annotated myosins from 328 

species. Genome Biol 8: R196

4.  Berg JS, Powell BC, Cheney RE (2001) A millennial myosin census. 

Mol Biol Cell 12: 780-794

5.  Strzelecka-Golaszewska H (1997) Molekularne mechanizmy skurczu 

mięśniowego, W: Baryszewska M, Leyko W (red), Biofizyka dla bio-

logów, Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, str. 244-280

6.  Moraczewska J (2009) Rola izoform tropomiozyny w dywersyfikacji 

funkcji filamentu aktynowego. Postepy Biochem 55: 201-206

Postępy Biochemii 58 (4) 2012 

449

7.  Greaser ML, Gergely J (1971) Reconstitution of troponin activity from 

three protein components. J Biol Chem 246: 4226-4233

8.  Zot AS, Potter JD (1987) Structural aspects of troponin-tropomyosin 

regulation  of  skeletal  muscle  contraction.  Annu  Rev  Biophys  Bio-

phys Chem 16: 535-559

9.  Ohtsuki I (1979) Molecular arrangement of troponin-T in the thin fila-

ment. J Biochem 86: 491-497

10. Vinogradova MV, Stone DB, Malanina GG, Karatzaferi C, Cooke R, 

Mendelson RA, Fletterick RJ (2005) Ca

2+

-regulated structural chan-

ges in troponin. Proc Natl Acad Sci USA 102: 5038-5043

11. Vassylyev DG, Takeda S, Wakatsuki S, Maeda K, Maeda Y (1998) The 

crystal structure of troponin C in complex with N-terminal fragment 

of troponin I. The mechanism of how the inhibitory action of tropo-

nin I is released by Ca

2+

-binding to troponin C. Adv Exp Med Biol 

453: 157-167

12. Levine BA, Moir AJ, Perry SV (1988) The interaction of troponin-I with 

the N-terminal region of actin. Eur J Biochem 172: 389-397

13. Gergely J, Grabarek Z, Tao T (1993) The molecular switch in troponin 

C. Adv Exp Med Biol 332: 117-123

14. Galinska-Rakoczy A, Engel P, Xu C, Jung H, Craig R, Tobacman LS, 

Lehman W (2008) Structural basis for the regulation of muscle con-

traction by troponin and tropomyosin. J Mol Biol 379: 929-935

15. Knowles AC, Irving M, Sun YB (2012) Conformation of the troponin 

core complex in the thin filaments of skeletal muscle during relaxa-

tion and active contraction. J Mol Biol 421: 125-137

16. Takeda S, Yamashita A, Maeda K, Maeda Y (2003) Structure of the 

core domain of human cardiac troponin in the Ca

2+

-saturated form. 

Nature 424: 35-41

17. Pirani A, Vinogradova MV, Curmi PM, King WA, Fletterick RJ, Craig 

R, Tobacman LS, Xu C, Hatch V, Lehman W (2006) An atomic model 

of the thin filament in the relaxed and Ca2+-activated states. J Mol 

Biol 357: 707-717

18. Luo Y, Leszyk J, Li B, Li Z, Gergely J, Tao T (2002) Troponin-I interacts 

with the Met47 region of skeletal muscle actin. Implications for the 

mechanism of thin filament regulation by calcium. J Mol Biol 316: 

429-434

19. Kobayashi T, Kobayashi M, Gryczynski Z, Lakowicz JR, Collins JH 

(2000) Inhibitory region of troponin I: Ca

2+

-dependent structural and 

environmental changes in the troponin-tropomyosin complex and in 

reconstituted thin filaments. Biochemistry (Mosc) 39: 86-91

20. Li Z, Gergely J, Tao T (2001) Proximity relationships between residue 

117 of rabbit skeletal troponin-I and residues in troponin-C and ac-

tin. Biophys J 81: 321-333

21. Sun YB, Brandmeier B, Irving M (2006) Structural changes in troponin 

in response to Ca

2+

 and myosin binding to thin filaments during acti-

vation of skeletal muscle. Proc Natl Acad Sci USA 103: 17771-17776

22. Van Eerd JP, Takahashi K (1975) The amino acid sequence of bovine 

cardiac  tamponin-C.  Comparison  with  rabbit  skeletal  troponin-C. 

Biochem Biophys Res Commun 64: 122-127

23. Slupsky CM, Sykes BD (1995) NMR solution structure of calcium-sa-

turated skeletal muscle troponin C. Biochemistry (Mosc) 34: 15953-

15964

24. Tobacman  LS  (1996)  Thin  filament-mediated  regulation  of  cardiac 

contraction. Annu Rev Physiol 58: 447-481

25. Gordon AM, Homsher E, Regnier M (2000) Regulation of contraction 

in striated muscle. Physiol Rev 80: 853-924

26. Domingo A, Gonzalez-Jurado J, Maroto M, Diaz C, Vinos J, Carrasco 

C, Cervera M, Marco R (1998) Troponin-T is a calcium-binding pro-

tein in insect muscle: in vivo phosphorylation, muscle-specific iso-

forms and developmental profile in Drosophila melanogaster. J Muscle 

Res Cell Motil 19: 393-403

27. Cammarato A, Craig R, Lehman W (2010) Electron microscopy and 

three-dimensional  reconstruction  of  native  thin  filaments  reveal 

species-specific differences in regulatory strand densities. Biochem 

Biophys Res Commun 391: 193-197

28. Lehrer SS, Geeves MA (1998) The muscle thin filament as a classical 

cooperative/allosteric regulatory system. J Mol Biol 277: 1081-1089

29. Moraczewska J, Gruszczynska-Biegala J, Rędowicz MJ, Khaitlina SY, 

Strzelecka-Gołaszewska H (2004) The DNase-I binding loop of actin 

may play a role in the regulation of actin-myosin interaction by tro-

pomyosin/troponin. J Biol Chem 279: 31197-31204

30. Śliwińska M, Skórzewski R, Moraczewska J (2008) Role of actin C-ter-

minus in regulation of striated muscle thin filament. Biophys J 94: 

1341-1347

31. Skórzewski  R,  Śliwińska  M,  Borys  D,  Sobieszek  A,  Moraczewska  J 

(2009) Effect of actin C-terminal modification on tropomyosin iso-

forms binding and thin filament regulation. Biochim Biophys Acta 

1794: 237-243

32. Ochala J (2008) Thin filament proteins mutations associated with ske-

letal myopathies: defective regulation of muscle contraction. J Mol 

Med (Berl) 86: 1197-1204

33. Robaszkiewicz K, Moraczewska J (2011) Wrodzone miopatie - choro-

by mięśni szkieletowych związane z zaburzeniami struktury I funk-

cji filamentu aktynowego. Postepy Hig Med Dosw (Online) 65: 347-

356

34. Marston SB (2011) How do mutations in contractile proteins cause the 

primary familial cardiomyopathies? J Cardiovasc Transl Res 4: 245-

255

35. Dąbrowska R, Kulikova N, Gagola M (2004) Nonmuscle caldesmon: 

its distribution and involvement in various cellular processes. Proto-

plasma 224: 1-13

36. Lin JJ, Li Y, Eppinga RD, Wang Q, Jin JP (2009) Roles of caldesmon in 

cell motility and actin cytoskeleton remodeling. Int Rev Cell Mol Biol 

274: 1-68

37. Wang CL (2001) Caldesmon and smooth-muscle regulation. Cell Bio-

chem Biophys 35: 275-288

38. Wang CL (2008) Caldesmon and the regulation of cytoskeletal func-

tions. Adv Exp Med Biol 644: 250-272

39. Yamakita Y, Yamashiro S, Matsumura F (1990) Microinjection of non-

muscle and smooth muscle caldesmon into fibroblasts and muscle 

cells. J Cell Biol 111: 2487-2498

40. Guo H, Wang CL (2005) Specific disruption of smooth muscle calde-

smon expression in mice. Biochem Biophys Res Commun 330: 1132-

1137

41. Mabuchi K, Wang CL (1991) Electron microscopic studies of chicken 

gizzard caldesmon and its complex with calmodulin. J Muscle Res 

Cell Motil 12: 145-151

42. Gao Y, Patchell VB, Huber PA, Copeland O, El-Mezgueldi M, Fattoum 

A, Calas B, Thorsted PB, Marston SB, Levine BA (1999) The interface 

between caldesmon domain 4b and subdomain 1 of actin studied by 

nuclear magnetic resonance spectroscopy. Biochemistry (Mosc) 38: 

15459-15469

43. Foster DB, Huang R, Hatch V, Craig R, Graceffa P, Lehman W, Wang 

CL (2004) Modes of caldesmon binding to actin: sites of caldesmon 

contact and modulation of interactions by phosphorylation. J Biol 

Chem 279: 53387-53394

44. Graceffa P, Mazurkie A (2005) Effect of caldesmon on the position and 

myosin-induced movement of smooth muscle tropomyosin bound 

to actin. J Biol Chem 280: 4135-4143

45. Mabuchi K, Lin JJ, Wang CL (1993) Electron microscopic images sug-

gest both ends of caldesmon interact with actin filaments. J Muscle 

Res Cell Motil 14: 54-64

46. Mezgueldi M, Derancourt J, Calas B, Kassab R, Fattoum A (1994) Pre-

cise identification of the regulatory F-actin- and calmodulin-binding 

sequences in the 10-kDa carboxyl-terminal domain of caldesmon. J 

Biol Chem 269: 12824-12832

47. Wang CL, Coluccio LM (2010) New insights into the regulation of the 

actin cytoskeleton by tropomyosin. Int Rev Cell Mol Biol 281: 91-128

48. Dąbrowska R, Goch A, Gałązkiewicz B, Osińska H (1985) The influ-

ence of caldesmon on ATPase activity of the skeletal muscle acto-

myosin and bundling of actin filaments. Biochim Biophys Acta 842: 

70-75

49. Isotani E, Zhi G, Lau KS, Huang J, Mizuno Y, Persechini A, Gegucha-

dze  R,  Kamm  KE,  Stull  JT  (2004)  Real-time  evaluation  of  myosin 

450

 

www.postepybiochemii.pl

light chain kinase activation in smooth muscle tissues from a trans-

genic  calmodulin-biosensor  mouse.  Proc  Natl  Acad  Sci  USA  101: 

6279-6284

50. Geguchadze R, Zhi G, Lau KS, Isotani E, Persechini A, Kamm KE, Stull 

JT  (2004)  Quantitative  measurements  of  Ca

2+

/calmodulin  binding 

and activation of myosin light chain kinase in cells. FEBS Lett 557: 

121-124

51. Li Y, Lin JL, Reiter RS, Daniels K, Soll DR, Lin JJ (2004) Caldesmon mu-

tant defective in Ca

2+

-calmodulin binding interferes with assembly 

of stress fibers and affects cell morphology, growth and motility. J 

Cell Sci 117: 3593-3604

52. Hulvershorn J, Gallant C, Wang CA, Dessy C, Morgan KG (2001) Cal-

modulin levels are dynamically regulated in living vascular smooth 

muscle cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol 280: H1422-1426

53. Kim HR, Appel S, Vetterkind S, Gangopadhyay SS, Morgan KG (2008) 

Smooth muscle signalling pathways in health and disease. J Cell Mol 

Med 12: 2165-2180

54. Hedges JC, Oxhorn BC, Carty M, Adam LP, Yamboliev IA, Gerthoffer 

WT (2000) Phosphorylation of caldesmon by ERK MAP kinases in 

smooth muscle. Am J Physiol Cell Physiol 278: C718-C726

55. Marston SB, Redwood CS (1992) Inhibition of actin-tropomyosin acti-

vation of myosin MgATPase activity by the smooth muscle regulato-

ry protein caldesmon. J Biol Chem 267: 16796-16800

56. Ansari S, Alahyan M, Marston SB, El-Mezgueldi M (2008) Role of cal-

desmon in the Ca

2+

 regulation of smooth muscle thin filaments: evi-

dence for a cooperative switching mechanism. J Biol Chem 283: 47-56

57. Sellers  JR  (1999)  Myosin.  Protein  Profile.  Oxford  University  Press, 

Oxford

58. Hong  F,  Haldeman  BD,  Jackson  D,  Carter  M,  Baker  JE,  Cremo  CR 

(2011)  Biochemistry  of  smooth  muscle  myosin  light  chain  kinase. 

Arch Biochem Biophys 510: 135-146

59. Herring BP, El-Mounayri O, Gallagher PJ, Yin F, Zhou J (2006) Regu-

lation of myosin light chain kinase and telokin expression in smooth 

muscle tissues. Am J Physiol Cell Physiol 291: C817-C827

60. Chan JY, Takeda M, Briggs LE, Graham ML, Lu JT, Horikoshi N, We-

inberg EO, Aoki H, Sato N, Chien KR, Kasahara H (2008) Identifica-

tion of cardiac-specific myosin light chain kinase. Circ Res 102: 571-

580

61. Lazar V, Garcia JG (1999) A single human myosin light chain kinase 

gene (MLCK; MYLK). Genomics 57: 256-267

62. Puetz S, Lubomirov LT, Pfitzer G (2009) Regulation of smooth muscle 

contraction by small GTPases. Physiology (Bethesda) 24: 342-356

63. Wilson  DP,  Sutherland  C,  Borman  MA,  Deng  JT,  MacDonald  JA, 

Walsh MP (2005) Integrin-linked kinase is responsible for Ca

2+

-in-

dependent  myosin  diphosphorylation  and  contraction  of  vascular 

smooth muscle. Biochem J 392: 641-648

64. Matsumura F, Hartshorne DJ (2008) Myosin phosphatase target subu-

nit: Many roles in cell function. Biochem Biophys Res Commun 369: 

149-156

65. Cole  WC,  Welsh  DG  (2011)  Role  of  myosin  light  chain  kinase  and 

myosin light chain phosphatase in the resistance arterial myogenic 

response to intravascular pressure. Arch Biochem Biophys 510: 160-

173

66. Ito M, Nakano T, Erdodi F, Hartshorne DJ (2004) Myosin phosphatase: 

structure, regulation and function. Mol Cell Biochem 259: 197-209

67. Okamoto R, Kato T, Mizoguchi A, Takahashi N, Nakakuki T, Mizutani 

H, Isaka N, Imanaka-Yoshida K, Kaibuchi K, Lu Z, Mabuchi K, Tao 

T, Hartshorne DJ, Nakano T, Ito M (2006) Characterization and func-

tion of MYPT2, a target subunit of myosin phosphatase in heart. Cell 

Signal 18: 1408-1416

68. Skinner JA, Saltiel AR (2001) Cloning and identification of MYPT3: 

a prenylatable myosin targetting subunit of protein phosphatase 1. 

Biochem J 356: 257-267

69. Wendt T, Taylor D, Messier T, Trybus KM, Taylor KA (1999) Visu-

alization of head-head interactions in the inhibited state of smooth 

muscle myosin. J Cell Biol 147: 1385-1390

70. Rayment I, Smith C, Yount RG (1996) The active site of myosin. Annu 

Rev Physiol 58: 671-702

71. Walcott  S,  Fagnant  PM,  Trybus  KM,  Warshaw  DM  (2009)  Smooth 

muscle heavy meromyosin phosphorylated on one of its two heads 

supports force and motion. J Biol Chem 284: 18244-18251

72. Kast D, Espinoza-Fonseca LM, Yi C, Thomas DD (2010) Phosphoryla-

tion-induced structural changes in smooth muscle myosin regulato-

ry light chain. Proc Natl Acad Sci USA 107: 8207-8212

73. Stull JT, Kamm KE, Vandenboom R (2011) Myosin light chain kinase 

and the role of myosin light chain phosphorylation in skeletal musc-

le. Arch Biochem Biophys 510: 120-128

74. Scruggs SB, Solaro RJ (2011) The significance of regulatory light chain 

phosphorylation in cardiac physiology. Arch Biochem Biophys 510: 

129-134

75. Szczesna D (2003) Regulatory light chains of striated muscle myosin. 

Structure, function and malfunction. Curr Drug Targets Cardiovasc 

Haematol Disord 3: 187-197

76. Walsh MP, Vallet B, Autric F, Demaille JG (1979) Purification and cha-

racterization of bovine cardiac calmodulin-dependent myosin light 

chain kinase. J Biol Chem 254: 12136-12144

77. Ding P, Huang J, Battiprolu PK, Hill JA, Kamm KE, Stull JT (2010) Car-

diac myosin light chain kinase is necessary for myosin regulatory 

light chain phosphorylation and cardiac performance in vivo. J Biol 

Chem 285: 40819-40829

78. Mizutani H, Okamoto R, Moriki N, Konishi K, Taniguchi M, Fujita S, 

Dohi K, Onishi K, Suzuki N, Satoh S, Makino N, Itoh T, Hartshorne 

DJ, Ito M (2010) Overexpression of myosin phosphatase reduces Ca

2+

 

sensitivity of contraction and impairs cardiac function. Circ J 74: 120-

128

79. Bagshaw CR, Reed GH (1977) The significance of the slow dissociation 

of divalent metal ions from myosin ‘regulatory’ light chains. FEBS 

Lett 81: 386-390

80. Xie X, Harrison DH, Schlichting I, Sweet RM, Kalabokis VN, Szent-

-Gyorgyi AG, Cohen C (1994) Structure of the regulatory domain of 

scallop myosin at 2.8 A resolution. Nature 368: 306-312

81. Houdusse A, Cohen C (1996) Structure of the regulatory domain of 

scallop myosin at 2 A resolution: implications for regulation. Struc-

ture 4: 21-32

82. Himmel DM, Mui S, O’neall-Hennessey E, Szent-Gyorgyi AG, Cohen 

C (2009) The on-off switch in regulated myosins: different triggers 

but related mechanisms. J Mol Biol 394: 496-505

83. Wolenski JS, Hayden SM, Forscher P, Mooseker MS (1993) Calcium-

-calmodulin  and  regulation  of  brush  border  myosin-I  MgATPase 

and mechanochemistry. J Cell Biol 122: 613-621

84. Whittaker  M,  Milligan  RA  (1997)  Conformational  changes  due  to 

calcium-induced calmodulin dissociation in brush border myosin I-

-decorated F-actin revealed by cryoelectron microscopy and image 

analysis. J Mol Biol 269: 548-557

85. Lewis  JH,  Greenberg  MJ,  Laakso  JM,  Shuman  H,  Ostap  EM  (2012) 

Calcium regulation of myosin-I tension sensing. Biophys J 102: 2799-

2807

86. Lieto-Trivedi A, Coluccio LM (2008) Calcium, nucleotide, and actin 

affect the interaction of mammalian Myo1c with its light chain cal-

modulin. Biochemistry (Mosc) 47: 10218-10226

87. Manceva S, Lin T, Pham H, Lewis JH, Goldman YE, Ostap EM (2007) 

Calcium regulation of calmodulin binding to and dissociation from 

the myo1c regulatory domain. Biochemistry (Mosc) 46: 11718-11726

88. Quintero OA, Moore JE, Unrath WC, Manor U, Salles FT, Grati M, 

Kachar B, Yengo CM (2010) Intermolecular autophosphorylation re-

gulates myosin IIIa activity and localization in parallel actin bundles. 

J Biol Chem 285: 35770-35782

89. Liu CH, Satoh AK, Postma M, Huang J, Ready DF, Hardie RC (2008) 

Ca

2+

-dependent metarhodopsin inactivation mediated by calmodu-

lin and NINAC myosin III. Neuron 59: 778-789

90. Bahler M (2000) Are class III and class IX myosins motorized signal-

ling molecules? Biochim Biophys Acta 1496: 52-59

Postępy Biochemii 58 (4) 2012 

451

Calcium ions in the regulation of acto-myosin interactions

Joanna Moraczewska

1,*

, Małgorzata Śliwińska

1

, Maria Jolanta Rędowicz

2

1

Kazimierz  Wielki  University  in  Bydgoszcz,  Institute  of  Experimental  Biology,  Bydgoszcz,  30  Chodkiewicza  St.,  85-064  Bydgoszcz,  Poland 

2

Nencki Institute of Experimental Biology, Polish Academy of Science, 3 Pasteur St., 02-093 Warsaw, Poland

*

e-mail: moraczjo@ukw.edu.pl

Key words: actin, myosin, calcium ions, ATPase activity, regulation

ABSTRACT

Muscle contraction and different forms of motility of nonmuscle cells depend on cyclic interactions between actin filaments and myosin mo-

tors. Calcium ions are the main intracellular signal, which induces activation of actin-myosin interactions. Depending on the cell type and the 

class of myosin, the molecular mechanisms of regulation are different and take place on two levels — actin filament and myosin. In striated 

muscle, the actin thin filament is regulated by the troponin-tropomyosin complex. In smooth muscle and nonmuscle cells, actin filaments are 

predominantly regulated by caldesmon. The control of myosin activity in these cells also depends on the myosin light chain phosphorylation 

and the phosphorylation of the heavy chain. Direct binding of calcium ions to the myosin light chains (which could be calmodulin molecules) 

was observed in myosin from molluscan muscle and in some unconventional myosins. Intensive world-wide studies allow us to understand 

details of the mechanisms of actin-myosin interactions. In this article, we present the contemporary view on these mechanisms.

91. Siththanandan VB, Sellers JR (2011) Regulation of myosin 5a and my-

osin 7a. Biochem Soc Trans 39: 1136-1141

92. Houdusse A, Gaucher JF, Krementsova E, Mui S, Trybus KM, Cohen C 

(2006) Crystal structure of apo-calmodulin bound to the first two IQ 

motifs of myosin V reveals essential recognition features. Proc Natl 

Acad Sci USA 103: 19326-19331

93. Trybus  KM,  Gushchin  MI,  Lui  H,  Hazelwood  L,  Krementsova  EB, 

Volkmann N, Hanein D (2007) Effect of calcium on calmodulin bo-

und to the IQ motifs of myosin V. J Biol Chem 282: 23316-23325

94. Nguyen H, Higuchi H (2005) Motility of myosin V regulated by the 

dissociation of single calmodulin. Nat Struct Mol Biol 12: 127-132

95. Sweeney HL, Houdusse A (2010) Myosin VI rewrites the rules for my-

osin motors. Cell 141: 573-582

96. Prochniewicz E, Pierre A, Mccullough BR, Chin HF, Cao W, Saunders 

LP, Thomas DD, De La Cruz EM (2011) Actin filament dynamics in 

the actomyosin VI complex is regulated allosterically by calcium-cal-

modulin light chain. J Mol Biol 413: 584-592

97. Yoshimura M, Homma K, Saito J, Inoue A, Ikebe R, Ikebe M (2001) 

Dual  regulation  of  mammalian  myosin  VI  motor  function.  J  Biol 

Chem 276: 39600-39607

98. Morris CA, Wells AL, Yang Z, Chen LQ, Baldacchino CV, Sweeney HL 

(2003) Calcium functionally uncouples the heads of myosin VI. J Biol 

Chem 278: 23324-23330

99. Udovichenko IP, Gibbs D, Williams DS (2002) Actin-based motor pro-

perties of native myosin VIIa. J Cell Sci 115: 445-450

100.  Liao W, Elfrink K, Bahler M (2010) Head of myosin IX binds cal-

modulin and moves processively toward the plus-end of actin fila-

ments. J Biol Chem 285: 24933-24942

101.  Homma K, Saito J, Ikebe R, Ikebe M (2001) Motor function and regu-

lation of myosin X. J Biol Chem 276: 34348-34354

102.  Rogers MS, Strehler EE (2001) The tumor-sensitive calmodulin-like 

protein is a specific light chain of human unconventional myosin X. J 

Biol Chem 276: 12182-12189

103.  Caride AJ, Bennett RD, Strehler EE (2010) Kinetic analysis reveals 

differences in the binding mechanism of calmodulin and calmodu-

lin-like protein to the IQ motifs of myosin-10. Biochemistry (Mosc) 

49: 8105-8116

104.  Bennett  RD,  Caride  AJ,  Mauer  AS,  Strehler  EE  (2008)  Interaction 

with the IQ3 motif of myosin-10 is required for calmodulin-like pro-

tein-dependent filopodial extension. FEBS Lett 582: 2377-2381

105.  Rędowicz  MJ  (2001)  Regulation  of  nonmuscle  myosins  by  heavy 

chain phosphorylation. J Muscle Res Cell Motil 22: 163-173

106.  Brzeska H, Korn ED (1996) Regulation of class I and class II myosins 

by heavy chain phosphorylation. J Biol Chem 271: 16983-16986

107.  Liang W, Warrick HM, Spudich JA (1999) A structural model for 

phosphorylation  control  of  Dictyostelium  myosin  II  thick  filament 

assembly. J Cell Biol 147: 1039-1048

108.  Egelhoff TT, Lee RJ, Spudich JA (1993) Dictyostelium myosin heavy 

chain phosphorylation sites regulate myosin filament assembly and 

localization in vivo. Cell 75: 363-371

109.  Ford HL, Silver DL, Kachar B, Sellers JR, Zain SB (1997) Effect of 

Mts1 on the structure and activity of nonmuscle myosin II. Bioche-

mistry (Mosc) 36: 16321-16327

110.  Murakami N, Kotula L, Hwang YW (2000) Two distinct mechanisms 

for regulation of nonmuscle myosin assembly via the heavy chain: 

phosphorylation for MIIB and mts 1 binding for MIIA. Biochemistry 

(Mosc) 39: 11441-11451

111.  Clark K, Middelbeek J, Lasonder E, Dulyaninova NG, Morrice NA, 

Ryazanov  AG,  Bresnick  AR,  Figdor  CG,  Van  Leeuwen  FN  (2008) 

TRPM7 regulates myosin IIA filament stability and protein localiza-

tion by heavy chain phosphorylation. J Mol Biol 378: 790-803

112.  Buss F, Kendrick-Jones J (2008) How are the cellular functions of my-

osin VI regulated within the cell? Biochem Biophys Res Commun 

369: 165-175

113.  Costa MC, Mani F, Santoro W, Jr., Espreafico EM, Larson RE (1999) 

Brain myosin-V, a calmodulin-carrying myosin, binds to calmodu-

lin-dependent protein kinase II and activates its kinase activity. J Biol 

Chem 274: 15811-15819

114.  Karcher RL, Roland JT, Zappacosta F, Huddleston MJ, Annan RS, 

Carr  SA,  Gelfand  VI  (2001)  Cell  cycle  regulation  of  myosin-V  by 

calcium/calmodulin-dependent protein kinase II. Science 293: 1317-

1320

115.  Pranchevicius MC, Baqui MM, Ishikawa-Ankerhold HC, Lourenco 

EV, Leao RM, Banzi SR, Dos Santos CT, Roque-Barreira MC, Espre-

afico EM, Larson RE (2008) Myosin Va phosphorylated on Ser1650 is 

found in nuclear speckles and redistributes to nucleoli upon inhibi-

tion of transcription. Cell Motil Cytoskeleton 65: 441-456

116.  Rayment  I,  Rypniewski  WR,  Schmidt-Base  K,  Smith  R,  Tomchick 

DR,  Benning  MM,  Winkelmann  DA,  Wesenberg  G,  Holden  HM 

(1993) Three-dimensional structure of myosin subfragment-1: a mo-

lecular motor. Science 261: 50-58

117.  Milton DL, Schneck AN, Ziech DA, Ba M, Facemyer KC, Halayko 

AJ, Baker JE, Gerthoffer WT, Cremo CR (2011) Direct evidence for 

functional smooth muscle myosin II in the 10S self-inhibited mono-

meric conformation in airway smooth muscle cells. Proc Natl Acad 

Sci USA 108: 1421-1426