437 451

Postępy Biochemii 58 (4) 2012

437

Joanna Moraczewska

1,*

Małgorzata Śliwińska

Maria Jolanta Rędowicz

Uniwersytet Kazimierza Wielkiego w Byd-

goszczy, Instytut Biologii Eksperymentalnej,

Bydgoszcz

Instytut Biologii Doświadczalnej im. Marcele-

go Nenckiego PAN w Warszawie

Uniwersytet Kazimierza Wielkiego w

Bydgoszczy, Instytut Biologii Eksperymentalnej,

ul. Chodkiewicza 30, 85-064 Bydgoszcz;

e-mail:moraczjo@ukw.edu.pl

Artykuł otrzymano 22 października 2012 r.

Artykuł zaakceptowano 24 października

2012 r.

Słowa kluczowe: aktyna, miozyna, jony wap-

nia, aktywność ATPazowa, regulacja

Wykaz skrótów: CaD — kaldesmon; l-CaD —

izoforma lekka kaldesmonu; h-CaD — izofor-

ma ciężka kaldesmonu; CaM — kalmodulina;

CaMK — kinaza zależna od Ca

i kalmoduli-

ny; CLP (ang. calmodulin like protein) — białko

podobne do kalmoduliny; IQ — motyw wiążą-

cy lekkie łańcuchy miozyny lub kalmodulinę;

ELC (ang. essential light chain) — istotny lekki

łańcuch miozyny; KRP (ang. kinase related pro-

tein) — białko pokrewne kinazie; MLCK (ang.

myosin light chain kinase) — kinaza lekkich łań-

cuchów miozyny; cMLCK — izoforma sercowa

MLCK; MLCP (ang. myosin light chain phospha-

tase) — fosfataza lekkich łańcuchów miozyny;

PKA — kinaza zależna od cyklicznego AMP;

RLC (ang. regulatory light chain) — regulatoro-

wy lekki łańcuch miozyny; cRLC — izoforma

RLC w mięśniu sercowym; TM — tropomiozy-

na; Tn — kompleks troponiny; TnC — tropo-

nina C; TnI — troponina I; TnT — troponina T

Podziękowania: Praca powstała w ramach

działania Sieci Naukowej: Mechanizmy Ru-

chów Komórkowych Mobilitas.pl. Wsparcia

finansowe MJR, z grantu nr N303 3593 35 Mi-

nisterstwa Nauki i Szkolnictwa Wyższego oraz

dotacji statutowej dla Instytutu Nenckiego z

Ministerstwa Nauki i Szkolnictwa Wyższego.

Udział jonów wapnia w regulacji oddziaływań aktyny z miozyną

STRESZCZENIE

kurcz komórek mięśniowych oraz różnorodne formy ruchliwości komórek niemięśnio-

wych są uzależnione od cyklicznych oddziaływań pomiędzy filamentami aktynowymi

i motorami molekularnymi z rodziny miozyn. Głównym wewnątrzkomórkowym przekaź-

nikiem, który pośredniczy w aktywacji oddziaływań aktyny z miozyną są jony wapnia. W

zależności od typu komórki oraz rodzaju miozyny, molekularne mechanizmy regulacji są

różne i zachodzą na dwóch poziomach — na poziomie filamentu aktynowego oraz na pozio-

mie miozyny. W komórkach mięśni poprzecznie prążkowanych regulacji podlega filament

aktynowy, poprzez związany z nim kompleks troponiny. W mięśniach gładkich i w komór-

kach niemięśniowych głównym białkiem regulującym aktywność filamentu cienkiego jest

kaldesmon. Kontrola aktywności miozyny w tych komórkach odbywa się na drodze fosfo-

rylacji lekkich łańcuchów oraz fosforylacji ciężkiego łańcucha miozyny. Bezpośrednie wią-

zanie jonów wapnia z łańcuchami lekkimi (którymi mogą być cząsteczki kalmoduliny) jest

obserwowane w przypadku miozyny mięśni mięczaków oraz niektórych miozyn niekon-

wencjonalnych. Intensywne badania prowadzone w laboratoriach na całym świecie umożli-

wiają coraz bardziej szczegółowe zrozumienie mechanizmów regulacji oddziaływań aktyny

z miozyną. W niniejszym artykule zostały omówione współczesne poglądy na ten temat.

WPROWADZENIE

Aktyna i miozyna są białkami szeroko rozpowszechnionymi we wszystkich

komórkach eukariotycznych, co świadczy o ich doskonałym przystosowaniu do

pełnienia licznych funkcji. Oddziaływania pomiędzy aktyną i miozyną leżą u

podstaw różnorodnych procesów ruchliwości, począwszy od skurczu mięśni

szkieletowych i mięśnia sercowego, utrzymania napięcia mięśni gładkich, mi-

gracji komórek niemięśniowych, poprzez cytokinezę i transport wewnątrzko-

mórkowy, aż po ekspresję genów. Specyfika tych procesów jest determinowana

przez różnorodność izoform miozyny oraz precyzję regulacji oddziaływań po-

między tymi białkami. Oba czynniki umożliwiają właściwą odpowiedź komór-

kową na sygnały zewnętrzne.

Aktyna występuje w komórkach w dwóch formach — monomerycznej i fila-

mentowej. Przejście pomiędzy tymi formami jest procesem dynamicznym i ści-

śle regulowanym przez liczne białka wiążące aktynę [1,2]. Filamenty aktynowe

mają postać dwóch helikalnie zwiniętych łańcuchów, po których, jak po szy-

nach, poruszają się białkowe motory molekularne z rodziny miozyn. Dotychczas

poznano sekwencje blisko 2,5 tys. ciężkich łańcuchów miozyn, które na podsta-

wie różnic w domenie motorycznej zaklasyfikowano do ponad 35 rodzin (klas).

Najbardziej znane i najliczniej reprezentowane są miozyny tworzące dwubie-

gunowe filamenty, zwane również miozynami konwencjonalnymi. Pozostałe

miozyny zwane są miozynami niekonwencjonalnymi [3]. Wszystkie poznane

dotychczas miozyny mają zbliżoną budowę domenową. Na końcu aminowym

(końcu N) z reguły występuje najbardziej zachowana w ewolucji domena mo-

toryczna, która jest zdolna do wiązania aktyny i ATP. Za domeną motorycz-

ną znajduje się szyjka o strukturze helikalnej, do której dzięki oddziaływaniom

niekonwalencyjnym przyłączają się łańcuchy lekkie. Dalej rozciąga się najbar-

dziej zróżnicowana domena, zwana pałeczką lub ogonkiem, determinująca spe-

cyficzne funkcje danej miozyny [4]. Domena motoryczna wraz z szyjką zwana

jest również główką. Hydroliza ATP zachodząca w główce miozyny, powoduje

zmiany konformacyjne napędzające cykliczne oddziaływania miozyny z aktyną.

Gdyby dostępność ATP była jedynym czynnikiem warunkującym te oddziały-

wania, wówczas wszystkie procesy zależne od miozyny byłyby konstytutywnie

aktywne. Konieczność selektywnej aktywacji tylko niektórych procesów po-

trzebnych w danym momencie życia komórki wymusiła rozwinięcie precyzyj-

nych mechanizmów regulacji. Kaskada sygnalizacji wewnątrzkomórkowej, któ-

rą zapoczątkowuje wzrost stężenia jonów wapnia, jest głównym mechanizmem

umożliwiającym kontrolę oddziaływań pomiędzy miozynami i aktyną.

438

www.postepybiochemii.pl

W komórkach pobudliwych jony wapnia stanowią główny

wewnątrzkomórkowy przekaźnik sygnału. Odbiorcami tego

sygnału są białka wiążące wapń, które z udziałem białek efek-

torowych, uczestniczą w różnorodnych procesach zachodzą-

cych w komórce. Aktywujące stężenia jonów Ca

pojawiają się

w komórce tylko przejściowo dzięki ich uwalnianiu z siateczki

śródplazmatycznej oraz napływowi z zewnątrz. W stanie spo-

czynku Ca

są magazynowane w siateczce śródplazmatycznej

oraz są transportowane na zewnątrz komórki, a ich stężenie

w cytoplazmie jest stosunkowo małe (poniżej 0,1 mM). Pobu-

dzenie komórki powoduje otwarcie kanałów wapniowych,

dzięki czemu następuje wzrost stężenia Ca

powyżej 1 mM.

Regulacja stężenia jonów wapnia w komórkach różnego typu

przebiega w nieco odmienny sposób. Ponieważ mechanizmy

uwalniania Ca

są dość zawiłe, nie będą omawiane w tym ar-

tykule, a zainteresowane osoby odsyłamy do artykułów prze-

glądowych poświęconych tym zagadnieniom, również w tym

numerze „Postępów Biochemii” .

Zależna od stężenia Ca

regulacja oddziaływań miozyny z

filamentami aktynowymi, która funkcjonuje w mięśniach po-

przecznie prążkowanych różni się w zasadniczy sposób od re-

gulacji w mięśniach gładkich i w komórkach niemięśniowych.

W mięśniach poprzecznie prążkowanych (czyli mięśniach

szkieletowych i mięśniu sercowym) kontrola zachodzi głów-

nie na poziomie filamentu aktynowego, poprzez kompleks

troponiny, którego podjednostka — troponina C, wiąże jony

wapnia. To zapoczątkowuje szereg zmian konformacyjnych

prowadzących do odblokowania miejsc wiązania główek mio-

zyny w cząsteczce aktyny i w konsekwencji do skurczu. W

mięśniach gładkich i komórkach niemięśniowych gen troponi-

ny nie ulega ekspresji, a funkcję regulatora filamentów aktyno-

wych pełni kaldesmon (CaD). Chociaż CaD bezpośrednio nie

wiąże jonów wapnia, to jest on wrażliwy na ich stężenie dzięki

wiązaniu kalmoduliny (CaM). Kompleks CaM/Ca

wiąże się

do CaD w rejonie jego oddziaływań z aktyną, co prowadzi do

odblokowania miejsc wiązania miozyny w cząsteczce aktyny.

W mięśniach gładkich i komórkach niemięśniowych oddzia-

ływania miozyny z aktyną są regulowane także na poziomie

miozyny. W tym przypadku odbiorcą sygnału wapniowego

jest również CaM, która po związaniu Ca

aktywuje kinazę

lekkich łańcuchów miozyny. Kolejnym etapem jest fosforyla-

cja jednego z lekkich łańcuchów miozyny (regulującego), opla-

tającego rejon szyjki, co prowadzi do aktywacji miozyny. W

przypadku miozyny z mięśni mięczaków regulacja jej aktyw-

ności następuje poprzez wiązanie się jonów wapnia z innym

typem łańcucha lekkiego, zwanego istotnym.

Badania nad mechanizmami regulacji oddziaływań pomię-

dzy miozyną i aktyną są przedmiotem intensywnych badań

prowadzonych na całym świecie. Nowe fakty, które wyłoniły

się w ostatnich latach pozwoliły lepiej zrozumieć te procesy.

Celem tego artykułu przeglądowego jest podsumowanie aktu-

alnych poglądów na temat udziału jonów wapnia w regulacji

oddziaływania miozyny z aktyną.

W REGULACJI SKURCZU MIĘŚNI

POPRZECZNIE PRĄŻKOWANYCH

Komórki mięśni poprzecznie prążkowanych, do których

zaliczane są mięśnie szkieletowe oraz mięsień sercowy,

kurczą się dzięki oddziaływaniom pomiędzy filamenta-

mi aktynowymi i miozynowymi regularnie upakowanymi

w sarkomerach, czyli jednostkach kurczliwych komórek

mięśniowych ograniczonych przez gęste struktury białko-

we zwane liniami Z. Cienkie filamenty aktynowe jednym

końcem są zakotwiczone w linii Z, a drugim są skierowane

w stronę centrum sarkomeru. Grube filamenty miozynowe

mają strukturę dwubiegunową. Oznacza to, że główki mio-

zyny wystają po obu końcach grubego filamentu. Ponieważ

filamenty miozynowe są ulokowane w centrum sarkomeru,

główki znajdujące się na przeciwległych końcach oddziału-

ją z filamentami aktynowymi powodując wnikanie filamen-

tów miozynowych pomiędzy aktynowe, a to prowadzi do

skracania sarkomeru i w konsekwencji do skurczu [5].

STRUKTURA FILAMENTÓW CIENKICH MIĘŚNI

POPRZECZNIE PRĄŻKOWANYCH

Centralnym białkiem filamentów cienkich jest fibrylarna

aktyna (F-aktyna), powstała w wyniku polimeryzacji glo-

bularnych podjednostek aktyny monomerycznej (Ryc. 1).

Filament aktynowy zbudowany jest z dwóch spiralnie zwi-

niętych łańcuchów podjednostek układających się w pra-

woskrętną helisę. Po obu stronach filamentu aktynowego

układają się cząsteczki białka regulatorowego, tropomiozy-

ny (TM). Długość jednej cząsteczki izoformy TM z mięśni

prążkowanych odpowiada siedmiu monomerom aktyny.

Możliwość tworzenia liniowych polimerów białka na całej

długości filamentów aktynowych wynika z oddziaływań

między końcami sąsiadujących cząsteczek TM [6].

Drugie białko regulatorowe filamentu cienkiego, kom-

pleks troponiny, jest rozmieszczone na filamencie w regu-

larnych odstępach odpowiadających długości pojedynczej

cząsteczki TM. Kompleks składa się z trzech podjednostek:

troponiny C (TnC) wiążącej Ca

, troponiny I (TnI) wykazu-

jącej zdolność hamowania oddziaływań akto-miozynowych

oraz troponiny T (TnT), która poprzez wiązanie z TM zako-

twicza cały kompleks na filamencie cienkim (Ryc. 1) [7,8].

Ponieważ w mięśniach szkieletowych aktywacja oddziały-

wań aktyny z miozyną jest wyzwalana przez przyłączanie

do kompleksu Tn, wyjaśnienie mechanizmu regulacji

wymaga bardziej szczegółowego omówienia budowy tego

białka.

STRUKTURA TROPONINY

Największą podjednostką całego kompleksu Tn jest TnT.

Białko to odgrywa główną rolę w łączeniu wszystkich pod-

Rycina 1. Schemat budowy filamentu cienkiego mięśni poprzecznie prążko-

wanych. Każdy z dwóch łańcuchów złożonych z podjednostek aktynowych (1)

wiąże cząsteczki tropomiozyny (2) oraz kompleks troponiny, zbudowany z tro-

poniny C (3), troponiny I (5) oraz troponiny T złożonej z dwóch funkcjonalnych

domen, TnT1 (4b) i TnT2 (4a). Na podstawie [25]; zmodyfikowano.

Postępy Biochemii 58 (4) 2012

439

jednostek Tn oraz pośredniczy w przekazywaniu aktywacji

z TnC na pozostałe białka filamentu. W cząsteczce troponi-

ny T wyróżnia się dwie zasadnicze części: TnT1 i TnT2 [9].

N-końcowa TnT1 wiąże TM i tworzy mostek pomiędzy czą-

steczkami TM sąsiadującymi na filamencie (Ryc. 1). TnT2

również wiąże TM, ale jej koniec karboksylowy jest zaanga-

żowany w oddziaływania z TnI oraz TnC (Ryc. 2).

TnC ma budowę dwudomenową. Globularne domeny

N- i C-końcowe są połączone przez centralnie położony

łącznik, dzięki czemu białko przybiera kształt ciężarka do

ćwiczeń (hantli). Obie domeny zawierają po dwa motywy

EF-hand. Motyw EF-hand jest złożony z helisy-pętli-heli-

sy, które przestrzennie koordynują jony dwuwartościowe

dzięki obecności reszt aminokwasowych „dostarczających”

mostków tlenowych dla tych jonów. Domena N-końcowa

jest domeną regulatorową, a mieszczące się w jej obrębie

motywy EF-hand wykazują dużą selektywność w stosun-

ku do Ca

. Domena C-końcowa pełni rolę strukturalną.

Miejsca wiązania jonów dwuwartościowych znajdujące się

tej domenie, wykazują wyższe powinowactwo do jonów

magnezu niż do jonów wapnia, co sprawia, że w warun-

kach fizjologicznych to właśnie jony Mg

wysycają tę część

cząsteczki TnC [8]. Pod nieobecność Ca

, helisy motywu

EF-hand znajdujące się w domenie N-końcowej są ułożone

równolegle do centralnego łącznika, który prawdopodob-

nie ma rozluźnioną konformację [10]. Wiązanie jonów wap-

nia powoduje, że helisy w domenie regulatorowej układają

się prostopadle w stosunku do łącznika, a TnC przechodzi z

konformacji zamkniętej w otwartą. Towarzyszą temu zmia-

ny w rejonie centralnego łącznika, który przybiera konfor-

mację a-helikalną. Efektem tych zmian jest odsłonięcie hy-

drofobowej kieszeni, która ma zdolność wiązania segmentu

TnI nazywanego przełącznikiem (Ryc. 2) [10].

W badaniach in vitro wykazano, że podjednostka TnI

wiąże się z aktyną i hamuje aktywność ATPazy aktomio-

zynowej w sposób niezależny od stężenia jonów wapnia.

Gdy TnI funkcjonuje w kompleksie z pozostałymi podjed-

nostkami, jej oddziaływania z aktyną stają się zależne od

zmian stężenia Ca

[8]. Szczegółowa struktura TnI nie jest

znana, jednak udało się określić, które rejony TnI są odpo-

wiedzialne za funkcje tej podjednostki oraz w jaki sposób są

one powiązane z pozostałymi podjednostkami Tn. W TnI

zlokalizowano dwa miejsca oddziaływania z TnC. Pierw-

sze z nich mieści się w N-końcowej czę-

ści cząsteczki i oddziałuje z C-końcową

domeną TnC w sposób niezależny od

zmian stężenia Ca

[11]. Drugie miejsce

to przełącznik, segment, który w łańcu-

chu polipeptydowym jest położony w

centralnej części i wiąże się z N-końcową

domeną regulatorową TnC tylko wtedy,

gdy jest ona wysycona przez Ca

. Ma

to kluczowe znaczenie dla mechanizmu

regulacji, gdyż po obu stronach przełącz-

nika znajdują się segmenty wiążące akty-

nę. Od strony N-końcowej przełącznika

jest zlokalizowany rejon inhibitorowy,

który przy niskim stężeniu Ca

przy-

biera formę częściowo helikalną i wyka-

zuje zdolność do wiązania z końcem N

aktyny [12,13]. Drugi rejon, którym TnI

oddziałuje z aktyną, jest domena C-końcowa. Badania mi-

kroskopowe ujawniły, że pod nieobecność Ca

domena ta

jest rozciągnięta i tworzy pomost pomiędzy dwoma proto-

filamentami aktynowymi [14,15].

Orientacja podjednostek Tn w części rdzeniowej kom-

pleksu (obejmującej fragmenty TnT2, TnI i całą TnC) oraz

jego położenie na filamencie zostały określone na podsta-

wie badań strukturalnych polegających na opracowywaniu

atomowych modeli filamentu w oparciu o dane otrzymane

metodami krystalograficznymi [10,16], mikroskopowymi

[14,17], biochemicznymi i biofizycznymi [15,18-20]. Wza-

jemne powiązania pomiędzy podjednostkami i zmiany,

jakie następują po przyłączeniu jonów wapnia przez TnC

przedstawia rycina 2. C-końcowa helisa TnT2 splata się z

centralną helisą TnI tworząc strukturę superhelikalną, która

wraz z N-końcowym odcinkiem TnI przytrzymuje globular-

ną C-końcową domenę TnC. Struktura tej części rdzenia Tn,

nazywana ramieniem IT, jest niezależna od zmian stężenia

, a w kompleksie z aktyną i tropomiozyną jest odsunięta

od powierzchni aktyny [15,17,21]. Pozostałe oddziaływania

podlegają zmianom zależnym od wiązania Ca

przez do-

menę regulatorową TnC. Przejście domeny regulatorowej

TnC w stan otwarty i odsłonięcie hydrofobowego rejonu

prowadzi do wiązania segmentu przełącznika, co przywra-

ca helikalną strukturę w rejonie łącznikowym TnC, a to z

kolei prowadzi do rozciągnięcia struktury rejonu inhibito-

rowego TnI. Wiązanie przełącznika przez TnC ma również

wpływ na strukturę i orientację C-końcowej domeny TnI

[10]. Na filamencie N-końcowa domena regulatorowa TnC

jest skierowana w stronę aktyny [15,17,21], zatem zmiany

w oddziaływaniach pomiędzy tym rejonem TnC i rejonami

TnI bezpośrednio wpływają na oddziaływanie TnI z pozo-

stałymi białkami cienkiego filamentu.

Troponina mięśnia sercowego charakteryzuje się podob-

ną organizacją podjednostek do izoformy z mięśni szkiele-

towych, jednak istnieją wyraźne różnice w strukturze kilku

elementów w części rdzeniowej tego białka. N-końcowa

domena sercowej TnC wiąże tylko jeden jon wapnia [22],

co sprawia, że nawet po związaniu Ca

domena regulato-

rowa pozostaje w stanie zamkniętym Wiązanie segmentu

przełącznika wspomaga otwarcie domeny EF-hand rejonu

regulatorowego [23]. Różnice dotyczą również centralnego

Rycina 2. Schemat zależnych od zmiennego stężenia jonów wapnia oddziaływań pomiędzy TnC i segmen-

tami TnI oraz TnT wchodzącymi w skład domeny rdzeniowej kompleksu Tn. Na podstawie [10]; zmody-

fikowano.

440

www.postepybiochemii.pl

łącznika oraz rejonu inhibitorowego, które są słabiej ustruk-

turyzowane niż ich szkieletowe odpowiedniki [16]. Cechą

charakterystyczną sercowej TnI jest obecność złożonego z

27-33 reszt aminokwasowych przedłużenia na końcu N,

które podlega fosforylacji. Te strukturalne różnice spra-

wiają, że sercowa izoforma Tn wykazuje niższą wrażliwość

na jony wapnia, dodatkowo osłabianą przez fosforylację

N-końcowego przedłużenia TnI przez kinazy zależne od

cAMP [24].

MECHANIZM REGULACJI ODDZIAŁYWAŃ

AKTOMIOZYNOWYCH PRZEZ TROPOMIOZYNĘ

I KOMPLEKS TROPONINY

W cienkim filamencie jeden kompleks Tn jest związa-

ny z jedną cząsteczką TM, dzięki której może kontrolować

przynajmniej siedem podjednostek aktyny sąsiadujących

wzdłuż filamentu [8,24,25]. W stanie relaksacji (małe stę-

żenie jonów wapnia) Tn utrzymuje TM w pozycji, w któ-

rej blokuje ona w aktynie większość miejsc oddziaływania

z miozyną. Przy małych stężeniach jonów wapnia segment

inhibitorowy i domena C-końcowa TnI są związane z akty-

ną. Rejon inhibitorowy TnI działa jak haczyk, który utrzy-

muje białka regulatorowe w pozycji hamującej oddziaływa-

nia aktyny z miozyną. To działanie jest wspomagane przez

C-końcową domenę TnI, która konkuruje z TM o miejsca

wiązania w aktynie i dodatkowo utrzymuje TM w pozycji

blokującej [14,15]. Opisane powyżej zmiany konformacyjne

w N-końcowej domenie TnC prowadzą do zmiany orienta-

cji przełącznika, a w konsekwencji do zerwania kontaktów

pomiędzy aktyną i TnI, które są utrzymywane w małych

stężeniach Ca

. Odsunięcie od aktyny rejonu inhibitorowe-

go oraz domeny C-końcowej TnI daje tropomiozynie więk-

szą swobodę ruchu, dzięki czemu może się ona przesuwać i

odsłaniać miejsca wiązania główek miozyny.

Dodatkowy mechanizm regulacji z udziałem Ca

wy-

kryto w mięśniach wprawiających w ruch skrzydła u musz-

ki owocowej. W tym typie mięśni ekspresji ulega gen kodu-

jący izoformę TnT, zawierającą, zbudowane z ok. 136 reszt

aminokwasowych, C-końcowe przedłużenie bogate w resz-

ty kwasu glutaminowego, które może bezpośrednio wiązać

jony wapnia [26]. TnT w całości rozciąga się wzdłuż TM,

przez co zwiększa sztywność łańcuchów tropomiozyno-

wych. Przypuszcza się, że wiązanie Ca

do TnT może wy-

dajnie przyczyniać się do zwiększenia rytmicznej aktywacji

filamentów aktynowych [27].

Dzięki tropomiozynie zmiany konformacyjne w obrębie

cienkiego filamentu mają charakter allosteryczny i koopera-

tywny [28]. Oznacza to, że informacje o zmianach konfor-

macyjnych zachodzących w rejonie filamentu bezpośrednio

oddziałującym z troponiną, są przenoszone wzdłuż filamen-

tu. W mięśniach szkieletowych wielkość jednostki regulato-

rowej, pozostającej pod wpływem jednego kompleksu Tn

obejmuje 1,5-3 cząsteczki tropomiozyny i związane z nimi

podjednostki aktyny. Dzięki temu cały filament odpowiada

na sygnał zewnętrzny w sposób zintegrowany [25,28].

Cząsteczka aktyny jest czynnie zaangażowana w ten pro-

ces, a oddziaływania pewnych rejonów aktyny z TM oraz z

TnI determinują wrażliwość filamentu na aktywujące stęże-

nia jonów wapnia oraz siłę aktywacji ATPazy miozynowej

przez cienki filament [18,29-31]. Zatem, subtelne oddziały-

wania pomiędzy wszystkimi białkami filamentu cienkiego

są kluczowe dla precyzyjnej regulacji skurczu. Zaburzenia

w tych oddziaływaniach, wynikające na przykład z defek-

tów strukturalnych powstałych na skutek mutacji w genach

kodujących białka cienkiego filamentu, bardzo często są

przyczyną poważnych, nieuleczalnych chorób serca i ukła-

du ruchu [32-34].

ROLA KALDESMONU W REGULACJI

ODDZIAŁYWAŃ AKTYNY Z MIOZYNĄ

Kaldesmon jest białkiem regulatorowym związanym z fi-

lamentami aktynowymi, którego gen ulega ekspresji w mię-

śniach gładkich oraz komórkach niemięśniowych. Regulu-

jąc oddziaływania aktyny i miozyny CaD kontroluje skurcz

i napięcie mięśni gładkich, ruchliwość komórkową, czas i

szybkość cytokinezy [35,36].

U kręgowców CaD jest kodowany przez pojedynczy

gen, z którego na drodze alternatywnego składania eks-

onów powstają dwie izoformy tego białka. Izoforma o

dużej masie cząsteczkowej (h-CaD) występuje tylko w ko-

mórkach mięśni gładkich, natomiast izoforma krótsza, o

mniejszej masie cząsteczkowej (l-CaD) występuje zarówno

w mięśniach gładkich, jak i w komórkach niemięśniowych.

Obie izoformy CaD mają prawie identyczną strukturę re-

jonów C- i N-końcowych, natomiast różnią się helikalnym

rejonem zbudowanym z ok. 160 reszt aminokwasowych,

położonym w centralnej części cząsteczki, który jest usu-

wany z l-CaD na etapie potranskrypcyjnej obróbki mRNA

[36-38]. Uważa się, że h-CaD jest składnikiem aparatu

kurczliwego, podczas gdy l-CaD wiąże filamenty aktyno-

we budujące cytoszkielet [39]. Badania nad ekspresją ge-

nów izoform CaD w komórkach mięśni gładkich myszy

transgenicznych wykazały, że kontrolowane zmniejszenie

ekspresji genu h-CaD jest częściowo rekompensowane

przez zwiększenie ekspresji genu l-CaD [40].

CaD może jednocześnie wiązać kilka białkowych ligan-

dów — aktynę, TM, miozynę i CaM/Ca

(Ryc. 3). Skom-

plikowany wzór oddziaływań między białkami jest możli-

wy dzięki wielodomenowej strukturze CaD, w której wy-

różnia się trzy funkcjonalne rejony: domenę N-końcową,

domenę C-końcową oraz domenę łącznikową. Centralna

domena łącznikowa rozdziela oba końce, które przybierają

formę globularną. To sprawia, że cała cząsteczka kształtem

przypomina ciężarek do ćwiczeń [41]. Obecność długiego

elementu łącznikowego w h-CaD pozwala na jednoczesne

wiązanie CaD z filamentem aktynowym oraz oddziaływa-

nia z filamentem miozynowym.

Mechanizm oddziaływania CaD z aktyną jest złożony. W

domenie C-końcowej zlokalizowano dwa rejony oddziały-

wania z aktyną (Ryc. 3). Rejon położony bliżej środka czą-

steczki wykazuje wysokie powinowactwo do aktyny. Drugi

rejon, umieszczony na końcu C kaldesmonu, wiąże się z ak-

tyną z niższym powinowactwem, ale zapewnia hamowanie

ATPazy aktomiozynowej. Badania strukturalne ujawniły,

że C-końcowa domena zawiera liczne zagięcia b, które na-

dają jej dużą konformacyjną elastyczność [42]. Badania z za-

Postępy Biochemii 58 (4) 2012

441

stosowaniem metody trójwymiarowych rekonstrukcji obra-

zów uzyskanych w mikroskopie elektronowym wykazały,

że C-końcowa domena CaD przyłącza się do zewnętrznej

krawędzi filamentu i spina dwie podjednostki, wchodzące

w skład sąsiednich protofilamentów [43].

W C-końcowej domenie CaD znajduje się również miej-

sce wiązania tropomiozyny. Oddziaływania pomiędzy tymi

białkami mają działanie synergistyczne. Z jednej strony, TM

zwiększa powinowactwo CaD do aktyny i potęguje ha-

mowanie ATPazy aktomiozynowej. Z drugiej strony, CaD

wpływa na położenie TM na filamencie blokując przesu-

nięcie TM na powierzchni filamentu aktynowego, przez co

wzmacnia hamowanie oddziaływań aktyny z miozyną [44].

Dodatkowe miejsca oddziałujące z aktyną znajdują się w

domenie N-końcowej CaD [45]. Wiązanie przeciwległych

końców CaD z aktyną umożliwia boczne przyleganie tego

białka do filamentu. Jednak nie jest do końca jasne, czy ten

rejon jest na stałe związany z aktyną, gdyż końcu amino-

wym znajduje się główne miejsce oddziaływania CaD z

miozyną. Przyłączenie CaD do filamentu miozynowego po-

woduje zrywanie połączenia pomiędzy końcem aminowym

kaldesmonu a aktyną [37].

Aktywność hamująca CaD została zlokalizowana w

C-końcowym rejonie, obejmującym około 30 reszt ami-

nokwasowych [46]. Odsunięcie tego rejonu od aktyny

jest indukowane przez bezpośrednie wiązanie CaM/

i prowadzi do aktywacji ATPazy aktomiozynowej

[35,37,38,47]. W C-końcowej domenie CaD znajdują się

dwa miejsca wiązania CaM/Ca

, określane jako miej-

sca A i B (Ryc. 3), które wspólnie wiążą jedną cząsteczkę

CaM/Ca

tworząc przeciwrównoległy kompleks. CaM/

współzawodniczy z aktyną o CaD powodując czę-

ściowe oddysocjowanie CaD z filamentu. Ten proces

odwraca hamujące działanie kaldesmonu [35,37]. Taki

mechanizm znoszenia inhibitorowej aktywności CaD był

kwestionowany. Zauważono bowiem, że CaM/Ca

wy-

kazuje niezbyt silne powinowactwo do CaD, co sprawia,

że białka silnie wiążące CaM/Ca

mogą skutecznie kon-

kurować z CaD o kalmodulinę [48-50]. Jednak zwolenni-

cy udziału CaM/Ca

w procesie regulacji argumentują,

że poziom CaM może lokalnie wzrastać i być wystarcza-

jący dla utworzenia kompleksu z CaD i odwrócenia ha-

mowania oddziaływań aktyny z miozyną [51-52].

Dodatkowym mechanizmem kontroli ak-

tywności ATPazy aktomiozynowej jest fosfo-

rylacja reszt seryny znajdujących się w pobliżu

rejonów wiążących aktynę w C-końcowej do-

menie CaD (Ryc. 3). Fosforylacja, której ulega

zarówno izoforma h-CaD, jak i jej niemięśniowy

odpowiednik l-CaD, jest katalizowana przez

liczne kinazy białkowe, poprzez które regulacja

filamentu aktynowego jest powiązana z róż-

norodnymi drogami sygnalizacji wewnątrzko-

mórkowej [53]. Wspomniane wyżej trójwymia-

rowe rekonstrukcje obrazów mikroskopowych

pozwoliły na stwierdzenie, że fosforylacja CaD

prowadzi do częściowej dysocjacji C-końcowej

domeny CaD od aktyny. W formie ufosforylo-

wanej zrywane jest połączenie z jedną z pod-

jednostek aktyny, które jest utrzymywane poprzez miejsce

o słabym powinowactwie, natomiast miejsce o wysokim

powinowactwie do aktyny jest w stanie wiązać CaD do fi-

lamentu niezależnie od fosforylacji [38,43]. Wiele doświad-

czeń sugeruje bezpośrednią korelację pomiędzy aktywno-

ścią ruchową komórek a poziomem ufosforylowania CaD,

jednak istnieją dane wskazujące, że skurcz niektórych mię-

śni gładkich zachodzi nawet po zahamowaniu aktywności

kinaz fosforylujących CaD [54], co świadczy o istnieniu al-

ternatywnych dróg aktywacji w różnych typach komórek.

Molekularny mechanizm regulacji przez CaD oddziały-

wań pomiędzy aktyną i miozyną wciąż jest tematem dys-

kusji. Prosty model sterycznego blokowania przez CaD i

tropomiozynę miejsc oddziaływania aktyny z miozyną zo-

stał odrzucony, gdyż jednoczesne wiązanie CaD i główek

miozyny (S1-ADP-Pi) do kompleksu aktyny z tropomiozy-

ną wzajemnie się nie wykluczają [55]. W świetle nowszych

badań bardziej prawdopodobny wydaje się model alloste-

ryczno-kooperatywny, według którego wiązanie CaM/Ca

(i/lub fosforylacja CaD) wyzwala szereg zmian konforma-

cyjnych prowadzących do przełączenia całego filamentu ze

stanu OFF, w którym aktyna nie aktywuje ATPazy miozy-

nowej, do stanu ON, w którym ATPaza osiąga poziom dużo

wyższy niż poziom obserwowany dla aktyny pozbawionej

białek regulatorowych. Stany OFF i ON charakteryzują się

wysokim powinowactwem odpowiednio do samego CaD i

do CaD związanego z CaM/Ca

[56], zatem CaD można

uznać za przełącznik, który w zależności od poziomu jonów

wapnia stabilizuje jeden ze stanów aktywacji filamentu.

JONY WAPNIA A ODDZIAŁYWANIE

MIOZYNY Z AKTYNĄ

Od ponad siedmiu dekad wiadomo, że oddziaływanie

miozyny z aktyną sprzężone z hydrolizą ATP generuje

skurcz mięśni poprzecznie prążkowanych, a blisko cztery

dekady temu pojawiły się doniesienia, że podobny mecha-

nizm generacji ruchu wykorzystywany jest przez izofor-

my niemięśniowe konwencjonalnej miozyny Wówczas też

zaczęły się ukazywać doniesienia o istnieniu nietypowych

miozyn, niezdolnych do tworzenia filamentów; zwanych

obecnie miozynami niekonwencjonalnymi. Oddziaływanie

miozyn niekonwencjonalnych z aktyną jest wykorzysty-

wane podczas transportu wewnątrzkomórkowego cząstek,

Rycina 3. Schemat domenowej struktury kaldesmonu. Strzałki pionowe wskazują rejony oddzia-

ływań kaldesmonu z białkami bezpośrednio biorącymi udział w skurczu (aktyna, miozyna) i biał-

kami regulatorowymi (tropomiozyna, CaM). Centralny rejon zawierający powtórzenia przeciwnie

naładowanych reszt aminokwasowych (Glu i Lys/Arg) występuje tylko w izoformie h-CaD. Na

podstawie [37,38]; zmodyfikowano.

442

www.postepybiochemii.pl

pęcherzyków i organelli, zarówno w cytoplazmie, jak i w

jądrze komórek eukariotycznych.

Na poziomie miozyny zidentyfikowano dotychczas trzy

główne mechanizmy regulacji: (i) fosforylację lekkich łań-

cuchów miozyny przy udziale specyficznej kinazy lekkich

łańcuchów miozyny zależnej od jonów wapnia i kalmodu-

liny (dotyczy miozyn konwencjonalnych), (ii) wiązanie Ca

z łańcuchami lekkimi (dotyczy miozyny konwencjonalnej

mięczaków i niektórych miozyn niekonwencjonalnych)

oraz (iii) fosforylację ciężkiego łańcucha miozyny (dotyczy

miozyn konwencjonalnych i niektórych miozyn niekon-

wencjonalnych). Wszystkie te mechanizmy są mniej lub

bardziej zależne od Ca

, aczkolwiek tylko drugi z nich jest

związany z bezpośrednim przyłączaniem jonów wapnia do

podjednostki miozyny [57].

FOSFORYLACJA LEKKIEGO ŁAŃCUCHA

MIOZYN KONWENCJONALNYCH

Budowa miozyn konwencjonalnych

Miozyny konwencjonalne są zbudowane z sześciu pod-

jednostek: pary łańcuchów ciężkich i dwóch par łańcuchów

lekkich, istotnych i regulujących. Koniec aminowy każde-

go z łańcuchów ciężkich tworzy główkę, w skład której

wchodzi globularna domena motoryczna i helikalna szyjka,

z którą wiążą się łańcuchy lekkie. Łańcuchy lekkie przy-

łączają się do motywów IQ, których nazwa pochodzi od

reszt izoleucyny i glutaminy, zapoczątkowujących ten ok.

25-aminokwasowy motyw, obecny również w białkach wią-

żących kalmodulinę. Do każdego z motywów IQ przyłącza

się wiązaniami niekowalencyjnymi jeden łańcuch istot-

ny (ELC, ang. essential light chain) i jeden regulujący (RLC,

ang. regulatory light chain). Za szyjką następuje helikalny

odcinek, który z helikalnym odcinkiem pochodzącym od

drugiego ciężkiego łańcucha tworzy superhelisę, która nosi

nazwę pałeczki. (Ryc. 4). Tak zbudowana cząsteczka jest

traktowana w literaturze jako monomer miozyny. Pałeczka

jest zaangażowana w tworzenie antyrównolegle ułożonych

filamentów (Ryc. 5). Filamenty miozyny, które w mięśniach

są główną składową filamentu grubego, w komórkach nie-

mięśniowych budują struktury nazywane włóknami naprę-

żeniowymi (ang. stress fibers). RLC, podobnie jak ELC, opla-

tają helikalną szyjkę, stabilizując jej strukturę, przy czym

RLC jest przyłączony do dystalnego odcinka szyjki, blisko

jej granicy z pałeczką. W aminowej części RLC znajdują się

reszty treoninowa i/lub serynowa, które mogą ulegać fos-

forylacji [57].

Kinaza lekkiego łańcucha miozyny (MLCK)

Głównym enzymem katalizującym reakcje fosforylacji

reszty seryny RLC (Ser19 dla RLC miozyny z mięśni gład-

kich i komórek nięmięśniowych) jest specyficzna dla mio-

zyn II kinaza lekkich łańcuchów miozyny (MLCK, ang.

myosin light chain kinase) [58]. U ludzi MLCK kodowana jest

Rycina 4. Budowa miozyn. Górna część — schemat budowy miozyny konwen-

cjonalnej; środek — schemat budowy miozyn niekonwencjonalnych; poniżej —

struktura krystaliczna główki miozyny z mięśni szkieletowych kury. Na podsta-

wie [116]; zmodyfikowano. ELC i RLC, odpowiednio, istotny i regulujący lekki

łańcuch miozyny, IQ, motyw IQ, P, miejsca fosforylacji w cząsteczce miozyny.

Rycina 5. Fosforylacja lekkiego łańcucha miozyny z mięśni gładkich. A. Sche-

mat zmian konformacyjnych w cząsteczce miozyny, na podstawie [117], zmody-

fikowano. B. Odblokowanie główek na skutek fosforylacji. Na podstawie [69];

zmodyfikowano. C. Wpływ fosforylacji na konformację lekkich łańcuchów regu-

lujących, na podstawie [72], zmodyfikowano.

Postępy Biochemii 58 (4) 2012

443

przez trzy geny: MYLK1 ulegający ekspresji w mięśniach

gładkich oraz w komórkach niemięśniowych, MYLK2 z

mięśni szkieletowych oraz MYLK3 wyrażany w mięśniu

sercowym [59,60]. Co ciekawe, MYLK1 koduje również inne

białko, telokinę, zwaną białkiem pokrewnym kinazie (KRP,

ang. kinase related protein), które również jest zaangażowane

w regulację aktywności miozyny z mięśni gładkich. Jest to

możliwe dzięki alternatywnemu wyborowi miejsca inicja-

cji transkrypcji podczas składania eksonów MYLK1 [61].

Najwięcej wiadomo o strukturze i mechanizmach działa-

nia produktu genu MYLK1 [58]. Domenowa budowa pro-

duktów tego genu jest zilustrowana na rycinie 6b. MLCK1

występująca w komórkach niemięśniowych jest dłuższa od

jej mięśniowego odpowiednika o zbudowany z 900 reszt

aminokwasowych N-końcowy segment, w którym znajduje

się miejsce wiązania aktyny i CaM. Oddziaływania z CaM

osłabiają wiązanie tego rejonu do filamentu aktynowego.

Główne oddziaływania z aktyną zachodzą przy udziale

domeny, która w izoformie niemięśniowej jest położona

w środku sekwencji białka, natomiast w krótkiej izoformie

mięśniowej na końcu N. Domena katalityczna i domena

wiążąca CaM mieszczą się obok siebie w centralnej części

cząsteczki. Koniec C zajmuje telokina, która bierze udział w

oddziaływaniu z miozyną. Rola dwóch domen — sekwen-

cji bogatej w prolinę i domeny fibronektynowej nie została

jeszcze określona [58]. Substraty wiązane przez domenę ka-

talityczną to ATP i N-końcowy odcinek RLC, który zawiera

poddawaną fosforylacji resztę Ser19. MLCK jest zdolna do

oddziaływania zarówno z monomerami, jak i filamentami

miozyny. Wiązanie poprzez domenę telokinową zachodzi

w sąsiedztwie RLC, w rejonie połączenia pomiędzy główką

a pałeczką [58]. Dzięki wielodomenowej strukturze MLCK

jest związana z aparatem skurczu mięśni i włóknami na-

prężeniowymi komórek niemięśniowych zarówno poprzez

filament cienki, jak i filament gruby. Ten bliski kontakt za-

pewnia natychmiastową dostępność enzymu regulatorowe-

go w momencie aktywacji komórki przez jony wapnia.

Aktywacja MLCK zachodzi poprzez przyłączenie czą-

steczki CaM związanej z jonami wapnia do miejsca wiąza-

nia CaM położonego tuż za domeną katalityczną [58]. In

vivo, łańcuchy regulujące miozyny są jedynym substratem

dla MLCK. Jednak RLC nie ulegają fosforylacji wyłącznie

przy udziale MLCK, są one również substratem dla kinazy

CaMK zależnej od kalmoduliny i wapnia oraz kinaz białko-

wych, których aktywność nie jest bezpośrednio regulowa-

na poprzez zmiany stężenia Ca

. Wśród nich znajdują się

m.in.: kinaza ROCK (zależna od białka Rho), kinaza PAK

(zależna od białek Rac1/Cdc42) i kinaza PKA (zależna od

cAMP) [62]. Należy nadmienić, że kinazy te obok reszty

Ser19 fosforylują również resztę treoninową 18 (Thr18). Jed-

noczesna fosforylacja obu reszt aminokwasowych jeszcze

bardziej zwiększa aktywność ATPazową miozyny oraz ge-

nerację siły, co prowadzi do hiperkurczliwości [63].

W warunkach małego stężenia jonów wapnia MLCK

jest zahamowana przez fragment autoinhibitorowy bloku-

jący miejsce aktywne. Przyłączenie CaM/Ca

do MLCK

wywołuje zmianę konformacyjną w domenie katalitycznej,

prowadzącą do odsunięcia domeny (fragmentu) autoinhibi-

torowej, dzięki czemu staje się ono dostępne dla substratu

(Ryc. 6A) [58]. Wiązanie to powoduje również osłabienie

oddziaływania domeny telokiny z miozyną, co wydaje się

istotne dla dynamiki procesu fosforylacji. Obniżenie stęże-

nia jonów wapnia powoduje odłączenie CaM, co prowadzi

do inaktywacji kinazy.

Fosfataza lekkiego łańcucha miozyny (MLCP)

Defosforylacja reszty serynowej w łańcuchu regulującym

zachodzi z udziałem specyficznej fosfatazy, MLCP (ang.

myosin light chain phosphatase), należącej do fosfataz typu 1,

występującej w różnych typach mięśni i w komórkach nie-

mięśniowych [64,65]. Podobnie jak w przypadku MLCK,

najwięcej wiadomo o fosfatazie występującej w mięśniach

gładkich (Ryc. 6C). Białko to zbudowane jest z trzech pod-

jednostek: z podjednostki katalitycznej, PP1Cd o m.cz. ok. 38

kDa, będącej izoformą d fosfataz typu 1, podjednostki wią-

żącej miozynę (MYPT1, ang. myosin phosphatase target) o m.

Rycina 6. Regulacja fosforylacji lekkiego łańcucha miozyny. A. Schemat działania

kinazy (MLCK) i fosfatazy (MLCP) lekkich łańcuchów miozyny opracowany z

wykorzystaniem dostępnych struktur krystalicznych białek zaangażowanych w

tym procesie, na podstawie pracy przeglądowej [73]; zmodyfikowano. B. Sche-

mat domenowej budowy MLCK, na podstawie [59]. C. Schemat budowy MLCP,

na podstawie [65]; zmodyfikowano. Wyjaśnienia skrótów w tekście.

444

www.postepybiochemii.pl

cz. ok. 130 kDa, oraz podjednostki o m. cz. ok. 20 kDa (M20),

której funkcja nie została dotychczas poznana [66]. MYPT1

jest kodowana przez pojedynczy gen, z którego dzięki al-

ternatywnemu składaniu eksonów powstaje kilka izoform

białka specyficznych tkankowo. Poza MYPT1 istnieją rów-

nież geny: MYPT2, który ulega ekspresji w mięśniach szkie-

letowych i mózgu [67] oraz MYPT3, występujący głównie w

mięśniu sercowym, mózgu, nerce, jądrach, wątrobie i w bia-

łych adipocytach [68]. MLCP katalizuje defosforylację nie

tylko RLC, lecz również innych białek związanych z orga-

nizacją cytoszkieletu, np. ezryny/radyksyny/moezyny, tau

czy adducyny, co wskazuje, że fosfataza ta bierze udział w

szerszym spektrum procesów komórkowych niż wcześniej

sądzono [64].

Na końcu aminowym MYPT1 występuje motyw RVXF

biorący udział w wiązaniu podjednostki katalitycznej, po

którym występuje osiem powtórzeń ankirynowych [65].

Uważa się, że powtórzenia te przyspieszają oddziaływanie

fosfatazy z ufosforylowanym RLC oraz oddziałują z pod-

jednostką katalityczną wzmacniając jej aktywność enzy-

matyczną [66]. Rejon bogaty w ujemnie naładowane reszty

kwasu asparaginowego i glutaminowego (D/E) prawdo-

podobnie uczestniczy w aktywacji fosfatazy. Z kolei koniec

karboksylowy jest odpowiedzialny za wiązanie miozyny.

Uważa się obecnie, że wiązanie N-końcowego odcinka

MYPT1 z ufosforylowanym RLC jest niezbędne dla procesu

defosforylacji, natomiast wiązanie poprzez rejon C-końco-

wy ma rolę regulatorową oraz decyduje o komórkowej dys-

trybucji fosfatazy [64]. Postuluje się również, że C-końcowy

rejon MYPT1 bierze udział w dimeryzacji tej podjednostki,

co może prowadzić do utworzenia amfipatycznej α-helisy

[64]. W rejonie C-końcowym występują reszty treonino-

we 697 i 855, które są substratami dla m.in. kinazy ROCK.

Fosforylacja tych reszt prowadzi do zahamowania aktyw-

ności MLCP poprzez osłabienie oddziaływania z miozyną

[65]. Inaktywacja fosfatazy prowadzi do aktywacji kinazy

MLCK, zależnej kompleksu CaM/Ca

, uwrażliwiając w ten

sposób aktomiozynę na jony Ca

(Ryc. 6A). Równowaga

pomiędzy aktywnością MLCK i MLCP zapewnia prawidło-

we funkcjonowanie całego organizmu, a zwłaszcza układu

sercowo-naczyniowego.

Wpływ fosforylacji lekkiego łańcucha miozyny

na konformację i aktywność miozyny

Monomery miozyny z mięśni gładkich oraz miozyn nie-

mięśniowych, w których łańcuch lekki RLC nie jest ufosfo-

rylowany przyjmują zwiniętą konformację (10S), natomiast

fosforylacja powoduje wyprostowanie monomeru (przej-

ściowa konformacja 6S), co umożliwia utworzenie filamen-

tu miozynowego (Ryc. 5A). W konformacji 10S pałeczka

miozyny, dzięki obecności giętkich rejonów (tzw. zawia-

sów), owija się w charakterystyczny sposób wokół rejonu

połączenia szyjki z pałeczką, uniemożliwiając w ten sposób

oddziaływanie miozyny z aktyną. Zarówno w konforma-

cji 10S, jak i w nieufosforylowanej miozynie w filamencie,

w aparacie skurczu dochodzi do wzajemnego blokowania

główek w ten sposób, że miejsce wiązania aktyny w jednej

z główek oddziałuje z konwerterem drugiej z główek (Ryc.

5B) [69]. Konwerter jest rejonem główki przekazującym

zmiany konformacyjne zachodzące w domenie motorycznej

na helikalny odcinek łańcucha ciężkiego przechodzący na-

stępnie w szyjkę. Takie wzajemne ułożenie główek w czą-

steczce miozyny blokuje aktywność enzymatyczną miozy-

ny, co sprawia, że generowanie przez nią siły niezbędnej do

cyklicznego oddziaływania z aktyną jest zahamowane [70].

Fosforylacja przynajmniej jednego łańcucha w cząsteczce

miozyny powoduje rotację o około 70º rejonu konwertera w

zablokowanej główce, co prowadzi do uwolnienia obu głó-

wek i umożliwia im wiązanie aktyny oraz hydrolizę ATP

(Ryc. 5B) [69,71]. Fosforylacja Ser19 zwiększa ujemny ładu-

nek w płacie N-końcowym RLC, a to umożliwia przekazy-

wanie zmian konformacyjnych do płata C-końcowego i na-

daje odpowiednią orientację RLC w stosunku do łańcucha

ciężkiego (Ryc. 5C). W nieufosforylowanym RLC tworzony

jest mostek solny pomiędzy resztami Arg4 (i/lub innymi

pozytywnie naładowanymi resztami w tym rejonie łańcu-

cha), a Asp100 i/lub Glu99 w płacie C-końcowym. Dzięki

temu rejon N-końcowy RLC znajduje się zarówno w pobli-

żu płata C-końcowego, jak i łańcucha ciężkiego w rejonie

szyjki; taka konformacja nosi nazwę zamkniętej. Po fosfo-

rylacji mostek solny ulega zerwaniu, co powoduje zmianę

konformacji rejonu N-końcowego (staje się bardziej giętki)

oraz zmianę ułożenia obu tych domen łańcucha względem

łańcucha ciężkiego. Zwłaszcza N-końcowy segment zawie-

rający ufosforylowaną resztę Ser19 jest bardziej oddalony

od łańcucha ciężkiego i płata C-końcowego; taka konforma-

cja nosi nazwę otwartej [72].

Izoformy MLCK oraz MLCP występują również w mię-

śniach porzecznie prążkowanych. Zatem, należałoby się spo-

dziewać, że podobny mechanizm regulacji oddziaływania

aktyny z miozyną poprzez fosforylację RLC jest wykorzysty-

wany również w tych typach mięśni [73,74]. Badania bioche-

miczne z lat 80. ubiegłego wieku wykazały jednakże, że mio-

zyny z mięśni poprzecznie prążkowanych wykazują aktyw-

ność enzymatyczną niezależnie od stanu ufosforylowania ich

łańcuchów regulujących [75]. Skoro natura wyprodukowała

podobną do występującej w mięśniach gładkich kaskadę en-

zymów, jaka jest więc fizjologiczna rola tej modyfikacji?

Wiele danych wskazuje na to, że odwracalna fosforylacja

skRLC ma funkcje modulujące działanie mięśni szkieleto-

wych, gdyż uwrażliwia miozynę na jony wapnia przesuwa-

jąc wrażliwość mięśnia w kierunku suboptymalnych stężeń

. To powoduje przyspieszenie kinetyki procesu genero-

wania siły podczas inicjacji skurczu oraz obniżenie szybko-

ści relaksacji włókien przy wyższych stężeniach Ca

[73].

Niewiele wiadomo o strukturze i funkcji kinazy lekkich

łańcuchów miozyny, cMLCK (m. cz. ok. 100 kDa) występu-

jącej w mięśniu sercowym, działającej w sposób odmien-

ny niż izoformy szkieletowa i niemięśniowa [60]. Chociaż

pierwsze doniesienia na temat funkcjonowania tej izoformy

MLCK wskazywały, że działa ona w sposób zależny od Ca

i kalmoduliny [76], to z uwagi na brak jednoznacznych do-

wodów na obecność domeny wiążącej CaM, ten mechanizm

aktywacji jest wciąż przedmiotem dyskusji [60,77]. Aktywa-

cja cMLCK jest prawdopodobnie zależna od receptorów α- i

β-adrenergicznych, gdyż stymulacja tych receptorów pod-

wyższa poziom fosforylacji cRLC [74].

Defosforylacja cRLC zachodzi z udziałem fosfatazy cMLCP

zawierającej podjednostkę MYPT2; zablokowanie genu ko-

Postępy Biochemii 58 (4) 2012

445

dującego tę podjednostkę u myszy zwiększa aktywność pod-

jednostki katalitycznej fosfatazy, co prowadzi do obniżenia

poziomu fosforylacji cRLC, a to z kolei obniża poziom wrażli-

wość miozyny na aktywujące stężenia Ca

[78]. W dłuższym

okresie prowadzi to do hypertrofii mięśnia sercowego, zmniej-

szenia jego kurczliwości oraz zaburzenia w organizacji sarko-

meru. Wskazuje to na ważną rolę fosforylacji lekkich łańcu-

chów miozyny z mięśnia sercowego w funkcjonowaniu tego

narządu, mimo iż fosforylacja wpływa jedynie modulująco na

kinetykę oddziaływania miozyny i aktyny [74].

WIĄZANIE JONÓW WAPNIA PRZEZ

LEKKIE ŁAŃCUCHY MIOZYNY

Miozyna z mięśni mięczaków

Jak wcześniej wspomniano, łańcuchy lekkie miozyny przy-

pominają strukturalnie cząsteczkę CaM (m. cz. ok. 16 kDa),

białka zawierającego cztery motywy EF-hand wiążące Ca

CaM, podobnie jak łańcuchy lekkie miozyny, jest zbudowa-

na z dwóch płatów (w każdym płacie znajdują się po dwa

motywy EF-hand), połączonych ze sobą odcinkiem łączącym,

tzw. linkerem. Pod nieobecność jonów wapnia CaM przyjmu-

je konformację zamkniętą, w której łącznik jest zagięty, a oba

płaty zbliżają się do siebie. W obecności Ca

CaM przyjmuje

formę wyprostowaną, zdolną do oddziaływania z białkami

docelowymi m.in. z MLCK [73]. Łańcuchy istotne i regulują-

ce posiadają wprawdzie domeny EF- hand, ale preferencyjnie

wiążą Mg

, których stężenie w komórce i włóknie mięśnio-

wym jest co najmniej 4 rzędy wielkości większe niż aktywujące

stężenie jonów wapnia. Ukazały się doniesienia, że w warun-

kach in vitro RLC miozyny z mięśni poprzecznie prążkowa-

nych mogą wiązać Ca

, jednak oddysocjowują one tak wolno,

że nie może to być wiązanie o znaczeniu regulacyjnym [79]. W

mięśniach mięczaków zdolność odwracalnego wiązania Ca

przez lekkie łańcuchy została zachowana i dzięki temu jony

wapnia bezpośrednio wpływają na aktywność katalityczną

domeny motorycznej miozyny.

Mechanizm regulacji aktywności miozyny z mięśni po-

przecznie prążkowanych przegrzebka zatokowego (Argopec-

ten irradians) został opisany w latach 90. ubiegłego stulecia,

dzięki pracom rentgenograficznym prowadzonym przez

grupę Carolyn Cohen [80,81]. Analiza struktury domeny re-

gulatorowej wykazała, że motywy EF-hand obu lekkich łańcu-

chów oplatających szyjkę miozyny wiążą Mg

. Odkryto jed-

nak, że jedno miejsce wiązania kationów dwuwartościowych

znajdujące się w końcu aminowym płata ELC preferencyjnie

wiąże Ca

. Miejsce to jest położone w pobliżu C-końcowego

płata RLC (Ryc. 7A). Co więcej, reszty aminokwasowe z tego

rejonu cząsteczki RLC są zaangażowane w wiązanie Ca

. W

obecności jonu wapnia reszty Asp117 i Gly118 RLC oddziału-

ją z Arg24 w ELC, znajdującą się w pobliżu miejsca wiązania

(Ryc. 7B). W wiązaniu jonu wapnia

pośredniczy również

fragment łańcucha ciężkiego miozyny. W obecności Ca

wy-

twarzane jest dodatkowe połączenie pomiędzy resztą Gln812

łańcucha ciężkiego a resztą Leu113 w RLC. Oddziaływania,

ELC-RLC i RLC-łańcuch ciężki, zanikają pod nieobecność jonu

(Ryc. 7C) [82]. Stwierdzono również, że sam ELC nie wią-

że Ca

, co dodatkowo potwierdza, że powyższe oddziaływa-

nia są niezbędne dla wiązania tego jonu [81]. Analiza struktur

domeny regulatorowej wykazała, że pod nieobecność jonu

wapnia jest ona bardziej giętka [82]. Utrata sztywności szyjki

uniemożliwia miozynie przekazanie zmian konformacyjnych

zachodzących w główce do reszty cząsteczki, w konsekwencji

nie dochodzi więc do generacji siły niezbędnej do przesuwu

filamentów aktynowych.

Miozyny niekonwencjonalne

Łańcuchy lekkie większości miozyn niekonwencjonalnych

to cząsteczki kalmoduliny. Na podstawie liczby motywów IQ

zidentyfikowanych w sekwencji aminokwasowej łańcucha

ciężkiego przyjmuje się, że w zależności od typu miozyny, do

łańcucha ciężkiego przyłącza się od jednej (np. w miozynie I)

do siedmiu (np. w miozynie XII występującej w roślinach) czą-

steczek CaM [4]. Można się zatem spodziewać, że jony wapnia

mają istotne znaczenie dla regulacji aktywności miozyn nie-

konwencjonalnych.

Izoformy miozyny I są najwcześniej wykrytymi i najliczniej

reprezentowanymi miozynami niekonwencjonalnymi, wystę-

pującymi od ameb po komórki ssaków. U człowieka zidenty-

fikowano aż 8 genów kodujących łańcuchy ciężkie miozyny

I przy 14 genach kodujących łańcuchy miozyn konwencjo-

nalnych [4]. Łańcuchy ciężkie izoform miozyny I różnią się

między sobą liczbą wiążących CaM motywów IQ (od jednego

do sześciu) i budową domenową ogonka. Ich cechą wspólną

jest obecność w ogonku miozyn I drugiego miejsca wiążącego

aktynę, lecz w sposób niezależny od ATP, co umożliwia tym

miozynom również udział w organizacji filamentów aktyno-

wych [4]. Badania nad aktywnością ATPazową miozyny I z

Rycina 7. Wiązanie jonów wapnia do łańcuchów istotnych miozyny mięcza-

ków. A. Struktura krystaliczna domeny regulatorowej w obecności jonów Ca

B i C, schemat oddziaływań pomiędzy podjednostkami domeny regulatorowej,

odpowiednio, w obecności i pod nieobecność jonów wapnia. Oznaczenia amino-

kwasów wg kodu jednoliterowego: D, kwas asparaginowy; G, glicyna; F, fenylo-

alanina; L, leucyna; N, asparagina; M, metionina; R, arginina; Q, glutamina. Na

podstawie [82]; zmodyfikowano.

446

www.postepybiochemii.pl

rąbka szczoteczkowego kosmków jelitowych (Myo1b) wyka-

zały, że jest ona regulowana przez jony wapnia, poprzez CaM.

W obecności 2–3 μM Ca

dochodzi do oddysocjowania jednej

z czterech cząsteczek CaM, co prowadzi do wzrostu aktywno-

ści ATPazy aktynowej oraz obniżenia zdolności do przesuwa-

nia filamentów aktynowych, co może być skutkiem odłączenia

w tych warunkach cząsteczki miozyny od filamentu aktyno-

wego [83,84]. Zjawisko to nie było obserwowano przy niższym

stężeniu Ca

lub nadmiarze egzogennej kalmoduliny. Jony

wapnia zmniejszają również wrażliwość tej miozyny na naprę-

żenia [85]. W przypadku innej izoformy, Myo1C, zawierającej

cztery motywy IQ wykazano, że tylko trzy pierwsze z nich są

zaangażowane w wiązanie CaM, a w regulacji aktywności tej

miozyny poprzez jony wapnia uczestniczy CaM związana z

pierwszym motywem IQ, położonym najbliżej domeny mo-

torycznej [86,87]. Oddziaływanie izoform miozyny I z aktyną

jest również regulowane poprzez fosforylację reszt seryny lub

treoniny w łańcuchu ciężkim. Temu zagadnieniu poświęcona

jest kolejna część niniejszego artykułu.

Miozyna III, niezbędna w procesie fototransdukcji, w swo-

im łańcuchu ciężkim zawiera domenę o aktywności kinazy

serynowo-treoninowej, poprzedzającą klasyczną domenę mo-

toryczną, po której znajdują się dwa wiążące CaM motywy

IQ. Międzycząsteczkowa autofosforylacja domeny kinazowej

powoduje obniżenie aktywności ATPazowej miozyny i jej

powinowactwa do aktyny, natomiast zahamowanie aktyw-

ności kinazy nie wpływa na aktywność ATPazową, ale zabu-

rza aktywność motoryczną białka [88]. Stwierdzono także, że

miozyna III w sposób zależny od Ca

i kalmoduliny hamuje

aktywność metarodopsyny, białka zaangażowanego w proces

fototransdukcji [89]. Uważa się, że miozyna III stanowi swoje-

go rodzaju ruchomy rezerwuar kalmoduliny, gdyż CaM/Ca

po oddysocjowaniu od łańcucha ciężkiego może być wykorzy-

stywana przez metarodopsynę i inne białka [90].

Miozyna V jest złożona z dwóch łańcuchów ciężkich, któ-

re dimeryzują w C-końcowej części cząsteczki, i sześciu par

łańcuchów lekkich, z czego cztery pary to cząsteczki kalmo-

duliny, a dwie to łańcuchy istotne miozyn konwencjonalnych.

Jest to typowa miozyna transportująca, progresywna, co ozna-

cza, że pozostaje ona w kontakcie z filamentami aktynowymi

podczas kilku cykli hydrolizy ATP w główce miozyny. Prze-

noszone przez miozynę V organelle i pęcherzyki łączą się z

domeną cargo, która znajduje się w C-końcowej części białka

[91]. Pod nieobecność jonów wapnia cząsteczki kalmoduliny

są związane z łańcuchem ciężkim, a miozyna przyjmuje kon-

formację zwiniętą, w której domena motoryczna oddziałuje z

domeną cargo. To powoduje, że miozyna nie jest zdolna do

hydrolizy ATP i wiązania aktyny. W obecności 1 μM Ca

do-

chodzi do zmian konformacyjnych w cząsteczkach kalmodu-

liny, następuje dysocjacja kalmoduliny związanej z drugim

motywem IQ, co wywołuje zmiany konformacyjne w szyjce,

które są przekazywane do domeny motorycznej [92]. Zmiany

konformacyjne zachodzą również w cząsteczkach kalmodu-

liny związanych z motywami IQ1, IQ3 i IQ5 [93]. Zmiany te

są odpowiedzialne za wyprostowanie się cząsteczki miozyny,

co prowadzi do wzrostu jej aktywności ATPazowej [91]. Do

aktywacji zależnej od aktyny aktywności ATPazowej miozyny

V wymagane są mikromolowe stężenia jonów wapnia. W ma-

łych stężeniach Ca

oddziaływanie miozyny z aktyną jest bar-

dzo słabe, nawet w dużym nadmiarze aktyny [91]. Jednakże w

obecności jonów wapnia dochodzi również do oddysocjowa-

nia miozyny od filamentu aktynowego i w konsekwencji do

zahamowania jej ruchu [94]. Nie znamy jeszcze mechanizmu

tej paradoksalnej obserwacji.

Miozyna VI jest jedyną z dotychczas poznanych miozyn,

która się porusza w kierunku końca ostrego (ang. pointed end)

filamentu aktynowego, co jest możliwe dzięki obecności w

rejonie konwertera wstawki złożonej z 53 reszt aminokwa-

sowych, która stanowi również niekonwencjonalne miejsce

wiązania kalmoduliny [95]. W szyjce natomiast znajduje się

klasyczny motyw IQ, również wiążący kalmodulinę. Uwa-

ża się, że cząsteczka kalmoduliny znajdująca się we wstaw-

ce pełni rolę strukturalną, istotną podczas generacji ruchu,

podczas gdy kalmodulina w szyjce może być zaangażowa-

na w regulację aktywności miozyny VI poprzez jony wap-

nia [96]. Wykazano, że obecność tych jonów prowadzi do

spowolnienia ruchu miozyny VI wzdłuż filamentów akty-

nowych, nie wpływając w znaczący sposób na jej aktywność

ATPazową i uwalnianie ADP [97,98]. Wprawdzie wiązanie

kalmoduliny do całej cząsteczki miozyny VI nie jest zależne

od Ca

, zachodzi bowiem nawet przy 100 μM stężeniu tych

jonów, wykazano jednak, że w obecności jonów wapnia

kal-

modulina wiąże się z dużo większym powinowactwem do

rejonu wstawki, z jednoczesnym osłabieniem wiązania tej

cząsteczki związanej z szyjką. Nie dochodzi jednak do jej

oddysocjowania, jak to ma miejsce w przypadku miozyny

I i V [95]. Uważa się, że zmiany konformacyjne zachodzące

w cząsteczce kalmoduliny są „wyczuwane” przez dome-

nę motoryczną, nie wyklucza się również, że te zmiany są

przekazywane na filament aktynowy i allosterycznie modu-

lują sztywność filamentu aktynowego [96].

Miozyna VII zawiera w łańcuchu ciężkim pięć motywów

IQ, co sugeruje, że potencjalnie może on wiązać nawet pięć

cząsteczek kalmoduliny [4]. Wykazano natomiast, że do czą-

steczki miozyny VI przyłącza się średnio 3,2 cząsteczki kal-

moduliny [99]. Powinowactwo miozyny VII do kalmoduliny

maleje w obecności jonów wapnia, co wskazuje na rolę tego

oddziaływania w regulacji aktywności miozyny [99]. Bada-

nia ostatnich lat wskazują, że miozyny VII występują w ko-

mórkach jako monomer, który może przyjmować konforma-

cję otwartą i zwiniętą, w której koniec karboksylowy ogonka

oddziałuje z domeną motoryczną. Wyniki badań wskazują

na to, że ogonek bierze udział w regulacji aktywności ATPa-

zowej. Aktywność fragmentu pozbawionego ogonka maleje,

gdy ogonek jest dodawany w obecności małego stężenia Ca

(pCa7), natomiast nie ulega zmianie gdy ogonek jest doda-

wany w wysokich (pCa4) stężeniach Ca

[91]. Sądzi się, że

w małych stężeniach jonów wapnia również in vivo dochodzi

do oddziaływania główki z ogonkiem, co prowadzi do inak-

tywacji miozyny.

Miozyna IX to unikalna miozyna niekonwencjonalna,

zawierająca w ogonku domeny wiążące jony cynku oraz

aktywną domenę RhoGAP, która uczestniczy w wymianie

GTP na GDP w małych GTPazach z rodziny Rho, wpływa-

jąc na dynamikę cytoszkieletu aktynowego [90]. W główce,

w rejonie miejsca oddziaływania z aktyną, zidentyfikowano

długą wstawkę (ok. 150 reszt aminokwasowych), wspoma-

gającą wiązanie z aktyną i zapewniającą tej monomerycznej

miozynie ruch procesywny. W szyjce występują cztery mo-

Postępy Biochemii 58 (4) 2012

447

tywy IQ, a dodatkowe miejsce wiązania CaM wykryto w re-

jonie wspomnianej wyżej wstawki. Badania wykazały, że w

obecności jonów wapnia CaM związana w główce miozyny

pełni funkcje regulujące aktywność enzymatyczną miozy-

ny, natomiast cząsteczki CaM związane w szyjce wydają się

ważne w generowaniu ruchu [100].

Miozyna X, izoforma występująca głównie na zakoń-

czeniach wypustek komórkowych (filopodiach), zawiera w

łańcuchu ciężkim trzy motywy IQ [101]. Wykazano, że wią-

zanie CaM nie jest czynnikiem determinującym generowa-

nie ruchu przez tę miozynę. Odkryto także, że z motywem

IQ3 miozyny X człowieka oddziałuje białko CLP (ang. cal-

modulin-like protein), które jest produkowane w komórkach

nabłonkowych, a obniżenie jego syntezy obserwuje się w

niektórych nowotworach [102]. Oddziaływanie to jest za-

leżne od stężenia Ca

i prawdopodobnie jest bardziej spe-

cyficzne niż w przypadku CaM. CaM i CLP z podobnym

powinowactwem oddziałują z motywami IQ1 i IQ2 [103].

Wykazano również, że wiązanie CLP determinuje obecność

miozyny X na końcach filopodiów [104].

FOSFORYLACJA CIĘŻKIEGO ŁAŃCUCHA MIOZYNY

Aktywność niektórych miozyn, zwłaszcza niekonwen-

cjonalnych, jest również regulowana poprzez fosforylację

reszt serynowych lub treoninowych w ciężkim łańcuchu

miozyny. Fosforylację obserwuje się głównie w dwóch rejo-

nach łańcucha ciężkiego, w domenie motorycznej, w pobli-

żu miejsca oddziaływania z aktyną oraz w pałeczce/ogon-

ku, z reguły na końcu karboksylowym łańcucha. Niektóre

konwencjonalne miozyny niemięśniowe (NMII) „wykorzy-

stują” do regulacji swojej aktywności fosforylację lekkich

łańcuchów regulujących oraz fosforylację w C-końcowym

odcinku łańcucha ciężkiego [105].

Fosforylacja w domenie motorycznej

Dotychczas wykryto fosforylację w domenie motorycz-

nej izoform miozyny I oraz w miozynie VI. W przypadku

miozyn I jest to podstawowy mechanizm aktywacji ATPazy

aktomiozynowej przesuwania filamentów aktynowych, na-

tomiast nie wykazano, aby fosforylacja reszty Thr406 miała

znaczący wpływ na oddziaływanie miozyny VI kręgowców

z aktyną [98,105].

Fosforylacja miozyn I zachodzi głównie przy udziale ki-

naz z rodziny PAK, aktywowanych przez Cdc42 i Rac1. W

przypadku miozyny IC z Acanthamoeba castellanii fosforylo-

wana jest reszta Ser311, znajdująca się w miejscu wiązania

aktyny. Nota bene, w odpowiadającym tej serynie resztom

łańcucha ciężkiego miozyn z mięśni poprzecznie prążkowa-

nych, np. reszcie 411 miozyny z mięśni szkieletowych kury

znajduje się kwas asparaginowy, co wskazuje, że natura na

stałe dodała kwaśny ładunek, czyniąc te miozyny konstytu-

tywnie aktywne [105]. Nie wykazano, aby fosforylacja reszt

znajdujących się w domenie motorycznej miozyn I kręgow-

ców miała bezpośredni związek z jonami wapnia, natomiast

amebowe izoformy kinazy PAK są hamowane poprzez

wiązanie kalmoduliny i Ca

, co niewątpliwie wpływa na

aktywność miozyny I z A. castellanii i amebowej formy ślu-

zowca Dictyostelium discoideum [106].

Fosforylacja w pałeczce/ogonku miozyny

Większość niemięśniowych miozyn konwencjonalnych po-

siada dwa mechanizmy regulacji ich aktywności, są to fosfory-

lacja łańcuchów lekkich aktywująca oddziaływanie miozyn z

aktyną oraz fosforylacja reszt serynowych lub treoninowych

w C-końcowym odcinku pałeczki, prowadząca do inaktywacji

miozyn [105]. W najlepiej poznanym przypadku miozyny II ze

śluzowca, D. discoideum, fosforylacja trzech reszt treoninowych

poprzez specyficzną kinazę ciężkich łańcuchów miozyny po-

woduje zagięcie pałeczki w rejonie zawiasu, co uniemożliwia

tworzenie bipolarnych filamentów [107]. Brak jednak dowo-

dów na zaangażowanie w tym procesie jonów wapnia [108].

W dwóch izoformach miozyn niemięśniowych występują-

cych u ssaków (NMIIA i NMIIB) również dochodzi do fosfo-

rylacji reszty Ser 1917 m.in. przez kinazę PKC lub kinazę kaze-

inową II znajdującą się w C-końcowym odcinku tych miozyn

[105]. Natomiast w obecności jonów wapnia do tego rejonu

cząsteczki przyłączają się cząsteczki białka Mts1, należącego

do białek wiążących Ca

z rodziny S100. Synteza Mts1 (wg

klasyfikacji białek S100 to S100A4) jest znacznie zwiększona

w komórkach nowotworowych, białko to bowiem odgrywa

ważną rolę w procesie powstawania przerzutów. Przyłącze-

nie MtS1 uniemożliwia fosforylację pałeczki, powoduje jednak

podobne skutki; destabilizuje w obecności jonów wapnia fi-

lamenty i hamuje aktywność ATPazową aktomiozyny [109].

Mechanizm ten jest szczególnie istotny dla regulacji stabilności

filamentów złożonych z NMIIA, która występuje głównie w

strefie podbłonowej [110].

NMIIA jest również fosforylowana przez TRPM7, kanał

jonowy biorący udział w homeostazie jonów magnezu, któ-

rego integralną częścią jest kinaza białkowa alfa. Obniżenie

poziomu tego białka prowadzi również do podwyższenia

wewnątrzkomórkowego stężenia Ca

. Wykazano, że ki-

naza fosforyluje w sposób zależny od jonów wapnia reszty

Thr1800, Ser1803 i 1808, co obniża zdolność tej miozyny do

tworzenia filamentów [111].

Wykryto również fosforylację reszt serynowych i treonino-

wych w ogonkach miozyn niekonwencjonalnych, miozyny III,

V, VI i VII, ale z wyjątkiem miozyny V ich fosforylacja nie ma

powiązania z jonami wapnia i oddziaływaniem tych miozyn z

aktyną. Uzyskane dotychczas dane wskazują, że fosforylacja

miozyn niekonwencjonalnych reguluje przyłączanie do nich

ładunku (cargo) [91,112]. Natomiast podczas otrzymywania

miozyny VA z mózgu okazało się, że wraz z nią oczyszcza się

kinaza II zależna od jonów wapnia i CaM, która będąc związa-

na z ogonkiem miozyny fosforyluje resztę Ser1650 w łańcuchu

ciężkim miozyny, znajdującą się w środkowej części ogonka.

Co ciekawe, okazało się iż związanie miozyny aktywuję tę ki-

nazę, a niezbędna do aktywacji cząsteczka CaM jest uwalniana

w obecności Ca

z rejonu szyjki miozyny V [113,114]. Fosfo-

rylacja reszty Ser1650 warunkuje uwalnianie przez miozynę

ładunku oraz jest niezbędna do translokacji tego motoru mole-

kularnego do jądra komórkowego [114,115].

PODSUMOWANIE

Oddziaływania aktyny z miozyną, procesy zasilane ener-

gią hydrolizy ATP, determinują wiele podstawowych funkcji

448

www.postepybiochemii.pl

komórki, takich jak skurcz, migracja, transport wewnątrzko-

mórkowy, cytokineza. Podstawą różnorodności tych zjawisk i

ich specyficznej regulacji w odpowiedzi na potrzeby komórki

i sygnały ze środowiska zewnętrznego jest obecność licznych

izoform miozyny oraz precyzyjna kontrola kinetyki wiązania

miozyny z aktyną. Zmiany stężenia Ca

w komórce to głów-

ny czynnik determinujący aktywność aktomiozyny. Wielolet-

nie badania umożliwiły poznanie struktury zarówno białek

kurczliwych, jak i towarzyszących im białek regulatorowych.

Określenie zmian konformacyjnych w tych białkach zacho-

dzących na skutek przejścia ze stanu relaksacji (niskie stężenie

) do aktywacji (wysokie stężenie Ca

) umożliwiło opraco-

wanie molekularnych modeli regulacji.

W mięśniach poprzecznie prążkowanych białkiem regulu-

jącym oddziaływania aktomiozynowe w sposób zależny od jo-

nów wapnia jest Tn, kompleks złożony z trzech podjednostek

zakotwiczonych do filamentu aktynowego poprzez TnT. Wią-

zanie Ca

przez TnC wyzwala szereg zmian w kompleksie Tn.

W szczególności dochodzi do przesunięcia dwóch segmentów

TnI i zerwania ich kontaktów z aktyną. Dzięki temu TM, biał-

ko regulatorowe, które rozciąga się wzdłuż filamentu aktyno-

wego, zmienia swoje położenie na filamecie i w konsekwencji

zostają odblokowane miejsca wiązania miozyny na aktynie.

Towarzyszące temu allosteryczne zmiany konformacyjne za-

chodzące w cząsteczce aktyny potęgują oddziaływania aktyny

z miozyną i towarzyszącą im hydrolizę ATP.

W komórkach mięśni gładkich oraz w komórkach niemię-

śniowych regulacja na poziomie filamentu aktynowego zacho-

dzi z udziałem innego białka regulatorowego - kaldesmonu.

W niskich stężeniach jonów Ca

CaD wiąże się do aktyny

domeną C-końcową, przez co hamuje przejścia konformacyj-

ne w obrębie filamentu aktynowego, które są konieczne dla

wydajnych oddziaływań z miozyną. Hamowanie jest znoszo-

ne przez kompleks CaM/Ca

, który wiąże się z C-końcową

domeną CaD i znosi jej hamujący wpływ na akto-miozynę. Al-

ternatywny mechanizm aktywacji polega na fosforylacji koń-

ca C kaldesmonu. N-końcowa domena cząsteczki CaD wiąże

szyjkowy rejon miozyny i w ten sposób utrzymuje oba białka

w orientacji odpowiedniej dla ich wzajemnych oddziaływań.

Drugi mechanizm regulacji, funkcjonujący w mięśniach

gładkich i w komórkach niemięśniowych, polega na fosfory-

lacji lekkich łańcuchów miozyny, które oplatają rejon szyjki

miozyny. Zmiany konformacyjne zachodzące na skutek fos-

forylacji są przenoszone do domeny katalitycznej miozyny

i umożliwiają wydajne wiązanie aktyny i hydrolizę ATP.

Fosforylacja jest wynikiem równowagi pomiędzy aktyw-

nością kinazową MLCK i fosfatazową MLCP. MLCK jest

aktywowana przez wiązanie kompleksu CaM/Ca

. Z kolei

fosforylacja MLCP prowadzi do zahamowania jej aktyw-

ności. Inaktywacja fosfatazy zwiększa poziom fosforylacji

łańcuchów lekkich i w ten sposób uwrażliwia akto-miozy-

nę na jony wapnia. W mięśniach szkieletowych odwracalna

fosforylacja łańcuchów regulatorowych również zachodzi,

ale ma ona jedynie znaczenie modulujące, polegające na

uwrażliwieniu miozyny na suboptymalne stężenia Ca

W mięśniach mięczaków zdolność odwracalnego wiąza-

nia Ca

przez lekkie łańcuchy została zachowana i dzięki

temu jony wapnia bezpośrednio wpływają na aktywność ka-

talityczną domeny motorycznej miozyny. Pod nieobecność

domena regulatorowa miozyny jest bardziej giętka niż

po związaniu Ca

przez łańcuch regulujący, a to uniemoż-

liwia miozynie przekazanie zmian konformacyjnych zacho-

dzących w główce do reszty cząsteczki i w konsekwencji nie

dochodzi do generacji siły niezbędnej do przesuwu filamen-

tów aktynowych.

W większości miozyn niekonwencjonalnych, czyli miozyn

niezdolnych do tworzenia filamentów, rolę łańcuchów lek-

kich pełnią cząsteczki kalmoduliny. Podwyższenie stężenia

prowadzi najczęściej do oddysocjowania przynajmniej

jednej cząsteczki kalmoduliny (lub osłabienia jej wiązania z

ciężkim łańcuchem), czego konsekwencją jest zmiana konfor-

macyjna prowadząca do osłabienia oddziaływania miozyn

niekonwencjonalnych z filamentami aktynowymi.

Aktywność niektórych miozyn, zwłaszcza niekonwencjo-

nalnych, jest również regulowana poprzez fosforylację reszt

serynowych lub treoninowych w ciężkim łańcuchu miozy-

ny. Fosforylacja w domenie motorycznej, w pobliżu miejsca

oddziaływania z aktyną, ma duże znaczenie dla aktywacji

miozyn klasy I. W przypadku miozyny I ameb fosforylacja

domeny motorycznej jest regulowana przez kompleks CaM/

, natomiast u kręgowców zachodzi ona w sposób nieza-

leżny od stężenia Ca

Większość niemięśniowych miozyn konwencjonalnych

ulega fosforylacji w C-końcowym odcinku pałeczki, któ-

ra w zależności od typu miozyny, jest zależna od stężenia

lub zachodzi niezależnie od poziomu Ca

w komórce.

Modyfikacja ta prowadzi do zahamowania tworzenia dwu-

biegunowych filamentów. W przypadku większości mio-

zyn niekonwencjonalnych, fosforylacja ogonka zachodzi

niezależnie od jonów wapnia i nie jest powiązana z oddzia-

ływaniami aktomiozynowymi. Wyjątek stanowi miozyna

V, która jest fosforylowana w centralnej części ogonka w

sposób zależny od CaM/Ca

. Ma to znaczenie dla procesu

uwalniania ładunku związanego z łańcuchem ciężkim tej

miozyny.

Pomimo ogromnego postępu wiedzy na temat regulacji

oddziaływań aktyny z miozyną, wiele kwestii wymaga wy-

jaśnienia. Jednak dzięki badaniom nad poznaniem struktury

cząsteczek, można oczekiwać, że w niedalekiej perspektywie

będzie możliwe dogłębne zrozumienie procesów ruchliwości

i zbudowanie modeli regulacji na poziomie atomowym.

PIŚMIENNICTWO

1. Carlier MF, Pantaloni D (2007) Control of actin assembly dynamics in

cell motility. J Biol Chem 282: 23005-23009

2. Dominguez R, Holmes KC (2011) Actin structure and function. Annu

Rev Biophys 40: 169-186

3. Odronitz F, Kollmar M (2007) Drawing the tree of eukaryotic life ba-

sed on the analysis of 2,269 manually annotated myosins from 328

species. Genome Biol 8: R196

4. Berg JS, Powell BC, Cheney RE (2001) A millennial myosin census.

Mol Biol Cell 12: 780-794

5. Strzelecka-Golaszewska H (1997) Molekularne mechanizmy skurczu

mięśniowego, W: Baryszewska M, Leyko W (red), Biofizyka dla bio-

logów, Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, str. 244-280

6. Moraczewska J (2009) Rola izoform tropomiozyny w dywersyfikacji

funkcji filamentu aktynowego. Postepy Biochem 55: 201-206

Postępy Biochemii 58 (4) 2012

449

7. Greaser ML, Gergely J (1971) Reconstitution of troponin activity from

three protein components. J Biol Chem 246: 4226-4233

8. Zot AS, Potter JD (1987) Structural aspects of troponin-tropomyosin

regulation of skeletal muscle contraction. Annu Rev Biophys Bio-

phys Chem 16: 535-559

9. Ohtsuki I (1979) Molecular arrangement of troponin-T in the thin fila-

ment. J Biochem 86: 491-497

10. Vinogradova MV, Stone DB, Malanina GG, Karatzaferi C, Cooke R,

Mendelson RA, Fletterick RJ (2005) Ca

-regulated structural chan-

ges in troponin. Proc Natl Acad Sci USA 102: 5038-5043

11. Vassylyev DG, Takeda S, Wakatsuki S, Maeda K, Maeda Y (1998) The

crystal structure of troponin C in complex with N-terminal fragment

of troponin I. The mechanism of how the inhibitory action of tropo-

nin I is released by Ca

-binding to troponin C. Adv Exp Med Biol

453: 157-167

12. Levine BA, Moir AJ, Perry SV (1988) The interaction of troponin-I with

the N-terminal region of actin. Eur J Biochem 172: 389-397

13. Gergely J, Grabarek Z, Tao T (1993) The molecular switch in troponin

C. Adv Exp Med Biol 332: 117-123

14. Galinska-Rakoczy A, Engel P, Xu C, Jung H, Craig R, Tobacman LS,

Lehman W (2008) Structural basis for the regulation of muscle con-

traction by troponin and tropomyosin. J Mol Biol 379: 929-935

15. Knowles AC, Irving M, Sun YB (2012) Conformation of the troponin

core complex in the thin filaments of skeletal muscle during relaxa-

tion and active contraction. J Mol Biol 421: 125-137

16. Takeda S, Yamashita A, Maeda K, Maeda Y (2003) Structure of the

core domain of human cardiac troponin in the Ca

-saturated form.

Nature 424: 35-41

17. Pirani A, Vinogradova MV, Curmi PM, King WA, Fletterick RJ, Craig

R, Tobacman LS, Xu C, Hatch V, Lehman W (2006) An atomic model

of the thin filament in the relaxed and Ca2+-activated states. J Mol

Biol 357: 707-717

18. Luo Y, Leszyk J, Li B, Li Z, Gergely J, Tao T (2002) Troponin-I interacts

with the Met47 region of skeletal muscle actin. Implications for the

mechanism of thin filament regulation by calcium. J Mol Biol 316:

429-434

19. Kobayashi T, Kobayashi M, Gryczynski Z, Lakowicz JR, Collins JH

(2000) Inhibitory region of troponin I: Ca

-dependent structural and

environmental changes in the troponin-tropomyosin complex and in

reconstituted thin filaments. Biochemistry (Mosc) 39: 86-91

20. Li Z, Gergely J, Tao T (2001) Proximity relationships between residue

117 of rabbit skeletal troponin-I and residues in troponin-C and ac-

tin. Biophys J 81: 321-333

21. Sun YB, Brandmeier B, Irving M (2006) Structural changes in troponin

in response to Ca

and myosin binding to thin filaments during acti-

vation of skeletal muscle. Proc Natl Acad Sci USA 103: 17771-17776

22. Van Eerd JP, Takahashi K (1975) The amino acid sequence of bovine

cardiac tamponin-C. Comparison with rabbit skeletal troponin-C.

Biochem Biophys Res Commun 64: 122-127

23. Slupsky CM, Sykes BD (1995) NMR solution structure of calcium-sa-

turated skeletal muscle troponin C. Biochemistry (Mosc) 34: 15953-

15964

24. Tobacman LS (1996) Thin filament-mediated regulation of cardiac

contraction. Annu Rev Physiol 58: 447-481

25. Gordon AM, Homsher E, Regnier M (2000) Regulation of contraction

in striated muscle. Physiol Rev 80: 853-924

26. Domingo A, Gonzalez-Jurado J, Maroto M, Diaz C, Vinos J, Carrasco

C, Cervera M, Marco R (1998) Troponin-T is a calcium-binding pro-

tein in insect muscle: in vivo phosphorylation, muscle-specific iso-

forms and developmental profile in Drosophila melanogaster. J Muscle

Res Cell Motil 19: 393-403

27. Cammarato A, Craig R, Lehman W (2010) Electron microscopy and

three-dimensional reconstruction of native thin filaments reveal

species-specific differences in regulatory strand densities. Biochem

Biophys Res Commun 391: 193-197

28. Lehrer SS, Geeves MA (1998) The muscle thin filament as a classical

cooperative/allosteric regulatory system. J Mol Biol 277: 1081-1089

29. Moraczewska J, Gruszczynska-Biegala J, Rędowicz MJ, Khaitlina SY,

Strzelecka-Gołaszewska H (2004) The DNase-I binding loop of actin

may play a role in the regulation of actin-myosin interaction by tro-

pomyosin/troponin. J Biol Chem 279: 31197-31204

30. Śliwińska M, Skórzewski R, Moraczewska J (2008) Role of actin C-ter-

minus in regulation of striated muscle thin filament. Biophys J 94:

1341-1347

31. Skórzewski R, Śliwińska M, Borys D, Sobieszek A, Moraczewska J

(2009) Effect of actin C-terminal modification on tropomyosin iso-

forms binding and thin filament regulation. Biochim Biophys Acta

1794: 237-243

32. Ochala J (2008) Thin filament proteins mutations associated with ske-

letal myopathies: defective regulation of muscle contraction. J Mol

Med (Berl) 86: 1197-1204

33. Robaszkiewicz K, Moraczewska J (2011) Wrodzone miopatie - choro-

by mięśni szkieletowych związane z zaburzeniami struktury I funk-

cji filamentu aktynowego. Postepy Hig Med Dosw (Online) 65: 347-

356

34. Marston SB (2011) How do mutations in contractile proteins cause the

primary familial cardiomyopathies? J Cardiovasc Transl Res 4: 245-

255

35. Dąbrowska R, Kulikova N, Gagola M (2004) Nonmuscle caldesmon:

its distribution and involvement in various cellular processes. Proto-

plasma 224: 1-13

36. Lin JJ, Li Y, Eppinga RD, Wang Q, Jin JP (2009) Roles of caldesmon in

cell motility and actin cytoskeleton remodeling. Int Rev Cell Mol Biol

274: 1-68

37. Wang CL (2001) Caldesmon and smooth-muscle regulation. Cell Bio-

chem Biophys 35: 275-288

38. Wang CL (2008) Caldesmon and the regulation of cytoskeletal func-

tions. Adv Exp Med Biol 644: 250-272

39. Yamakita Y, Yamashiro S, Matsumura F (1990) Microinjection of non-

muscle and smooth muscle caldesmon into fibroblasts and muscle

cells. J Cell Biol 111: 2487-2498

40. Guo H, Wang CL (2005) Specific disruption of smooth muscle calde-

smon expression in mice. Biochem Biophys Res Commun 330: 1132-

1137

41. Mabuchi K, Wang CL (1991) Electron microscopic studies of chicken

gizzard caldesmon and its complex with calmodulin. J Muscle Res

Cell Motil 12: 145-151

42. Gao Y, Patchell VB, Huber PA, Copeland O, El-Mezgueldi M, Fattoum

A, Calas B, Thorsted PB, Marston SB, Levine BA (1999) The interface

between caldesmon domain 4b and subdomain 1 of actin studied by

nuclear magnetic resonance spectroscopy. Biochemistry (Mosc) 38:

15459-15469

43. Foster DB, Huang R, Hatch V, Craig R, Graceffa P, Lehman W, Wang

CL (2004) Modes of caldesmon binding to actin: sites of caldesmon

contact and modulation of interactions by phosphorylation. J Biol

Chem 279: 53387-53394

44. Graceffa P, Mazurkie A (2005) Effect of caldesmon on the position and

myosin-induced movement of smooth muscle tropomyosin bound

to actin. J Biol Chem 280: 4135-4143

45. Mabuchi K, Lin JJ, Wang CL (1993) Electron microscopic images sug-

gest both ends of caldesmon interact with actin filaments. J Muscle

Res Cell Motil 14: 54-64

46. Mezgueldi M, Derancourt J, Calas B, Kassab R, Fattoum A (1994) Pre-

cise identification of the regulatory F-actin- and calmodulin-binding

sequences in the 10-kDa carboxyl-terminal domain of caldesmon. J

Biol Chem 269: 12824-12832

47. Wang CL, Coluccio LM (2010) New insights into the regulation of the

actin cytoskeleton by tropomyosin. Int Rev Cell Mol Biol 281: 91-128

48. Dąbrowska R, Goch A, Gałązkiewicz B, Osińska H (1985) The influ-

ence of caldesmon on ATPase activity of the skeletal muscle acto-

myosin and bundling of actin filaments. Biochim Biophys Acta 842:

70-75

49. Isotani E, Zhi G, Lau KS, Huang J, Mizuno Y, Persechini A, Gegucha-

dze R, Kamm KE, Stull JT (2004) Real-time evaluation of myosin

450

www.postepybiochemii.pl

light chain kinase activation in smooth muscle tissues from a trans-

genic calmodulin-biosensor mouse. Proc Natl Acad Sci USA 101:

6279-6284

50. Geguchadze R, Zhi G, Lau KS, Isotani E, Persechini A, Kamm KE, Stull

JT (2004) Quantitative measurements of Ca

/calmodulin binding

and activation of myosin light chain kinase in cells. FEBS Lett 557:

121-124

51. Li Y, Lin JL, Reiter RS, Daniels K, Soll DR, Lin JJ (2004) Caldesmon mu-

tant defective in Ca

-calmodulin binding interferes with assembly

of stress fibers and affects cell morphology, growth and motility. J

Cell Sci 117: 3593-3604

52. Hulvershorn J, Gallant C, Wang CA, Dessy C, Morgan KG (2001) Cal-

modulin levels are dynamically regulated in living vascular smooth

muscle cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol 280: H1422-1426

53. Kim HR, Appel S, Vetterkind S, Gangopadhyay SS, Morgan KG (2008)

Smooth muscle signalling pathways in health and disease. J Cell Mol

Med 12: 2165-2180

54. Hedges JC, Oxhorn BC, Carty M, Adam LP, Yamboliev IA, Gerthoffer

WT (2000) Phosphorylation of caldesmon by ERK MAP kinases in

smooth muscle. Am J Physiol Cell Physiol 278: C718-C726

55. Marston SB, Redwood CS (1992) Inhibition of actin-tropomyosin acti-

vation of myosin MgATPase activity by the smooth muscle regulato-

ry protein caldesmon. J Biol Chem 267: 16796-16800

56. Ansari S, Alahyan M, Marston SB, El-Mezgueldi M (2008) Role of cal-

desmon in the Ca

regulation of smooth muscle thin filaments: evi-

dence for a cooperative switching mechanism. J Biol Chem 283: 47-56

57. Sellers JR (1999) Myosin. Protein Profile. Oxford University Press,

Oxford

58. Hong F, Haldeman BD, Jackson D, Carter M, Baker JE, Cremo CR

(2011) Biochemistry of smooth muscle myosin light chain kinase.

Arch Biochem Biophys 510: 135-146

59. Herring BP, El-Mounayri O, Gallagher PJ, Yin F, Zhou J (2006) Regu-

lation of myosin light chain kinase and telokin expression in smooth

muscle tissues. Am J Physiol Cell Physiol 291: C817-C827

60. Chan JY, Takeda M, Briggs LE, Graham ML, Lu JT, Horikoshi N, We-

inberg EO, Aoki H, Sato N, Chien KR, Kasahara H (2008) Identifica-

tion of cardiac-specific myosin light chain kinase. Circ Res 102: 571-

580

61. Lazar V, Garcia JG (1999) A single human myosin light chain kinase

gene (MLCK; MYLK). Genomics 57: 256-267

62. Puetz S, Lubomirov LT, Pfitzer G (2009) Regulation of smooth muscle

contraction by small GTPases. Physiology (Bethesda) 24: 342-356

63. Wilson DP, Sutherland C, Borman MA, Deng JT, MacDonald JA,

Walsh MP (2005) Integrin-linked kinase is responsible for Ca

-in-

dependent myosin diphosphorylation and contraction of vascular

smooth muscle. Biochem J 392: 641-648

64. Matsumura F, Hartshorne DJ (2008) Myosin phosphatase target subu-

nit: Many roles in cell function. Biochem Biophys Res Commun 369:

149-156

65. Cole WC, Welsh DG (2011) Role of myosin light chain kinase and

myosin light chain phosphatase in the resistance arterial myogenic

response to intravascular pressure. Arch Biochem Biophys 510: 160-

173

66. Ito M, Nakano T, Erdodi F, Hartshorne DJ (2004) Myosin phosphatase:

structure, regulation and function. Mol Cell Biochem 259: 197-209

67. Okamoto R, Kato T, Mizoguchi A, Takahashi N, Nakakuki T, Mizutani

H, Isaka N, Imanaka-Yoshida K, Kaibuchi K, Lu Z, Mabuchi K, Tao

T, Hartshorne DJ, Nakano T, Ito M (2006) Characterization and func-

tion of MYPT2, a target subunit of myosin phosphatase in heart. Cell

Signal 18: 1408-1416

68. Skinner JA, Saltiel AR (2001) Cloning and identification of MYPT3:

a prenylatable myosin targetting subunit of protein phosphatase 1.

Biochem J 356: 257-267

69. Wendt T, Taylor D, Messier T, Trybus KM, Taylor KA (1999) Visu-

alization of head-head interactions in the inhibited state of smooth

muscle myosin. J Cell Biol 147: 1385-1390

70. Rayment I, Smith C, Yount RG (1996) The active site of myosin. Annu

Rev Physiol 58: 671-702

71. Walcott S, Fagnant PM, Trybus KM, Warshaw DM (2009) Smooth

muscle heavy meromyosin phosphorylated on one of its two heads

supports force and motion. J Biol Chem 284: 18244-18251

72. Kast D, Espinoza-Fonseca LM, Yi C, Thomas DD (2010) Phosphoryla-

tion-induced structural changes in smooth muscle myosin regulato-

ry light chain. Proc Natl Acad Sci USA 107: 8207-8212

73. Stull JT, Kamm KE, Vandenboom R (2011) Myosin light chain kinase

and the role of myosin light chain phosphorylation in skeletal musc-

le. Arch Biochem Biophys 510: 120-128

74. Scruggs SB, Solaro RJ (2011) The significance of regulatory light chain

phosphorylation in cardiac physiology. Arch Biochem Biophys 510:

129-134

75. Szczesna D (2003) Regulatory light chains of striated muscle myosin.

Structure, function and malfunction. Curr Drug Targets Cardiovasc

Haematol Disord 3: 187-197

76. Walsh MP, Vallet B, Autric F, Demaille JG (1979) Purification and cha-

racterization of bovine cardiac calmodulin-dependent myosin light

chain kinase. J Biol Chem 254: 12136-12144

77. Ding P, Huang J, Battiprolu PK, Hill JA, Kamm KE, Stull JT (2010) Car-

diac myosin light chain kinase is necessary for myosin regulatory

light chain phosphorylation and cardiac performance in vivo. J Biol

Chem 285: 40819-40829

78. Mizutani H, Okamoto R, Moriki N, Konishi K, Taniguchi M, Fujita S,

Dohi K, Onishi K, Suzuki N, Satoh S, Makino N, Itoh T, Hartshorne

DJ, Ito M (2010) Overexpression of myosin phosphatase reduces Ca

sensitivity of contraction and impairs cardiac function. Circ J 74: 120-

128

79. Bagshaw CR, Reed GH (1977) The significance of the slow dissociation

of divalent metal ions from myosin ‘regulatory’ light chains. FEBS

Lett 81: 386-390

80. Xie X, Harrison DH, Schlichting I, Sweet RM, Kalabokis VN, Szent-

-Gyorgyi AG, Cohen C (1994) Structure of the regulatory domain of

scallop myosin at 2.8 A resolution. Nature 368: 306-312

81. Houdusse A, Cohen C (1996) Structure of the regulatory domain of

scallop myosin at 2 A resolution: implications for regulation. Struc-

ture 4: 21-32

82. Himmel DM, Mui S, O’neall-Hennessey E, Szent-Gyorgyi AG, Cohen

C (2009) The on-off switch in regulated myosins: different triggers

but related mechanisms. J Mol Biol 394: 496-505

83. Wolenski JS, Hayden SM, Forscher P, Mooseker MS (1993) Calcium-

-calmodulin and regulation of brush border myosin-I MgATPase

and mechanochemistry. J Cell Biol 122: 613-621

84. Whittaker M, Milligan RA (1997) Conformational changes due to

calcium-induced calmodulin dissociation in brush border myosin I-

-decorated F-actin revealed by cryoelectron microscopy and image

analysis. J Mol Biol 269: 548-557

85. Lewis JH, Greenberg MJ, Laakso JM, Shuman H, Ostap EM (2012)

Calcium regulation of myosin-I tension sensing. Biophys J 102: 2799-

2807

86. Lieto-Trivedi A, Coluccio LM (2008) Calcium, nucleotide, and actin

affect the interaction of mammalian Myo1c with its light chain cal-

modulin. Biochemistry (Mosc) 47: 10218-10226

87. Manceva S, Lin T, Pham H, Lewis JH, Goldman YE, Ostap EM (2007)

Calcium regulation of calmodulin binding to and dissociation from

the myo1c regulatory domain. Biochemistry (Mosc) 46: 11718-11726

88. Quintero OA, Moore JE, Unrath WC, Manor U, Salles FT, Grati M,

Kachar B, Yengo CM (2010) Intermolecular autophosphorylation re-

gulates myosin IIIa activity and localization in parallel actin bundles.

J Biol Chem 285: 35770-35782

89. Liu CH, Satoh AK, Postma M, Huang J, Ready DF, Hardie RC (2008)

-dependent metarhodopsin inactivation mediated by calmodu-

lin and NINAC myosin III. Neuron 59: 778-789

90. Bahler M (2000) Are class III and class IX myosins motorized signal-

ling molecules? Biochim Biophys Acta 1496: 52-59

Postępy Biochemii 58 (4) 2012

451

Calcium ions in the regulation of acto-myosin interactions

Joanna Moraczewska

1,*

, Małgorzata Śliwińska

, Maria Jolanta Rędowicz

Kazimierz Wielki University in Bydgoszcz, Institute of Experimental Biology, Bydgoszcz, 30 Chodkiewicza St., 85-064 Bydgoszcz, Poland

Nencki Institute of Experimental Biology, Polish Academy of Science, 3 Pasteur St., 02-093 Warsaw, Poland

e-mail: moraczjo@ukw.edu.pl

Key words: actin, myosin, calcium ions, ATPase activity, regulation

ABSTRACT

Muscle contraction and different forms of motility of nonmuscle cells depend on cyclic interactions between actin filaments and myosin mo-

tors. Calcium ions are the main intracellular signal, which induces activation of actin-myosin interactions. Depending on the cell type and the

class of myosin, the molecular mechanisms of regulation are different and take place on two levels — actin filament and myosin. In striated

muscle, the actin thin filament is regulated by the troponin-tropomyosin complex. In smooth muscle and nonmuscle cells, actin filaments are

predominantly regulated by caldesmon. The control of myosin activity in these cells also depends on the myosin light chain phosphorylation

and the phosphorylation of the heavy chain. Direct binding of calcium ions to the myosin light chains (which could be calmodulin molecules)

was observed in myosin from molluscan muscle and in some unconventional myosins. Intensive world-wide studies allow us to understand

details of the mechanisms of actin-myosin interactions. In this article, we present the contemporary view on these mechanisms.

91. Siththanandan VB, Sellers JR (2011) Regulation of myosin 5a and my-

osin 7a. Biochem Soc Trans 39: 1136-1141

92. Houdusse A, Gaucher JF, Krementsova E, Mui S, Trybus KM, Cohen C

(2006) Crystal structure of apo-calmodulin bound to the first two IQ

motifs of myosin V reveals essential recognition features. Proc Natl

Acad Sci USA 103: 19326-19331

93. Trybus KM, Gushchin MI, Lui H, Hazelwood L, Krementsova EB,

Volkmann N, Hanein D (2007) Effect of calcium on calmodulin bo-

und to the IQ motifs of myosin V. J Biol Chem 282: 23316-23325

94. Nguyen H, Higuchi H (2005) Motility of myosin V regulated by the

dissociation of single calmodulin. Nat Struct Mol Biol 12: 127-132

95. Sweeney HL, Houdusse A (2010) Myosin VI rewrites the rules for my-

osin motors. Cell 141: 573-582

96. Prochniewicz E, Pierre A, Mccullough BR, Chin HF, Cao W, Saunders

LP, Thomas DD, De La Cruz EM (2011) Actin filament dynamics in

the actomyosin VI complex is regulated allosterically by calcium-cal-

modulin light chain. J Mol Biol 413: 584-592

97. Yoshimura M, Homma K, Saito J, Inoue A, Ikebe R, Ikebe M (2001)

Dual regulation of mammalian myosin VI motor function. J Biol

Chem 276: 39600-39607

98. Morris CA, Wells AL, Yang Z, Chen LQ, Baldacchino CV, Sweeney HL

(2003) Calcium functionally uncouples the heads of myosin VI. J Biol

Chem 278: 23324-23330

99. Udovichenko IP, Gibbs D, Williams DS (2002) Actin-based motor pro-

perties of native myosin VIIa. J Cell Sci 115: 445-450

100. Liao W, Elfrink K, Bahler M (2010) Head of myosin IX binds cal-

modulin and moves processively toward the plus-end of actin fila-

ments. J Biol Chem 285: 24933-24942

101. Homma K, Saito J, Ikebe R, Ikebe M (2001) Motor function and regu-

lation of myosin X. J Biol Chem 276: 34348-34354

102. Rogers MS, Strehler EE (2001) The tumor-sensitive calmodulin-like

protein is a specific light chain of human unconventional myosin X. J

Biol Chem 276: 12182-12189

103. Caride AJ, Bennett RD, Strehler EE (2010) Kinetic analysis reveals

differences in the binding mechanism of calmodulin and calmodu-

lin-like protein to the IQ motifs of myosin-10. Biochemistry (Mosc)

49: 8105-8116

104. Bennett RD, Caride AJ, Mauer AS, Strehler EE (2008) Interaction

with the IQ3 motif of myosin-10 is required for calmodulin-like pro-

tein-dependent filopodial extension. FEBS Lett 582: 2377-2381

105. Rędowicz MJ (2001) Regulation of nonmuscle myosins by heavy

chain phosphorylation. J Muscle Res Cell Motil 22: 163-173

106. Brzeska H, Korn ED (1996) Regulation of class I and class II myosins

by heavy chain phosphorylation. J Biol Chem 271: 16983-16986

107. Liang W, Warrick HM, Spudich JA (1999) A structural model for

phosphorylation control of Dictyostelium myosin II thick filament

assembly. J Cell Biol 147: 1039-1048

108. Egelhoff TT, Lee RJ, Spudich JA (1993) Dictyostelium myosin heavy

chain phosphorylation sites regulate myosin filament assembly and

localization in vivo. Cell 75: 363-371

109. Ford HL, Silver DL, Kachar B, Sellers JR, Zain SB (1997) Effect of

Mts1 on the structure and activity of nonmuscle myosin II. Bioche-

mistry (Mosc) 36: 16321-16327

110. Murakami N, Kotula L, Hwang YW (2000) Two distinct mechanisms

for regulation of nonmuscle myosin assembly via the heavy chain:

phosphorylation for MIIB and mts 1 binding for MIIA. Biochemistry

(Mosc) 39: 11441-11451

111. Clark K, Middelbeek J, Lasonder E, Dulyaninova NG, Morrice NA,

Ryazanov AG, Bresnick AR, Figdor CG, Van Leeuwen FN (2008)

TRPM7 regulates myosin IIA filament stability and protein localiza-

tion by heavy chain phosphorylation. J Mol Biol 378: 790-803

112. Buss F, Kendrick-Jones J (2008) How are the cellular functions of my-

osin VI regulated within the cell? Biochem Biophys Res Commun

369: 165-175

113. Costa MC, Mani F, Santoro W, Jr., Espreafico EM, Larson RE (1999)

Brain myosin-V, a calmodulin-carrying myosin, binds to calmodu-

lin-dependent protein kinase II and activates its kinase activity. J Biol

Chem 274: 15811-15819

114. Karcher RL, Roland JT, Zappacosta F, Huddleston MJ, Annan RS,

Carr SA, Gelfand VI (2001) Cell cycle regulation of myosin-V by

calcium/calmodulin-dependent protein kinase II. Science 293: 1317-

1320

115. Pranchevicius MC, Baqui MM, Ishikawa-Ankerhold HC, Lourenco

EV, Leao RM, Banzi SR, Dos Santos CT, Roque-Barreira MC, Espre-

afico EM, Larson RE (2008) Myosin Va phosphorylated on Ser1650 is

found in nuclear speckles and redistributes to nucleoli upon inhibi-

tion of transcription. Cell Motil Cytoskeleton 65: 441-456

116. Rayment I, Rypniewski WR, Schmidt-Base K, Smith R, Tomchick

DR, Benning MM, Winkelmann DA, Wesenberg G, Holden HM

(1993) Three-dimensional structure of myosin subfragment-1: a mo-

lecular motor. Science 261: 50-58

117. Milton DL, Schneck AN, Ziech DA, Ba M, Facemyer KC, Halayko

AJ, Baker JE, Gerthoffer WT, Cremo CR (2011) Direct evidence for

functional smooth muscle myosin II in the 10S self-inhibited mono-

meric conformation in airway smooth muscle cells. Proc Natl Acad

Sci USA 108: 1421-1426

Wyszukiwarka

Podobne podstrony:
437 ac
437
451
451 (2)
451 ac
401,451 401-sprawozdanie
Perf NP3171 181HT 451 22kW
Marody M Wymiary życia społecznego s 419 437, 318 341
401,451, 401
437
Kuchenka BOSCH Instrukcja obsługi HMT84G421 451 461
ZN 451 [ www potrzebujegotowki pl ]
401,451 401
436 437
33 437 452 Primary Carbides in Spincast HSS for Hot Rolls and Effect on Oxidation
451 (3)
437

więcej podobnych podstron