Gen – fragment DNA nadający komórce zdolność do tworzenia jakiegoś RNA (różnych mRNA, tRNA, rRNA i in.), a pośrednio kodujący zwykle także jakieś białko (za pośrednictwem mRNA; mRNA określa budowę określonego białka, a tRNA i rRNA to cząsteczki pomocnicze uczestniczące w tworzeniu białek kodowanych w różnych mRNA; poszczególne rodzaje ogromnie zróżnicowanych cząsteczek mRNA zakodowane są w różnych genach). Geny organizmów eukariotycznych zawierają część kodującą, zawierającą odpowiedź na powyższe pytania (1) i (4) oraz odcinki regulatorowe, wyznaczające odpowiedź na pozostałe z powyższych pytań. Wśród odcinków regulatorowych szczególnie ważna rola przypada odcinkowi poprzedzającemu część kodującą i zwanemu promotorem. Tuż za częścią kodującą znajduje się odcinek regulatorowy zwany terminatorem, zawierający polecenie przerwania transkrypcji i poddania transkryptu modyfikacjom określającym jego trwałość.
Allel – jedna z wersji genu w określonym miejscu (locus) na danym chromosomie homologicznym. Allele tego samego genu różnią się jednym lub kilkoma nukleotydami. Występowanie więcej niż jednej wersji danego genu określa się jako polimorfizm. Dzięki zdegenerowaniu kodu genetycznego tylko część tych różnic przekłada się na różnice w budowie kodowanych białek. Powoduje to zróżnicowanie właściwości cząsteczek białka kodowanego przez różne allele tego samego genu.
Fenotyp (gr. phainomai - przejawiać; typos - wzór, norma) to najogólniej mówiąc zespół cech organizmu, włączając w to nie tylko morfologię, lecz również np. właściwości fizjologiczne, płodność, zachowanie się, ekologię, cykl życiowy, zmiany biologiczne, wpływ środowiska na organizm. Fenotyp jest ściśle związany z genotypem, bowiem to właśnie oddziaływanie między genotypem a środowiskiem daje fenotyp. Dlatego ten sam genotyp może dać różne fenotypy w różnych środowiskach (tzw. plastyczność fenotypowa), lub odwrotnie - mimo odmiennych genotypów uzyskać ten sam fenotyp.
Gdy mamy do czynienia z organizmem dobrze poznanym pod względem genetycznym, można stwierdzić jakie zmiany na poziomie genomu objawiają się w fenotypie. Zapoznanie się z genomem populacji naturalnej jest niezwykle trudne, dlatego zazwyczaj przyjmuje się po prostu, że fenotyp jest obrazem genotypu w środowisku i pyta się, jaka część zmienności obserwowanej w naturze ma podłoże genetyczne .
Genotyp (gr. γηνοσ - ród, pochodzenie + τυποσ - odbicie) – zespół genów danego osobnika warunkujących jego właściwości dziedziczne. Jest to sparowany układ alleli (często myli się go z genomem, czyli składem genetycznym podstawowego (monoploidalnego) zestawu chromosomów[1]). Można go wyrazić symbolicznie za pomocą oznaczeń aa, AA lub Aa, gdzie aa i AA oznaczają homozygotę pod względem tego genu, a Aa oznacza heterozygotę.
Przykład: świnki morskie o genotypach BB i Bb są podobne fenotypowo, to znaczy obie mają czarną sierść. Po skrzyżowaniu świnki czarnej BB ze świnką brązową (homozygotą bb) otrzymuje się osobniki wyłącznie czarne (heterozygoty Bb). Jednakże, po skrzyżowaniu heterozygotycznej świnki czarnej Bb z homozygotą recesywną bb otrzymuje się osobniki dwóch kolorów: czarne (Bb) i brązowe (bb).
Metoda krzyżowania z homozygotą recesywną jest najprostszą metodą badania genotypu. Jest to tak zwane krzyżowanie testowe, stosowane od dawna w hodowli zwierząt i roślin użytkowych.
Chromosom – forma organizacji materiału genetycznego wewnątrz komórki. Nazwa pochodzi z greki, gdzie χρῶμα (chroma, kolor) i σῶμα (soma, ciało). Chromosomy rozróżniano poprzez wybarwienie. Chromosomy występują w formie mikroskopijnej struktury najlepiej widocznej w metafazie podziału komórkowego, kiedy to są najbardziej skondensowane. Chromosomy są zbudowane z dwóch chromatyd siostrzanych (podłużnych jego części) połączonych w jednym punkcie centromerem (wyjątkiem są chromosomy powstałe po pęknięciu centromeru w trakcie podziału jądra komórkowego - pod koniec metafazy). U organizmów prokariotycznych chromosom stanowi pojedyncza, kolista cząsteczka DNA, natomiast u organizmów eukariotycznych liniowa cząsteczka DNA. Każda cząsteczka DNA buduje jedną chromatydę. Zarówno u prokariotów, jak i eukariontów chromosomy zbudowane są z kompleksu DNA i białek histonowych lub histonopodobnych (u prokariotów). W komórkach organizmów prokariotycznych i niektórych eukariotycznych (drożdże, pierwotniaki) występują również nieosłonięte, koliste cząsteczki DNA zwane plazmidami. U organizmów eukariotycznych chromosomy z obu stron zakończone są powtarzającą się sekwencją nukleotydów tworzących telomer. Skracanie telomerów podczas podziałów komórki być może prowadzi do starzenia się komórki.
Locus (l. mnoga loci; czyt. lokus, loci) to miejsce na chromosomie gdzie zlokalizowany jest gen.
Struktura chromosomu nie jest niezmienna, podlega on bowiem zmianom zwanym mutacjami. Mutacje dotyczące bezpośrednio chromosomów to aberracje chromosomowe lub mutacje genomowe. Chromosomy dzielą się na autosomy - zawiadujące dziedziczeniem cech nie sprzężonych z płcią, oraz chromosomy płciowe - czyli allosomy lub heterosomy, których obecność przejawia się u konkretnej płci i w wielu przypadkach determinuje ją. Liczba chromosomów może być różna (np. 1 para) aż do 100 par, ale zazwyczaj wynosi kilka do kilkudziesięciu par (4 pary u muszki owocowej, 20 par u myszy, 23 pary u człowieka, 24 pary u szympansa, 39 u psa). Liczba autosomów jest cechą charakterystyczną gatunku, a jej fluktuacje prowadzą do powstawania nowych gatunków (patrz: specjacja).
Komórki mogą być:
haploidalne - zawierać pojedynczą kopię każdego z autosomów oraz kopie allosomów (chromosomów płciowych) własnej płci.
diploidalne - zawierać podwójną i większą kopię każdego z autosomów oraz kopie allosomów własnej płci.
U gatunków rozmnażających się bezpłciowo każda komórka organizmu ma tę samą liczbę chromosomów. U gatunków rozmnażających się płciowo występują komórki zarówno haplo- jak i diploidalne. W przypadku wielu organizmów, w tym zdecydowanej większości kręgowców, liczba chromosomów w komórkach somatycznych jest dwa razy większa (diploidalna) niż w gametach (haploidalna). Do powstania haploidalnych gamet dochodzi w wyniku mejozy. Podział komórek somatycznych (diploidach) zachodzi na drodze mitozy, w której najpierw dochodzi do podwojenia materiału genetycznego. W przypadku innych organizmów, takich jak np. rośliny lądowe, występuje przemiana pokoleń - pokolenie haploidalne występuje po pokoleniu diploidalnym. Są one przeważnie bardzo od siebie odmienne. Innym przypadkiem są błonkówki, u których samice są diploidalne, a samce haploidalne. Ze względu na położenie centromeru wyróżnia się chromosomy:
U człowieka występują 22 pary autosomów (ponumerowanych od największego do najmniejszego) i 1 para chromosomów płciowych (u kobiet złożona z dwóch chromosomów X, u mężczyzny z chromosomu X i chromosomu Y). Ponadto w ludzkich komórkach znajduje się jeszcze DNA mitochondrialne, mieszczące się w mitochondriach. Wszystkie ludzkie chromosomy zostały zsekwencjonowane w ramach projektu poznania ludzkiego genomu. Mutacje genomowe powodują zaburzenia genetyczne lub zespoły chorobowe, takie jak zespół Downa, zespół Turnera, zespół Klinefeltera i inne.
Chromatyna (chromatinum) – włóknista substancja występująca w jądrze komórkowym, zbudowana z DNA, histonów, RNA i niehistonowych białek. Stanowi główny składnik chromosomów.
Chromatyna posiada kilka stopni upakowania. Podwójna helisa DNA wraz z białkami tworzy nukleosomy. Nukleosom obejmuje łańcuch DNA o długości około 150 par zasad (u człowieka 146 par zasad) nawinięty na rdzeń zbudowany z 4 rodzajów białek histonowych, nazywany także oktamerem histonowym. Pomiędzy nukleosomami znajduje się DNA łącznikowy o długości około 50 par zasad. Nukleosomy i DNA łącznikowe układają się w specyficzny, zygzakowaty sposób, tworząc solenoid, który posiada średnicę 30 nm i dlatego jest czasem określany mianem włókna 30 nm. Solenoid układa się w pętle, z których składają się chromatydy.
Chromatyna może kurczyć się i rozkurczać, powodując zmianę upakowania struktury chromosomów. Ze względu na upakowanie rozróżniamy: mniej skondensowaną, aktywną genetycznie chromatynę luźną – euchromatynę – i zazwyczaj nieaktywną genetycznie chromatynę skondensowaną – heterochromatynę – o włóknach silnie upakowanych. Stopień upakowania chromatyny odgrywa rolę w kontroli ekspresji genów. Tworzenie heterochromatyny związane jest z niskim stopniem acetylacją histonów a wysokim metylacji DNA a także metylacją lizyny 9 w histonie H3. Białkiem mającym duży udział w procesie heterochromatyzacji jest HP1. Posiada ono chromodomenę, która ma zdolność wiązania się ze zmetylowanymi histonami.
Do ważniejszych białek związanych z heterochromatyną należą: HP1 i Sir3. Natomiast pospolite białka oddziaływające z euchromatyną to: HMGB1, HMGB2, HMGN1, HMGN2.
Chromatyna (szczególnie w warstwach powierzchniowych komórki) łatwo się barwi, dzięki czemu jest często wykorzystywana w badaniach.
Po raz pierwszy nazwy chromatyna użył Walter Flemming w 1882 r.
Euchromatyna to rozluźniona forma chromatyny. Zawiera głównie geny aktywne transkrypcyjnie. W wyniku kondensacji euchromatyny dochodzi do powstania chromatyny zwartej (heterochromatyny), która w okresach wzmożonej aktywności transkrypcyjnej może ponownie przekształcać się (dekondensować) w chromatynę luźną.
W euchromatynie występuje większa zawartość białek niehistonowych (fosfoprotein) i RNA oraz znaczniejsza aktywność matrycowa niż w heterochromatynie przy prawie jednakowej ilości histonów.
Heterochromatyna jest częścią chromatyny w jądrze interfazowym, w której nić DNA jest szczególnie mocno upakowana. Jej cechą charakterystyczną jest ograniczenie udziału w procesie transkrypcji co ma wpływ na ekspresję genów.
Wyróżnia się jej dwa główne typy: fakultatywna, konstytutywna (konstytucyjna).
Heterochromatyna fakultatywna to materiał euchromatynowy, którego genetyczna aktywność przy danej specjalizacji komórki została stłumiona, ale w którym występują geny kodujące mogące być aktywne przy innej specjalizacji komórki. Formowanie się heterochromatyny fakultatywnej powstaje przy różnicowaniu się komórek w zarodku.[1] Dobrze zbadanym przykładem heterochromatyny jest chromatyna płciowa. Ten rodzaj heterochromatyny został odkryty przez W. Taylora w roku 1960.
Heterochromatyna konstytutywna to heterochromatyna z bardzo ciasno upakowanym DNA, który w większości nie bierze udziału w procesie transkrypcji i występuje w taki sam sposób we wszystkich komórkach organizmu, niezależnie od ich stopnia specjalizacji. W komórkach ssaków znajdowana jest głównie wokół centromeru i przy końcach chromosomów. Heterochromatyna konstytutywna to heterochromatyna obecna w tych samych miejscach w chromosomach homologicznych. Replikuje się w późnej fazie S cyklu komórkowego.
Replikacja DNA to proces endoenergetyczny, w którym podwójna nić DNA (podwójna helisa) ulega skopiowaniu. Replikacja jest semikonserwatywna (półzachowawcza) - w każdej z dwóch uzyskanych podwójnych nici DNA będzie jedna nić macierzysta i jedna nowa.
Substratami tego procesu są:
W procesie tym stwierdzono wiele aktywności enzymatycznych (udział enzymów) tj.:
helikazy - rozrywają wiązania wodorowe między nićmi matrycowego DNA, rozkręcając helisę i umożliwiając rozpoczęcie procesu;
polimerazy DNA - polimeryzuje zgodnie z zasadą komplementarności fosforany deoksyrybonukleotydów;
egzonukleaza - usuwa startery RNA z nici;
ligaza DNA - uzupełnia brakujące wiązania fosfodiestrowe w szkielecie nowozsyntetyzowanej nici DNA;
różne enzymy pomocnicze.
Zasady replikacji są podobne u wszystkich organizmów, przy czym największe różnice występują między bakteriami z jednej strony, a archeowcami i eukariontami z drugiej. U bakterii replikacja zaczyna się w ustalonym miejscu i postępuje bardzo szybko, z prędkością rzędu 1000 nukleotydów na sekundę. U eukariotów replikacja jest o wiele wolniejsza, ok. 50 nukleotydów na sekundę, jednak zachodzi równocześnie w wielu miejscach. Polimeraza DNA działa jedynie w kierunku od końca 3' do końca 5' (czyli syntetyzuje nową nić w kierunku od 5' do 3'). Z tego powodu jedna z nici jest syntezowana w sposób ciągły, druga (ta, którą chcielibyśmy zsyntezować w przeciwną stronę) fragmentami (tzw. fragmenty Okazaki). Kopiowanie podwójnej helisy DNA jest procesem złożonym. Proces dzieli się na fazy inicjalizacji, elongacji (wydłużania) i terminacji. W kolistych cząsteczkach DNA replikacja rozpoczyna się w miejscu inicjacji, o długości ok. 200-300 par nukleotydów. Miejsce to oznacza się skrótem ori od ang. origin. W liniowych chromosomach aktywnych przebiegać może wiele (tysiące) jednoczesnych procesów replikacji. Aby replikacja przebiegła prawidłowo, podczas rozdzielenia obu nici nie może dojść do zaburzenia ich struktury podstawowej (I-rzędowej). Muszą także zostać spełnione następujące warunki:
matryca DNA musi zostać dokładnie odczytana,
dostępna musi być odpowiednia ilość wolnych nukleotydów,
podczas procesu musi zostać zachowana komplementarność nici.
Na koniec musi dojść do terminacji replikacji, ewentualnego uzupełnienia braków na końcu nowo powstałego łańcucha i połączenia nowego łańcucha z łańcuchem macierzystym w helisę. U bakterii zakończenie replikacji następuje niemal automatycznie (po skopiowaniu całego kolistego DNA, który jest pojedynczym replikonem). U eukariotów miejsc replikacji (replikonów) jest wiele. Terminacja replikacji następuje w momencie ukończenia procesów przebiegających jednocześnie w różnych miejscach replikujących się cząsteczek DNA. Do terminacji dochodzi, gdy widełki replikacyjne replikonu natkną się na specjalną sekwencję terminacyjną. Proces replikacji niekolistych (eukariotycznych) cząsteczek DNA wiąże się z problemem wolnych zakończeń powstających cząsteczek DNA. Zakończenia te, zwane telomerami składają się z krótkich wielokrotnie powtórzonych sekwencji. Replikazy wydłużają jedynie istniejące już nici, nie są natomiast w stanie zsyntetyzować końcowych odcinków telomerów. W rezultacie odcinki te narażone są na regularne skracanie. Skracaniu temu zapobiega obecność telomerazy, która przeprowadza odwrotną transkrypcję tych odcinków, posługując się jako "matrycą" nie DNA, ale RNA, będącym częścią składową tego enzymu. Zapobiega to usunięciu znaczących fragmentów DNA. Grupa białek rozwijających widełki replikacyjne to prymosomy
Replikacja DNA u bakterii oraz archea i eukariotów (które prawie zawsze mają takie same mechanizmy przetwarzania informacji) różni się w istotny sposób. Nie wszystkie enzymy uczestniczące w tym procesie są uważane za homologiczne, co może sugerować, że u ich ostatniego uniwersalnego wspólnego przodka proces replikacji DNA był tylko częściowo wykształcony.
Transkrypcja w genetyce oznacza proces syntezy RNA na matrycy DNA przez różne polimerazy RNA, czyli przepisywanie informacji zawartej w DNA na RNA.
Matryca jest odczytywana w kierunku 3' → 5', a nowa cząsteczka RNA powstaje w kierunku 5' → 3'. Transkrypcji podlega odcinek DNA od promotora do terminatora. Nazywamy go jednostką transkrypcji.
Podczas transkrypcji polimeraza RNA buduje cząsteczkę RNA łącząc zgodnie z zasadą komplementarności pojedyncze rybonukleotydy według kodu matrycowej nici DNA.
Inicjacja transkrypcji u prokariotów polega na związaniu się polimerazy RNA z odpowiednim odcinkiem pasma matrycowego DNA - tzw. promotorem. Polimeraza rozpoznaje sekwencje -35 i -10 promotora (a transkrypcja zaczyna się od nukleotydu +1). Specyficzność wiązania zapewnia czynnik σ (sigma). Rozsunięcie nici DNA na odcinku kilkunastu nukleotydów (czyli powstanie tzw. kompleksu otwartego) umożliwia wstawianie (włączenie) kolejnych, odpowiednich nukleotydów. Substratami są trifosforany rybonukleozydów (ATP, GTP, CTP i UTP). Transkrypcja zaczyna się od produkcji kilku krótkich (kilka nukleotydów) transkryptów. Dopiero po oddysocjowaniu czynnika σ może rozpocząć się kolejny etap - elongacja transkrypcji (wydłużanie RNA). Polimeraza RNA przesuwa się systematycznie wzdłuż helisy DNA, rozplatając ją (na odcinku kilkunastu par zasad) i wydłużając łańcuch RNA, przy czym nukleotydy włączane są zgodnie z zasadą komplementarności. Powyżej aktualnego miejsca syntezy powstający hybrydowy kompleks DNA - RNA ulega rozpadowi, DNA powraca do swojej pierwotnej dwuniciowej struktury, a łańcuch powstającego mRNA oddziela się. Etap elongacji kończy się, gdy polimeraza RNA dotrze do terminatora - sekwencji kończącej, wyznaczającej miejsce terminacji (zakończenia) transkrypcji. Sekwencja taka tworzy strukturę szpilki do włosów (hairpin), która zatrzymuje polimerazę RNA, co powoduje rozpad kompleksu enzym - DNA - RNA. Drugim mechanizmem terminacji wykorzystywanym przez bakterie jest terminacja rho-zależna, gdzie do terminacji transkrypcji potrzebne jest działanie czynnika rho (ρ). Transkrypt prokariotyczny nie wymaga dalszej obróbki, a translacja rozpoczyna się, zanim transkrypcja dobiegnie końca.
U eukariotów występuje kilka rodzajów polimeraz RNA, w tym zbudowane z wielu podjednostek polimerazy RNA działające w jądrze komórkowym oraz specyficzne dla mitochondriów i chloroplastów polimerazy RNA, które budową przypominają polimerazy RNA prokariontów. Różne jądrowe polimerazy RNA biorą udział w transkrypcji różnych klas RNA. Polimeraza RNA II (Pol II) syntetyzuje pre-mRNA i większość snRNA, polimeraza RNA I (Pol I) transkrybuje część rRNA, a polimeraza RNA III (Pol III) odpowiada za syntezę tRNA, 5S rRNA i innych małych jądrowych RNA.
W przeciwieństwie do polimerazy RNA bakterii, jądrowe polimerazy RNA organizmów eukariotycznych potrzebują do rozpoczęcia transkrypcji zestawu właściwych dla danej polimerazy podstawowych czynników transkrypcyjnych, ponieważ rozpoznają nie sekwencję promotora, ale kompleks kwas nukleinowy-białko. Sterowanie transkrypcją - przez związanie czynników białkowych czy hormonalnych - może odbywać się z różnych miejsc na DNA. Miejsca te mogą leżeć w obrębie genów (promotory), lub też w odległości kilku tysięcy nukleotydów (enhancery, silencery). Pierwszym etapem transkrypcji jest powstanie kompleksu preinicjacyjnego (PIC) składającego się z ogólnych czynników transkrypcyjnych, który wiąże się z sekwencją promotora. Na dostępność miejsc wiązania się czynników transkrypcyjnych wpływa struktura (upakowanie) chromatyny. Należy jednak zaznaczyć, że białka remodelujące chromatynę mogą wpływać na jej strukturę przed, w trakcie i po powstaniu PIC.
Wiele promotorów genów transkrybowanych przez jądrową polimerazę RNA II zawiera sekwencję TATA (ang. TATA box) położoną ok. 25 par zasad przed miejscem rozpoczęcia transkrypcji. Sekwencja ta jest rozpoznawana przez białko TBP (ang. TATA-box binding protein), które staje się zalążkiem kompleksu preinicjacyjnego. Drugą sekwencją rozpoznawaną przez ogólne czynniki transkrypcyjne jest sekwencja otaczająca miejsce startu transkrypcji (+1). Polimeraza RNA II wiąże się do kompleksu preinicjacyjnego i rozpoczyna transkrypcję. Do inicjacji transkrypcji przez polimerazę RNA II in vivo konieczny jest też kompleks białkowy zwany Mediatorem. W regulacji transkrypcji u eukariontów mogą brać udział także inne czynniki transkrypcyjne wiążące się z sekwencjami enhancerów i silencerów, często położone w znacznej odległości od miejsca inicjacji transkrypcji. Do rozpoczęcia transkrypcji przez polimerazę RNA I i III potrzebne są inne sekwencje oraz zestaw ogólnych czynników transkrypcyjnych specyficznych dla tych polimeraz.
Następny etap transkrypcji to elongacja. Polimeraza RNA przesuwa się dalej, a ogólne czynniki transkrypcyjne są uwalniane. Terminacja transkrypcji nie wymaga białek uwalniających, a jej sygnały są inne, niż u prokariontów. Zaproponowano dwa modele terminacji transkrypcji u eukariotów. Według pierwszego po transkrypcji miejsca poliadenylacji w polimerazie zachodzi zmiana konformacji, która ułatwia terminację transkrypcji. Według drugiego modelu w terminacji transkrypcji bierze udział trawiąca RNA egzonukleaza, która przecina cząsteczkę mRNA, a następnie niszczy ten fragment RNA, który ciągle jest związany z polimerazą.
Transkrypt jest komplementarny do nici matrycowej i homologiczny z nicią kodującą. Należy jednak pamiętać, że jakkolwiek homologami G, C i A w pre-mRNA są rybonukleotydy niosące te same zasady azotowe, to homologiem T jest rybonukleotyd zawierający uracyl (U) a nie tyminę.
Należy pamiętać, że informacje o strukturze (budowie) kodowanego białka zawarte są jedynie we fragmentach genu zwanych eksonami, natomiast introny to fragmenty będące najczęściej nic nie znaczącymi wtrętami (są usuwane przed zajściem translacji).
Splicing – obróbka posttranskrypcyjna
Taki pierwotny transkrypt - pre-mRNA - musi jednak zostać poddany obróbce posttranskrypcyjnej, aby można go było wykorzystać do translacji. W przeciwnym wypadku mRNA po wydostaniu się z jądra zostałoby zniszczone w cytozolu przez białka, których zadaniem jest niszczenie kwasów nukleinowych. Jest to obrona przed dostaniem się do komórki obcego kwasu nukleinowego np. wirusa. Aby mRNA był rozpoznawany jako "swój" ma miejsce obróbka posttranskrypcyjna. Polega ona na:
Dołączeniu czapeczki guanylowej na 5'-końcu mRNA. Czapeczka guanylowa to nietypowy nukleotyd (7-metyloguanozyna). Umożliwia odnalezienie "fabryki białkowej" w cytozolu. Ten etap obróbki odbywa się równocześnie z transkrypcją.
Dołączeniu ogonka poliA na 3'-końcu mRNA. Ogonek poliA jest krótką nicią złożoną z kilkudziesięciu nukleotydów z adeniną. Dzięki temu mRNA jest rozpoznawana jako własny, a nie obcy kwas nukleinowy. Niektóre wirusy, np. wirus grypy potrafią dołączać do swoich nici mRNA ogonek poliA, przez co nie są zabijane w cytozolu.
Translacja - W biologii molekularnej translacja (łac. translatio - tłumaczenie) – proces syntezy łańcucha polipeptydowego białek na matrycy mRNA. W jego wyniku dochodzi do ostatecznego przetłumaczenia informacji genetycznej zawartej pierwotnie w kodzie genetycznym DNA na konkretną strukturę białka, zależną od uszeregowania aminokwasów w łańcuchu polipeptydowym.
Translacja jest drugim (po transkrypcji) procesem w biosyntezie białka. Powstawanie łańcucha polipeptydowego sterowane jest przez sekwencję mRNA. Translacja odbywa się w cytoplazmie lub na błonach szorstkiej siateczki wewnątrzplazmatycznej. Proces ten jest katalizowany przez rybosom obejmujący podjednostkami przesuwającą się nić mRNA. Rybosomy składają się z dwóch podjednostek, większej i mniejszej, które są zbudowane z białek i rRNA, a funkcję katalityczną pełnią enzymy (rybozymy) zawarte w dużej podjednostce rybosomu. Translacja na jednej cząsteczce mRNA może być prowadzona przez wiele rybosomów równocześnie. Taki kompleks mRNA związanego z wieloma rybosomami nazywa się polisomem lub polirybosomem.
Translacja składa się z czterech faz:
aktywacji
inicjacji
elongacji
terminacji
W aktywacji właściwy aminokwas jest dołączany do właściwego tRNA za pomocą wiązania estrowego, powstałego przez reakcję grupy karboksylowej aminokwasu i grupy OH przy końcu 3' tRNA. Taki zespół określa się mianem aminoacylo-tRNA. Inicjacja translacji ma miejsce, kiedy mała podjednostka rybosomu przyłącza się do końca 5' mRNA. Do małej podjednostki przyłącza się duża podjednostka rybosomu. Na podjednostce 50s uaktywniają się dwa miejsca: P - miejsce peptydowe i A - miejsce akceptorowe. Pierwszy aminoacylo-tRNA ustawia się w miejscu P. Elongacja ma miejsce, kiedy następny aminoacylo-tRNA przyłącza się do rybosomu w miejscu A. Następnie proces translacji zachodzi na zasadzie komplementarności kodonu mRNA z antykodonem na tRNA. Rybosom i tRNA są tak ukształtowane, aby dwa aminokwasy, przyłączone do tRNA zajmujące w rybosomie miejsca A i P znajdowały się blisko siebie. Dzięki temu zachodzi reakcja między resztą aminową i karboksylową - dwa aminokwasy łączą się. Ten proces - tworzenie wiązań peptydowych jest katalizowany przez peptydylotransferazę - rybozym (rRNA) wchodzący w skład rybosomu. Po syntezie, tRNA szybko zwalnia miejsce P i wraca do cytoplazmy, z kolei aminoacylo-tRNA ulega przesunięciu z miejsca A na miejsce P. Proces ten nazywamy translokacją. Jednocześnie przesuwa się także mRNA. Wielkość tego przesunięcia wynosi zawsze trzy nukleotydy. Na miejsce A nasuwa się nowy tRNA zawierający antykodon odpowiadający kolejnemu kodonowi na mRNA. Proces elongacji powtarza się aż do napotkania przez podjednostkę mniejszą rybosomu w miejscu A kodonu stop (UAA, UAG lub UGA). Tych trójek kodonowych, w normalnych warunkach, nie koduje żaden tRNA. W tym momencie następuje terminacja translacji. Łańcuch polipeptydowy zostaje uwolniony do cytoplazmy, tRNA zostaje oddzielone od mRNA, a rybosom rozpada się na podjednostki, które mogą zostać ponownie wykorzystane do inicjacji translacji kolejnego mRNA.
U organizmów prokariotycznych inicjacja translacji wymaga małej i dużej podjednostki rybosomu, czynników inicjacji translacji, GTP jako źródła energii, oraz inicjatorowego aminoacylo-tRNA (ze związanym aminokwasem formylometioniną). Mała podjednostka rybosomu wiąże się z czynnikiem inicjacji translacji IF3. 16S rRNA z małej podjednostki rybosomu 30S rozpoznaje i wiąże komplementarną sekwencję Shine-Dalgarno w mRNA. Czynnik inicjacji translacji IF2 wiąże się z fMet-tRNA i pomaga mu związać się z małą podjednostką rybosomu. W rybosomie są trzy miejsca, w których może znajdować się tRNA: miejsce A, przez które wchodzi aminoacylo-tRNA (z wyjątkiem pierwszego aminoacylo-tRNA - fMet-tRNA, które wchodzi przez miejsce P), miejsce P, gdzie tworzy się peptydylo-tRNA, oraz miejsce E, przez które tRNA opuszcza rybosom po oddaniu aminokwasu. Aminoacylo-tRNA (fMet-tRNA) znajdujące się w miejscu P rybosomu rozpoznaje kodon inicjujący AUG. Inicjacja kończy się przyłączeniem dużej podjednostki rybosomu i uwolnieniem czynników inicjacji translacji.
Po wejściu fMet-tRNA do miejsca P miejsce A otwiera się i umożliwia związanie się kolejnego aminoacylo-tRNA. W tym wiązaniu bierze udział czynnik elongacji translacji EF-Tu. W ten sposób rozpoczyna się elongacja. Rosnący polipeptyd odłącza się od tRNA w miejscu P, a między ostatnim aminokwasem a aminokwasem przyłączonym do tRNA w miejscu A tworzy się wiązanie peptydowe. Reakcja ta jest katalizowana przez rybozym peptydylotransferazę - 23S rRNA w podjednostce 50S rybosomu. Rybosom przesuwa się o trzy nukleotydy na nici mRNA, z którą są związane tRNA. Dzięki temu polipeptyd przesuwa się z miejsca A do miejsca P, a nienaładowane tRNA trafia do miejsca E. Powstające białko wysuwa się z rybosomu przez otwór w dużej podjednostce. Elongacja trwa, dopóki rybosom nie natrafi na jeden z kodonów STOP w mRNA.
Kiedy kodon STOP znajdzie się w miejscu A rybosomu, następuje terminacja translacji. Kodony STOP nie są rozpoznawane przez żadne tRNA, tylko przez czynniki uwalniające, które są odpowiedzialne za hydrolizę wiązania estrowego peptydylo—tRNA i uwolnienie nowo powstałego białka z rybosomu. U Prokaryota za proces terminacji translacji odpowiedzialne są dwa czynniki — RF1 i RF2. Czynnik RF1 rozpoznaje kodony UAA i UAG, a RF2 rozpoznaje kodony UAA i UGA[1].
Po terminacji mRNA i tRNA są uwalniane z rybosomu, a on sam dysocjuje na podjednostki, które mogą zostać ponownie wykorzystane do inicjacji translacji kolejnego mRNA.
U organizmów eukariotycznych inicjacja translacji może przebiegać na dwa sposoby.
Pierwszy z nich to inicjacja zależna od czapeczki. Złożony z czynników inicjacji translacji eIF4E, eIF4G i eIF4A kompleks eIF4F wiąże się z czapeczką i z białkiem PABP wiążącym ogon poli-A. Mała podjednostka rybosomu 40S wiąże eIF1, eIF3, eIF5 i kompleks eIF2-GTP-Met-tRNAi. Następnie eIF3 wchodzi w interakcje z eIF4G związanym z czapeczką. Taki kompleks inicjacyjny zaczyna przesuwać się wzdłuż cząsteczki mRNA w kierunku od 5' do 3', aż natrafi na kodon start AUG. Wtedy następuje uwolnienie niektórych czynników i związanie się dużej podjednostki rybosomu 60S z małą. Powstaje funkcjonalny rybosom i rozpoczyna się elongacja.
Inicjacja niezależna od czapeczki u eukariotów nie wymaga wędrówki rybosomu od czapeczki do kodonu start. Czynniki ITAF umożliwiają małej podjednostce rybosomu 40S związanie się z sekwencją IRES (ang. internal ribosome entry site - wewnętrzne miejsce wiązania rybosomu). Sekwencje IRES występują m.in. w genach ulegających ekspresji pod wpływem czynników stresowych. Można je znaleźć także u wirusów.
U Eukaryota występuje tylko jeden czynnik terminacyjny eRF1[1].
Crossing-over - to proces wymiany materiału genetycznego między chromosomami homologicznymi, w wyniku którego zwiększa się zmienność genetyczna. Odkrywcą procesu crossing-over był Thomas Morgan. Proces ten zachodzi w profazie I mejozy (pachytenie) i polega na tworzeniu połączeń chiazm między chromatydami, a następnie rozrywaniu tych połączeń, ale tak, że następuje wymiana ich odcinków. W wyniku crossing-over dochodzi do rozszczepienia genów sprzężonych i powstania nowych sprzężeń. Częstość tego procesu zależy od odległości pomiędzy rozpatrywanymi genami w chromosomie: im bliżej są one położone, tym silniej są sprzężone i mniejsze jest prawdopodobieństwo rozdzielenia ich pomiędzy dwa różne chromosomy homologiczne. Wystąpienie crossing-over w określonym miejscu chromosomu wpływa ograniczająco na możliwość zajścia c-o w pobliżu. Zjawisko to określane jest terminem interferencji.
Pod koniec crossing-over następuje synteza P-DNA, który stanowi 0,1% jądrowego DNA i jest reperacyjnym DNA[1].
Crossing-over jest procesem o dużym znaczeniu dla różnorodności genetycznej, ponieważ prowadzi do powstania komórek potomnych o genotypie innym od rodzicielskiego.
Mitoza – proces podziału pośredniego jądra komórkowego, któremu towarzyszy precyzyjne rozdzielenie chromosomów do dwóch komórek potomnych. W jego wyniku powstają komórki, które dysponują materiałem genetycznie identycznym z komórką macierzystą. Jest to najważniejsza z różnic między mitozą a mejozą. Mitoza zachodzi w komórkach somatycznych zwierząt oraz w komórkach somatycznych i generatywnych roślin.
Interfaza nie jest częścią mitozy. Stanowi część cyklu komórkowego pomiędzy podziałami komórki.[1] Stanowi najdłuższą fazę życia komórki, należącą do cyklu komórkowego. Jest etapem, w którym komórka przygotowuje się do podziału mitotycznego lub mejotycznego. Interfazę stanowią trzy stadia:
Faza G1 (z ang. gap1 - przerwa) – poprzedza ją zakończony podział mitotyczny i jest fazą wzrostową komórki. Następuje synteza różnych rodzajów białek, m.in. strukturalnych czy enzymatycznych i zwiększenie organelli, takich jak: mitochondria, czy lizosomy. Komórka w tej fazie zwiększa swoją masę i objętość, osiągając stadium komórki macierzystej. Pod koniec fazy G1 dochodzi do syntezy specjalistycznych białek regulatorowych, odpowiedzialnych za przejście komórki w fazę S.
Faza S (z ang. synthesis - synteza) - dochodzi do replikacji DNA, czyli do podwojenia ilości kwasu deoksyrybonukleinowego (z 2c do 4c, gdzie c oznacza ilość DNA). Poza tym zachodzi synteza histonów, a pod koniec fazy replikacja centriol. Proces ten u człowieka zachodzi zazwyczaj w ciągu 8 godzin.
Faza G2 (z ang. gap2 - przerwa)– następuje synteza białek wrzeciona podziałowego, głównie tubuliny jak również składników błony komórkowej potrzebnych do jej wytworzenia po zakończonym podziale. Pod koniec fazy G2 dochodzi do syntezy specjalistycznych białek regulatorowych, odpowiedzialnych za przejście komórki w mitozę..
Faza G0 (z ang. gap0 - przerwa)- w przypadku, gdy nie dojdzie do wytworzenia białek odpowiedzialnych za przejście faz G1 i G2 do następnego stadium, komórka przechodzi w fazę G0. Interfaza ulega wtedy zatrzymaniu, komórka traci zdolność replikacji DNA i zaczyna się specjalizować. Dotyczy to np. komórek nerwowych czy mięśniowych. W niektórych przypadkach może dojść do powrotu do cyklu komórkowego poprzez stymulację komórek np. hormonami.
Główne etapy, czyli fazy mitozy w komórkach Eukariotycznych:
Profaza:
Jest to pierwszy etap podziału komórki eukariotycznej.
Profaza:
a) następuje kondensacja chromatyny
b) chromosomy zaczynają być widoczne
c) ujawnia się struktura chromosomu
d) chromatydy ulegają pogrubieniu, widać miejsce ich złączenia (centromer)
e) formuje się wrzeciono podziałowe (kariokinetyczne)
f ) zanik jąderka
Metafaza:
a) rozpad błony jądrowej (w tym momencie rozpoczyna się metafaza)
b) następuje przyczepienie wrzeciona podziałowego do centromerów
c) chromosomy ustawiają się w płaszczyźnie równikowej komórki, tworząc płytkę metafazową.
d) zanika otoczka jądrowa
Anafaza:
a) następuje rozdzielenie chromatyd siostrzanych, powstają chromosomy potomne (jest to właściwym początkiem anafazy)
b) chromosomy potomne wędrują do przeciwległych biegunów komórki
c) podział organelli na równe zespoły
Telofaza:
a) wokół skupisk chromosomów powstaje błona jądrowa
b) wyodrębniają się jądra potomne identyczne z jądrem rodzicielskim
c) chromosomy ulegają despiralizacji do chromatyny
d) dochodzi do cytokinezy (czasami proces ten dokonuje się już w anafazie)
e) powstają dwie diploidalne komórki potomne
Właściwy podział mitotyczny poprzedza przygotowująca do niego interfaza, które razem tworzą cykl komórkowy.
Mejoza, skrót: R! (R – od redukcji) – proces podziału redukcyjnego jądra komórkowego, z którego powstają 4 jądra o połowie chromosomów (po jednym z każdej pary) komórki macierzystej. Podziałowi mejotycznemu ulegają komórki generatywne zwierząt oraz niektóre komórki somatyczne roślin (komórki macierzyste zarodników). W przypadku królestwa protista wyróżnia się 2 rodzaje mejozy: mejozę pregamiczną (poprzedzającą powstanie gamet) oraz mejozę postgamiczną (następującą po powstaniu gamet). Podczas mejozy zachodzą dwa sprzężone ze sobą podziały:
I podział mejotyczny (mejoza I – podział redukcyjny)
II podział mejotyczny (mejoza II – podział zachowawczy, czyli ekwacyjny; przebieg podobny jak w mitozie)
Pomiędzy chromatydami skoniugowanych chromosomów następuje wymiana krótkich odcinków DNA, czyli crossing-over. Miejsca wymiany materiału genetycznego widoczne są jako węzły zwane chiazmami. Kompleks synaptemalny jest zwarty. Dosyntetyzowywane równe jest 0,3% DNA.
Profaza I [edytuj]
Wykształcenie się włókienka podziałowego (kariokinetycznego); kondensacja chromatyny do chromosomów jest długa i składa się z 5 stadiów:
leptoten – chromosomy wyodrębniają się jako pojedyncze cienkie nici
zygoten – chromosomy homologiczne układają się w pary (koniugują ze sobą), tworząc biwalenty; liczba biwalentów stanowi połowę liczby chromosomów z leptotenu
Na tym etapie kończy się mejoza u ssaków niepłodnych, np. u muła ze względu na brak chromosomów homologicznych (jest on krzyżówką międzygatunkową).
pachyten – chromosomy skręcają się i grubieją; - tworzą się tetrady (cztery chromatydy)
diploten – pary chromatyd chromosomów siostrzanych rozchodzą się, ale pozostają złączone w punktach zwanych chiazmami. Rozdzielenie chromosomów homologicznych (tzw. desynapsis) następuje w wyniku rozpuszczenia kompleksu synaptonemalnego. Zachodzi intensywna synteza RNA i dekondensacja chromosomów. Crossing-over, czyli wymiana odcinków chromatyd chromosomów homologicznych, występuje w diplotenie lub już w późnym pachytenie.
diakineza – zanika otoczka jądrowa i jąderka, zachodzi maksymalna spiralizacja chromosomów w biwalentach, tworzą się włókna wrzeciona kariokinetycznego, chromosomy homologiczne połączone są chiazmami
Zmniejszenie syntezy RNA, kondensacja chromosomów (grubieją i oddalają się od otoczki jądrowej). Kinetochory każdego z dwóch chromosomów tworzących biwalent zlewają się ze sobą. Mikrotubule łączą kinetochor tylko z jednym centromerem. Chromatydy niesiostrzane pozostają połączone w chiazmach, których liczba systematycznie maleje.
Metafaza I [edytuj]
Biwalenty ustawione w płaszczyźnie równikowej (gwiazda macierzysta), mikrotubule wrzeciona kariokinetycznego połączone z nimi poprzez kinetochory. Wrzeciono gotowe.
Anafaza I [edytuj]
Włókna wrzeciona skracają się i odciągają chromosomy do biegunów komórki – następuje redukcja liczby chromosomów.
Telofaza I [edytuj]
Odtwarzanie się otoczek jądrowych. Chromosomy częściowo ulegają despiralizacji, następuje cytokineza i powstają dwie komórki potomne, które mają o połowę mniej chromosomów niż komórka macierzysta.
Formowanie nowego wrzeciona podziałowego, zanika otoczka jądrowa.
Kończy się tworzenie wrzeciona podziałowego. Centromery chromosomów ustawiają się w płaszczyźnie równikowej komórki. Nici białkowe wrzeciona łączą się z centromerami.
Wrzeciono podziałowe kurczy się, centromery pękają, czego skutkiem jest oddzielenie się chromatyd.
Odtworzenie otoczki jądrowej wokoło skupisk chromosomów potomnych – wyodrębnienie się jąder potomnych, despiralizacja chromosomów do chromatyny.
Następuje podział cytoplazmy.
W rezultacie mejozy I tworzą się 2 komórki haploidalne (1n) o podwojonej liczbie materiału genetycznego (2c), a kolejny podział sprawia, że w wyniku całej mejozy z jednej komórki diploidalnej powstają 4 komórki haploidalne.
Podczas mejozy powstaje komórka o zredukowanej liczbie chromosomów, dzięki czemu w procesie zapłodnienia zostaje odtworzona diploidalna komórka. Komórki haploidalne powstające po podziale posiadają nowe kombinacje genów. Wynika to z faktu, że do jąder potomnych wędrują przypadkowe chromosomy spośród chromosomów homologicznych (anafaza I), a poza tym w trakcie mejozy następuje również losowa wymiana części chromatyd chromosomów homologicznych pochodzących od obojga rodziców (crossing-over) świadcząca o zmienności genetycznej.
Amitoza, (podział amitotyczny) - bezpośredni podział materiału genetycznego jądra komórkowego z niekoniecznie równą dystrybucją materiału genetycznego do komórek potomnych. Jądro ulega przewężeniu, a następnie dzieli się na dwie części, często nierówne i zawierające niejednakową ilość chromosomów. Podział ten przeważnie jest objawem starzenia się i degeneracji (komórki ulegają wtedy programowanemu samozniszczeniu), nie towarzyszy mu podział komórki. Nić DNA nie ulega replikacji i dochodzi do podziału cytoplazmy oraz losowej dystrybucji materiału genetycznego pomiędzy komórki potomne.
W szczególności podział ten występuje w makronukleusie u orzęsków (Cilliata), bielmie roślin kwiatowych. Ponieważ w podziale amitotycznym nie ma gwarancji, że nastąpi przekazanie każdego chromosomu komórce potomnej, makronukleus orzęsków ma wielokrotnie zwiększoną ilość kopii genów (poliploidyzacja), minimalizując tym samym prawdopodobieństwo zagubienia chromosomu podczas podziału.
Mutacja (łac. mutatio - zmiana) - nagła, skokowa, bezkierunkowa, dziedzicząca się lub niedziedzicząca, zmiana w materiale genetycznym organizmu.
Termin po raz pierwszy wprowadzony przez biologa Hugo de Vriesa na przełomie XIX i XX wieku, oznaczający zmianę zapisu informacji genetycznej, pierwotne źródło zmienności genetycznej organizmów.
Mutacja jest zjawiskiem losowym, podlegającym jednak wpływom środowiska (mutagenom - np. chemicznym, promieniowaniu). Częstość mutacji nie jest stała pomiędzy gatunkami (np. RNA wirusa HIV mutuje bardzo szybko, ) i zależy między innymi od doskonałości aparatu powielania DNA i jego naprawy.
Odmienną klasą mutacji są zmiany spowodowane transpozycją (tzw. skaczące geny), gdzie odcinek DNA o długości kilkuset do kilku tysięcy nukleotydów zmienia położenie w obrębie genomu. Tego typu mutacje są bardziej rozpowszechnione u niektórych roślin (np. kukurydza) i zwierząt (np. muszka owocowa).
Wprowadzanie mutacji do materiału genetycznego nazywa się mutagenezą. Współczesna genetyka umożliwia mutagenezę ukierunkowaną, realizowaną za pomocą inżynierii genetyc
Ze względu na mechanizm wyróżnia się trzy główne rodzaje mutacji:
mutacje genowe zwane także nukleotydowymi (zmiany na poziomie pojedynczych nukleotydów)
Delecja mutacji genowej dotyczącej zmiany składu nukleotydowego DNA.
Polega na utracie jednej lub większej liczby par nukleotydów z DNA genowego. Delecja trójki nukleotydów powoduje brak jednego aminokwasu w łańcuchu (delecja kodonu kodującego dany aminokwas, lub połączenie dwóch uszkodzonych kodonów w nowy). Delecja liczby nukleotydów nie będącej wielokrotnością liczby 3 prowadzi do przesunięcia ramki odczytu i zmiany wszystkich kodonów od miejsca delecji począwszy. Delecja kilkuset nukleotydów oznacza zmianę prowadzącą nawet do usunięcia całego genu.
Insercja - najczęściej spontaniczna mutacja genu polegająca na wstawieniu krótkiej sekwencji DNA w obrębie pojedynczego genu albo wstawieniu dłuższego fragmentu chromosomu. Wstawienie przynajmniej jednego nukleotydu. Insercja trójki nukleotydów powoduje powstanie dodatkowego aminokwasu w łańcuchu (insercja kodonu kodującego dany aminokwas pomiędzy dwa kodony, lub insercja jednego kodonu w drugi z wytworzeniem dwóch nowych, np. ATT dodane pomiędzy C i T kodonu CTG daje CATTTG, czyli CAT TTG). Insercja liczby nukleotydów nie będącej wielokrotnością liczby 3 prowadzi do przesunięcia ramki odczytu i zmiany wszystkich kodonów od miejsca insercji począwszy.
Substytucja - to jeden z typów spontanicznej mutacji genowej, w której dochodzi do zmiany składu nukleotydowego DNA poprzez podstawienie jednej pary zasad przez inną, np. A-T zamiast G-C.
Przykładem takiej mutacji może być substytucja w zespole genów kontrolującym syntezę jednego z dwóch łańcuchów polipeptydowych hemoglobiny, łańcucha 'beta'. Jeśli w takim zespole adenina (A)zostanie zastąpiona przez tyminę (T), to wskutek tego pojawi się nowy aminokwas - walina, zamiast normalnie występującego w tym miejscu kwasu glutaminowego. W konsekwencji tej zamiany zmieni się konformacja hemoglobiny oraz kształt erytrocytu, który przybierze kształt sierpa. Erytrocyt w takiej formie jest nietrwały i szybko ulega rozpadowi, poza tym nieefektywnie transportuje tlen. U człowieka taka mutacja jest przyczyną choroby zw. anemii sierpowatej.:
Tranzycja Tranzycja - zmiana prawidłowych nukleotydów w DNA na inne w ramach jednej grupy zasad azotowych (puryn lub pirymidyn) - adeniny na guaninę, a cytozyny na tyminę (i na odwrót). Jeden z rodzajów mutacji genowych. Zarówno tranzycja jak i transwersja należą do typu mutacji jakim są substytucje.
Transwersja Transwersja - mutacja genowa, punktowa zmiana chemiczna w obrębie nici DNA, w której zasada purynowa ulega zamianie na pirymidynową lub odwrotnie. Mutacja taka może nie spowodować żadnej zmiany lub zmianę kodu genetyczego (UUU → UUA) albo też skróconą syntezę białka (UCG → UCA).
chromosomowe (aberracje chromosomowe) – zaburzenie polegające na zmianie struktury lub liczby chromosomów. Do aberracji chromosomowych może dochodzić spontanicznie lub pod wpływem czynników mutagennych (np. promieniowanie jonizujące, promieniowanie ultrafioletowe, wysokiej temperatury). Aneuploidie i poliploidie są skutkiem nieprawidłowo przebiegającego procesu rozdziału chromosomów podczas podziału komórki.
U człowieka na poziomie całego organizmu (tzn. prawie każda jądrzasta komórka organizmu winna zawierać ową zmianę) zdecydowana większość mutacji liczby chromosomów autosomalnych jest letalna. Wyjątki to:
zespół Downa – trisomia 21
zespół Edwardsa – trisomia 18
zespół Pataua – trisomia 13
zespół Warkany'ego 2 – trisomia 8
Zmiany liczby chromosomów płciowych są lepiej tolerowane.
Anomalie strukturalne są to zmiany powstające na skutek pęknięć a następnie łączenia się odcinków w odmiennym już porządku. Mają one ogromne znaczenie dla ewolucji, ponieważ zmieniają położenie genów, a tym samym wpływają na szansę rekombinacji.
delecję (deficjencję) – utrata odcinka chromosomu
inwersję – odwrócenie fragmentu chromosomu o 180 stopni
duplikację – powielenie odcinka chromosomu
translokację – przeniesienie odcinków między niehomologicznymi chromosomami.
pęknięcie centromeru – rozdzielenie ramion chromosomu
chromosom pierścieniowy – powstaje, kiedy ramiona chromosomu łączą się tworząc pierścień; zazwyczaj towarzyszy temu delecja fragmentów położonych na końcach chromosomu.
Popromienne - Mutacje chromosomowe powstałe w ściśle określonym punkcie chromosomów na skutek bezpośredniego lub pośredniego działania promieniowania jonizującego. Zwykle są to zmiany nieodwracalne. Promieniowanie powoduje poprzeczne pęknięcie całego chromosomu. Oderwane fragmenty łączą się ponownie (często odwrotnymi końcami), albo łączą się z fragmentami innych chromosomów. Mogą też nie połączyć się wcale. Struktura takich chromosomów zostaje zmieniona, następuje mutacja. Aberracje popromienne chromosomów mogą być potęgowane przez czynniki zewnętrzne, np. temperaturę.
mutacje genomowe dotyczące zmiany liczby chromosomów
Mutacje genomowe, mutacje chromosomowe liczbowe polegają na:
utracie lub występowaniu dodatkowych pojedynczych chromosomów — wskutek zaburzeń rozdziału chromosomów w mitozie bądź mejozie
zwielokrotnieniu całego genomu — w wyniku zniesienia rozdziału wszystkich chromosomów (poliploidalność)
Istnieją również zmiany dziedziczne dotyczące liczby chromosomów. Można je podzielić na trzy rodzaje:
aneuploidia - zwiększenie lub zmniejszenie liczby chromosomów
autopoliploidia - zwiększenie liczby chromosomów o cały genom tego samego gatunku
allopoliploidia - zwiększenie liczby chromosomów o cały genom należących do dwóch różnych gatunków
amfiploidia
Ze względu na fenotypowy efekt (z punktu widzenia określonej cechy) wyróżnia się:
niekorzystne - powodują obniżenie zdolności organizmu do przeżycia
obojętne - nie wpływają na organizm
korzystne - pojawia się względnie rzadko. Przykładowo - u owada wskutek takiej mutacji pojawia się inne zabarwienie ochronne, które okazuje się skuteczniejsze w jego miejscu życia
letalne - prowadzą do śmierci
subletalne - prowadzą do upośledzenia organizmu
Mutacje mogą być niekorzystne (w danych warunkach), obojętne lub korzystne dla organizmu (np. anemia sierpowata na obszarach, gdzie występuje malaria). Gdyby nie istniały mutacje ewolucja biologiczna byłaby niemożliwa.
Ze względu na możliwość dziedziczenia wyróżniamy:
mutacje dziedziczne (powstają w komórce z której gen zostanie przekazany do potomstwa) może to być np pojedynczy plemnik czy komórka jajowa lub komórka z której rozwinie się cała linia komórek i z nich powstaną komórki rozrodcze)
mutacje somatyczne. Powstające poza komórkami przekazywanymi na potomstwo. Stanowią główną masę mutacji często obserwowaną co najmniej proporcjonalną do masy komórek somatycznych. Najmniej dlatego że organy rozrodcze wykształcają mechanizmy zabezpieczające przed mutacjami, wolniejszy metabolizm lub np. chłodzenie jąder.
Podklasą mutacji somatycznych są mutacje aDNA. Zachodzą szybciej po śmierci organizmu. Z reguły ilość zmian w aDNA jest tak ogromna że wtedy nie nazywane są już mutacjami a naturalnym procesem degradacji materii organicznej. Mimo to w sprzyjających warunkach aDNA może pozostać zmutowane na tyle mało że jest możliwy odczyt zawartej w nim informacji nawet po upływie wielu lat.
Transpozon - sekwencja DNA, która może przemieszczać się na inną pozycje w genomie tej samej komórki w wyniku procesu zwanego transpozycją. Transpozycja często powoduje mutacje i może zmieniać ilość DNA w genomie. Transpozony są także nazywane "wędrującymi genami" lub "skaczącymi genami" (ang. jumping genes) oraz "mobilnymi elementami genetycznymi" (ang. mobile genetic elements). Za badania nad transpozonami u kukurydzy powodującymi zmiany ubarwienia nasion Barbara McClintock otrzymała Nagrodę Nobla w dziedzinie fizjologii i medycyny w roku 1983.
Rozróżniamy dwie klasy transpozonów:
transpozony klasy I: retrotranspozony (ang. retrotransposons). Wymagają przepisania z DNA na RNA, a następnie przy użyciu odwrotnej transkryptazy (ang. reverse transcriptase) zostają skopiowane na DNA, wreszcie wklejone do genomu, niekiedy w wielu kopiach;
transpozony klasy II: Przemieszczają się w genomie poprzez wycinanie z pierwotnego położenia, następnie "wklejanie się" w nowe miejsce przy użyciu enzymu transpozazy.
Istnieje hipoteza, że transpozony są po prostu dawnymi wirusami, które utraciły geny odpowiedzialne za zjadliwość. Transpozony nigdy bowiem nie występują poza komórką, jako zdolne do infekcji chorobotwórczych.
Zdolność transpozonów do aktywnego wbudowywania się w genom wykorzystuje współczesna biologia molekularna, inżynieria genetyczna i biotechnologia. Geny zawarte w transpozonie można bowiem zastąpić innymi, wykorzystując transpozon jako wydajny wektor. Transpozon może też zostać użyty jako sonda molekularna do lokalizowania poszukiwanych sekwencji DNA.
Mechanizmy zabezpieczające genom Przed przemieszczaniem się transpozonów:
autoregulacja liczby kopii elementów
preferencje miejsca wbudowywania
1.Transpozony DNA
a)Transpozony Procaryota:
-sekwencje insercyjne
-transpozony złożone
-transpozony niezłożone
-fagi zdolne do transpozycji
b)Transpozony Eucaryota
2.Transpozony RNA (RETROELEMENTY)
a)elementy LTR
-retrowirusy endogenne
-elementy retrowirusopodobne
-retrotranspozony
b)elementy poly-A (retropozony)
-sekwencje LINE
-sekwencje SINE
Mutagen (łac. dokonujący zmiany) - każdy z czynników wywołujących mutacje, czyli zmieniający materiał genetyczny.
Najważniejsze z nich:
mutageny chemiczne
niektóre kwasy (np. Kwas azotowy(III))
aminy (np. anilina)
niektóre gazy bojowe (iperyt jako czynnik alkilujący DNA)
barwniki wiążące DNA (interkalujące)
benzopiren w dymie tytoniowym
niemal wszystkie związki aromatyczne
mutageny fizyczne
promieniowanie rentgenowskie (promieniowanie X)
wysoka temperatura
szok termiczny
bodźce traumatyczne - urazy
niektóre wirusy, zwłaszcza retrowirusy
Do wykrycia siły mutagenu stosuje się test Amesa.
mutageny biologiczne
wirus różyczki i opryszczki
pierwotniaki wywołujące toksoplazmozę.
Alkaptonuria, ochronoza, AKU (alkalia – ar. al-kali ‘potaż’ + gr. háptein ‘złapać’ + oúron ‘mocz’) - rzadka, genetycznie uwarunkowana choroba polegająca na enzymatycznym defekcie metabolicznym w szlaku przemian aminokwasu aromatycznego: tyrozyny. Alkaptonuria jest dziedziczona w sposób autosomalny recesywny i charakteryzuje się wydalaniem z moczem dużych ilości kwasu homogentyzynowego (ciemniejącego na powietrzu), niebieskawo-czarnym zabarwieniem tkanki łącznej (ochronoza) oraz zmianami zwyrodnieniowymi stawów i kręgosłupa. Alkaptonuria jest spowodowana mutacją genu oksydazy kwasu homogentyzynowego (HGD), zlokalizowanego na 3. chromosomie (3q2). Do tej pory opisano kilkadziesiąt różnych mutacji tego genu, co powoduje znaczne rozwarstwienie nasilenia objawów chorobowych. W efekcie tego dochodzi do niedoboru enzymu oksydazy kwasu homogentyzynowego (EC 1.13.11.5), co zaburza rozkład, produktu ubocznego przemian tyrozyny oraz fenyloalaniny kwasu homogentyzynowego (dawniej nazywanego alkaptonem) do kwasu fumaryloacetooctowego. Nadmiar kwasu homogentyzynowego oraz produktów jego dalszego metabolizmu gromadzi się we krwi, wywiera szkodliwy wpływ na tkankę łączną różnych narządów, szczególnie kości i chrząstek, a wydalany jest w dużych ilościach z moczem. Średnia światowa częstość występowania wynosi 1:100 tys. do 1:250 tys. urodzeń. Alkaptonuria występuje endemicznie na Słowacji (1:19 tys. urodzeń)[1], w Republice Czeskiej i na Dominikanie.
Do roku 1980 w Polsce zarejestrowano 39 przypadków tego schorzenia[2] (często z okolic sąsiadujących ze Słowacją).
W niemowlęctwie objawem alkaptonurii może być ciemne zabarwienie pieluszek przez mocz zawierający duże ilości kwasu homogentyzynowego. Jednak często taki objaw nie występuje, szczególnie jeśli mocz ma kwaśny odczyn.
Stąd najczęściej przez dzieciństwo, młodość i wczesny okres dorosłości przebieg choroby jest bezobjawowy. Czasem daje się zauważyć ciemne zabarwienie pod pachami lub woskowiny.
U dorosłych, zazwyczaj w 3. lub 4. dekadzie życia, wcześniej u mężczyzn, na pierwszy plan wysuwają się objawy zmian zwyrodnieniowych stawów (artropatia ochronozowa), głównie bóle, zniekształcenia, ograniczenia ruchomości oraz funkcji czy wysięki. Dotyczą one przede wszystkim dużych obciążonych stawów: biodrowych, kolanowych, barkowych, a także stawów kręgosłupa). Ich przyczyną jest wieloletnie gromadzenie się polimerów kwasu homogentyzynowego w kościach i chrząstkach stawowych. Dość często stopień uszkodzenia stawów wymaga wszczepienia endoprotez.
Do częstych objawów należą także uszkodzenia i naderwania ścięgien. W zakresie układu krążenia dochodzi do występowania zwapnień w tętnicach wieńcowych oraz uszkodzeń zastawek mitralnych i aortalnych, wymagających niekiedy wykonania zabiegu operacyjnego.
W nerkach dochodzi do powstawania złogów, a w prostacie do zwapnień.
Ochronoza (łac. ochronosis) jest występującym w przebiegu alkaptonurii zaburzeniem, które polega na odkładaniu się w tkankach polimerów kwasu homogentyzynowego, które wywołuje ich ochrowe zabarwienie (stąd ochronoza).
Barwnik może się gromadzić w skórze różnych okolic ciała, a także w tkankach narządów wewnętrznych (oka, ucha, płatków zastawek serca, wsierdzia itp.) uszkadzając je i doprowadzając do zmian narządowych.
Z biegiem czasu barwnik zmienia się i przyjmuje barwę szaroniebieską, szarą lub czarną. Taką barwę widać w powierzchownie położonych strukturach o dużej zawartości tkanki łącznej: niektóre regiony skóry (gruczoły potowe), małżowina uszna, nos, powieki, białkówka oka, chrząstka i ścięgna.
Czasem na rozpoznanie alkaptonurii może naprowadzić zaobserwowanie ciemnego zabarwienia moczu, bóle stawów związane z przebarwieniami czy ciemne zabarwienie białkówek oczu. Dodatkową wskazówką jest dodatni wywiad rodzinny.
Wstępna diagnoza może być postawiona na podstawie obserwacji moczu poddanego działaniu wodorotlenku sodu lub wodorotlenku potasu. Przy alkaptonurii, jeszcze przed upływem godziny, pojawia się ciemnobrązowe lub czarne zabarwienie badanej próbki. Diagnoza potwierdzająca opiera się na wykazaniu obecności kwasu homogentyzynowego w moczu. Dokonuje się tego metodą chromatografii gazowej ze spektrografią mas.
Badania genetyczne polegają na poszukiwaniu określonych mutacji genu HGD rozpowszechnionych w populacji chorych na alkaptonurię.
Inne metody diagnostyczne wykonywane u chorych na alkaptonurię:
badanie mikroskopowe bioptatów na obecność złogów barwnika,
badanie RTG i TK dla poszukiwania zmian stawowych.
Profilaktyka, oprócz poradnictwa genetycznego, jest niemożliwa, a leczenie objawowe. Zmniejszenie ilości spożywanej z pożywieniem tyrozyny i fenyloalaniny oraz podawanie dużych dawek witaminy C jest niekiedy stosowane w celu spowolnienia rozwoju objawów chorobowych. Jednak te metody nie doprowadzają do zmniejszenia produkcji i wydalania kwasu homogentyzynowego. Uwaga: ponieważ fenyloalanina należy do niezbędnych aminokwasów egzogennych, więc całkowite jej wyeliminowanie z diety jest niemożliwe - konieczne jest dzienne spożycie ok. 2 g tego aminokwasu.
Proponowane jest zastosowanie w leczeniu alkaptonurii leku stosowanego w tyrozynemii typu 1 - nityzynonu, który wywiera hamujący wpływ na enzym produkujący kwas homogentyzynowy. Leczenie to przynosi zmniejszenie wydalania kwasu homogentyzynowego o blisko 70%, jednak wymaga ograniczeń dietetycznych ponieważ objawem ubocznym tej terapii jest hypertyrozynemia. Długofalowe bezpieczeństwo i skuteczność tego typu leczenia nie została ustalona[3].
NER - Naprawa przez wycięcie nukleotydu (ang. nucleotide excision repair, NER) – mechanizm naprawy DNA w komórkach prokariotycznych i eukariotycznych mający na celu usuwanie uszkodzeń DNA spowodowanych czynnikami chemicznymi lub fizycznymi, takimi jak promieniowanie UV.
W mechanizmie NER u człowieka uczestniczą następujące białka:
XPC
TFIIH: XPB, XPD (helikazy)
RPA (HSSP)
XPG, ERCC1/XPF (egzonukleazy)
polimeraza DNA δ lub ε
Mechanizm NER usuwa duże uszkodzenia DNA zniekształcające strukturę podwójnej helisy (ang. bulky distortions). W pierwszym etapie NER uszkodzenie jest rozpoznawane na drodze niezależnej od ATP przez białko XPA, po którym następuje zależny od ATP etap formowania kompleksu "preincision". Do białek wchodzących w skład kompleksu mogą należeć XPC, XPB i XPD, chociaż niewykluczone że część z nich może odgrywać rolę czynników rekrutujących i oddysocjowywać po utworzeniu kompleksu. Następnie duży fragment DNA (około 30 par zasad) jest usuwany przez nukleazę wycinającą (endonukleazę). Endonukleaza (XPG, XPF) nacina nić DNA w dwóch miejscach, kolejność 3’ czy 5’ jest losowa. Następnie usunięty odcinek jest zastępowany na drodze dokładnego parowania zasad, dzięki aktywności enzymu polimerazy DNA δ albo polimerazy ε, w obecności PCNA i RFC. Proces syntezy naprawczej kończy reakcja ligazy, łączącej końce wstawki z resztą nici DNA.
O ważnej roli mechanizmu NER u człowieka świadczą choroby genetyczne spowodowane mutacjami w genach kodujących białka biorące w nim udział. Do tej grupy schorzeń należą:
xeroderma pigmentosum, siedem postaci spowodowane mutacjami w genach kodujących XPA-XPG
zespół Cockayne’a, dwie postaci (A i B) spowodowane mutacjami w genie kodującym ERRC-6
trichotiodystrofia (TTD), spowodowana mutacjami w genach kodujących XPB, XPD albo inną podjednostkę TFIIH.
MMR –
BER - Naprawa przez wycinanie zasady (BER - ang. base excision repair) - mechanizm naprawy DNA w komórkach mający na celu usuwanie uszkodzeń pojedynczych zasad DNA podczas replikacji DNA. Naprawa błędów jest konieczna, aby uniknąć wprowadzania mutacji podczas replikacji.
Pojedyncze zasady w DNA mogą być modyfikowane chemicznie, np. przez deaminację czy alkilację, co powoduje niewłaściwe parowanie zasad, a w konsekwencji wprowadzenie mutacji w DNA. Naprawa przez wycinanie zasady polega na wycięciu zmutowanej zasady z helisy DNA i jej naprawę. W procesie biorą udział dwa typy enzymów, glikozylazy DNA i endonukleazy AP. Glikozylaza DNA przecina wiązanie β-N glikozydowe między uszkodzoną zasadą a cząsteczką deoksyrybozy, tworząc miejsce apurynowe/apirymidynowe. Endonukleaza AP rozpoznaje to miejsce i nacina DNA w kierunku 5' od miejsca AP tworząc wolny koniec 3'-OH. Polimeraza DNA, Pol I, wydłuża nić DNA od wolnego końca 3'-OH wykorzystując aktywność egzonukleazy do zastąpienia nukleotydu z uszkodzoną zasadą oraz kilku następnych. Następnie nowa nić jest łączona ze starą za pomocą ligazy DNA.
Istnieją glikozylazy monofunkcyjne, oraz glikozylazy dwufunkcyjne - oprócz przecinania wiązań N-glikozydowych mają też właściwości liazowe i usuwają miejsca AP na drodze β-eliminacji, pozostawiając jednonukleotydową lukę w DNA.
Naprawa DNA – szereg procesów prowadzących do identyfikacji i naprawy zmian w cząsteczkach DNA w żywej komórce. W komórkach organizmów żywych procesy metaboliczne i czynniki środowiskowe mogą powodować uszkodzenie DNA. W każdej komórce codziennie ma miejsce nawet milion takich uszkodzeń[1]. Wiele z nich powoduje trwałe zmiany w cząsteczce DNA, które mogą upośledzić albo pozbawić komórkę możliwości prawidłowej transkrypcji kodowanego przez uszkodzony fragment DNA genu. Inne uszkodzenia mogą skutkować potencjalnie groźną dla genomu komórki mutacją, dotyczącą tej komórki i wszystkich następnych powstałych z niej po podziałach. Oznacza to, że proces naprawy DNA w komórce musi być cały czas aktywny, by móc szybko i skutecznie niwelować skutki każdego uszkodzenia komórkowego DNA.
Powodzenie naprawy DNA zależy od wielu czynników, w tym typu i wieku komórki oraz środowiska pozakomórkowego. W komórce, w której duża ilość DNA uległa uszkodzeniu albo której mechanizmy naprawy DNA nie są wystarczająco efektywne, mogą zajść:
nieodwracalny stan wygaśnięcia aktywności komórki – starzenie się komórki
samobójcza śmierć komórki, czyli apoptoza
niekontrolowane podziały, prowadzące do powstania nowotworu.
Zdolność komórki do naprawy własnego DNA jest istotna dla integralności fizycznej całego genomu oraz integralności informacji genetycznej, którą niesie, a więc i dla prawidłowego funkcjonowania całego organizmu. Wiele genów które początkowo zidentyfikowano jako wpływające na długość życia komórek, z czasem okazały się być zaangażowane w procesy naprawy i ochrony DNA przed uszkodzeniem[2]. Nieprawidłowy przebieg naprawy zniszczeń komórkowych w komórkach generatywnych może doprowadzić do propagacji mutacji w gametach i w rezultacie, przekazania mutacji potomstwu. Z drugiej strony, między innymi takie mutacje są siłą napędową ewolucji biologicznej.
Uszkodzenie DNA na skutek procesów metabolicznych wewnątrz komórki i czynników środowiskowych, występuje z szacowaną częstością 1 000 do 1 000 000 pojedynczych uszkodzeń cząsteczek DNA na komórkę każdego dnia[1]. Stanowi to jedynie 0,000165% ludzkiego genomu składającego się z około 6 miliardów zasad (3 miliardów par zasad), ale nienaprawione uszkodzenia w krytycznych dla funkcji komórki genach (takich jak geny supresorowe nowotworów) może upośledzić zdolność komórki do pełnienia jej funkcji i znacznie zwiększyć prawdopodobieństwo transformacji nowotworowej.
Duża część uszkodzeń cząsteczek DNA, najczęściej związanych z chemiczną modyfikacją zasad, objawia się zaburzeniem pierwszorzędowej struktury podwójnej helisy. Zmodyfikowane zasady zaburzają regularny przebieg helisy poprzez wprowadzenie dodatkowych, nienaturalnych wiązań chemicznych czy zawady sterycznej, która poprzez fizyczne niedopasowanie wypacza strukturę helisy. W przeciwieństwie do białek czy RNA, DNA zazwyczaj nie posiada istotnej dla funkcjonalności struktury trzeciorzędowej dlatego zaburzenia zwykle nie występują lub są nieistotne na tym poziomie organizacji strukturalnej. Jakkolwiek nić DNA jest zazwyczaj zwinięta do postaci "superzwiniętej" (ang. supercoiled), a jej upakowanie jest wspomagane przez oddziaływania z histonami – te oddziaływania, jak i struktura "superzwinięta" mogą być zaburzone przez uszkodzenia DNA.
Źródła uszkodzenia
Uszkodzenia DNA mogą być podzielone na dwie duże grupy:
endogenne uszkodzenie, spowodowane m.in. przez działanie reaktywnych form tlenu powstających w prawidłowych procesach metabolicznych komórki, zwłaszcza w procesie oksydacyjnej deaminacji;
egzogenne uszkodzenie, spowodowane przez takie czynniki, jak:
promieniowanie ultrafioletowe (o długości fali λ=200-300 nm);
inne częstotliwości promieniowania elektromagnetycznego, zwłaszcza promieniowanie rentgenowskie i gamma;
działanie wysokiej temperatury;
niektóre wirusy;
pewne toksyny roślinne;
mutageny, zwłaszcza związki aromatyczne;
radioterapia i chemioterapia[potrzebne źródło] stosowane w leczeniu chorób nowotworowych.
Replikacja uszkodzonego DNA przed podziałem komórkowym może doprowadzić błędnego włączenia nieprawidłowych zasad do DNA i przekazania mutacji komórkom potomnym. Na tym etapie prawidłowy zapis kodujący geny tych odcinków DNA jest już niemożliwy do odtworzenia, ze względu na brak oryginalnej, nienaruszonej matrycy (nieuszkodzone DNA). Wyjątkiem są bardzo rzadkie przypadki mutacji przywracających pierwotną, prawidłową strukturę DNA (mutacje wsteczne, rewersja mutacji).
Typy uszkodzeń
Wyróżnia się cztery główne typy uszkodzeń DNA spowodowanego endogennymi procesami metabolicznymi w komórce:
oksydacja zasad azotowych (np. oksydacja guaniny do 8-oksy-7,8-dihydroguaniny, 8-oksyG) i przerwania nici DNA spowodowane działaniem reaktywnych form tlenu;
alkilacja zasad azotowych (zazwyczaj metylacja), np. utworzenie 7-metyloguaniny;
hydroliza zasad, np. deaminacja, depurynacja, depirymidynacja;
wstawienie niekomplementarnej zasady (ang. mismatch) w czasie replikacji DNA.
Uszkodzenie spowodowane egzogennymi czynnikami może mieć różny charakter. Przykładami są:
promieniowanie ultrafioletowe powoduje tworzenie wiązań między sąsiadującymi zasadami cytozyną i tyminą, prowadząc do utworzenia dimerów pirymidynowych;
promieniowanie jonizujące utworzone podczas rozpadów radioaktywnych albo promieniowanie kosmiczne powoduje przerwania nici DNA;
podwyższona temperatura powoduje zwiększenie częstości depurynacji i przerwań pojedynczych nici DNA. Hydrolityczna depurynacja zachodzi u termofilnych bakterii żyjących w gorących źródłach w temperaturze 85–250 °C z tak dużą częstością (depurynacja 300 nukleotydów purynowych na genom na generację), że mechanizmy naprawy DNA nie są wydolne, stąd nie można wykluczyć możliwości odpowiedzi adaptacyjnej u tego gatunku[3];
przemysłowe związki chemiczne takie jak chlorek winylu albo nadtlenek wodoru, i naturalne, takie jak węglowodory policykliczne (występujące m.in. w dymie, sadzy i smole) prowadzą do powstania różnorodnych pochodnych zasad azotowych – etenowych, utlenionych, alkilowanych fosfotriestrów i innych, a także powodują utworzenie nieprawidłowych wiązań poprzecznych (ang. crosslinking) między niciami DNA.
Uszkodzenie DNA jądrowego, a uszkodzenie DNA mitochondrialnego [edytuj]
W komórkach organizmów eukariotycznych, a więc również ludzkich, DNA znajduje się w poza jądrem komórkowym także w mitochondriach (u roślin dodatkowo w chloroplastach). DNA jądrowe (nDNA, ang. nuclear DNA) występuje w postaci chromatyny podczas niereplikatywnych etapów cyklu komórkowego i jest upakowane w zwarte struktury znane jako chromosomy w czasie podziału komórki. W każdej z tych form DNA jest silnie skondensowane i owinięte wokół kompleksów białkowych o paciorkowatym kształcie, zbudowanych z białek zwanych histonami. Gdy komórka chce odczytać informację genetyczną zakodowaną w jej własnym DNA właściwy fragment chromosomu jest rozwijany, odczytywane są znajdujące się tam geny, a następnie łańcuch powraca do swej pierwotnej formy. Mitochondrialne DNA (mtDNA), znajdujące się w mitochondriach, istnieje w wielu kopiach, jest również ściśle związane z pewną liczbą białek, z którymi tworzy kompleks zwany nukleoidem. Wewnątrz mitochondriów reaktywne formy tlenu (ROS, ang. reactive oxygen species) oraz wolne rodniki, produkty uboczne mitochondrialnych etapów oddychania komórkowego, tworzą silnie utleniające środowisko uszkadzające mtDNA. Enzym zwalczający nadmiar nadtlenków w środowisku to dysmutaza ponadtlenkowa, obecna zarówno w mitochondriach, jak i cytoplazmie komórek eukariotycznych.
Starzenie się i apoptoza komórki
Starzenie się, nieodwracalny proces prowadzący do zaprzestania mitotycznych podziałów komórki, jest skorelowany z procesem skracania zakończeń chromosomów, tak zwanych telomerów. Telomery są długimi fragmentami powtarzającego się niekodującego DNA, które "zamykają" kod genetyczny na końcach ramion chromosomów. Podczas każdego podziału komórki telomery poddawane są częściowemu uszkodzeniu, skracaniu[4]. (powiązane jest to z istnieniem tzw. limitu Hayflicka[5][6]), które skorelowane jest ze stopniowym starzeniem się komórki. Oprócz samego skracania telomerów, realizowanego przez enzym telomerazę, prawdopodobnie uszkodzenia DNA per se także pełnią rolę w "komórkowym odliczaniu czasu życia"[7]. Wskazuje na to między innymi fakt, że uszkodzenia DNA oraz skracanie telomerów dzielą ze sobą te same mechanizmy odpowiedzi komórkowej[8]. Starzenie się komórek może funkcjonować jako użyteczna alternatywa dla apoptozy, zwłaszcza tam, gdzie fizyczna obecność komórki jest z różnych powodów potrzebna organizmowi[9]. Używa on mechanizmu "ostatniej szansy", aby powstrzymać komórkę z uszkodzonym DNA przed dzieleniem się w niewłaściwy sposób przy braku pobudzających wzrost sygnałów komórkowych (ang. cellular signaling). W opozycji, przejście w stan spoczynku jest odwracalnym stanem wstrzymania aktywności komórki, niepowiązanym z jakimikolwiek uszkodzeniami genomu (patrz cykl komórkowy).
Komórki nie mogą funkcjonować, jeśli uszkodzenia DNA są na tyle poważne, że naruszają ciągłość lub zmieniają sens istotnej informacji genetycznej (ang. essential genes). Jakkolwiek komórki mogą funkcjonować jeśli uszkodzone są geny nieistotne (ang. non-essential genes), czyli takie, których uszkodzenia nie powodują śmierci komórki. Komórka działająca z takimi uszkodzeniami DNA może jednak wykazywać inne właściwości od komórek zdrowych (skrajnym wypadkiem są komórki nowotworowe) lub jej funkcje mogą być mocno upośledzone. Zależnie od typów uszkodzeń, które zaszły w dwuniciowej strukturze DNA, w toku ewolucji wykształciło się wiele strategii naprawczych, mających za zadanie kompensować i likwidować uszkodzenia. Jeśli jest to możliwe, komórki używają zazwyczaj nieuszkodzonej nici komplementarnej lub chromatydy siostrzanej jako matrycy do odtworzenia oryginalnej informacji na uszkodzonym elemencie komplementarnym. W przypadku braku takiej możliwości, używany jest awaryjny mechanizm syntezy DNA, zwany TLS (ang. Translesion DNA Synthesis).
Uszkodzenia DNA niosą zazwyczaj ze sobą zmianę organizacji przestrzennej helisy, które mogą być wykryte przez komórki. Kiedy uszkodzenie jest już zlokalizowane, na miejsce zdarzenia rekrutowane są białka naprawcze, wiążące się z samym miejscem uszkodzenia lub w jego sąsiedztwie i które rekrutują następnie kolejne elementy kompleksów naprawczych. Uszkodzenia są usuwane przez takie złożone, wieloelementowe kompleksy specyficznych białek. Zależnie od typu uszkodzenia, a także od fazy cyklu komórkowego, w którym aktualnie znajduje się komórka, takie kompleksy mają różny skład podjednostkowy.
Bezpośrednia naprawa uszkodzenia
Znane są trzy typy uszkodzeń DNA eliminowane przez mechanizmy komórkowej naprawy DNA bezpośrednio przez chemiczną modyfikację uszkodzenia bez użycia matrycy w postaci nieuszkodzonej informacji genetycznej. Każdy z tych typów uszkodzenia może dotyczyć wyłącznie jednego rodzaju zasady azotowej, wobec tego możliwe jest specyficzne usunięcie takiego uszkodzenia. Należą do nich:
reakcja fotoliazy, katalizującej reakcję naprawy dimerów tymidynowych (rodzaj dimerów cyklobutylowych) powstałych wskutek działania promieniowania UV na sąsiadujące zasady tymidynowe – tworzy się nieprawidłowe wiązanie kowalencyjne. Reakcja fotoreaktywacji katalizowana przez fotoliazę zależna jest od energii absorbowanej z przedziału UV-L (λ=300–500 nm)[10].
reakcja metylotransferazy metyloguaninowej (MGMT, bakteryjny odpowiednik ogt), katalizującej reakcję demetylacji metylowanych zasad guaninowych. Proces ten jest kosztowny dla komórki, ponieważ każda reakcja enzymatyczna zużywa jedną cząsteczkę enzymu, który nie może już katalizować następnych reakcji. W zasadzie nie jest to więc reakcja katalityczna, a zwykła stechiometryczna[11]. Uogólniona odpowiedź bakterii na związki metylujące jest odpowiedzią adaptacyjną i odzwierciedla poziom odporności na ciągłą ekspozycję na czynniki alkilujące[12].
reakcja prostej demetylacji zasad cytozynowych i adeninowych.
Uszkodzenie pojedynczej nici
Gdy tylko jedna z dwóch nici tworzących podwójną helisę jest uszkodzona, druga nienaruszona nić może służyć za matrycę do naprawy uszkodzonej nici. Istnieje szereg mechanizmów naprawy, polegających na wycięciu uszkodzonego nukleotydu i zastąpieniu go prawidłowym, komplementarnym do nukleotydu w drugiej nici DNA[11]:
naprawa przez wycinanie zasady (BER, ang. base-excision repair), korygująca uszkodzenia pojedynczych zasad uszkodzonych przez oksydację, alkilację, hydrolizę czy deaminację;
naprawa przez wycinanie nukleotydu (NER, ang. nucleotide-excision repair) korygująca większe uszkodzenia, obejmujące 2-30 zasad. Mechanizm ten rozpoznaje uszkodzenia zaburzające strukturę podwójnej helisy, takie jak dimery tymidynowe lub przerwania pojedynczej nici DNA (naprawiane przez takie enzymy jak UvrABC endonukleaza). Specjalny typ mechanizmu NER, zwany naprawą sprzężoną z transkrypcją (TCR, ang. transcription-coupled repair) angażuje enzymy NER do naprawy genów podlegających aktywnej transkrypcji;
naprawa niesparowanych zasad (MMR, ang. mismatch repair) koryguje błędy zaistniałe przy replikacji i rekombinacji genów, powodujące powstawanie niesparowanych zasad.
Uszkodzenie obu nici
Uszkodzenia obu nici (ang. double-strand breaks, DSBs), w efekcie których oba łańcuchy nukleotydowe w podwójnej helisie zostają zerwane, są szczególnie niebezpieczne dla komórki, gdyż mogą prowadzić do nieodwracalnych zmian w genomie. Istnieją dwa mechanizmy naprawy DSBs: łączenie niehomologicznych zakończeń (NHEJ) oraz naprawa rekombinacyjna (znana również jako rekombinacja homologiczna)
Enzym topoizomeraza jest zdolny do powodowania zarówno pojedynczych, jak i podwójnych pęknięć nici DNA w procesie zmiany "superzwiniętej" (ang. supercoiled) struktury DNA na formę zwiniętą, szczególnie w okolicy otwartych widełek replikacyjnych. Przerwania te nie są jednak klasyfikowane jako uszkodzenia, ponieważ są naturalnym środkiem biochemicznego mechanizmu działania topoizomerazy i są niezwłocznie naprawiane przez te same enzymy, które je stworzyły.
W NHEJ, ligaza DNA IV, wyspecjalizowana ligaza DNA tworząca zespół z czynnikiem XRCC4, łączy dwa rozerwane zakończenia[13]. Aby przeprowadzić naprawę, w NHEJ używane są krótkie homologiczne sekwencje zwane mikrohomologami. Znajdują się one na zakończeniach pojedynczych nici w miejscu przerwania. Jeśli zakończenia te są pasujące, naprawa zachodzi zazwyczaj bez utraty jakiejkolwiek informacji genetycznej[14][15][16][17]. NHEJ może również wprowadzać mutacje podczas naprawy. Utrata uszkodzonych nukleotydów w miejscu przerwania może prowadzić do usunięcia części genomu oraz translokacji wynikających z łączenia niehomologicznych zakończeń. NHEJ jest szczególnie użyteczne przed replikacją DNA w procesie podziału, kiedy nie ma matrycy umożliwiającej przeprowadzenie homologicznej rekombinacji. U wyższych organizmów eukariotycznych NHEJ dysponuje "kopią zapasową", której może użyć przy naprawie[18]. Poza rolą "opiekuna" genomu, NHEJ jest potrzebne w procesie łączenia obu nici helisy przerwanych w trakcie tzw. rekombinacji V(D)J, procesu uróżnorodniającego genom limfocytów B i limfocytów T w układzie odpornościowym kręgowców[19].
Naprawa rekombinacyjna (HR) potrzebuje identycznej lub prawie identycznej sekwencji genomu, która może być użyta jako szablon do naprawy uszkodzenia. Mechanizmy enzymatyczne sterujące tym procesem są niemal jednakowe z mechanizmami odpowiedzialnymi za przebieg crossing-over podczas podziału mejotycznego. Ta metoda pozwala na naprawę uszkodzonego chromosomu przy udziale siostrzanej chromatydy bądź chromosomu homologicznego jako wzoru. DSBs spowodowane mechanizmami replikacji usiłującymi dokonać podziału pomimo przerwania pojedynczej nici lub nienaprawionego uszkodzenia powodują przerwanie widełek replikacyjnych i są zwykle naprawiane poprzez rekombinację.
Zespół francuskich badaczy bombardował Deinococcus radiodurans promieniowaniem jonizującym, aby zanalizować sposób naprawy podwójnego przerwania nici u tych organizmów. Okazało się, że co najmniej dwie kopie genomu z różnymi uszkodzeniami mogą uformować fragmenty DNA poprzez hybrydyzację (ang. annealing). Fragmenty częściowo pokrywające się są następnie wykorzystywane do syntezy homologicznych fragmentów w trakcie cyklu D (ang. D-loop), mogących się powiększać aż do uzyskania komplementarnej nici. Ostatni etap obejmuje crossing-over przeprowadzany ścieżkami zależnej od białka RecA rekombinacji homologicznej[20].
Synteza ponad miejscem uszkodzenia (ang. translesion synthesis) pozwala na replikację wcześniej uszkodzonego DNA. Wymaga to użycia wyspecjalizowanych typów polimerazy DNA, która może wstawiać zasady w miejscach uszkodzenia. Niektóre mechanizmy wykorzystywane w tym procesie wywołują mutacje, inne zaś tego nie robią[potrzebne źródło]. Dla przykładu, Pol η omija miejsca uszkodzone przez promieniowanie UV, podczas gdy Pol ζ wprowadza w tych miejscach mutacje[potrzebne źródło]. Z perspektywy komórki jednak, ewentualne mutacje wywołane w czasie syntezy są mniej niebezpieczne niż kontynuowanie cyklu komórkowego z niecałkowicie zreplikowanym chromosomem.
Nagromadzenie uszkodzeń, zwłaszcza typu pęknięć nici DNA albo wiązania do helisty związków chemicznych, uniemożliwiających prawidłową propagację widełek replikacyjnych, jest jednym ze znanych bodźców stymulujących ogólnokomórkową odpowiedź na uszkodzenie DNA[21]. Ogólnokomórkowa odpowiedź na uszkodzenie DNA jest procesem mającym na celu ochronę komórki i angażującym liczne szlaki naprawy, obejścia uszkodzenia, jego tolerancji albo, gdy inne mechanizmy okażą się nieskuteczne, apoptozy. Wspólnymi cechami tej odpowiedzi jest indukcja licznych genów zaangażowanych w naprawę DNA, mechanizmów kontrolnych cyklu komórkowego oraz mechanizmów transportu, segregacji i degradacji białek. Taka odpowiedź transkrypcyjna jest bardzo złożona i ściśle kontrolowana, przez co umożliwia skoordynowaną całościową odpowiedź komórki na uszkodzenie. Ogromna liczba uszkodzeń komórki stawia ją jednak często w sytuacji wymagającej wyboru między uruchomieniem apoptozy i śmiercią, albo przeżyciem obarczonym kosztem uszkodzonego genomu. Wzrost tolerancji na uszkodzenie może prowadzić do zwiększonej przeżywalności, co pozwoli na coraz większe gromadzenie się mutacji w genomie. Drożdżowe białko Rev1 i ludzka polimeraza η należą do rodziny polimeraz TLS DNA Y , obecnych podczas uogólnionej odpowiedzi na uszkodzenie DNA, i są odpowiedzialne za zwiększoną mutagenezę u eukariontów w przebiegu tego procesu[21].
Punkty kontrolne uszkodzenia DNA
Podczas normalnych podziałów komórek, przebieg ich cyklu komórkowego jest kontrolowany pod względem prawidłowości przebiegu tego procesu w tak zwanych punktach kontrolnych cyklu komórkowego (ang. cell cycle checkpoints). Punkty kontrolne cyklu znajdują się na granicy fazy G1 i fazy S oraz pod koniec fazy G2, tuż przed podziałem mitotycznym, a także podczas samego podziału. Gdy maszyneria kontrolna wykryje uszkodzenie DNA podczas któregoś z punktów kontrolnych, zdarzenie to zatrzymuje cykl komórkowy (i ewentualnie kieruje komórkę na szlak apoptozy), co daje komórce czas na naprawę uszkodzenia przed przejściem do następnego etapu. Rozpoznanie uszkodzenia DNA jest dokonywane głównie przez wielkocząsteczkowy kompleks białkowy określany jako BASC (ang. BRCA1 associated genome surveillance complex). W skład tego kompleksu wchodzą między innymi białka BRCA1 and ATM. Mutacje w genie BRCA1 są związane z rakiem sutka, a mutacje genu ATM wywołują autoimmunologiczną chorobę znaną jako ataksja-teleangiektazja albo zespół Louis-Bar. ATM wykrywa uszkodzenie i przekazuje sygnał białku p53. p53 aktywuje wtedy odpowiednie geny, prowadząc albo do apoptozy, albo do zatrzymania komórki w cyklu komórkowym zanim wejdzie w fazę S cyklu.
W punkcie kontrolnym G1/S replikacja DNA ulega wstrzymaniu, a następnie białko p53 aktywuje mechanizm apoptozy. Aby komórka weszła w fazę S cyklu, wymagana jest obecność kinazy zależnej od cyklin CDK2 i cykliny E. Białko p53 dezaktywuje kompleks CDK2/cyklina E na drodze fosforylacji. Białko p53 jest kluczowe w mechanizmach zapobiegania nowotworzeniu u bywa nazywane "strażnikiem genomu"[potrzebne źródło].
W punkcie kontrolnym G2/M komórka jest zatrzymana zanim ulegnie podziałowi mitotycznemu, dopóki naprawa DNA nie zostanie zakończona; główną rolę odgrywa tu białko p21 dezaktywujące kompleks CDK1/cyklina B kontrolujący ten punkt cyklu[potrzebne źródło].
Punkt kontrolny wrzeciona podziałowego jest obecny już w trakcie samego podziału. W tym okresie cyklu rozdział chromosomów może ulec wstrzymaniu dopóki nie wszystkie chromosomy nie zostaną prawidłowo przyłączone do włókien wrzeciona podziałowego. Proces ten kontrolują liczne czynniki, w tym białko APC. Mutacje w genie APC wiążą się z ryzykiem raka jelita grubego na tle rodzinnej polipowatości gruczolakowatej[potrzebne źródło].
Zidentyfikowano również punkt kontrolny wewnątrz fazy S cyklu. Aktywacja tego punktu kontrolnego zależy od dwóch kinaz białkowych, ATM i ATR. ATM odpowiada na uszkodzenia podwójnej nici DNA i przerwania struktury chromatyny[22], podczas gdy ATR odpowiada głównie na zatrzymanie widełek replikacyjnych[potrzebne źródło]. Kinazy te fosforylują specyficzne białka uruchamiajac kaskadę transdukcji sygnału, prowadzącą ostatecznie do zatrzymania cyklu.
Eukariotyczna odpowiedzi transkrypcyjne na uszkodzenie DNA
Ekspozycja drożdży Saccharomyces cerevisiae na działanie czynników uszkadzających DNA skutkuje częściowo nakładającymi się, ale zasadniczo odmiennymi profilami transkrypcyji. Podobieństwa do środowiskowej odpowiedzi wstrząsowej (shock response) wskazują, że główny szlak uogólnionej, ogólnokomórkowej odpowiedzi wstrząsowej ma miejsce na etapie aktywacji transkrypcji. Inaczej jest w różnych typach komórek człowieka. Ich odpowiedź jest zindywidualizowana, i brak jest jednej powszechnej uogólnionej odpowiedzi. Prawdopodobnym wytłumaczeniem tej różnicy jest heterogeniczność komórek ssaków. W zależności od narządu który dany typ komórek buduje, wrażliwość komórek na różne typy uszkodzenia DNA jest odmienna[23].
Odpowiedź SOS u prokariontów
Odpowiedzią SOS określa się zmiany w ekspresji genów u Escherichia coli i innych bakterii w odpowiedzi na uszkodzenie DNA. System SOS prokariontów regulują dwa kluczowe białka: LexA i RecA. Homodimer LexA jest represorem transkrypcji, przyłączającym się do sekwencji operatorowych (zazwyczaj określanych jako kaseta SOS, ang. SOS box). Wiadomo, że LexA reguluje proces transkrypcji około 48 genów, w tym lexA i recA[24]. Najczęstszym komórkowym sygnałem aktywującym odpowiedź SOS jest obecność jednoniciowego DNA, powstającego przy replikacji w miejscu widełek replikacyjnych albo przy rozdzieleniu podwójnej nici DNA katalizowanym przez helikazę DNA[21]. Podczas inicjacji procesu białko RecA przyłącza ssDNA w reakcji sprzężonej z hydrolizą ATP, prowadząc do powstania kompleksów RecA–ssDNA. RecA–ssDNA aktywuje autoproteazową aktywność LexA, czego skutkiem jest rozpad dimerów LexA i ich degradacja. Brak represora powoduje transkrypcję genów SOS, co powoduje dalsze przekazywanie sygnału w komórce, zahamowanie podziału komórki i wzrost syntezy białek odpowiedzialnych za śmierć komórki.
Kasety SOS są wysoce konserwatywnymi ewolucyjnie sekwencjami o palindromowej strukturze, długości ok. 20 nukleotydów położonymi w pobliżu promotorów. Różnice w sekwencjach promotorowych sprawiają, że LexA z różną siłą wiąże się do różnych sekwencji promotorowych co umożliwia synchronizację odpowiedzi SOS. Geny naprawy DNA są indukowane na samym początku odpowiedzi SOS. Polimerazy TLS podatne na błędy, na przykład UmuCD’2 (zwana także polimerazą V), są indukowane później lub w ostatniej kolejności[23]. Gdy uszkodzenie DNA jest naprawione bądź pominięte przy użyciu polimeraz lub rekombinacji, ilość jednoniciowego DNA w komórce ulega zmniejszeniu, zmniejszając ilość filamentów RecA i aktywność wiązania przezeń homodimeru LexA, które mogą tym samym ulec związaniu do kaset SOS i przywrócić prawidłową ekspresję genów.
Niewydajne mechanizmay naprawy DNA mogą prowadzić do chorób dziedzicznych, skutkujących przedwczesnym starzeniem się organizmu, zwiększoną wrażliwością na czynniki rakotwórcze, a w efekcie zwiększoną zachorowalnością na nowotwory. Na przykład myszy, które pozbawiono głównego mechanizmu systemu NHEJ oraz zaburzono sposoby konserwacji telomerów, częściej zapadały na chłoniaki złośliwe i różnego rodzaju infekcje, w wyniku czego żyły krócej niż myszy niepoddane takim modyfikacjom[25]. Podobne skutki – przedwczesny rozwój chorób powiązanych ze starzeniem się i w efekcie skrócenie życia – obserwowano u myszy pozbawionych białka rozwijającego helisę DNA, kluczowego dla procesów naprawy i transkrypcji[26]. Jednak nie każde uszkodzenie mechanizmu naprawy DNA daje przewidziane efekty. Myszy z wyłączonym mechanizmem NER wykazywały zmniejszoną długość życia mimo braku zauważalnego wzrostu ilości mutacji[27]. Badacze sugerują także, iż jeśli w trakcie naprawy jednego uszkodzenia DNA nastąpi drugie, ich suma daje efekt znacznie większy niż suma dwóch uszkodzeń następujących w większym odstępie czasowym. Stało się to podstawą teorii "drugiego zdarzenia" (ang. second event theory), wysuniętej przez C. Busby'ego[28], jakkolwiek teoria ta wywołała polemikę między autorem i innymi badaczmi i wydaje się nie do końca słuszna w świetle innych wyników[29][30][31].
Z drugiej strony organizmy o szczególnie skutecznych systemach naprawy DNA, jak np. Deinococcus radiodurans, gatunek najodporniejszy na promieniowanie spośród obecnie znanych, wykazują niezwykłe zdolności przeciwdziałania wywołanym przez promienie jonizujące zerwaniom podwójnej helisy, prawdopodobnie dzięki wyjątkowym mechanizmom naprawy DNA (szczególnie NHEJ)[32].
Udowodniono, że pewna liczba indywidualnych genów wpływa bezpośrednio na długość życia poszczególnych osobników populacji. Działanie owych genów pozostaje w ścisłej zależności ze środowiskiem życia organizmu, a szczególnie ze składem jego diety. Ograniczenie ilości spożywanych kalorii skutkuje wydłużeniem życia u wielu organizmów, prawdopodobnie dzięki ścieżkom przekazywania informacji o niedoborze substancji odżywczych (ang. nutrient sensing pathways) oraz zmniejszonemu tempu metabolizmu. Mechanizmy molekularne, dzięki którym ograniczenie takie powoduje wydłużenie życia, są jak dotąd nieznane[33], jakkolwiek zaobserwowano zmianę zachowania się wielu genów zaangażowanych w naprawę DNA w warunkach zmniejszonej ilości dostarczanych z pożywieniem kalorii.
Dla przykładu: zwiększenie ilości kopii genu SIR-2, regulującego upakowanie DNA u nicienia Caenorhabditis elegans, może w znaczący sposób zwiększyć długość życia u osobników tego gatunku[34]. Odpowiednik SIR-2 występujący u ssaków uruchamia metody naprawy DNA zawarte w NHEJ (łączenie niehomologicznych zakończeń, ang. non-homologous end joining), mechanizmie szczególnie skutecznym przy ograniczonej ilości spożywanych pokarmów[35]. Ograniczenie to jest blisko powiązane z tempem naprawy nDNA u gryzoni[36], jednak podobna zależność nie została zaobserwowana w przypadku DNA mitochondrialnego[37].
Inny gen, AGE-1 występujący u C. elegans, efektor niektórych dróg naprawy DNA, zwiększa znacznie długość życia w warunkach swobodnego żywienia, prowadzi jednak do zmniejszenia sprawności reprodukcyjnej w wypadku ograniczenia ilości kalorii[38]. Obserwacja ta przemawia za plejotropową teorią biologicznego pochodzenia procesu starzenia się, która zakłada, że geny zapewniające większe szanse przeżycia w młodości nie znikną w procesie doboru naturalnego nawet, jeśli skutkują zwiększeniem śmiertelności u osobników starszych.
Wrodzone zespoły nieprawidłowej naprawy DNA
Nieprawidłowe funkcjonowanie mechanizmu NER jest odpowiedzialne za liczne genetyczne schorzenia, w tym:
xeroderma pigmentosum: nadwrażliwość na światło słoneczne, objawiająca się zwiększoną częstością występowania nowotworów skóry i przedwczesnym starzeniem się;
zespół Cockayne'a: nadwrażliwość na UV i związki chemiczne;
trichotiodystrofia: wrażliwa skóra, łamliwe włosy i paznokcie.
W dwóch ostatnich jednostkach chorobowych występuje często opóźnienie umysłowe, co sugeruje zwiększoną wrażliwość neuronów w trakcie rozwoju układu nerwowego.
Inne choroby związane z nieprawidłową naprawą DNA to:
zespół Wernera: przedwczesne starzenie i niskorosłość
zespół Blooma: nadwrażliwość na światło słoneczne, zwiększona zachorowalność na nowotwory (zwłaszcza białaczki)
ataksja-teleangiektazja: nadwrażliwość na promieniowanie jonizujące i niektóre związki chemiczne
Wszystkie powyższe dolegliwości są często nazywane "progeriami segmentalnymi", ponieważ chorzy wyglądają starzej niż w rzeczywistości oraz cierpią z powodu chorób starczych w anormalnie młodym wieku.
Inne choroby powiązane z upośledzeniem mechanizmów naprawy DNA to między innymi niedokrwistość Fanconiego, dziedziczny rak sutka oraz dziedziczny rak jelita grubego.
Naprawa DNA i nowotwory
Odziedziczone mutacje w genach naprawy DNA są u człowieka silnie powiązane z wysokim ryzykiem zachorowania na nowotwory. Dziedziczny niepolipowaty rak jelita grubego (HNPCC, zespół Lyncha) jest spowodowany mutacjami w genach kodujących białka zaangażowane w naprawę niesparowanych zasad (ang. mismatch repair). Mutacje w genach BRCA1 i BRCA2 są związane z wyraźnie zwiększonym ryzykiem raka sutka – kodowane przez te geny białka biorą udział w wielu procesach naprawy DNA, między innymi NHEJ i rekombinacji homologicznej .
Z kolei chemioterapia i radioterapia w leczeniu nowotworów działają przez unieczynnienie mechanizmów naprawy DNA w komórkach, przez co prowadzą do śmierci komórek, zwłaszcza tych szybko się dzielących – czyli także nowotworowych. Dodatkowo obie formy terapii powodują także znaczne uszkodzenia w samym materiale genetycznym. Jednak takie leczenie powoduje skutki uboczne – uszkodzeniu ulegają też inne, zdrowe komórki o podwyższonym tempie proliferacji – jak komórki pnia szpiku kostnego i komórki mieszków włoso
Mapa genetyczna - mapa lokalizacji genów na chromosomie, powstała poprzez badanie częstości zachodzenia zjawiska crossing over (rekombinacji) pomiędzy odpowiednimi genami na podstawie stosunku ilości rekombinantów do ilości osobników nie zrekombinowanych otrzymanych w krzyżówce testowej. Im częściej zachodzi crossing over między genami (im większa jest wartość tego stosunku), tym bardziej są one od siebie oddalone. Odległość tą wyraża się w jednostkach mapowych (j.m.) lub w centymorganach (cM): 1%rekombinacji = 1j.m. = 1cM
a) podstawą mapowania genów jest poszukiwanie cech, które mają tendencję do
współwystępowania, czyli sprzęŜenia, lub jeszcze inaczej, rekombinacji częściowej
b) początkiem jest skrzyŜowanie podwójnej heterozygoty z homozygotą recesywną
A B a b
a b a b
jeŜeli loci A i B są ściśle sprzęŜone to powstaną tylko gamety AB oraz ab, to mamy tylko osobniki Aa Bb w F1, czyli wystąpi 0% rozejścia się alleli
dominujących A i B
c) jeŜeli pojawią gamety Ab i aB, to zobaczymy osobniki, które mają tylko jedną cechę dominującą (Aa bb lub aa Bb), czyli wykrywamy rekombinację
d) procent takich rekombinantów jest miarą odległości genetycznej - gdy rekombinanty stanowią 1% mówimy o odległości jednego centy-Morgana - loci w pełni niezaleŜne są odległe o 50 jednostek, czyli cM (centy-Morganów)
Barbara McClintock (ur. 16 czerwca 1902 roku w Hartford w stanie Connecticut, zm. 2 września 1992 w Huntington w stanie Nowy Jork) – amerykańska genetyczka, laureatka Nagrody Nobla z dziedziny fizjologii i medycyny w roku 1983 za odkrycie transpozonów[1][2].
Wychowywała się w Nowym Jorku i w 1919 roku rozpoczęła studia na Uniwersytecie Cornella w stanie Nowy Jorku. W 1927 roku obroniła pracę doktorską z botaniki. Pod koniec lat 20. i w latach 30. XX wieku rozpoczęła karierę naukową zajmując się badaniami genetycznymi nad kukurydzą. Później pracowała na University of Missouri (1936-1941), Instytucie Carnegie w Cold Spring Harbor (dziś Cold Spring Harbor Laboratory), dla Fundacji Rockefellera, a pod koniec swojej kariery naukowej nawiązała współpracę ze swoją macierzystą uczelnią – Uniwersytetem Cornella[3].
W 1951 roku ogłosiła wyniki swych badań nad cytogenetyką kukurydzy, które były dowodem istnienia ruchomych elementów genomu, nazwanych później transpozonami. Odkrycia McClintock, wyprzedzające ówczesną naukę, zostały potwierdzone dopiero w latach 70. (odkryto wtedy geny wędrujące u bakterii). Eksperymenty Barbary McClintock na kukurydzy pozwoliły wyjaśnić, w jaki sposób bakterie przekazują sobie geny oporności na antybiotyki. Swoje prace prowadziła, zanim jeszcze odkryto budowę DNA i rozszyfrowano kod genetyczny[3].
W 1981 roku Barbara McClintock otrzymała Nagrodę im. Alberta Laskera w dziedzinie podstawowych badań medycznych, a w 1983 roku, w wieku 81 lat i 30 lat po swoim odkryciu, została uhonorowana przyznaniem Nagrody Nobla w dziedzinie fizjologii i medycyny[1] a w 1981 nagrody Wolfa.