Badanie parametrów morfologii krwi

 

Informacje zawarte:

 

• Historia badań hematologicznych

• Pomiary technikami optycznymi

• Pomiary metodami elektrycznymi

• Metoda mikroskopowa

• Skróty

• Kilka słów na temat statystyki i wiarygodności pomiarów

• Wartości referencyjne

• Zdjęcia komórek szpiku i krwi prawidłowej

Historia badan hematologicznych

1773 - Pierwszy opis białych komórek krwi wykonany przez Hensona
1840 - odkrycie płytek krwi przez Alfreda Done
1846 - Odróżnienie limfocytów od granulocytów na podstawie wielkości, spostrzeżenie Gullivera
1852 - pierwsze pmiary we krwi wykonane przez Vierord'a
1860,1865,1874 - uznanie płytek jako elementy krwi a nie jako artefakty
1874 - Próby liczenia krwinek białych przy użyciu hematocytometru wykonywane przez Malassez'a
1879 - Wykorzystanie barwników anilinowych do barwienia krwinek białych, prace Pawła Ehrlicha
1882 - powiązanie płytek krwi z krzepnięciem
1890 - zaobserwowanie retikulocytów przez Pawła Ehrlicha
1902 - Wprowadzenie do barwienia rozmazów krwi barwników May'a i Giemzy, opracowania Pappenheima z 1912 roku
1904 - pierwsze wzmianki o wzorze odsetkowym krwinek białych, Arneth. Prace "pełniejsze" w wykonaniu Schilinga w 1912 roku
1906 - ustalenie pochodzenia płytek we krwi
1929 - Wyznaczenie frakcji komórkowych krwi (PCV) z użyciem wirówi i rurki szklanej, wykonane przez Wintrobe'a
1934-1953 - proste metody oznaczania ilościowego parametrów krwi. Wykorzystanie metod fotoelektrycznych (Moldavan 1934), optyczno-turbidymetryczne (Around 1945), pomiar światła rozproszonego (Langecranz 1950 i Hodkinson 1953)
1956 - Konduktometryczny pomiar objętości komórek opracowany przez Coulter'a
1957 - wprowadzenie pierwszego licznika komórek do laboratorium klinicznego
1965 - pierwszy automat liczący więcej jak jeden parametr krwi z wydajnością 30 oznaczeń/h (SMA 4A 7A Tehnikon)
1975 - automatyczne różnicowanie krwinek białych w oparciu o metodę cytochemiczną ( Hemalog D Technicon)
1975 - 1997 - doskonalenie technik różnicowania krwinek białych, subpopulacji krwinek czerwonych, automatyczne oznaczanie retykulocytów, nowe wskażniki hematologiczne (zastosowanie kilku technik pomiarowych jednocześnie w analizatorach Coulter, Technicon, Abbott, TOA Sysmex, ABX, Contraves AVL, Swelab, Medonic, Seac i innych)
1981 - pierwszy wieloparametrowy analizator hematologiczny wykorzystujący technikę laserową i cytoenzymatyczną - H 6000 Technicon

1983 - automatyczne 3-częściowe analizowanie krwinek białych ( Coulter S Plus IV, metoda konduktometryczna)
1986 - badanie subpopulacji lmfocytów przy użyciu analizatora hematologicznego i przeciwciał monoklonalnych CD4 i CD8, H1 Technicon
1996 - automatyczny ilościowy pomiar erytroblastów we krwi obwodowej i w szpiku, Abbott Cell-Dyn 4000
przyszłość - immunofenotypowe różnicowanie komórek przy użyciu analizatora hematologicznego

Pomiary metodami optycznymi

Główne metody optyczne stosowane w AH to niefluorescencyjna i fluorescencyjna cytometria przepływowa, analiza obrazu preparatów hematologicznych (żadkie), zastosowanie enzymu granulocytów - peroksydazy z pomiarem absorbancji, pomiary absorbancji pochodnych Hb.
Cytometria przepływowa bazuje na zjawisku rozpraszania światła laserowego przez komórki oraz ich struktury i/lub zjawisku fluorescencji barwników zwiazanych z przeciwciałami. W przypadku zastosowania przeciwcial monoklonalnych sprzęgnietych z fluorochromem światło lasera o ściśle określonej długości fali wzbudza konkretny fluorochrom sprzęgnięty z przeciwciałem przyłączonym do swoistych sobie białek komórki. Stosując kilka długości fal i kilka przeciwciał monoklonalnych z fluorochomami (sondy) można jednocześnie dokonywać analizy obecności oraz rozmieszczenia konkretnych struktur komórki. Elementy optoelektroniczne dokonują transformację fal świetlnych na wartości potencjału, którego wielkość jest wprost proporcjionalna do intensywności fluorescencji (i gęstości struktur). Inne elementy optoelektroniczne rejestrują światło rozproszone (światło lasera, nie fluorescencję) pod różnymi kątami pozwalając na jednoczesną analizę wielkości struktur oraz ich strukturę (dochodzą tu zjawiska zalamania sie i odbicia światła które w przypadku małych kątów - 0-10 stopni są marginalne a pod większymi - 90 stopni grają dużą rolę). rejestruje się również światło rozproszone pod kątem 90 stopni i o zmienionej polaryzacji w stosunku do pierwotnej polaryzacji światła lasera - 90 D (analiza powieszchni struktur). Jest to technika MAPSS(TM) - Multi Angle Polarized Scatter Separation.
Cytometr operujący fuorochromami zazwyczaj jednocześnie wyposażony jest komponenty techniki MAPSS(TM). Cytometr rejestrujący tylko światło rozproszone nie jest zdolny do pracy z fluorochromami (inna konstrukcja, mniejsze możliwości, inne zastosowanie oraz niższy koszt eksploatacji). W AH powszechnie stosuje się technikę pomiaru światła rozproszonego. Technika fluorescencji jest mniej powszechna - stosowana do różnicowania komórek na bazie ich immunofenotypu.
Sygnał z detektora rejestrującego fluorescencję jest prosty do interpretacji - obecność fluorescencji świadczy o obecności na komórce konkretnego białka
(markery CD - Cluster Differential).
Uznaje się, że sygnały pochodzące z detektorów rejestrujących światło rozproszone pod różnym kątem są źródłem informacji o:
- 0 stopni - wielkość komórki
- 7-10 stopni - zlożoność komórki
- 90 stopni - budowa jądra komórkowego
- 90 D - budowa i gestość ziarnistości cytoplazmatycznych

Element, dzięki któremu możliwe jest analizowanie pojedynczych komórek współpracuje z elementami optyki laserowej oraz zespołem detektorów. Próbka rozcieńczonej krwi trafia do komory przepływowej przez rurkę, która wprowadza ją w strumień odczynnika osłaniającego, którego prędkość przepływu jest większa niż próbki. Laminarny przepływ obu cieczy sprawia, że nie mieszają się one ze sobą a odczynnik osłonowy w komorze przepływowej formuje strumień próbki w postać cienkiej (30um) wiązki. Geometria komory przepływowej, dynamika przepływu odczynnika osłonowego i zjawisko przepływu laminarnego sprawiają, że komórki w strumieniu rozcieńczonej próbki układają się jedna za drugą (ogniskowanie hydrodynamiczne) a prędkość przepływu jest odpowiednia do poprawnej pracy układów detekcji. Komórki są kolejno analizowane przez wiązkę lasera helowo-neonowego (632.8nm, 5mW) o średnicy 80um oraz o bardzo stabilnej intensywności światła. Rozproszone na strukturach pojedynczej komórki światło lasera analizują elementy optoelektroniczne pod różnymi kątami (MAPSS-(TM)):

Techniką MAPSS(TM) bada się leukocyty, populacje erytrocytów (retikulocyty - po inkubacji z barwnikiem, który ukazuje ziarnistość złożoną z RNA). Badanie komórek tą techniką pozwala nie tylko na stwierdzenie "jest-nie ma" ale również na pomiary ilościowe. Tak jest w przypadku retikulocytów, które w różnych stadiach dojrzałości posiadają różną zawartość ziarnistości RNA. Poszczególne stadia mogą być rozdzielane a wynik podany w postaci ilościowej.
Sygnały z elementów optoelektronicznych przekazują sygnały elektryczne do dalszej obróbki. Komputer wraz z oprogramowaniem decyduje czy dany sygnał pochodzący z konkretnego detektora zostanie zakwalifikowany do dalszej analizy czy nie. Wyniki podawane są w postaci wykresów gęstości (skupienia) - skategramy danej populacji komórek w funkcji sygnału z detektora. Algorytmy programowe rozdzielają wykresy gęstości na poszczególne populacje komórek:

Aby dokonywać pomiarów ilości różnych komórek i przedstawiać wynik w postaci x/uL (wartość bezwzględna) wymagane jest precyzyjne dozowanie rozcieńczonej próbki krwi do układu analizatora. Odmierzanie ściśle określonej objętości cieczy zajmuje się pompa z detektorem obętości. Ścianki rurki szklanej wyposażone są w fotrodetektory, które rejestrują poziom cieczy w rurce. Odmierzanie objętości odbywa sie pomiędzy "górnym" detektorem ( menisk opadającej cieczy odsłania żródło światła dla detektora) a osiągnięciem przez menisk dolnego detektora:

Metoda wykorzystująca aktywność peroksydazy polega na pomiarze absorpcji światła. Światło jest absorbowane przez zmodyfikowany enzymem substrat, który dodany jest do próbki. Jednocześnie analizie podlega wielkość (objętość) komórek:

Niektóre typy urządzeń dokonują analizy krwinek białych w trybie 3D - objętość komórek, pomiar konduktometryczny prądem o niskiej i wysokiej częstotliwości oraz rozproszenie światła. Inne firmy korzystają z techniki, w której krwinki białe podlegają wstępnemu przygotowaniu z odczynnikami chemicznymi. Dochodzi do zjawiska określonego jako "specyficzna liza chemiczna". Mierzy się objętość nie zmienionych komórek oraz absorbancję. Dodatkowo przeprowadza się analizę złożoności oraz rozmiarów komórek. W ten sposób określa się ilość NEU, EOZ, MON, LYM. Istnieją metody badające zawartość DNA komórkowego oraz objetości komórek. Z tych danych wykreślany jest cytogram, na którym program rozdziela poszczególne populacje komórek (NEU, EOS, BASO, LYM, MONO, NRBC, komórki martwe).
Istnieją analizatory, które "przymierzają się" do analizy szpiku kostnego. Najnowsze produkty firm analizują szpik pod kątem przynależności komórek do danego układu (czerwono- i białokrwinkowy, limfocyty, monocyty, blasty). Nie analizują komórek patologicznych, megakariocytów, plazmocytów. Cenne jest szybkie wyznaczenie stosunku granulopoezy do erytropoezy. Dużym utrudnieniem jest obecność komórek w grudkach i niemożność standaryzacji przygotowania szpiku do automatycznej analizy. Należy mocno podkreślić, że błąd przedlaboratoryjny i jego eliminowanie poprzez standaryzację pobierania i przygotowania materiału do wszelkich badań ma olbrzymie znaczenie dla wiarygodności wyniku.
Do wyników analizy szpiku przez AH należy podchodzić z dużą rezerwą, nic jak na razie nie jest w stanie zastąpić badania mikroskopowego - cytologicznego szpiku jak i badań bardziej specjalistycznych takich jak trepanobiopsja.
Zaznacza się możliwość analizy przez AH płynów z jam ciała i płynu mózgowo-rdzeniowego (PMR). Problem stanowią płyny nowotworowe, płyny z bardzo małą cytozą oraz z dużym stężeniem białka (fibrynogenu) czy mukopolisacharydów.

Niezależnie od konstrukcji całości systemu pomiarowo-analitycznego, w przypadku wykrycia rozbieżności w wyniku końcowym jak i w wynikach cząstkowych (WIC,WOC itp) algorytm programu analizuje dostępne dane i przedstawia najbardziej prawdopodobny wynik oraz zaznacza na wyniku istnienie odchyłek w postaci "flag". Rozdział komórek odbywa się na zasadzie wielu porównań i analiz skategramów oraz wyników czastkowych takich jak WIC/WOC/PLTi/PLTo itd.

Pomiar wartości Hb odbywa się spektrofotometrycznie po lizie erytrocytów i uwolnieniu z nich hemoglobiny. Hb jest mierzona zmodyfikowaną metodą cjanmethemoglobinową przy długości fali 540 nm. Pomiar odbywa się 5 krotnie z odrzuceniem wyników skrajnych i wyliczeniem średniej z 3 pozostałych wyników. Metoda cjanmethemoglobinowa polega na przeprowadzeniu HB w pochodną o trwałym zabarwieniu przy urzyciu 6-cyjanożelazianu potasowego oraz cyjanku potasowego (odczynnik Drabkina). Metoda zmodyfikowana w AH nie wykorzystuje silnie trującego cyjanku potasu. Hematokryt obliczany jest ze wzoru HCT=(RBC x MCV)/10, MCV i RBC są wartościami zmierzonymi.

Pomiary metodami elektrycznymi
(kanał impedancyjny, pomiar konduktometryczny)

Metoda impedancyjna wprowadzona przez Coultera w 1956 roku polega na zjawisku wzrostu prądu przepływającego przez komorę z elektrodami gdy w cieczy wypełniającej komorę znajdują się komórki. Przewodnictwo roztworu (cieczy) zmienia się proporcjonalnie do ilości komórek oraz ich objętości. Przez aperturę o wymiarach 100x77um komórki przechodzą pojedynczo. Jest to istotne gdyż przejście więcej jak jednej komórki przez strefę pomiarową daje przekłamania w postaci detekcji jednego silnego impulsu zamiast dwóch lub więcej pojedynczych. Zjawisko to nosi nazwę koincydencji (łączenie się zdarzeń). Unika się go poprzez rozcieńczenie krwi (1:301). Rozcieńczając krew unika się też większych interferencji od leukocytów. przy pomiarach krwinek czerwonych. Przy pomiarach krwinek białych stosuje się odczynnik dokonujący lizy erytrocytów. Stosuje się też odczynniki, które obkurczają błonę mórkową granulocytów na ich jądrze. Zliczane są więc jądra co pozwala ustalić pewien próg detekcji eliminujący artefakty. Często erytrocyty i płytki krwi mierzone są razem przez aperturę o wymiarach 60x70 um. Impuls o większej amplitudzie reprezentuje krwinkę czerwoną a niższej - płytkę krwi. Algorytm programu analizatora dokonuje obróbki sygnałów pod katem statystycznym i poprawek uwzględniających zjawiska "przeszkadzające" wynikające z niedoskonałości techniki (efekt recyrkulacji i koincydencji). Dla rozszeżenia możliwości stosuje się pomiary napięciem o niskiej i wysokiej częstotliwości.

Metoda mikroskopowa

 

W wielu przypadkach metoda mikroskopowa jest metodą referencyjną (retikulocyty, wzór odsetkowy krwinek białych, mielogram). Rozmaz krwi obwodowej barwiony metodą Pappenheima jest niezastąpionym źródłem informacji w przypadku "flag" w wyniku analizatora hematologicznego oraz wyników nieprawidłowych czy nierealnych. Morfologia komórek pod powiększeniem immersyjnym (100x obiektyw) jest w wielu przypadkach jeśli nie decydująca to bardzo cenna diagnostycznie. Preparat winien być oglądany obiektywem 100x z wykorzystaniem właściwej dla niego immersji (gliceryna, olej, woda). Przy liczeniu wzoru odsetkowego preparat należy oglądać ruchem meandrowym, na wysokości 3/4 preparatu. Istotne jest to, że w różnych miejscach preparatu lokują się różne komórki w różnych ilościach - np. monocyty. Zakładając, że wzór liczy się obserwując 100 lub 200 komórek (przy leukocytopenii 50 czy nawet 25) za każdym razem uzyskać można dość odmienne wyniki. Po za tym do efektywnego przeglądania wielu preparatów potrzebne jest wprawne oko i obyte nie tylko z komórkami występującymi w fizjologii. AH wykonując badanie krwinek białych dokonuje analizy od kilku do kilkunastu tysięcy komórek. Na tak dużej populacji możliwość popełnienia grubszego błędu jest mniejsza pod warunkiem że komórki są prawidłowo rozpoznawane a wynik właściwie interpretowany.
Liczbę retikulocytów mikroskopowo określa się wykonując preparat barwiony zielenią Janusa, bromkiem etydyny, błękit brylantowy krezylu, błękit siarczanu Nilu, NMB - New Methylene Blue (w AH). Stosując na okular mikroskopu przesłonę Millera zlicza się retikulocyty na 1000 zaobserwowanych erytrocytów. W AH wybarwione ziarnistości RNA wywołują w technologii MAPSS zjawisko rozproszenia światła.

Zasadniczą różnicą pomiędzy metodami mikroskopowymi a automatycznymi (AH) jest liczba analizowanych komórek, możliwość statystycznego opracowania wyników w AH oraz ilość możliwych do wykonania badań w jednostce czasu. Wadą AH jest ich niedoskonałość w rozpoznawaniu nietypowych komórek.

Powrót do początku

Skróty

WBC - liczba krwinek białych
WIC - liczba krwinek białych zmierzona metodą impedancyjną
WOC - liczba krwinek białych zmierzona metodą optyczną
NEU - liczba lub odsetek neutrofili
SEG - liczba lub odsetek neutrofili z jądrem segmentowanym
BAND - liczba lub odsetek neutrofili z jądrem pałeczkowatym
IG - liczba lub odsetek młodych form granulocytów
EOS - liczba lub odsetek granulocytów kwasochłonnych (eozynofili)
BASO - liczba lub odsetek granulocytów zasadochłonnych (bazofili)
MONO - liczba lub odsetek monocytów
LYM - liczba lub odsetek limfocytów
MID - liczba lub odsetek komórek o objętości pomiędzy neutrofilami (NEU) a limfocytami (LYM)
VAR LYM - liczba lub odsetek odmiennych limfocytów
BLAST - liczba lub odsetek komórek blastycznych
LUC - duże komórki peroksydazo-ujemne
WVF - wskaźnik żywych krwinek białych
3-diff oraz 5-diff - metody pozwalające różnicować krwinki białe na 3 i na 5 grup

PLT - liczba płytek krwi
PLTi - liczba płytek krwi określona metodą impedancyjną
PLTo - liczba płytek krwi określona metodą optyczną
MPV - średnia objętość płytek krwi
PCT - trombokryt (analogia z hematokrytem)
PDW - wskaźnik zróżnicowania objętości płytek krwi
LP - liczba lub odsetek dużych płytek o objętości powyżej 20 fL
P-LCR - wskaźnik płytkowy dużych komórek o objętości powyżej 15 fL

RBC - liczba krwinek czerwonych
RBCi - liczba krwinek czerwonych określona metodą impedancyjną
RBCo - liczba krwinek czerwonych określona metodą optyczną
HGB - stężenie hemoglobiny we krwi
HCT - hematokryt
PCV - łączna objętość elementów morfotycznych krwi
MCV - średnia objętość krwinek czerwonych
MCH - średnia masa hemoglobiny w krwince czerwonej
MCHC - średnie stężenie hemoglobiny w krwince czerwonej
RDW - wskaźnik zróżnicowania objętości krwinek czerwonych (anizocytoza)
RETC - liczba lub odsetek retikulocytów
IRF - frakcja niedojrzałych retikulocytów
NRBC - bezwzględna liczba erytroblastów/erytroblasty
RRBC - oporne na lizę krwinki czerwone

Kilka słów na temat statystyki i wiarygodności pomiarów

 

Analiza statystyczna wyników jest konieczna z wielu względów. Przy ustalaniu norm dla populacji np. miasta, zakładu produkcyjnego, dzieci w określonym przedziale wiekowym na danym terenie itd. należy zbierać wyniki i opracować je testami statystycznymi (rozkład normalny, średnia, odchylenie standardowe, przedział wartości populacji itd). Aby wykonywać jakiekolwiek badania należy być pewnym, że przyrząd pomiarowy daje wiarygodne wyniki. Sprzęt sprawdzany jest wzorcami oraz kalibrowany przez szereg wielkości o znanej wartości ale o różnych wartościach. Co dzień wykonywana jest seria oznaczeń kontrolnych mająca na celu sprawdzenie takich parametrów jak odtwarzalność w czasie wyników pomiarów tej samej wielkości. Do kontroli laboratoryjnej i międzylaboratoryjnej stosowane są w seriach rutynowych oznaczeń dodatkowe (nie zaznaczone) próbki o ściśle określonej wartości badanego parametru. Prawidłowe wyniki z tego typu oznaczeń są istotną częścią procedury akredytacji laboratorium. Istotne jest znajdowanie przyczyn błędów w oznaczeniach. Stosowanie wzorców i kontroli pozwala na uchwycenie źródła błędu. Istnieją błędy przedlaboratoryjne, laboratoryjne i po za laboratoryjne. Błąd przedlaboratoryjny nie zależy od jakości urządzeń pomiarowych lecz od jakości wyszkolenia personelu oraz standaryzacji (i staranności wykonywania zaleceń) pobierania, przechowywania i przygotowania materiału do badań. Przeprowadzane w USA badania wykazały, że korelacja wyników w sytuacji obecności słabo lub w ogóle przeszkolonego personelu (*) wynosiła 0.8. Korelacja wyniów po przeszkoleniu personelu wyniosła 0.98. Błąd przedlaboratoryjny związany jest z bardzo wieloma zjawiskami fizjologicznymi takimi jak: rytmy dobowe, sezonowe, fizjiologiczne (ciąża, cykl miesięczny), również przyjmowane leki (wpływ analityczny - interakcje z odczynnikami lub techniką pomiaru, wpływ biologiczny - zmiany parametrów in vivo), stan organizmu (wysiłek, spoczynek, pozycja ciała przy pobieraniu materiału - głównie krew, okres po posiłku lub na czczo, rodzaj i obfitość pokarmów w diecie, używki, nawyki żywieniowe, wzajemny wpływ parametrów biochemicznych i innych na siebie), hemoliza, wiek, płeć. Wiele z tych przyczyn błędu można eliminować odpowiednio informując badanego i przygotowywując go do badania. Błąd analityczny czyli laboratoryjny: omyłki - grube błędy, błąd systematyczny, błędy przypadkowe wpływające ujemnie na precyzję (patrz niżej). Błąd systematyczny zazwyczaj ukierunkowany jest w jedną stronę (tylko zawyża lub zaniża) i wpływa na dokładność.
W codziennych badaniach istotne jest to aby być pewnym, że wynik uzyskany jest prawdziwie powyżej lub poniżej normy czy też nie jest fałszywie zgodny z normą. Istnieje szereg reguł, które pozwalają na wyznaczenie pewności takiego wyniku (jesteśmy pewni, że wynik odzwierciedla naprawdę to co jest w próbce + dopuszczalny błąd). Ułatwia to znacznie prowadzenie karty kontroli, na której zaznacza się: oś X - czas, oś Y - wartości w przedziale 4 odchyleń standardowych. Pole ufności to +-2 odchylenia standardowe. System kontroli ma za zadanie jak najszybsze wykrycie błędu z uniknięciem informacji fałszywych. Im czulszy jest system tym więcej będzie fałszywych alarmów. Z kolei rozszerzając pole ufności spadnie wykrywalność faktycznych błędów. Stosując zakres zaproponowany przez Westgarda (2 odchylenia standartowe) duże laboratorium zostało by sparaliżowane. Stosuje się więc algorytm (w postaci dodatku do oprogramowania urządzeń):

2s - wynik jest w przedziale średnia +- 2 odchylenia standartowe
3s - wynik jest w przedziale średnia +- 3 odchylenia standartowe
2 2s - poprzednia próba kontrolna zawierała się w przedziale średnia +- 2 odchylenia standartowe
R4s - rozrzut pomiędzy poszczególnymi wynikami jest w zakresie 4 odchyleń standardowych
4 1-2s - cztery poprzednie wyniki zlokalizowane po tej samej stronie średniej i w przedziale 1-2 odchyleń standardowych
10x - dziesięć wyników po tej samej stronie średniej
Algorytm ten można stosować prowadząc osobną "papierową" kartę kontroli. Dyskwalifikacja oznacza konieczność kalibracji uradzenia ew. wizyty serwisu w przypadku uszkodzeń.

 

 

dobra precyzja, dobra dokładność	dobra precyzja, zła dokładność (wpływ błędu systematycznego)	zła precyzja, zła dokładność (wpływ błędu przypadkowego)

 

Podstawowe wzory statystyczne:

Wzór na obliczenie wartości średniej


Wzór na obliczenie odchylenia standartowego


Wzór na obliczenie współczynnika zmienności

Wzór na obliczenie błędu bezwzględnego: BB=Xwzorca-Xbadane



Wzór na obliczenie błędu względnego

Powrót do początku

Wartości referencyjne

 

Układ białokrwinkowy (WARTOŚCI BEZWZGLĘDNE x10⁹ /L):

Wiek	WBC	NEU	LYM	MONO	EOS	BASO
noworodek	9-30	2,6-20	1,5-11,8	0,1-1	0,0-1,4	0-0,3
7 dni	8-24	2,1-10	1,2-12,4	0,2-1,8	0,2-1,9	0-0,3
1-5 lat	6-17,5	1,5-7	2,5-8,5	0,2-1,3	0,1-1,2	0-0,2
5-10 lat	5-14,5	1,8-7,7	1,7-5,5	0,2-1,3	0,1-1	0-0,2
10-18 lat	4,5-13,5	1,5-6	1,5-4	0,2-1,3	0,1-0,8	0-0,2
> 18 lat	4-10	2,5-6,5	1-3,5	0,2-1	0,1-0,5	0-0,1

Układ białokrwinkowy (WARTOŚCI PROCENTOWE WZORU ODSETKOWEGO):

Badany parametr	metoda 5 diff	mikroskop i rozmaz
LYM (%)	17,4-44,3	20-25
MONO (%)	3,1-8,7	2-8
NEU (%)	48,7-70,1	47-70
SEG (%)	46,3-65,3	45-65
BAND (%)	0,2-5,7	2-6
EOS (%)	0,3-5,4	0-5
BASO (%)	0,2-1,2	0-1

Prawidłowy mielogram:

Rodzaj komórek	Zakres %
Układ czerwonokrwinkowy
Proerytroblasty	0,5-5
Erytroblasty:
zasadochłonne	1,0-3,0
polichromatofilne	2,0-20,0
kwasochłonne	2,0-10,0
Układ białokrwinkowy
Mieloblasty	0,1-3,5
Promielocyty	0,5-5
Mielocyty:
obojętnochłonne	5-20
kwasochłonne	0,1-3
zasadochłonne	0-0,5
Metamielocyty:
obojętnochłonne	8-25
kwasochłonne	0-2
zasadochłonne	0-0,1
Granulocyty pałeczkowate:
obojętnochłonne	10-30
kwasochłonne	0,4-3
zasadochłonne	0-0,1
Granulocyty segmentowane:
obojętnochłonne	11-30
kwasochłonne	0,2-3
zasadochłonne	0-0,5
Układ chłonny
Limfocyty	5-20
Plazmocyty	0-3,5
Układ siateczkowo-śródbłonkowy
Monocyty	0-2,5
Komórki siateczki właściwej	0-1,5
Układ płytkotwórczy
Megakariocyty	0,1-0,5

Układ czerwonokrwinkowy a białokrwinkowy jest jak 1:3 do 1:4

Krwinki czerwone, hemoglobina, retikulocyty, płytki krwi:

Liczba Eres u:	średnie lub zakres wartości prawidłowych
kobiety x10^12 /L (1uL)	4,4 (4 400 000); 3,9-5,6
mężczyźni x10^12 /L (1uL)	5,15 (5 150 000); 4,5-6,0
MCV fL (um^3 )	80-95
MCH fmol (pg)	1,8-2,2 (27-32)
MCHC mmol (%)	20-21 (32-34)
grubość w um	1,7-2,5
średnica w um	6,0-9,0
Hb kobiety mmol/L (g/100mL)	8,6 (13,8)
Hb mężczyźni mmol/L (g/100mL)	9,6 (15,5)
HCT kobiety %	36-48
HCT mężczyźni %	40-52
retikulocyty %	0,003-0,015
PLT - płytki krwi x10^9 /L (1uL)	150-300 (150 000-300 000)
MPW fL	8,8-12
PDW fL (%)	6,1-11 (42-59)
PCT %	0,14-0,36
LP x1000/uL (%)	2-18 (0,2-6)
P-LCR %	6-24
PLT-HISTOGRAM fL	1,5-35

 

Powrót do początku

(*) - w USA parę lat temu wdrożono projekt wykonywania analiz lekarskich na miejscu w gabinecie lekarskim z wykorzystaniem małych, prostych w obsłudze i mocno zaawansowanych technologicznie analizatorów biochemicznych. Wykonanie badania w takim układzie jest szybkie i nie wymaga (pozornie) udziału przeszkolonego personelu. Niska wiarygodność (złe wyniki) były spowodowane obecnością błędu przedlaboratoryjnego.

Stronę wykonano na podstawie materiałów technicznych Abbott Cel Dyn 3700, publikacji "Krwinki białe - automatyczna analiza, trudności, kontrowersje", "Pytki krwi", "Retikulocyty - znaczenie diagnostyczno-kliniczne wskaźników uzyskiwanych przy użyciu analizatorów hematologicznych" autorstwa dr. Romana Pińkowskiego, "Hematologia kliniczna w zarysie" pod redakcją prof. Tadeusza Robaka oraz materiałów własnych. MAPSS(TM) jest technologią firmy Abbott(TM).
Ostatnia modyfikacja: lipiec 27, 2001.