Postępy Biochemii 58 (3) 2012
265
Sylwester Głowacki
*
Janusz Błasiak
Katedra Genetyki Molekularnej, Uniwersytet
Łódzki, Łódź
*
Katedra Genetyki Molekularnej, Uniwersytet
Łódzki, ul. Pomorska 141/143, 90-236 Łódź;
e-mail: sylwester.glowacki@me.com
Artykuł otrzymano 6 marca 2012 r.
Artykuł zaakceptowano 14 kwietnia 2012 r.
Słowa kluczowe: mitochondria, uszkodzenia
mitochondrialnego DNA, naprawa mitochon-
drialnego DNA, starzenie, choroby mitochon-
drialne
Wykaz skrótów: BER — naprawa DNA przez
wycinanie zasad; DR — naprawa uszkodzeń
DNA przez bezpośrednią rewersję; HRR — na-
prawa DNA przez rekombinację homologicz-
ną; MMR — naprawa błędnego sparowania
zasad w DNA; mtDNA — mitochondrialny
DNA; nDNA — jądrowy DNA; pz — (liczba)
par zasad; ROS — reaktywne formy tlenu,
TFAM — mitochondrialny czynnik transkryp-
cyjny A
Mutageneza mitochondrialnego DNA
STRESZCZENIE
R
ola mitochondriów w rozwoju chorób i w przebiegu procesów starzenia jest przedmio-
tem badań od kilku dziesięcioleci. Organelle te zawierają własny DNA (mtDNA), który
koduje między innymi szereg białek oddychania tlenowego. Mutageneza mtDNA prowadzi
do zmian, które zaburzają funkcjonowanie tych białek, co może być przyczyną rozwoju po-
ważnych schorzeń. Ponadto akumulacja uszkodzeń mtDNA wydaje się być powiązana z pro-
cesami starzenia. Mitochondrialny DNA, podobnie jak jego jądrowy odpowiednik, jest po-
datny na działanie związków chemicznych i czynników fizycznych, w tym promieniowania
jonizującego i UV. Aktywność łańcucha oddechowego stwarza szczególne ryzyko ekspozycji
na reaktywne formy tlenu. Wpływ na akumulację uszkodzeń mają także procesy naprawy
zachodzące w mtDNA. Nie wszystkie szlaki naprawy obecne w jądrze komórkowym funk-
cjonują w mitochondriach. Badania genetycznych podstaw chorób mitochondrialnych prze-
prowadza się także z zastosowaniem myszy transmitochondrialnych, transformowanych mi-
tochondriami z określonymi mutacjami. Pozwala to określić zależność między mutacjami w
mitochondrialnym DNA a fenotypem chorobowym.
WPROWADZENIE — GENOMY MITOCHONDRIALNE
Mitochondria to występujące w komórkach większości eukariontów organel-
le pochodzenia endosymbiotycznego, w których zachodzą procesy oddychania
tlenowego. Mitochondria mają własny, różny od jądrowego, DNA, który okre-
śla się mianem genomu mitochondrialnego danego organizmu [1]. Liczba mito-
chondriów w różnych komórkach może być różna. Podobnie liczba kopii mito-
chondrialnego DNA (mtDNA) w obrębie mitochondrium może się zmieniać w
zależności od stanu metabolicznego komórki i wieku. W komórkach brak jest
mechanizmów zapewniających równomierny rozdział mitochondriów w trakcie
cytokinezy, co może prowadzić do nierównomiernego rozdziału mtDNA [2].
Pojedynczy genom mitochondrialny zwierząt jest zamkniętą cząsteczką dwu-
niciowego DNA, określaną czasem jako kolista, co jednak ma znaczenie tylko
symboliczne, gdyż trudno sobie wyobrazić, aby w warunkach fizjologicznych
mtDNA mógł utrzymać kształt kolisty. Ze względu na relacje topologiczne i
termodynamiczne jest to praktycznie niemożliwe. Długość mtDNA jest zróżni-
cowana u różnych grup organizmów, u ssaków zawiera się w przedziale 15-17
tysięcy par zasad (pz) [2]. mtDNA człowieka liczy 16 569 pz, a długość mtDNA
myszy jest zbliżona i wynosi 16 299 [3,4]. Genom mitochondrialny drożdży Sac-
charomyces cerevisiae liczy ponad 20 tysięcy pz [5-7]. Najbardziej zróżnicowane
pod względem wielkości i struktury są genomy mitochondrialne roślin, których
długość może sięgać prawie pół miliona par zasad, jak u Oryza sativa. W prze-
ciwieństwie do zwierząt, których mitochondria zawierają jednakowe cząsteczki
mtDNA, mitochondria roślin zawierają cząsteczki kilku typów mtDNA, które
mogą rekombinować ze sobą [8,9]. Pod wieloma względami mtDNA przypomi-
na bardziej genomy prokariontów, które były ewolucyjnymi przodkami mito-
chondriów, niż genom jądrowy. Genom mitochondrialny człowieka, podobnie
jak genom bakteryjny z wyłączeniem plazmidowego DNA, to jedna cząsteczka
dwuniciowego zamkniętego DNA. Geny w mtDNA człowieka nie zawierają in-
tronów, mają też niewiele innych sekwencji niekodujących [10].
W trakcie ewolucji poszczególnych grup organizmów dochodziło do migracji
niektórych genów mitochondrialnych do genomu jądrowego. U większości or-
ganizmów tRNA używane w syntezie białek mitochondrialnych kodowane są
w mtDNA, ale na przykład u pszenicy, Trypanosoma brucei czy orzęsków więk-
szość mitochondrialnych tRNA kodowana jest przez genom jądrowy [11-13]. Z
kolei gen coxII, kodujący drugą podjednostkę cytochromu c, znajduje się u pra-
wie wszystkich organizmów w mtDNA, ale u kilku roślin z rodziny Fabaceae
występuje w nDNA [14]. U glonu Chlamydomonas zidentyfikowano natomiast
geny jądrowe kodujące podjednostki oksydazy cox II niezależnie, które powsta-
266
www.postepybiochemii.pl
ły prawdopodobnie na drodze podziału genu wchodzącego
pierwotnie w skład genomu mitochondrialnego i jego prze-
niesienia do jądra [15]. Taka transpozycja byłaby możliwa
na przykład w przypadku przeniesienia fragmentu 3’ genu
z mtDNA pod kontrolę promotora w nDNA. Porówna-
nie niektórych właściwości genomów mitochondrialnych
przedstawicieli roślin, grzybów i zwierząt zawiera tabela 1.
Genom mitochondrialny ssaków zawiera geny 12S i 16S
rRNA, 22 geny tRNA oraz 13 genów kodujących białka
kompleksu oksydazy cytochromu c (podjednostki 1, 2 i 3),
cytochromu b, podjednostek 6 i 8 kompleksu ATPazy oraz 2
podjednostek dehydrogenazy NADH (ND1-6 i ND4L) [10].
Porównanie struktury genomów mitochondrialnych przed-
stawicieli grzybów, roślin i zwierząt przedstawione jest na
rycinie 1.
ŹRÓDŁA I RODZAJE USZKODZEŃ
MITOCHONDRIALNEGO DNA
Podobnie jak genom jądrowy mtDNA może być obiek-
tem działania szeregu czynników uszkadzających DNA,
takich jak promieniowanie UV, promieniowanie jonizujące
czy czynniki chemiczne. Ponadto mtDNA jest podatny na
uszkodzenia wywołane czynnikami endogennymi, będący-
mi produktami metabolizmu. Głównym czynnikiem tego
rodzaju są reaktywne formy tlenu (ROS), które powstają w
silnie utleniającym środowisku wewnątrz mitochondriów,
ale mogą być też produktami reakcji wywołanych czynni-
kami egzogennymi [16].
Efektem oddziaływania związków chemicznych z DNA
mogą być addukty, uszkodzenia DNA powstające w wy-
niku utworzenia wiązań kowalencyjnych między DNA i
cząsteczką związku uszkadzającego. Reakcja mtDNA z pro-
duktami peroksydacji kwasów tłuszczowych prowadzi do
indukcji adduktów etenowych [17]. Addukty dietylstilbe-
stronowe, powstające jako produkt reakcji DNA z metaboli-
tami dietylstilbestrolu, formują się z częstotliwością siedem
razy większą w mtDNA niż w nDNA [18]. Z drugiej strony
w badaniach nad oddziaływaniem związków alkilujących
diepoksybutanu i epichlorohydryny na nDNA i mtDNA
nie stwierdzono różnic w liczbie adduktów i wiązań krzy-
żowych w obydwu rodzajach DNA, ale nDNA wykazywał
wyższą reaktywność na epichlorohydrynę [19,20]. Sugeruje
to zróżnicowaną podatność mtDNA na działanie związków
alkilujących.
Egzogenne uszkodzenia mtDNA mogą być konsekwen-
cją genotoksycznych oddziaływań leków. Stwierdzono, że
negatywne efekty uboczne stosowanego w leczeniu cukrzy-
cy troglitazonu, który powoduje u niektórych pacjentów ob-
jawy wskazujące na hepatotoksyczność, wywołane są przez
indukcję apoptozy hepatocytów, przy czym proces ten po-
przedza obserwowalny wzrost liczby uszkodzeń mtDNA.
Zastosowanie neutralizatorów ROS znosi toksyczność leku,
co sugeruje, że w procesie prowadzącym do uszkodzeń
DNA biorą udział ROS [20]. Związki DNA i cisplatyny, leku
stosowanego w chemioterapii różnych nowotworów, są z
kolei przykładem adduktów z DNA. Addukty te zaburzają
proces transkrypcji, co prowadzi w komórkach poddanych
oddziaływaniu cisplatyny do wakuolizacji mitochondriów
i apoptozy [21]. Podobieństwo organizacji mtDNA do nu-
kleoidu bakteryjnego czyni mitochondria organellami po-
tencjalnie wrażliwymi na działanie niektórych czynników
toksycznych dla bakterii. Stwierdzono, że podawaniu an-
tybiotyków z grupy chinolonów towarzyszy akumulacja
uszkodzeń mtDNA, podobnie jak w terapii skierowanej
przeciwko wirusowi HIV-1 [22,23].
Promieniowanie UV wywołuje głównie uszkodzenia w
postaci dimerów pirymidynowych i (6-4) fotoproduktów
pirymidyna-pirymidon (6-4 PP), które akumulują się w
mtDNA w wyższym stopniu niż w nDNA, co wynika z róż-
nic w wydajności naprawy tych uszkodzeń. Stwierdzono,
że ponad 75% uszkodzeń 6-4 PP było usuwanych w nDNA
w ciągu 8 godzin, podczas gdy naprawa w mtDNA była w
tym czasie niewykrywalna [24]. Ponadto niektóre związki
Rycina 1. Porównanie genomów mitochondrialnych zwierząt (na przykładzie Homo sapiens), grzybów (na przykładzie Saccharomyces castellii) i roślin (na przykładzie
Cucurbita pepo). Oznaczenia: rRNA — sekwencje kodujące rybosomowe RNA; tRNA — sekwencje kodujące transportujący RNA; Cyt b – gen cytochromu b; NAD —
sekwencje kodujące podjednostki dehydrogenazy NADH; ATP — sekwencje kodujące podjednostki syntazy ATP; COX — sekwencje kodujące podjednostki oksydazy
cytochromu c; IG — sekwencje kodujące inne białka, IS — sekwencje niekodujące RNA ani białek. Na podstawie: [10, 78,79], zmienione.
Postępy Biochemii 58 (3) 2012
267
chemiczne (na przykład 6-tioguanina) tworzą z mtDNA
addukty łatwo ulegające utlenieniu, a promieniowanie UV
znacząco przyspiesza ten proces. Powstałe w ten sposób
oksydacyjne pochodne zasad mogą zaburzać transkrypcję
DNA i prowadzić do zmian w funkcjonowaniu mitochon-
driów [25].
Promieniowanie rentgenowskie może wpływać z kolei
na stopień superzwinięcia mitochondrialnego DNA, a także
na zwiększenie liczby jego kopii [26]. Podobny efekt wzro-
stu liczby kopii mtDNA zaobserwowano po ekspozycji
na promieniowanie gamma, przy czym towarzyszył temu
przejściowy wzrost aktywności polimerazy DNA γ i spadek
aktywności mitochondrialnego czynnika transkrypcyjne-
go A, TFAM [27]. Zmiany te z jednej strony zabezpieczają
przed ekspresją uszkodzonych kopii mtDNA, gdyż spadek
aktywności TFAM przekłada się na spadek ekspresji genów
kodowanych w mtDNA, z drugiej strony pozwalają powie-
lić nieuszkodzone kopie mtDNA. Wzrost liczby kopii mtD-
NA jest też indukowany przez niskie dawki benzenu [28].
Skutkiem działania promieniowania jonizującego są mię-
dzy innymi jedno- i dwuniciowe pęknięcia DNA, a także ra-
dioliza wody prowadząca do powstawania ROS. Pęknięcia
dwuniciowe prowadzić mogą do zjawiska rekombinacji w
obrębie tej samej jak i różnych cząsteczek mtDNA [29].
REAKTYWNE FORMY TLENU JAKO
ŹRÓDŁO USZKODZEŃ mtDNA
Podstawową funkcją fizjologiczną mitochondriów jest
oddychanie tlenowe i synteza ATP. Podczas oddychania
zredukowane w cyklu Krebsa nukleotydy NADH i FADH
2
są utleniane poprzez transport elektronów przez łańcuch
oddechowy, zaś uwolniona energia zamieniana jest na gra-
dient elektrochemiczny, który jest rezerwuarem energii dla
syntezy ATP. Aktywność łańcucha oddechowego jest źró-
dłem ROS zarówno przy prawidłowym jak i zaburzonym
transporcie elektronów [30] (Ryc. 2).
ROS występujące w komórkach to między innymi rod-
nik ponadtlenkowy (O
2
–
), rodnik hydroksylowy (HO
●
) oraz
nadtlenek wodoru (H
2
O
2
). W warunkach in vitro do 2% tlenu
zużywanego w procesie oddychania ulega przekształceniu
do O
2
–
, który może ulegać dalszym przemianom, między in-
nymi do H
2
O
2
, który z kolei przekształca się w najbardziej
toksyczną ROS, rodnik hydroksylowy (HO
●
) [31, 32]. W wa-
runkach in vivo ilość tlenu przekształcanego w O
2
–
jest jed-
nak prawdopodobnie znacznie mniejsza, co wynika z faktu,
iż badanie in vitro przeprowadzone jest w warunkach, jakie
nie występują in vivo w środowisku mitochondriów, różnią-
cych się dostępem i rodzajem substratów oraz stężeniem O
2
[33]. Główne miejsca powstawania O
2
–
to kompleksy I i III
łańcucha oddechowego. U ssaków kompleks I przyjmuje
elektrony pochodzące z NADH [34]. Izolowany kompleks
I w obecności NADH produkuje O
2
–
i proces ten nasila się
w obecności rotenonu, blokującego transport elektronów
z centrów Fe-S kompleksu I do koenzymu Q [35]. O
2
–
po-
wstaje w reakcji O
2
z zredukowaną formą mononukleotydu
flawinowego (FMNH
2
), zaś ilość zredukowanego FMNH
2
zależy od stosunku NADH/NAD
+
[36]. Działanie rotenonu
może też zwiększać produkcję ROS aż do indukcji apopto-
zy, której towarzyszy fragmentacja mtDNA [37,38].
ROS wywołują uszkodzenia DNA głównie w postaci
oksydacyjnych pochodnych zasad azotowych, w tym 8-hy-
droksyguaniny, glikolu tyminy, czy 5,6-dihydroksycytozy-
ny, a także pęknięć nici DNA, które występują zarówno w
nDNA, jak i mtDNA [39]. Procesem prowadzącym do oksy-
dacyjnych uszkodzeń DNA jest także włączanie utlenio-
nych prekursorów nukleotydów w replikacji DNA. hMTH1
jest białkiem naprawy DNA działającym zarówno w jądrze,
jak i mitochondrium, hydrolizującym utlenione prekursory
Rycina 2. Miejsca produkcji reaktywnych form tlenu w łańcuchu oddechowym. Na rycinie zaznaczono główne elementy łańcucha oddechowego, kierunek transportu
protonów i kierunek przepływu elektronów. Kompleks I i kompleks III to główne miejsca, w których dochodzi do wytwarzania reaktywnych form tleny w postaci O
2
-
.
Na podstawie: [32,33], zmienione.
268
www.postepybiochemii.pl
nukleotydów, zapobiegając ich włączaniu do nowosyntety-
zowanych cząsteczek DNA [40,41].
NAPRAWA MITOCHONDRIALNEGO DNA
W mitochondriach funkcjonują mechanizmy reakcji na
uszkodzenia DNA i obrony przed ich skutkami. Obejmują
one bezpośrednią rewersję uszkodzeń (DR, ang. direct rever-
se), naprawę przez wycinanie zasad (BER, ang. base excision
repair), naprawę błędnego sparowania zasad (MMR, ang.
mismatch repair), naprawę przez rekombinację homologicz-
ną (HRR, ang. homology recombination repair); a także toleran-
cję uszkodzeń poprzez syntezę DNA na uszkodzonej ma-
trycy (ang. translesion synthesis) [16] (Tab. 2).
NAPRAWA PRZEZ WYCINANIE ZASAD
BER w mitochondriach przebiega podobnie jak w jądrze
komórkowym. Pierwszy etap polega na usunięciu uszko-
dzonej zasady przez glikozylazę DNA. Powstałe miejsce
apurynowe lub apirymidynowe (AP) nacinane jest przez
endonukleazy AP [40]. Dalsze procesy naprawcze mogą
zachodzić na dwa różne sposoby. W naprawie z syntezą
krótkich odcinków (SP) dochodzi do wstawienia pojedyn-
czego nowego nukleotydu. W naprawie z syntezą długich
odcinków (LP) wstawiona zostaje dłuższa sekwencja, syn-
tetyzowana od miejsca AP, której elongacja prowadzi do
uwolnienia fragmentu starej nici (flap DNA). Pierwotnie
sądzono, że BER w mitochondriach ograniczony jest do
pierwszego typu, jednakże wyniki niedawno wykonanych
badań sugerują aktywność LP BER w mitochondriach ssa-
ków, albowiem w organellach tych stwierdzono obecność
fragmentów DNA pochodzących z syntezy naprawczej
[41-43]. Zaobserwowano także zdolność mitochondriów do
naprawy uszkodzeń będących specyficznymi substratami
dla LP BER. Przykładem takiego uszkodzenia jest 2-deok-
syrybonolakton (dL), który kowalencyjne wiąże polimerazę
DNA γ blokując w ten spo-
sób SP BER. Pomimo to dL
był usuwany z mtDNA przy
udziale endonukleazy FEN1,
kluczowego białka szlaku LP
BER [44].
Najważniejszym uszko-
dzeniem
naprawianym
przez BER jest 8-oksoguani-
na (8-oksoG). Glikozylazą
inicjującą naprawę tego uszkodzenia u ssaków jest OGG1,
której pre-mRNA ulega alternatywnemu składaniu, da-
jąc kilka różnych mRNA, z których jeden koduje izoformę
funkcjonującą w mitochondriach. Naprawa 8-oksoG nie za-
chodzi w warunkach in vitro w ekstraktach mitochondrial-
nych myszy pozbawionych funkcjonalnej kopi genu ogg1.
Zarazem u myszy tych obserwuje się zwiększoną częstotli-
wość występowania 8-oksoG w mtDNA, ale nie w nDNA
[45]. Sugeruje to, że w jądrze komórkowym aktywne są
alternatywne szlaki naprawy tych uszkodzeń nieobecne w
mitochondriach.
W szlaku BER z DNA usuwany jest także uracyl, najczę-
ściej pojawiający się w wyniku deaminacji reszty cytozyny.
U ssaków występują dwie glikozylazy DNA uracylu kodo-
wane przez jeden gen, mający dwa promotory i podlega-
jący alternatywnemu składaniu, które występują w jądrze
komórkowym i mitochondrium [46]. U drożdży aktywna
jest taka sama forma enzymu w obu organellach [47]. Przy-
kładem innych uszkodzeń naprawianych przez BER są al-
kilowane zasady, wycinane przez glikozylazę DNA N-me-
tylopuryny (MPG), której jak dotąd nie zidentyfikowano w
mitochondriach. Stwierdzono jednak, że uszkodzenia będą-
ce substratem MPG są naprawiane w mtDNA [48].
INNE SZLAKI NAPRAWY MITOCHONDRIALNEGO DNA
W mitochondriach człowieka stwierdzono funkcjonowa-
nie szlaku naprawy MMR niezależnego od szlaku jądrowe-
go i wykorzystującego aktywność czynnika naprawczego
YB-1, który pełni prawdopodobnie funkcję rozpoznawania
i/lub wiązania się z miejscem uszkodzenia [49]. Z kolei w
przypadku naprawy mtDNA drożdży potwierdzono ak-
tywność białka Msh1 będącego homologiem bakteryjnego
czynnika MutS, aktywnego w MMR prokariontów [50].
Pęknięcia
dwuniciowe
mtDNA są naprawiane w
szlaku HRR. Stwierdzono,
że jedno z głównych białek
odgrywających
kluczowe
role w HRR zachodzącej
w jądrze komórkowym,
Rad51, występuje też w mi-
tochondriach.
Stwierdzo-
no także, że w warunkach
stresu poziom tego białka
w mitochondriach, wraz z
poziomem innych białek
powiązanych z HRR, na
przykład Xrcc3, wzrasta. Za-
Tabela 1. Porównanie wybranych cech mtDNA przedstawicieli zwierząt, grzybów i roślin (na podstawie [10,78,79]).
Cecha
Homo sapiens
Sachcharomyces castellii
Cucurbita pepo
Wielkość [pz]
16 569
25 753
982 833
Geny podjednostek dehydrogenazy NADH Obecne
Brak
Obecne
Introny
Brak
Obecne
Obecne
Sekwencje powtórzone
Brak
Obecne
Obecne
Tabela 2. Porównanie występowania poszczególnych szlaków naprawy DNA w jądrze komórkowym i mitochondriach (na
podstawie: [16]).
Szlak naprawy
Rodzaje szlaków, obecność w mitochondriach (mt) i jądrze (n)
Naprawa błędnego sparowania zasad
(mt/n)
Naprawa przez wycinanie zasad
naprawa krótkich odcinków (mt/n);
naprawa długich odcinków (mt/n)
Naprawa pęknięć dwuniciowych
niehomologiczne łączenie końców (n); naprawa
przez rekombinację homologiczną (mt/n)
Naprawa przez wycinanie nukleotydów (mt)
Bezpośrednia rewersja uszkodzenia
(mt/n)
Tolerancja uszkodzeń
zmiana matrycy (n), synteza pomimo
uszkodzenia matrycy (mt/n)
Postępy Biochemii 58 (3) 2012
269
blokowanie ekspresji genów kodujących białka Rad51,
Xrcc3 i Rad51C prowadzi do spadku liczby kopii mtDNA
[51]. Ponadto, u roślin wykryto mechanizmy rekombinacji
mtDNA, która zachodzi pomiędzy poszczególnymi seg-
mentami genomu mitochondrialnego [9]. U mchu Physcomi-
trella patens zidentyfikowano z kolei homolog bakteryjnego
białka RecA biorący udział w naprawie mtDNA [52]. Choć
wymienione odkrycia pozwalają przypuszczać, że HRR jest
obecna w mitochondriach, zakres w jakim zjawisko to za-
chodzi u poszczególnych grup taksonomicznych oraz jego
udział w globalnej reakcji mitochondriów na uszkodzenia
DNA wymaga dalszych badań. Naprawa przez bezpo-
średnią rewersję (DR) obejmuje usunięcie uszkodzenia bez
nacinania łańcucha fosfodiestrowego, czego przykładem
może być fotoreaktywacja przeprowadzana przez fotoliazę
DNA. Mitochondria ssaków zawierają homologi fotoliazy,
nie stwierdzono jednak, by były one aktywne w procesach
naprawy DNA [55]. Z drugiej strony u drożdży występu-
je fotoliaza mitochondrialna, która usuwa uszkodzenia
mtDNA wywołane UV [53]. Analogiczny proces stwierdzo-
no w mitochondriach ropuchy Xenopus laevis [54]. Z kolei
jeden z głównych enzymów odpowiedzialnych za usuwa-
nie adduktów nDNA, metylotransferaza DNA orto-6-mety-
loguaniny, występuje też w formie aktywnej w mitochon-
driach, gdzie usuwa niektóre addukty na drodze DR [55].
ROLA USZKODZEŃ mtDNA W CHOROBACH
MITOCHONDRIALNYCH I W PROCESACH STARZENIA
Uszkodzenia mtDNA mogą być związane z poważnymi
chorobami człowieka, które często określa się jako choroby
mitochondrialne [56]. Ponieważ liczba kopii mtDNA może
być różna w różnych komórkach tego samego organizmu,
zaś w procesie cytokinezy nie funkcjonują mechanizmy
kontrolujące równy rozdział kopii mtDNA pomiędzy ko-
mórki potomne, podłoże genetyczne chorób mitochondrial-
nych jest zazwyczaj bardziej złożone niż chorób związany-
mi ze zmianami w nDNA [56,57].
Nowa strategia w badaniu znaczenia mutacji mtDNA w
patogenezie chorób mitochondrialnych jest oparta na kon-
struowaniu myszy transmitochondrialnych [58]. Dotych-
czas jednak nie opracowano skutecznych technik manipula-
cji genetycznych w mitochondriach ssaków, w przeciwień-
stwie do mitochondriów innych organizmów, takich jak
Chlamydomonas sp. czy S. cerevisiae [58,59]. W konsekwencji
najskuteczniejszą techniką manipulacji na mtDNA ssaków
jest wprowadzenie do komórek mitochondriów zawierają-
cych DNA z mutacjami. W jednej z takich technik używa
się mitochondriów ze zmutowanym DNA w zapłodnionych
komórkach jajowych myszy. Uzyskane zygoty zawierają
mitochondria z analizowanymi mutacjami obok mitochon-
driów bez tych mutacji, co prowadzi do rozwoju organi-
zmów wykazujących heteroplazmię [60].
Jednym z czynników wpływających na rozwój schorzeń
związanych z mutagenezą mitochondrialną jest liczba ko-
pii mtDNA zawierających uszkodzenie związane z danym
schorzeniem. Przykładem może być mutacja w genie pod-
jednostki 6 syntazy ATP m.8993T>G, która prowadzić może
do zespołu NARP lub do zespołu Leigha. Gdy częstość tej
mutacji nie przekracza <75%, to jest ona związana z wystę-
powaniem takich objawów NARP jak retinopatia barwniko-
wa, otępienie, drgawki, ataksja, neuropatia proksymalna i
czuciowa, zaburzenia pracy wątroby, kwasica [61]. Gdy jed-
nak mutacja występuje w ponad 95% liczby kopii genomu
mitochondrialnego, prowadzi do zespołu Leigha, którego
objawy obejmują ataksję, hipotonię, opóźnienie rozwoju,
paraliż mięśni oka i śmierć w wieku dojrzewania [62-65].
Podobnie tranzycja m.14459G>A w genie ND6 może pro-
wadzić do dziedzicznej neuropatii nerwu wzrokowego
LHON lub do dystonii, przy czym dystonia rozwija się w
przypadku występowania wyższej frakcji sekwencji zmuto-
wanych [56,66]. Nie zostało dotąd dokładnie wyjaśnione, w
jaki sposób ten sam rodzaj zmiany w metabolizmie, to jest
obniżenie aktywności kompleksu I ATPazy, którą wywołu-
je mutacja, prowadzi do znacząco różnych efektów fenoty-
powych.
Przyczyną chorób mitochondrialnych mogą też być
uszkodzenia mtDNA w sekwencjach kodujących tRNA. Ze-
spół MELAS jest przykładem choroby wywoływanej muta-
cją punktową w genie tRNA leucyny w mtDNA. Objawy tej
choroby, obejmujące miopatię, encefalopatię, kwasicę mle-
czanową i incydenty podobne do udarów, pojawiają się już
zazwyczaj w dzieciństwie [67]. Objawy te rozwijają się, jeśli
mutacja występuje w ponad 80% kopii mtDNA, natomiast
gdy występuje z mniejszą częstością (5-30%), prowadzi do
cukrzycy i głuchoty [68,69]. Dla występowania i przebiegu
niektórych chorób mitochondrialnych, w tym zespołu ME-
LAS i niektórych rodzajów głuchot, znaczenie ma nie tylko
frakcja uszkodzonego mtDNA lecz dystrybucja tkankowa
tych uszkodzeń [70].
Proces starzenia, zarówno fizjologicznego, jak i przed-
wczesnego, jest wiązany ze zmianami w mtDNA [71,72].
Stwierdzono, że mtDNA myszy, u których brak aktywności
korektorskiej polimerazy DNA γ, akumuluje więcej muta-
cji, niż mtDNA zwierząt z pełną aktywnością polimerazy i
proces ten jest powiązany z przedwcześnie występującymi
objawami starzenia [73]. Wbrew wcześniejszym przypusz-
czeniom [74], przyśpieszone starzenie nie było związane ze
wzrostem poziomu stresu oksydacyjnego, ale z indukcją
procesów apoptotycznych [73]. Z drugiej strony badania
relacji między wiekiem, stresem oksydacyjnym i uszkodze-
niami mtDNA w krwi i wątrobie Macaca mulatta dały od-
mienne wyniki. Otrzymano korelację pomiędzy wiekiem a
poziomem uszkodzeń DNA oraz wzrost poziomu wyznacz-
ników stresu oksydacyjnego. Sugeruje to, że akumulacja
uszkodzeń mtDNA prowadzi do zaburzeń w funkcjono-
waniu mitochondriów, które z kolei mogą mieć związek z
wystąpieniem objawów starzenia [75]. Stwierdzono także
zależność między postępem procesów nerwowo-zwyrod-
nieniowych w chorobie Alzheimera a akumulacją uszko-
dzeń w mtDNA. Wzrost poziomu uszkodzeń stwierdzono
także w nDNA, jednakże był on dziesięciokrotnie niższy niż
w mtDNA [76]. W obumierających komórkach nerwowych
proces apoptozy poprzedzony był fragmentacją mtDNA
[77].
PODSUMOWANIE
Genom mitochondrialny stanowi względnie małą część
całościowego DNA eukariontów. W toku ewolucji szereg
270
www.postepybiochemii.pl
genów mtDNA zostało włączonych do genomu jądrowego.
Wciąż jednak wiele istotnych genów związanych przede
wszystkim z metabolizmem samych mitochondriów zawar-
tych jest w mtDNA. Dlatego zmiany w mtDNA prowadzą
do poważnych zmian w funkcjonowaniu organizmów, u
których doszło do mutagenezy mtDNA. Od dawna znane
są choroby wywołane zmianami w mtDNA, w ostatnich la-
tach badane są też związki między zmianami w genomie
mitochondrialnym a procesami starzenia. Przy rozpatrywa-
niu mutagenezy mtDNA, podobnie jak w przypadku muta-
genezy nDNA, kluczowymi zagadnieniami są mechanizmy
powstawania uszkodzeń DNA i ich naprawy. Czynniki wy-
wołujące uszkodzenia w mtDNA są tego samego rodzaju co
czynniki wpływające na uszkodzenia genomów jądrowych,
jednak odmienność środowiska mitochondriów może mo-
dulować ich wpływ. Mechanizmy naprawcze mtDNA są
zróżnicowane u poszczególnych grup taksonomicznych.
Jak dotąd stwierdzono, że głównym szlakiem naprawy
aktywnym w mitochondriach jest naprawa przez wycina-
nie zasad. W przypadku innych szlaków naprawy, udało
się zidentyfikować niektóre aktywne w nich białka, ale nie
stwierdzono, by w mitochondriach działał szlak naprawy
przez wycinanie nukleotydów. Perspektywy badawcze
związane z mutagenezą mtDNA obejmują szczegółowe
wyjaśnienie procesów naprawczych, określenie dokładnego
wpływu produkcji reaktywnych form tlenu na proces mu-
tagenezy, wyjaśnienie roli zaburzeń w strukturze mtDNA
w rozwoju objawów starzenia się, oraz wpływu na procesy
apoptozy i inne zmiany w metabolizmie komórek. Jedną z
kluczowych metod będzie tu wykorzystanie transgenezy
mitochondrialnej pozwalającej badać wpływ konkretnych
zmian w mtDNA.
PIŚMIENNICTWO
1. Gray MW, Burger G, Lang BF (1999) Mitochondrial evolution. Science
283: 1476-1481
2. Boore JL (1999) Animal mitochondrial genomes. Nucleic Acids Res 27:
1767-1780
3. Anderson S, Bankier AT, Barrell BG, de Bruijn MH, Coulson AR,
Drouin J, Eperon IC, Nierlich DP, Roe BA, Sanger F, Schreier PH,
Smith AJ, Staden R, Young IG (1981) Sequence and organization of the
human mitochondrial genome. Nature 290: 457-465
4. Bayona-Bafaluy MP, Acín-Pérez R, Mullikin JC, Park JS, Moreno-Lo-
shuertos R, Hu P, Pérez-Martos A, Fernández-Silva P, Bai Y, Antonio
Enríquez JA (2003) Revisiting the mouse mitochondrial DNA sequen-
ce. Nucleic Acids Res 31: 5349-5355
5. Bullerwell CE, Leigh J, Forget L, Lang BF (2003) A comparison of three
fission yeast mitochondrial genomes. Nucleic Acids Res 31: 759-768
6. Gerhold JM (2010) Replication and Recombination of mitochondrial
DNA in Yeast. Dissertationes Biologicae Universitas Tartuensis 189
7. Gerhold JM, Aun A, Sedman T, Jõers P, Sedman J (2010) Strand inva-
sion structures in the inverted repeat of Candida albicans mitochondrial
DNA reveal a role for homologous recombination in replication. Mol
Cell 39: 851-861
8. Unseld M, Marienfeld JR, Brandt P, Brennicke A (1997) The mitochon-
drial genome of Arabidopsis thaliana contains 57 genes in 366,924 nucle-
otides. Nat Genet 15: 57-61
9. M, Scissum-Gunn K, Song D, Khazi F, McLean SL, Nielsen BL (2006)
DNA recombination activity in soybean mitochondria. J Mol Biol 356:
288-299
10. Spelbrink JN (2010) Functional organization of mammalian mitochon-
drial DNA in nucleoids: history, recent developments, and future chal-
lenges. IUBMB Life 62: 19-32
11. Adams KL, Palmer JD (2003) Evolution of mitochondrial gene content:
gene loss and transfer to the nucleus. Mol Phylogenet Evol 29: 380-395
12. Glover KE, Spencer DF, Gray MW (2001) Identification and structural
characterization of nucleus-encoded transfer RNAs imported into
wheat mitochondria. J Biol Chem 276: 639-648
13. Gray MW, Lang BF, Cedergren R, Golding GB, Lemieux C, Sankoff
D, Turmel M, Brossard N, Delage E, Littlejohn TG, Plante I, Rioux P,
Saint-Louis D, Zhu Y, Burger G (1998) Genome structure and gene
content in protist mitochondrial DNAs. Nucleic Acids Res 26: 865-878
14. Nugent JM, Palmer JD (1991) RNA-mediated transfer of the gene coxII
from the mitochondrion to the nucleus during flowering plant evolu-
tion. Cell 66: 473-481
15. Perez-Martinez X, Antaramian A, Vazquez-Acevedo M, Funes S,
Tolkunova E, d’Alayer J, Claros MG, Davidson E, King MP, González-
Halphen D (2001) Subunit II of cytochrome c oxidase in Chlamydo-
monad algae is a heterodimer encoded by two independent nuclear
genes. J Biol Chem 276: 11302-11309
16. Boesch P, Weber-Lotfi F, Ibrahim N, Tarasenko V, Cosset A, Paulus
F, Lightowlers RN, Dietrich A (2011) DNA repair in organelles: Path-
ways, organization, regulation, relevance in disease and aging. Bio-
chim Biophys Acta 1813: 186-200
17. Nair J, Strand S, Frank N, Knauft J, Wesch H, Galle PR, Bartsch H
(2005) Apoptosis and age-dependant induction of nuclear and mito-
chondrial etheno-DNA adducts in Long-Evans Cinnamon (LEC) rats:
enhanced DNA damage by dietary curcumin upon copper accumula-
tion. Carcinogenesis 26: 1307-1315
18. Thomas RD, Roy D (2001) Stilbene estrogen produces higher levels of
mitochondrial DNA adducts than nuclear DNA adducts in the target
organ of cancer (liver) of male Sprague Dawley rats. Oncol Rep 8: 1035-
1038
19. LaRiviere FJ, Newman AG, Watts ML, Bradley SQ, Juskewitch JE,
Greenwood PG, Millard JT (2009) Quantitative PCR analysis of
diepoxybutane and epihalohydrin damage to nuclear versus mito-
chondrial DNA. Mutat Res 664: 48-54
20. Rachek LI, Yuzefovych LV, LeDoux SP, Julie NL, Wilson GL (2009)
Troglitazone, but not rosiglitazone, damages mitochondrial DNA and
induces mitochondrial dysfunction and cell death in human hepato-
cytes. Toxicol Appl Pharmacol 240: 348-354
21. Podratz JL, Knight AM, Ta LE, Staff NP, Gass JM, Genelin K, Schlattau
A, Lathroum L, Windebank AJ (2011) Cisplatin induced mitochondrial
DNA damage in dorsal root ganglion neurons. Neurobiology of Dise-
ase 41: 661-668
22. Enzmann H, Wiemann C, Ahr HJ, Schlüter G (1999) Damage to mi-
tochondrial DNA induced by the quinolone Bay y 3118 in embryonic
turkey liver. Mutat Res 425: 213-224
23. Divi RL, Walker VE, Wade NA, Nagashima K, Seilkop SK, Adams
ME, Nesel CJ, O’Neill JP, Abrams EJ, Poirier MC (2004) Mitochondrial
damage and DNA depletion in cord blood and umbilical cord from
infants exposed in utero to Combivir. AIDS 18: 1013-1021
24. Pascucci B, Versteegh A, van Hoffen A, van Zeeland AA, Mullenders
LH, Dogliotti E (1997) DNA repair of UV photoproducts and muta-
genesis in human mitochondrial DNA. J Mol Biol 273: 417-427
25. Daehn I, Brem R, Barkauskaite E, Karran P (2011) 6-Thioguanine dam-
ages mitochondrial DNA and causes mitochondrial dysfunction in hu-
man cells. FEBS Lett 585: 3941-3946
26. Zhou X, Li N, Wang Y, Wang Y, Zhang X, Zhang H (2011) Effects of
X-irradiation on mitochondrial DNA damage and its supercoiling for-
mation change. Mitochondrion 11: 886-892
27. Zhang H, Maguire DJ, Zhang M, Zhang L, Okunieff P (2011) Elevat-
ed mitochondrial DNA copy number and POL-γ expression but de-
creased expression of TFAM in murine intestine following therapeutic
dose irradiation. Adv Exp Med Biol 701: 201-206
28. Carugno M, Pesatori AC, Dioni L, Hoxha M, Bollati V, Albetti B, Byun
H-M, Bonzini M, Fustinoni S, Cocco P, Satta G, Zucca M, Merlo DF,
Cipolla M, Bertazzi PA, Baccarelli A (20121) Increased mitochondrial
DNA copy number in occupations associated with low-dose benzene
exposure. Environ Health Perspect 120: 210-215
Postępy Biochemii 58 (3) 2012
271
29. Bacman SR, Williams SL, Moraes CT (2009) Intra- and inter-molecular
recombination of mitochondrial DNA after in vivo induction of mul-
tiple double-strand breaks. Nucleic Acids Res 37: 4218-4226
30. Andreyev AY, Kushnareva YE, Starkov AA (2005) Mitochondrial me-
tabolism of reactive oxygen species. Biochemistry Mosc 70: 200-214
31. Goetz ME, Luch A (2008) Reactive species: a cell damaging rout assist-
ing to chemical carcinogens. Cancer Lett 266: 73-83
32. Turrens JF (2003) Mitochondrial formation of reactive oxygen species.
J Physiol (Lond) 552: 335-344
33. Murphy MP (2009) How mitochondria produce reactive oxygen spe-
cies. Biochem J 417: 1-13
34. Sazanov LA (2007) Respiratory complex I: mechanistic and structural
insights provided by the crystal structure of the hydrophilic domain.
Biochemistry 46: 2275-2288
35. Takeshige K, Minakami S (1979) NADH- and NADPH-dependent for-
mation of superoxide anions by bovine heart submitochondrial par-
ticles and NADH-ubiquinone reductase preparation. Biochem J 180:
129-135
36. Hirst J, King MS, Pryde KR (2008) The production of reactive oxygen
species by complex I. Biochem Soc Trans 36: 976-980
37. Li N, Ragheb K, Lawler G, Sturgis J, Rajwa B, Melendez JA, Robinson
JP (2003) Mitochondrial complex I inhibitor rotenone induces apopto-
sis through enhancing mitochondrial reactive oxygen species produc-
tion. J Biol Chem 278: 8516-8525
38. Gao X, Campian JL, Qian M, Sun X-F, Eaton JW (2009) Mitochondrial
DNA damage in iron overload. J Biol Chem 284: 4767-4775
39. Evans MD, Dizdaroglu M, Cooke MS (2004) Oxidative DNA damage
and disease: induction, repair and significance. Mutat Res 567: 1-61
40. Sung J-S, Demple B (2006) Roles of base excision repair subpathways
in correcting oxidized abasic sites in DNA. FEBS J 273: 1620-1629
41. Stierum RH, Dianov GL, Bohr VA (1999) Single-nucleotide patch base
excision repair of uracil in DNA by mitochondrial protein extracts.
Nucleic Acids Res 27: 3712-3719
42. Akbari M, Visnes T, Krokan HE, Otterlei M (2008) Mitochondrial base
excision repair of uracil and AP sites takes place by single-nucleotide
insertion and long-patch DNA synthesis. DNA repair 7: 605-616
43. Boesch P, Ibrahim N, Paulus F, Cosset A, Tarasenko V, Dietrich A
(2009) Plant mitochondria possess a short-patch base excision DNA
repair pathway. Nucleic Acids Res 37: 5690-5700
44. Liu P, Qian L, Sung J-S, de Souza-Pinto NC, Zheng L, Bogenhagen DF,
Bohr VA, Wilson DM, Shen B, Demple B (2008) Removal of oxidative
DNA damage via FEN1-dependent long-patch base excision repair in
human cell mitochondria. Mol Cell Biol 28: 4975-4987
45. de Souza-Pinto NC, Eide L, Hogue BA, Thybo T, Stevnsner T, Seeberg
E, Klungland A, Bohr VA (2001) Repair of 8-oxodeoxyguanosine le-
sions in mitochondrial dna depends on the oxoguanine dna glycosyl-
ase (OGG1) gene and 8-oxoguanine accumulates in the mitochondrial
dna of OGG1-defective mice. Cancer Res 61: 5378-5381
46. Nilsen H, Otterlei M, Haug T, Solum K, Nagelhus TA, Skorpen F, Kro-
kan HE (1997) Nuclear and mitochondrial uracil-DNA glycosylases
are generated by alternative splicing and transcription from different
positions in the UNG gene. Nucleic Acids Res 25: 750-755
47. Chatterjee A, Singh KK (2001) Uracil-DNA glycosylase-deficient yeast
exhibit a mitochondrial mutator phenotype. Nucleic Acids Res 29:
4935-4940
48. Pirsel M, Bohr VA (1993) Methyl methanesulfonate adduct formation
and repair in the DHFR gene and in mitochondrial DNA in hamster
cells. Carcinogenesis 14: 2105-2108
49. de Souza-Pinto NC, Mason PA, Hashiguchi K, Weissman L, Tian J,
Guay D, Lebel M, Stevnsner TV, Rasmussen LJ, Bohr VA (2009) Novel
DNA mismatch-repair activity involving YB-1 in human mitochon-
dria. DNA repair 8: 704-719
50. Dzierzbicki P, Koprowski P, Fikus MU, Malc E, Ciesla Z (2004) Repair
of oxidative damage in mitochondrial DNA of Saccharomyces cere-
visiae: involvement of the MSH1-dependent pathway. DNA repair 3:
403-411
51. Sage JM, Gildemeister OS, Knight KL (2010) Discovery of a novel func-
tion for human Rad51: maintenance of the mitochondrial genome. J
Biol Chem 285: 18984-18990
52. Odahara M, Inouye T, Fujita T, Hasebe M, Sekine Y (2007) Involve-
ment of mitochondrial-targeted RecA in the repair of mitochondrial
DNA in the moss, Physcomitrella patens. Genes Genet Syst 82: 43-51
53. Pasupathy K, Pradhan DS (1992) Evidence for excision repair in prom-
itochondrial DNA of anaerobic cells of Saccharomyces cerevisiae. Mutat
Res 273: 281-288
54. Ryoji M, Katayama H, Fusamae H, Matsuda A, Sakai F, Utano H
(1996) Repair of DNA damage in a mitochondrial lysate of Xenopus
laevis oocytes. Nucleic Acids Res 24: 4057-4062
55. Satoh MS, Huh N, Rajewsky MF, Kuroki T (1988) Enzymatic removal
of O6-ethylguanine from mitochondrial DNA in rat tissues exposed to
N-ethyl-N-nitrosourea in vivo. J Biol Chem 263: 6854-6856
56. Wallace DC (1999) Mitochondrial diseases in man and mouse. Science
283: 1482-1488
57. Tyynismaa H, Suomalainen A (2009) Mouse models of mitochondrial
DNA defects and their relevance for human disease. EMBO Rep 10:
137-143
58. Nakada K, Hayashi J-I (2011) Transmitochondrial mice as models for
mitochondrial DNA-based diseases. Exp Anim 60: 421-431
59. Remacle C, Cardol P, Coosemans N, Gaisne M, Bonnefoy N (2006)
High-efficiency biolistic transformation of Chlamydomonas mitochon-
dria can be used to insert mutations in complex I genes. Proc Natl
Acad Sci USA 103: 4771-4776
60. Inoue K, Nakada K, Ogura A, Isobe K, Goto Y, Nonaka I, Hayashi JI
(2000) Generation of mice with mitochondrial dysfunction by intro-
ducing mouse mtDNA carrying a deletion into zygotes. Nat Genet 26:
176-181
61. Rak M, Tetaud E, Duvezin-Caubet S, Ezkurdia N, Bietenhader M,
Rytka J, di Rago J-P (2007) A yeast model of the neurogenic ataxia reti-
nitis pigmentosa (NARP) T8993G mutation in the mitochondrial ATP
synthase-6 gene. J Biol Chem 282: 34039-34047
62. Debray F-G, Lambert M, Lortie A, Vanasse M, Mitchell GA (2007)
Long-term outcome of Leigh syndrome caused by the NARP-T8993C
mtDNA mutation. Am J Med Genet A 143A: 2046-2051
63. Pastores GM, Santorelli FM, Shanske S, Gelb BD, Fyfe B, Wolfe D, Will-
ner JP (1994) Leigh syndrome and hypertrophic cardiomyopathy in an
infant with a mitochondrial DNA point mutation (T8993G). Am J Med
Genet 50: 265-271
64. Shuk-kuen Chau C, Kwok K-L, Ng DK, Lam C-W, Tong S-F, Chan
Y-W, Siu W-K, Yuen Y-P (2010) Maternally inherited Leigh syndrome:
an unusual cause of infantile apnea. Sleep Breath 14: 161-165
65. Tatuch Y, Christodoulou J, Feigenbaum A, Clarke JT, Wherret J, Smith
C, Rudd N, Petrova-Benedict R, Robinson BH (1992) Heteroplasmic
mtDNA mutation (T----G) at 8993 can cause Leigh disease when the
percentage of abnormal mtDNA is high. Am J Hum Genet 50: 852-858
66. Jun AS, Brown MD, Wallace DC (1994) A mitochondrial DNA muta-
tion at nucleotide pair 14459 of the NADH dehydrogenase subunit 6
gene associated with maternally inherited Leber hereditary optic neu-
ropathy and dystonia. Proc Natl Acad Sci USA 91: 6206-6210
67. Aharoni S, Traves TA, Melamed E, Cohen S, Silver EL (2010) MELAS
syndrome associated with both A3243G-tRNALeu mutation and mul-
tiple mitochondrial DNA deletions. J Neurol Sci 296: 101-103
68. Goto Y, Nonaka I, Horai S (1990) A mutation in the tRNA(Leu)(UUR)
gene associated with the MELAS subgroup of mitochondrial encepha-
lomyopathies. Nature 348: 651-653
69. van den Ouweland JM, Lemkes HH, Gerbitz KD, Maassen JA (1995)
Maternally inherited diabetes and deafness (MIDD): a distinct subtype
of diabetes associated with a mitochondrial tRNA(Leu)(UUR) gene
point mutation. Muscle Nerve 3: S124-130
70. Chinnery PF, Zwijnenburg PJG, Walker M, Howell N, Taylor RW,
Lightowlers RN, Bindoff L, Turnbull DM (1999) Nonrandom tissue
distribution of mutant mtDNA. Am J Med Genet 85: 498-501
71. Cui H, Kong Y, Zhang H (2012) Oxidative stress, mitochondrial dys-
function, and aging. J Signal Transduct doi:10.1155/2012/646354
272
www.postepybiochemii.pl
Mutagenesis of mitochondrial DNA
Sylwester Glowacki
*
, Janusz Blasiak
Department of Molecular Genetics, University of Lodz, 141/143 Pomorska St., 90-236 Lodz, Poland
*
e-mail sylwester.glowacki@me.com
Key words: mitochondria, mitochondrial DNA damage, mitochondrial DNA repair, mitochondrial diseases, aging
ABSTRACT
The role of mitochondria in the development of diseases and in processes of aging has been investigated for last few decades. These orga-
nelles have their own genome which has a number of genes coding tRNAs and proteins important in oxygen respiration. Mutagenesis of the
mitochondrial genome plays a crucial role in altering mitochondria functions, which can lead to serious diseases. Moreover, the accumulation
of damage to mitochondrial DNA seems to be related to aging. Ionizing and UV radiations as well as a broad array of chemical compounds
may affect the extend of mitochondrial DNA damage. The activity of respiratory electron chain results in the production of reactive oxygen
species, which can damage mitochondrial DNA. The extent of mitochondrial DNA damage depend on the activity of DNA repair pathways.
Research on genetic basis of mitochondrial diseases employ transmitochondrial mice, containing laboratory-induced specific mutations, allo-
wing determination the relationship between changes in mitochondrial genome and disease phenotype.
72. Hoeijmakers JHJ (2009) DNA damage, aging, and cancer. N Engl J
Med 361: 1475-1485
73. Kujoth GC, Hiona A, Pugh TD, Someya S, Panzer K, Wohlgemuth SE,
Hofer T, Seo AY, Sullivan R, Jobling WA, Morrow JD, Van Remmen H,
Sedivy JM, Yamasoba T, Tanokura M, Weindruch R, Leeuwenburgh
C, Prolla TA (2005) Mitochondrial DNA mutations, oxidative stress,
and apoptosis in mammalian aging. Science 309: 481-484
74. Richter C (1995) Oxidative damage to mitochondrial DNA and its rela-
tionship to ageing. Int J Biochem Cell Biol 27: 647-653
75. Castro del MR, Suarez E, Kraiselburd E, Isidro A, Paz J, Ferder L, Aya-
la-Torres S (2012) Aging increases mitochondrial DNA damage and
oxidative stress in liver of rhesus monkeys. Experimental Gerontology
47: 29-37
76. Wang J, Xiong S, Xie C, Markesbery WR, Lovell MA (2005) Increased
oxidative damage in nuclear and mitochondrial DNA in Alzheimer’s
disease. J Neurochem 93: 953-962
77. de la Monte SM, Luong T, Neely TR, Robinson D, Wands JR (2000) Mi-
tochondrial DNA damage as a mechanism of cell loss in Alzheimer’s
disease. Lab Invest 80: 1323-1335
78. Alverson AJ, Wei X, Rice DW, Stern DB, Barry K, Palmer JD (2010) In-
sights into the evolution of mitochondrial genome size from complete
sequences of Citrullus lanatus and Cucurbita pepo (Cucurbitaceae). Mol
Biol Evol 27: 1436-1448
79. Langkjaer RB, Casaregola S, Ussery DW, Gaillardin C, Piskur J (2003)
Sequence analysis of three mitochondrial DNA molecules reveals in-
teresting differences among Saccharomyces yeasts. Nucleic Acids Res
31: 3081-3091