plik

Postępy Biochemii 58 (3) 2012

265

Sylwester Głowacki

Janusz Błasiak

Katedra Genetyki Molekularnej, Uniwersytet

Łódzki, Łódź

Katedra Genetyki Molekularnej, Uniwersytet

Łódzki, ul. Pomorska 141/143, 90-236 Łódź;

e-mail: sylwester.glowacki@me.com

Artykuł otrzymano 6 marca 2012 r.

Artykuł zaakceptowano 14 kwietnia 2012 r.

Słowa kluczowe: mitochondria, uszkodzenia

mitochondrialnego DNA, naprawa mitochon-

drialnego DNA, starzenie, choroby mitochon-

drialne

Wykaz skrótów: BER — naprawa DNA przez

wycinanie zasad; DR — naprawa uszkodzeń

DNA przez bezpośrednią rewersję; HRR — na-

prawa DNA przez rekombinację homologicz-

ną; MMR — naprawa błędnego sparowania

zasad w DNA; mtDNA — mitochondrialny

DNA; nDNA — jądrowy DNA; pz — (liczba)

par zasad; ROS — reaktywne formy tlenu,

TFAM — mitochondrialny czynnik transkryp-

cyjny A

Mutageneza mitochondrialnego DNA

STRESZCZENIE

ola mitochondriów w rozwoju chorób i w przebiegu procesów starzenia jest przedmio-

tem badań od kilku dziesięcioleci. Organelle te zawierają własny DNA (mtDNA), który

koduje między innymi szereg białek oddychania tlenowego. Mutageneza mtDNA prowadzi

do zmian, które zaburzają funkcjonowanie tych białek, co może być przyczyną rozwoju po-

ważnych schorzeń. Ponadto akumulacja uszkodzeń mtDNA wydaje się być powiązana z pro-

cesami starzenia. Mitochondrialny DNA, podobnie jak jego jądrowy odpowiednik, jest po-

datny na działanie związków chemicznych i czynników fizycznych, w tym promieniowania

jonizującego i UV. Aktywność łańcucha oddechowego stwarza szczególne ryzyko ekspozycji

na reaktywne formy tlenu. Wpływ na akumulację uszkodzeń mają także procesy naprawy

zachodzące w mtDNA. Nie wszystkie szlaki naprawy obecne w jądrze komórkowym funk-

cjonują w mitochondriach. Badania genetycznych podstaw chorób mitochondrialnych prze-

prowadza się także z zastosowaniem myszy transmitochondrialnych, transformowanych mi-

tochondriami z określonymi mutacjami. Pozwala to określić zależność między mutacjami w

mitochondrialnym DNA a fenotypem chorobowym.

WPROWADZENIE — GENOMY MITOCHONDRIALNE

Mitochondria to występujące w komórkach większości eukariontów organel-

le pochodzenia endosymbiotycznego, w których zachodzą procesy oddychania

tlenowego. Mitochondria mają własny, różny od jądrowego, DNA, który okre-

śla się mianem genomu mitochondrialnego danego organizmu [1]. Liczba mito-

chondriów w różnych komórkach może być różna. Podobnie liczba kopii mito-

chondrialnego DNA (mtDNA) w obrębie mitochondrium może się zmieniać w

zależności od stanu metabolicznego komórki i wieku. W komórkach brak jest

mechanizmów zapewniających równomierny rozdział mitochondriów w trakcie

cytokinezy, co może prowadzić do nierównomiernego rozdziału mtDNA [2].

Pojedynczy genom mitochondrialny zwierząt jest zamkniętą cząsteczką dwu-

niciowego DNA, określaną czasem jako kolista, co jednak ma znaczenie tylko

symboliczne, gdyż trudno sobie wyobrazić, aby w warunkach fizjologicznych

mtDNA mógł utrzymać kształt kolisty. Ze względu na relacje topologiczne i

termodynamiczne jest to praktycznie niemożliwe. Długość mtDNA jest zróżni-

cowana u różnych grup organizmów, u ssaków zawiera się w przedziale 15-17

tysięcy par zasad (pz) [2]. mtDNA człowieka liczy 16 569 pz, a długość mtDNA

myszy jest zbliżona i wynosi 16 299 [3,4]. Genom mitochondrialny drożdży Sac-

charomyces cerevisiae liczy ponad 20 tysięcy pz [5-7]. Najbardziej zróżnicowane

pod względem wielkości i struktury są genomy mitochondrialne roślin, których

długość może sięgać prawie pół miliona par zasad, jak u Oryza sativa. W prze-

ciwieństwie do zwierząt, których mitochondria zawierają jednakowe cząsteczki

mtDNA, mitochondria roślin zawierają cząsteczki kilku typów mtDNA, które

mogą rekombinować ze sobą [8,9]. Pod wieloma względami mtDNA przypomi-

na bardziej genomy prokariontów, które były ewolucyjnymi przodkami mito-

chondriów, niż genom jądrowy. Genom mitochondrialny człowieka, podobnie

jak genom bakteryjny z wyłączeniem plazmidowego DNA, to jedna cząsteczka

dwuniciowego zamkniętego DNA. Geny w mtDNA człowieka nie zawierają in-

tronów, mają też niewiele innych sekwencji niekodujących [10].

W trakcie ewolucji poszczególnych grup organizmów dochodziło do migracji

niektórych genów mitochondrialnych do genomu jądrowego. U większości or-

ganizmów tRNA używane w syntezie białek mitochondrialnych kodowane są

w mtDNA, ale na przykład u pszenicy, Trypanosoma brucei czy orzęsków więk-

szość mitochondrialnych tRNA kodowana jest przez genom jądrowy [11-13]. Z

kolei gen coxII, kodujący drugą podjednostkę cytochromu c, znajduje się u pra-

wie wszystkich organizmów w mtDNA, ale u kilku roślin z rodziny Fabaceae

występuje w nDNA [14]. U glonu Chlamydomonas zidentyfikowano natomiast

geny jądrowe kodujące podjednostki oksydazy cox II niezależnie, które powsta-

266

www.postepybiochemii.pl

ły prawdopodobnie na drodze podziału genu wchodzącego

pierwotnie w skład genomu mitochondrialnego i jego prze-

niesienia do jądra [15]. Taka transpozycja byłaby możliwa

na przykład w przypadku przeniesienia fragmentu 3’ genu

z mtDNA pod kontrolę promotora w nDNA. Porówna-

nie niektórych właściwości genomów mitochondrialnych

przedstawicieli roślin, grzybów i zwierząt zawiera tabela 1.

Genom mitochondrialny ssaków zawiera geny 12S i 16S

rRNA, 22 geny tRNA oraz 13 genów kodujących białka

kompleksu oksydazy cytochromu c (podjednostki 1, 2 i 3),

cytochromu b, podjednostek 6 i 8 kompleksu ATPazy oraz 2

podjednostek dehydrogenazy NADH (ND1-6 i ND4L) [10].

Porównanie struktury genomów mitochondrialnych przed-

stawicieli grzybów, roślin i zwierząt przedstawione jest na

rycinie 1.

ŹRÓDŁA I RODZAJE USZKODZEŃ

MITOCHONDRIALNEGO DNA

Podobnie jak genom jądrowy mtDNA może być obiek-

tem działania szeregu czynników uszkadzających DNA,

takich jak promieniowanie UV, promieniowanie jonizujące

czy czynniki chemiczne. Ponadto mtDNA jest podatny na

uszkodzenia wywołane czynnikami endogennymi, będący-

mi produktami metabolizmu. Głównym czynnikiem tego

rodzaju są reaktywne formy tlenu (ROS), które powstają w

silnie utleniającym środowisku wewnątrz mitochondriów,

ale mogą być też produktami reakcji wywołanych czynni-

kami egzogennymi [16].

Efektem oddziaływania związków chemicznych z DNA

mogą być addukty, uszkodzenia DNA powstające w wy-

niku utworzenia wiązań kowalencyjnych między DNA i

cząsteczką związku uszkadzającego. Reakcja mtDNA z pro-

duktami peroksydacji kwasów tłuszczowych prowadzi do

indukcji adduktów etenowych [17]. Addukty dietylstilbe-

stronowe, powstające jako produkt reakcji DNA z metaboli-

tami dietylstilbestrolu, formują się z częstotliwością siedem

razy większą w mtDNA niż w nDNA [18]. Z drugiej strony

w badaniach nad oddziaływaniem związków alkilujących

diepoksybutanu i epichlorohydryny na nDNA i mtDNA

nie stwierdzono różnic w liczbie adduktów i wiązań krzy-

żowych w obydwu rodzajach DNA, ale nDNA wykazywał

wyższą reaktywność na epichlorohydrynę [19,20]. Sugeruje

to zróżnicowaną podatność mtDNA na działanie związków

alkilujących.

Egzogenne uszkodzenia mtDNA mogą być konsekwen-

cją genotoksycznych oddziaływań leków. Stwierdzono, że

negatywne efekty uboczne stosowanego w leczeniu cukrzy-

cy troglitazonu, który powoduje u niektórych pacjentów ob-

jawy wskazujące na hepatotoksyczność, wywołane są przez

indukcję apoptozy hepatocytów, przy czym proces ten po-

przedza obserwowalny wzrost liczby uszkodzeń mtDNA.

Zastosowanie neutralizatorów ROS znosi toksyczność leku,

co sugeruje, że w procesie prowadzącym do uszkodzeń

DNA biorą udział ROS [20]. Związki DNA i cisplatyny, leku

stosowanego w chemioterapii różnych nowotworów, są z

kolei przykładem adduktów z DNA. Addukty te zaburzają

proces transkrypcji, co prowadzi w komórkach poddanych

oddziaływaniu cisplatyny do wakuolizacji mitochondriów

i apoptozy [21]. Podobieństwo organizacji mtDNA do nu-

kleoidu bakteryjnego czyni mitochondria organellami po-

tencjalnie wrażliwymi na działanie niektórych czynników

toksycznych dla bakterii. Stwierdzono, że podawaniu an-

tybiotyków z grupy chinolonów towarzyszy akumulacja

uszkodzeń mtDNA, podobnie jak w terapii skierowanej

przeciwko wirusowi HIV-1 [22,23].

Promieniowanie UV wywołuje głównie uszkodzenia w

postaci dimerów pirymidynowych i (6-4) fotoproduktów

pirymidyna-pirymidon (6-4 PP), które akumulują się w

mtDNA w wyższym stopniu niż w nDNA, co wynika z róż-

nic w wydajności naprawy tych uszkodzeń. Stwierdzono,

że ponad 75% uszkodzeń 6-4 PP było usuwanych w nDNA

w ciągu 8 godzin, podczas gdy naprawa w mtDNA była w

tym czasie niewykrywalna [24]. Ponadto niektóre związki

Rycina 1. Porównanie genomów mitochondrialnych zwierząt (na przykładzie Homo sapiens), grzybów (na przykładzie Saccharomyces castellii) i roślin (na przykładzie

Cucurbita pepo). Oznaczenia: rRNA — sekwencje kodujące rybosomowe RNA; tRNA — sekwencje kodujące transportujący RNA; Cyt b – gen cytochromu b; NAD —

sekwencje kodujące podjednostki dehydrogenazy NADH; ATP — sekwencje kodujące podjednostki syntazy ATP; COX — sekwencje kodujące podjednostki oksydazy

cytochromu c; IG — sekwencje kodujące inne białka, IS — sekwencje niekodujące RNA ani białek. Na podstawie: [10, 78,79], zmienione.

Postępy Biochemii 58 (3) 2012

267

chemiczne (na przykład 6-tioguanina) tworzą z mtDNA

addukty łatwo ulegające utlenieniu, a promieniowanie UV

znacząco przyspiesza ten proces. Powstałe w ten sposób

oksydacyjne pochodne zasad mogą zaburzać transkrypcję

DNA i prowadzić do zmian w funkcjonowaniu mitochon-

driów [25].

Promieniowanie rentgenowskie może wpływać z kolei

na stopień superzwinięcia mitochondrialnego DNA, a także

na zwiększenie liczby jego kopii [26]. Podobny efekt wzro-

stu liczby kopii mtDNA zaobserwowano po ekspozycji

na promieniowanie gamma, przy czym towarzyszył temu

przejściowy wzrost aktywności polimerazy DNA γ i spadek

aktywności mitochondrialnego czynnika transkrypcyjne-

go A, TFAM [27]. Zmiany te z jednej strony zabezpieczają

przed ekspresją uszkodzonych kopii mtDNA, gdyż spadek

aktywności TFAM przekłada się na spadek ekspresji genów

kodowanych w mtDNA, z drugiej strony pozwalają powie-

lić nieuszkodzone kopie mtDNA. Wzrost liczby kopii mtD-

NA jest też indukowany przez niskie dawki benzenu [28].

Skutkiem działania promieniowania jonizującego są mię-

dzy innymi jedno- i dwuniciowe pęknięcia DNA, a także ra-

dioliza wody prowadząca do powstawania ROS. Pęknięcia

dwuniciowe prowadzić mogą do zjawiska rekombinacji w

obrębie tej samej jak i różnych cząsteczek mtDNA [29].

REAKTYWNE FORMY TLENU JAKO

ŹRÓDŁO USZKODZEŃ mtDNA

Podstawową funkcją fizjologiczną mitochondriów jest

oddychanie tlenowe i synteza ATP. Podczas oddychania

zredukowane w cyklu Krebsa nukleotydy NADH i FADH

są utleniane poprzez transport elektronów przez łańcuch

oddechowy, zaś uwolniona energia zamieniana jest na gra-

dient elektrochemiczny, który jest rezerwuarem energii dla

syntezy ATP. Aktywność łańcucha oddechowego jest źró-

dłem ROS zarówno przy prawidłowym jak i zaburzonym

transporcie elektronów [30] (Ryc. 2).

ROS występujące w komórkach to między innymi rod-

nik ponadtlenkowy (O

–

), rodnik hydroksylowy (HO

●

) oraz

nadtlenek wodoru (H

). W warunkach in vitro do 2% tlenu

zużywanego w procesie oddychania ulega przekształceniu

do O

–

, który może ulegać dalszym przemianom, między in-

nymi do H

, który z kolei przekształca się w najbardziej

toksyczną ROS, rodnik hydroksylowy (HO

●

) [31, 32]. W wa-

runkach in vivo ilość tlenu przekształcanego w O

–

jest jed-

nak prawdopodobnie znacznie mniejsza, co wynika z faktu,

iż badanie in vitro przeprowadzone jest w warunkach, jakie

nie występują in vivo w środowisku mitochondriów, różnią-

cych się dostępem i rodzajem substratów oraz stężeniem O

[33]. Główne miejsca powstawania O

–

to kompleksy I i III

łańcucha oddechowego. U ssaków kompleks I przyjmuje

elektrony pochodzące z NADH [34]. Izolowany kompleks

I w obecności NADH produkuje O

–

i proces ten nasila się

w obecności rotenonu, blokującego transport elektronów

z centrów Fe-S kompleksu I do koenzymu Q [35]. O

–

po-

wstaje w reakcji O

z zredukowaną formą mononukleotydu

flawinowego (FMNH

), zaś ilość zredukowanego FMNH

zależy od stosunku NADH/NAD

[36]. Działanie rotenonu

może też zwiększać produkcję ROS aż do indukcji apopto-

zy, której towarzyszy fragmentacja mtDNA [37,38].

ROS wywołują uszkodzenia DNA głównie w postaci

oksydacyjnych pochodnych zasad azotowych, w tym 8-hy-

droksyguaniny, glikolu tyminy, czy 5,6-dihydroksycytozy-

ny, a także pęknięć nici DNA, które występują zarówno w

nDNA, jak i mtDNA [39]. Procesem prowadzącym do oksy-

dacyjnych uszkodzeń DNA jest także włączanie utlenio-

nych prekursorów nukleotydów w replikacji DNA. hMTH1

jest białkiem naprawy DNA działającym zarówno w jądrze,

jak i mitochondrium, hydrolizującym utlenione prekursory

Rycina 2. Miejsca produkcji reaktywnych form tlenu w łańcuchu oddechowym. Na rycinie zaznaczono główne elementy łańcucha oddechowego, kierunek transportu

protonów i kierunek przepływu elektronów. Kompleks I i kompleks III to główne miejsca, w których dochodzi do wytwarzania reaktywnych form tleny w postaci O

Na podstawie: [32,33], zmienione.

268

www.postepybiochemii.pl

nukleotydów, zapobiegając ich włączaniu do nowosyntety-

zowanych cząsteczek DNA [40,41].

NAPRAWA MITOCHONDRIALNEGO DNA

W mitochondriach funkcjonują mechanizmy reakcji na

uszkodzenia DNA i obrony przed ich skutkami. Obejmują

one bezpośrednią rewersję uszkodzeń (DR, ang. direct rever-

se), naprawę przez wycinanie zasad (BER, ang. base excision

repair), naprawę błędnego sparowania zasad (MMR, ang.

mismatch repair), naprawę przez rekombinację homologicz-

ną (HRR, ang. homology recombination repair); a także toleran-

cję uszkodzeń poprzez syntezę DNA na uszkodzonej ma-

trycy (ang. translesion synthesis) [16] (Tab. 2).

NAPRAWA PRZEZ WYCINANIE ZASAD

BER w mitochondriach przebiega podobnie jak w jądrze

komórkowym. Pierwszy etap polega na usunięciu uszko-

dzonej zasady przez glikozylazę DNA. Powstałe miejsce

apurynowe lub apirymidynowe (AP) nacinane jest przez

endonukleazy AP [40]. Dalsze procesy naprawcze mogą

zachodzić na dwa różne sposoby. W naprawie z syntezą

krótkich odcinków (SP) dochodzi do wstawienia pojedyn-

czego nowego nukleotydu. W naprawie z syntezą długich

odcinków (LP) wstawiona zostaje dłuższa sekwencja, syn-

tetyzowana od miejsca AP, której elongacja prowadzi do

uwolnienia fragmentu starej nici (flap DNA). Pierwotnie

sądzono, że BER w mitochondriach ograniczony jest do

pierwszego typu, jednakże wyniki niedawno wykonanych

badań sugerują aktywność LP BER w mitochondriach ssa-

ków, albowiem w organellach tych stwierdzono obecność

fragmentów DNA pochodzących z syntezy naprawczej

[41-43]. Zaobserwowano także zdolność mitochondriów do

naprawy uszkodzeń będących specyficznymi substratami

dla LP BER. Przykładem takiego uszkodzenia jest 2-deok-

syrybonolakton (dL), który kowalencyjne wiąże polimerazę

DNA γ blokując w ten spo-

sób SP BER. Pomimo to dL

był usuwany z mtDNA przy

udziale endonukleazy FEN1,

kluczowego białka szlaku LP

BER [44].

Najważniejszym uszko-

dzeniem

naprawianym

przez BER jest 8-oksoguani-

na (8-oksoG). Glikozylazą

inicjującą naprawę tego uszkodzenia u ssaków jest OGG1,

której pre-mRNA ulega alternatywnemu składaniu, da-

jąc kilka różnych mRNA, z których jeden koduje izoformę

funkcjonującą w mitochondriach. Naprawa 8-oksoG nie za-

chodzi w warunkach in vitro w ekstraktach mitochondrial-

nych myszy pozbawionych funkcjonalnej kopi genu ogg1.

Zarazem u myszy tych obserwuje się zwiększoną częstotli-

wość występowania 8-oksoG w mtDNA, ale nie w nDNA

[45]. Sugeruje to, że w jądrze komórkowym aktywne są

alternatywne szlaki naprawy tych uszkodzeń nieobecne w

mitochondriach.

W szlaku BER z DNA usuwany jest także uracyl, najczę-

ściej pojawiający się w wyniku deaminacji reszty cytozyny.

U ssaków występują dwie glikozylazy DNA uracylu kodo-

wane przez jeden gen, mający dwa promotory i podlega-

jący alternatywnemu składaniu, które występują w jądrze

komórkowym i mitochondrium [46]. U drożdży aktywna

jest taka sama forma enzymu w obu organellach [47]. Przy-

kładem innych uszkodzeń naprawianych przez BER są al-

kilowane zasady, wycinane przez glikozylazę DNA N-me-

tylopuryny (MPG), której jak dotąd nie zidentyfikowano w

mitochondriach. Stwierdzono jednak, że uszkodzenia będą-

ce substratem MPG są naprawiane w mtDNA [48].

INNE SZLAKI NAPRAWY MITOCHONDRIALNEGO DNA

W mitochondriach człowieka stwierdzono funkcjonowa-

nie szlaku naprawy MMR niezależnego od szlaku jądrowe-

go i wykorzystującego aktywność czynnika naprawczego

YB-1, który pełni prawdopodobnie funkcję rozpoznawania

i/lub wiązania się z miejscem uszkodzenia [49]. Z kolei w

przypadku naprawy mtDNA drożdży potwierdzono ak-

tywność białka Msh1 będącego homologiem bakteryjnego

czynnika MutS, aktywnego w MMR prokariontów [50].

Pęknięcia

dwuniciowe

mtDNA są naprawiane w

szlaku HRR. Stwierdzono,

że jedno z głównych białek

odgrywających

kluczowe

role w HRR zachodzącej

w jądrze komórkowym,

Rad51, występuje też w mi-

tochondriach.

Stwierdzo-

no także, że w warunkach

stresu poziom tego białka

w mitochondriach, wraz z

poziomem innych białek

powiązanych z HRR, na

przykład Xrcc3, wzrasta. Za-

Tabela 1. Porównanie wybranych cech mtDNA przedstawicieli zwierząt, grzybów i roślin (na podstawie [10,78,79]).

Cecha

Homo sapiens

Sachcharomyces castellii

Cucurbita pepo

Wielkość [pz]

16 569

25 753

982 833

Geny podjednostek dehydrogenazy NADH Obecne

Brak

Obecne

Introny

Brak

Obecne

Sekwencje powtórzone

Brak

Obecne

Tabela 2. Porównanie występowania poszczególnych szlaków naprawy DNA w jądrze komórkowym i mitochondriach (na

podstawie: [16]).

Szlak naprawy

Rodzaje szlaków, obecność w mitochondriach (mt) i jądrze (n)

Naprawa błędnego sparowania zasad

(mt/n)

Naprawa przez wycinanie zasad

naprawa krótkich odcinków (mt/n);

naprawa długich odcinków (mt/n)

Naprawa pęknięć dwuniciowych

niehomologiczne łączenie końców (n); naprawa

przez rekombinację homologiczną (mt/n)

Naprawa przez wycinanie nukleotydów (mt)
Bezpośrednia rewersja uszkodzenia

(mt/n)

Tolerancja uszkodzeń

zmiana matrycy (n), synteza pomimo

uszkodzenia matrycy (mt/n)

Postępy Biochemii 58 (3) 2012

269

blokowanie ekspresji genów kodujących białka Rad51,

Xrcc3 i Rad51C prowadzi do spadku liczby kopii mtDNA

[51]. Ponadto, u roślin wykryto mechanizmy rekombinacji

mtDNA, która zachodzi pomiędzy poszczególnymi seg-

mentami genomu mitochondrialnego [9]. U mchu Physcomi-

trella patens zidentyfikowano z kolei homolog bakteryjnego

białka RecA biorący udział w naprawie mtDNA [52]. Choć

wymienione odkrycia pozwalają przypuszczać, że HRR jest

obecna w mitochondriach, zakres w jakim zjawisko to za-

chodzi u poszczególnych grup taksonomicznych oraz jego

udział w globalnej reakcji mitochondriów na uszkodzenia

DNA wymaga dalszych badań. Naprawa przez bezpo-

średnią rewersję (DR) obejmuje usunięcie uszkodzenia bez

nacinania łańcucha fosfodiestrowego, czego przykładem

może być fotoreaktywacja przeprowadzana przez fotoliazę

DNA. Mitochondria ssaków zawierają homologi fotoliazy,

nie stwierdzono jednak, by były one aktywne w procesach

naprawy DNA [55]. Z drugiej strony u drożdży występu-

je fotoliaza mitochondrialna, która usuwa uszkodzenia

mtDNA wywołane UV [53]. Analogiczny proces stwierdzo-

no w mitochondriach ropuchy Xenopus laevis [54]. Z kolei

jeden z głównych enzymów odpowiedzialnych za usuwa-

nie adduktów nDNA, metylotransferaza DNA orto-6-mety-

loguaniny, występuje też w formie aktywnej w mitochon-

driach, gdzie usuwa niektóre addukty na drodze DR [55].

ROLA USZKODZEŃ mtDNA W CHOROBACH

MITOCHONDRIALNYCH I W PROCESACH STARZENIA

Uszkodzenia mtDNA mogą być związane z poważnymi

chorobami człowieka, które często określa się jako choroby

mitochondrialne [56]. Ponieważ liczba kopii mtDNA może

być różna w różnych komórkach tego samego organizmu,

zaś w procesie cytokinezy nie funkcjonują mechanizmy

kontrolujące równy rozdział kopii mtDNA pomiędzy ko-

mórki potomne, podłoże genetyczne chorób mitochondrial-

nych jest zazwyczaj bardziej złożone niż chorób związany-

mi ze zmianami w nDNA [56,57].

Nowa strategia w badaniu znaczenia mutacji mtDNA w

patogenezie chorób mitochondrialnych jest oparta na kon-

struowaniu myszy transmitochondrialnych [58]. Dotych-

czas jednak nie opracowano skutecznych technik manipula-

cji genetycznych w mitochondriach ssaków, w przeciwień-

stwie do mitochondriów innych organizmów, takich jak

Chlamydomonas sp. czy S. cerevisiae [58,59]. W konsekwencji

najskuteczniejszą techniką manipulacji na mtDNA ssaków

jest wprowadzenie do komórek mitochondriów zawierają-

cych DNA z mutacjami. W jednej z takich technik używa

się mitochondriów ze zmutowanym DNA w zapłodnionych

komórkach jajowych myszy. Uzyskane zygoty zawierają

mitochondria z analizowanymi mutacjami obok mitochon-

driów bez tych mutacji, co prowadzi do rozwoju organi-

zmów wykazujących heteroplazmię [60].

Jednym z czynników wpływających na rozwój schorzeń

związanych z mutagenezą mitochondrialną jest liczba ko-

pii mtDNA zawierających uszkodzenie związane z danym

schorzeniem. Przykładem może być mutacja w genie pod-

jednostki 6 syntazy ATP m.8993T>G, która prowadzić może

do zespołu NARP lub do zespołu Leigha. Gdy częstość tej

mutacji nie przekracza <75%, to jest ona związana z wystę-

powaniem takich objawów NARP jak retinopatia barwniko-

wa, otępienie, drgawki, ataksja, neuropatia proksymalna i

czuciowa, zaburzenia pracy wątroby, kwasica [61]. Gdy jed-

nak mutacja występuje w ponad 95% liczby kopii genomu

mitochondrialnego, prowadzi do zespołu Leigha, którego

objawy obejmują ataksję, hipotonię, opóźnienie rozwoju,

paraliż mięśni oka i śmierć w wieku dojrzewania [62-65].

Podobnie tranzycja m.14459G>A w genie ND6 może pro-

wadzić do dziedzicznej neuropatii nerwu wzrokowego

LHON lub do dystonii, przy czym dystonia rozwija się w

przypadku występowania wyższej frakcji sekwencji zmuto-

wanych [56,66]. Nie zostało dotąd dokładnie wyjaśnione, w

jaki sposób ten sam rodzaj zmiany w metabolizmie, to jest

obniżenie aktywności kompleksu I ATPazy, którą wywołu-

je mutacja, prowadzi do znacząco różnych efektów fenoty-

powych.

Przyczyną chorób mitochondrialnych mogą też być

uszkodzenia mtDNA w sekwencjach kodujących tRNA. Ze-

spół MELAS jest przykładem choroby wywoływanej muta-

cją punktową w genie tRNA leucyny w mtDNA. Objawy tej

choroby, obejmujące miopatię, encefalopatię, kwasicę mle-

czanową i incydenty podobne do udarów, pojawiają się już

zazwyczaj w dzieciństwie [67]. Objawy te rozwijają się, jeśli

mutacja występuje w ponad 80% kopii mtDNA, natomiast

gdy występuje z mniejszą częstością (5-30%), prowadzi do

cukrzycy i głuchoty [68,69]. Dla występowania i przebiegu

niektórych chorób mitochondrialnych, w tym zespołu ME-

LAS i niektórych rodzajów głuchot, znaczenie ma nie tylko

frakcja uszkodzonego mtDNA lecz dystrybucja tkankowa

tych uszkodzeń [70].

Proces starzenia, zarówno fizjologicznego, jak i przed-

wczesnego, jest wiązany ze zmianami w mtDNA [71,72].

Stwierdzono, że mtDNA myszy, u których brak aktywności

korektorskiej polimerazy DNA γ, akumuluje więcej muta-

cji, niż mtDNA zwierząt z pełną aktywnością polimerazy i

proces ten jest powiązany z przedwcześnie występującymi

objawami starzenia [73]. Wbrew wcześniejszym przypusz-

czeniom [74], przyśpieszone starzenie nie było związane ze

wzrostem poziomu stresu oksydacyjnego, ale z indukcją

procesów apoptotycznych [73]. Z drugiej strony badania

relacji między wiekiem, stresem oksydacyjnym i uszkodze-

niami mtDNA w krwi i wątrobie Macaca mulatta dały od-

mienne wyniki. Otrzymano korelację pomiędzy wiekiem a

poziomem uszkodzeń DNA oraz wzrost poziomu wyznacz-

ników stresu oksydacyjnego. Sugeruje to, że akumulacja

uszkodzeń mtDNA prowadzi do zaburzeń w funkcjono-

waniu mitochondriów, które z kolei mogą mieć związek z

wystąpieniem objawów starzenia [75]. Stwierdzono także

zależność między postępem procesów nerwowo-zwyrod-

nieniowych w chorobie Alzheimera a akumulacją uszko-

dzeń w mtDNA. Wzrost poziomu uszkodzeń stwierdzono

także w nDNA, jednakże był on dziesięciokrotnie niższy niż

w mtDNA [76]. W obumierających komórkach nerwowych

proces apoptozy poprzedzony był fragmentacją mtDNA

[77].

PODSUMOWANIE

Genom mitochondrialny stanowi względnie małą część

całościowego DNA eukariontów. W toku ewolucji szereg

270

www.postepybiochemii.pl

genów mtDNA zostało włączonych do genomu jądrowego.

Wciąż jednak wiele istotnych genów związanych przede

wszystkim z metabolizmem samych mitochondriów zawar-

tych jest w mtDNA. Dlatego zmiany w mtDNA prowadzą

do poważnych zmian w funkcjonowaniu organizmów, u

których doszło do mutagenezy mtDNA. Od dawna znane

są choroby wywołane zmianami w mtDNA, w ostatnich la-

tach badane są też związki między zmianami w genomie

mitochondrialnym a procesami starzenia. Przy rozpatrywa-

niu mutagenezy mtDNA, podobnie jak w przypadku muta-

genezy nDNA, kluczowymi zagadnieniami są mechanizmy

powstawania uszkodzeń DNA i ich naprawy. Czynniki wy-

wołujące uszkodzenia w mtDNA są tego samego rodzaju co

czynniki wpływające na uszkodzenia genomów jądrowych,

jednak odmienność środowiska mitochondriów może mo-

dulować ich wpływ. Mechanizmy naprawcze mtDNA są

zróżnicowane u poszczególnych grup taksonomicznych.

Jak dotąd stwierdzono, że głównym szlakiem naprawy

aktywnym w mitochondriach jest naprawa przez wycina-

nie zasad. W przypadku innych szlaków naprawy, udało

się zidentyfikować niektóre aktywne w nich białka, ale nie

stwierdzono, by w mitochondriach działał szlak naprawy

przez wycinanie nukleotydów. Perspektywy badawcze

związane z mutagenezą mtDNA obejmują szczegółowe

wyjaśnienie procesów naprawczych, określenie dokładnego

wpływu produkcji reaktywnych form tlenu na proces mu-

tagenezy, wyjaśnienie roli zaburzeń w strukturze mtDNA

w rozwoju objawów starzenia się, oraz wpływu na procesy

apoptozy i inne zmiany w metabolizmie komórek. Jedną z

kluczowych metod będzie tu wykorzystanie transgenezy

mitochondrialnej pozwalającej badać wpływ konkretnych

zmian w mtDNA.

PIŚMIENNICTWO

1. Gray MW, Burger G, Lang BF (1999) Mitochondrial evolution. Science

283: 1476-1481

2. Boore JL (1999) Animal mitochondrial genomes. Nucleic Acids Res 27:

1767-1780

3. Anderson S, Bankier AT, Barrell BG, de Bruijn MH, Coulson AR,

Drouin J, Eperon IC, Nierlich DP, Roe BA, Sanger F, Schreier PH,

Smith AJ, Staden R, Young IG (1981) Sequence and organization of the

human mitochondrial genome. Nature 290: 457-465

4. Bayona-Bafaluy MP, Acín-Pérez R, Mullikin JC, Park JS, Moreno-Lo-

shuertos R, Hu P, Pérez-Martos A, Fernández-Silva P, Bai Y, Antonio

Enríquez JA (2003) Revisiting the mouse mitochondrial DNA sequen-

ce. Nucleic Acids Res 31: 5349-5355

5. Bullerwell CE, Leigh J, Forget L, Lang BF (2003) A comparison of three

fission yeast mitochondrial genomes. Nucleic Acids Res 31: 759-768

6. Gerhold JM (2010) Replication and Recombination of mitochondrial

DNA in Yeast. Dissertationes Biologicae Universitas Tartuensis 189

7. Gerhold JM, Aun A, Sedman T, Jõers P, Sedman J (2010) Strand inva-

sion structures in the inverted repeat of Candida albicans mitochondrial

DNA reveal a role for homologous recombination in replication. Mol

Cell 39: 851-861

8. Unseld M, Marienfeld JR, Brandt P, Brennicke A (1997) The mitochon-

drial genome of Arabidopsis thaliana contains 57 genes in 366,924 nucle-

otides. Nat Genet 15: 57-61

9. M, Scissum-Gunn K, Song D, Khazi F, McLean SL, Nielsen BL (2006)

DNA recombination activity in soybean mitochondria. J Mol Biol 356:

288-299

10. Spelbrink JN (2010) Functional organization of mammalian mitochon-

drial DNA in nucleoids: history, recent developments, and future chal-

lenges. IUBMB Life 62: 19-32

11. Adams KL, Palmer JD (2003) Evolution of mitochondrial gene content:

gene loss and transfer to the nucleus. Mol Phylogenet Evol 29: 380-395

12. Glover KE, Spencer DF, Gray MW (2001) Identification and structural

characterization of nucleus-encoded transfer RNAs imported into

wheat mitochondria. J Biol Chem 276: 639-648

13. Gray MW, Lang BF, Cedergren R, Golding GB, Lemieux C, Sankoff

D, Turmel M, Brossard N, Delage E, Littlejohn TG, Plante I, Rioux P,

Saint-Louis D, Zhu Y, Burger G (1998) Genome structure and gene

content in protist mitochondrial DNAs. Nucleic Acids Res 26: 865-878

14. Nugent JM, Palmer JD (1991) RNA-mediated transfer of the gene coxII

from the mitochondrion to the nucleus during flowering plant evolu-

tion. Cell 66: 473-481

15. Perez-Martinez X, Antaramian A, Vazquez-Acevedo M, Funes S,

Tolkunova E, d’Alayer J, Claros MG, Davidson E, King MP, González-

Halphen D (2001) Subunit II of cytochrome c oxidase in Chlamydo-

monad algae is a heterodimer encoded by two independent nuclear

genes. J Biol Chem 276: 11302-11309

16. Boesch P, Weber-Lotfi F, Ibrahim N, Tarasenko V, Cosset A, Paulus

F, Lightowlers RN, Dietrich A (2011) DNA repair in organelles: Path-

ways, organization, regulation, relevance in disease and aging. Bio-

chim Biophys Acta 1813: 186-200

17. Nair J, Strand S, Frank N, Knauft J, Wesch H, Galle PR, Bartsch H

(2005) Apoptosis and age-dependant induction of nuclear and mito-

chondrial etheno-DNA adducts in Long-Evans Cinnamon (LEC) rats:

enhanced DNA damage by dietary curcumin upon copper accumula-

tion. Carcinogenesis 26: 1307-1315

18. Thomas RD, Roy D (2001) Stilbene estrogen produces higher levels of

mitochondrial DNA adducts than nuclear DNA adducts in the target

organ of cancer (liver) of male Sprague Dawley rats. Oncol Rep 8: 1035-

1038

19. LaRiviere FJ, Newman AG, Watts ML, Bradley SQ, Juskewitch JE,

Greenwood PG, Millard JT (2009) Quantitative PCR analysis of

diepoxybutane and epihalohydrin damage to nuclear versus mito-

chondrial DNA. Mutat Res 664: 48-54

20. Rachek LI, Yuzefovych LV, LeDoux SP, Julie NL, Wilson GL (2009)

Troglitazone, but not rosiglitazone, damages mitochondrial DNA and

induces mitochondrial dysfunction and cell death in human hepato-

cytes. Toxicol Appl Pharmacol 240: 348-354

21. Podratz JL, Knight AM, Ta LE, Staff NP, Gass JM, Genelin K, Schlattau

A, Lathroum L, Windebank AJ (2011) Cisplatin induced mitochondrial

DNA damage in dorsal root ganglion neurons. Neurobiology of Dise-

ase 41: 661-668

22. Enzmann H, Wiemann C, Ahr HJ, Schlüter G (1999) Damage to mi-

tochondrial DNA induced by the quinolone Bay y 3118 in embryonic

turkey liver. Mutat Res 425: 213-224

23. Divi RL, Walker VE, Wade NA, Nagashima K, Seilkop SK, Adams

ME, Nesel CJ, O’Neill JP, Abrams EJ, Poirier MC (2004) Mitochondrial

damage and DNA depletion in cord blood and umbilical cord from

infants exposed in utero to Combivir. AIDS 18: 1013-1021

24. Pascucci B, Versteegh A, van Hoffen A, van Zeeland AA, Mullenders

LH, Dogliotti E (1997) DNA repair of UV photoproducts and muta-

genesis in human mitochondrial DNA. J Mol Biol 273: 417-427

25. Daehn I, Brem R, Barkauskaite E, Karran P (2011) 6-Thioguanine dam-

ages mitochondrial DNA and causes mitochondrial dysfunction in hu-

man cells. FEBS Lett 585: 3941-3946

26. Zhou X, Li N, Wang Y, Wang Y, Zhang X, Zhang H (2011) Effects of

X-irradiation on mitochondrial DNA damage and its supercoiling for-

mation change. Mitochondrion 11: 886-892

27. Zhang H, Maguire DJ, Zhang M, Zhang L, Okunieff P (2011) Elevat-

ed mitochondrial DNA copy number and POL-γ expression but de-

creased expression of TFAM in murine intestine following therapeutic

dose irradiation. Adv Exp Med Biol 701: 201-206

28. Carugno M, Pesatori AC, Dioni L, Hoxha M, Bollati V, Albetti B, Byun

H-M, Bonzini M, Fustinoni S, Cocco P, Satta G, Zucca M, Merlo DF,

Cipolla M, Bertazzi PA, Baccarelli A (20121) Increased mitochondrial

DNA copy number in occupations associated with low-dose benzene

exposure. Environ Health Perspect 120: 210-215

Postępy Biochemii 58 (3) 2012

271

29. Bacman SR, Williams SL, Moraes CT (2009) Intra- and inter-molecular

recombination of mitochondrial DNA after in vivo induction of mul-

tiple double-strand breaks. Nucleic Acids Res 37: 4218-4226

30. Andreyev AY, Kushnareva YE, Starkov AA (2005) Mitochondrial me-

tabolism of reactive oxygen species. Biochemistry Mosc 70: 200-214

31. Goetz ME, Luch A (2008) Reactive species: a cell damaging rout assist-

ing to chemical carcinogens. Cancer Lett 266: 73-83

32. Turrens JF (2003) Mitochondrial formation of reactive oxygen species.

J Physiol (Lond) 552: 335-344

33. Murphy MP (2009) How mitochondria produce reactive oxygen spe-

cies. Biochem J 417: 1-13

34. Sazanov LA (2007) Respiratory complex I: mechanistic and structural

insights provided by the crystal structure of the hydrophilic domain.

Biochemistry 46: 2275-2288

35. Takeshige K, Minakami S (1979) NADH- and NADPH-dependent for-

mation of superoxide anions by bovine heart submitochondrial par-

ticles and NADH-ubiquinone reductase preparation. Biochem J 180:

129-135

36. Hirst J, King MS, Pryde KR (2008) The production of reactive oxygen

species by complex I. Biochem Soc Trans 36: 976-980

37. Li N, Ragheb K, Lawler G, Sturgis J, Rajwa B, Melendez JA, Robinson

JP (2003) Mitochondrial complex I inhibitor rotenone induces apopto-

sis through enhancing mitochondrial reactive oxygen species produc-

tion. J Biol Chem 278: 8516-8525

38. Gao X, Campian JL, Qian M, Sun X-F, Eaton JW (2009) Mitochondrial

DNA damage in iron overload. J Biol Chem 284: 4767-4775

39. Evans MD, Dizdaroglu M, Cooke MS (2004) Oxidative DNA damage

and disease: induction, repair and significance. Mutat Res 567: 1-61

40. Sung J-S, Demple B (2006) Roles of base excision repair subpathways

in correcting oxidized abasic sites in DNA. FEBS J 273: 1620-1629

41. Stierum RH, Dianov GL, Bohr VA (1999) Single-nucleotide patch base

excision repair of uracil in DNA by mitochondrial protein extracts.

Nucleic Acids Res 27: 3712-3719

42. Akbari M, Visnes T, Krokan HE, Otterlei M (2008) Mitochondrial base

excision repair of uracil and AP sites takes place by single-nucleotide

insertion and long-patch DNA synthesis. DNA repair 7: 605-616

43. Boesch P, Ibrahim N, Paulus F, Cosset A, Tarasenko V, Dietrich A

(2009) Plant mitochondria possess a short-patch base excision DNA

repair pathway. Nucleic Acids Res 37: 5690-5700

44. Liu P, Qian L, Sung J-S, de Souza-Pinto NC, Zheng L, Bogenhagen DF,

Bohr VA, Wilson DM, Shen B, Demple B (2008) Removal of oxidative

DNA damage via FEN1-dependent long-patch base excision repair in

human cell mitochondria. Mol Cell Biol 28: 4975-4987

45. de Souza-Pinto NC, Eide L, Hogue BA, Thybo T, Stevnsner T, Seeberg

E, Klungland A, Bohr VA (2001) Repair of 8-oxodeoxyguanosine le-

sions in mitochondrial dna depends on the oxoguanine dna glycosyl-

ase (OGG1) gene and 8-oxoguanine accumulates in the mitochondrial

dna of OGG1-defective mice. Cancer Res 61: 5378-5381

46. Nilsen H, Otterlei M, Haug T, Solum K, Nagelhus TA, Skorpen F, Kro-

kan HE (1997) Nuclear and mitochondrial uracil-DNA glycosylases

are generated by alternative splicing and transcription from different

positions in the UNG gene. Nucleic Acids Res 25: 750-755

47. Chatterjee A, Singh KK (2001) Uracil-DNA glycosylase-deficient yeast

exhibit a mitochondrial mutator phenotype. Nucleic Acids Res 29:

4935-4940

48. Pirsel M, Bohr VA (1993) Methyl methanesulfonate adduct formation

and repair in the DHFR gene and in mitochondrial DNA in hamster

cells. Carcinogenesis 14: 2105-2108

49. de Souza-Pinto NC, Mason PA, Hashiguchi K, Weissman L, Tian J,

Guay D, Lebel M, Stevnsner TV, Rasmussen LJ, Bohr VA (2009) Novel

DNA mismatch-repair activity involving YB-1 in human mitochon-

dria. DNA repair 8: 704-719

50. Dzierzbicki P, Koprowski P, Fikus MU, Malc E, Ciesla Z (2004) Repair

of oxidative damage in mitochondrial DNA of Saccharomyces cere-

visiae: involvement of the MSH1-dependent pathway. DNA repair 3:

403-411

51. Sage JM, Gildemeister OS, Knight KL (2010) Discovery of a novel func-

tion for human Rad51: maintenance of the mitochondrial genome. J

Biol Chem 285: 18984-18990

52. Odahara M, Inouye T, Fujita T, Hasebe M, Sekine Y (2007) Involve-

ment of mitochondrial-targeted RecA in the repair of mitochondrial

DNA in the moss, Physcomitrella patens. Genes Genet Syst 82: 43-51

53. Pasupathy K, Pradhan DS (1992) Evidence for excision repair in prom-

itochondrial DNA of anaerobic cells of Saccharomyces cerevisiae. Mutat

Res 273: 281-288

54. Ryoji M, Katayama H, Fusamae H, Matsuda A, Sakai F, Utano H

(1996) Repair of DNA damage in a mitochondrial lysate of Xenopus

laevis oocytes. Nucleic Acids Res 24: 4057-4062

55. Satoh MS, Huh N, Rajewsky MF, Kuroki T (1988) Enzymatic removal

of O6-ethylguanine from mitochondrial DNA in rat tissues exposed to

N-ethyl-N-nitrosourea in vivo. J Biol Chem 263: 6854-6856

56. Wallace DC (1999) Mitochondrial diseases in man and mouse. Science

283: 1482-1488

57. Tyynismaa H, Suomalainen A (2009) Mouse models of mitochondrial

DNA defects and their relevance for human disease. EMBO Rep 10:

137-143

58. Nakada K, Hayashi J-I (2011) Transmitochondrial mice as models for

mitochondrial DNA-based diseases. Exp Anim 60: 421-431

59. Remacle C, Cardol P, Coosemans N, Gaisne M, Bonnefoy N (2006)

High-efficiency biolistic transformation of Chlamydomonas mitochon-

dria can be used to insert mutations in complex I genes. Proc Natl

Acad Sci USA 103: 4771-4776

60. Inoue K, Nakada K, Ogura A, Isobe K, Goto Y, Nonaka I, Hayashi JI

(2000) Generation of mice with mitochondrial dysfunction by intro-

ducing mouse mtDNA carrying a deletion into zygotes. Nat Genet 26:

176-181

61. Rak M, Tetaud E, Duvezin-Caubet S, Ezkurdia N, Bietenhader M,

Rytka J, di Rago J-P (2007) A yeast model of the neurogenic ataxia reti-

nitis pigmentosa (NARP) T8993G mutation in the mitochondrial ATP

synthase-6 gene. J Biol Chem 282: 34039-34047

62. Debray F-G, Lambert M, Lortie A, Vanasse M, Mitchell GA (2007)

Long-term outcome of Leigh syndrome caused by the NARP-T8993C

mtDNA mutation. Am J Med Genet A 143A: 2046-2051

63. Pastores GM, Santorelli FM, Shanske S, Gelb BD, Fyfe B, Wolfe D, Will-

ner JP (1994) Leigh syndrome and hypertrophic cardiomyopathy in an

infant with a mitochondrial DNA point mutation (T8993G). Am J Med

Genet 50: 265-271

64. Shuk-kuen Chau C, Kwok K-L, Ng DK, Lam C-W, Tong S-F, Chan

Y-W, Siu W-K, Yuen Y-P (2010) Maternally inherited Leigh syndrome:

an unusual cause of infantile apnea. Sleep Breath 14: 161-165

65. Tatuch Y, Christodoulou J, Feigenbaum A, Clarke JT, Wherret J, Smith

C, Rudd N, Petrova-Benedict R, Robinson BH (1992) Heteroplasmic

mtDNA mutation (T----G) at 8993 can cause Leigh disease when the

percentage of abnormal mtDNA is high. Am J Hum Genet 50: 852-858

66. Jun AS, Brown MD, Wallace DC (1994) A mitochondrial DNA muta-

tion at nucleotide pair 14459 of the NADH dehydrogenase subunit 6

gene associated with maternally inherited Leber hereditary optic neu-

ropathy and dystonia. Proc Natl Acad Sci USA 91: 6206-6210

67. Aharoni S, Traves TA, Melamed E, Cohen S, Silver EL (2010) MELAS

syndrome associated with both A3243G-tRNALeu mutation and mul-

tiple mitochondrial DNA deletions. J Neurol Sci 296: 101-103

68. Goto Y, Nonaka I, Horai S (1990) A mutation in the tRNA(Leu)(UUR)

gene associated with the MELAS subgroup of mitochondrial encepha-

lomyopathies. Nature 348: 651-653

69. van den Ouweland JM, Lemkes HH, Gerbitz KD, Maassen JA (1995)

Maternally inherited diabetes and deafness (MIDD): a distinct subtype

of diabetes associated with a mitochondrial tRNA(Leu)(UUR) gene

point mutation. Muscle Nerve 3: S124-130

70. Chinnery PF, Zwijnenburg PJG, Walker M, Howell N, Taylor RW,

Lightowlers RN, Bindoff L, Turnbull DM (1999) Nonrandom tissue

distribution of mutant mtDNA. Am J Med Genet 85: 498-501

71. Cui H, Kong Y, Zhang H (2012) Oxidative stress, mitochondrial dys-

function, and aging. J Signal Transduct doi:10.1155/2012/646354

272

www.postepybiochemii.pl

Mutagenesis of mitochondrial DNA

Sylwester Glowacki

, Janusz Blasiak

Department of Molecular Genetics, University of Lodz, 141/143 Pomorska St., 90-236 Lodz, Poland

e-mail sylwester.glowacki@me.com

Key words: mitochondria, mitochondrial DNA damage, mitochondrial DNA repair, mitochondrial diseases, aging

ABSTRACT

The role of mitochondria in the development of diseases and in processes of aging has been investigated for last few decades. These orga-

nelles have their own genome which has a number of genes coding tRNAs and proteins important in oxygen respiration. Mutagenesis of the

mitochondrial genome plays a crucial role in altering mitochondria functions, which can lead to serious diseases. Moreover, the accumulation

of damage to mitochondrial DNA seems to be related to aging. Ionizing and UV radiations as well as a broad array of chemical compounds

may affect the extend of mitochondrial DNA damage. The activity of respiratory electron chain results in the production of reactive oxygen

species, which can damage mitochondrial DNA. The extent of mitochondrial DNA damage depend on the activity of DNA repair pathways.

Research on genetic basis of mitochondrial diseases employ transmitochondrial mice, containing laboratory-induced specific mutations, allo-

wing determination the relationship between changes in mitochondrial genome and disease phenotype.

72. Hoeijmakers JHJ (2009) DNA damage, aging, and cancer. N Engl J

Med 361: 1475-1485

73. Kujoth GC, Hiona A, Pugh TD, Someya S, Panzer K, Wohlgemuth SE,

Hofer T, Seo AY, Sullivan R, Jobling WA, Morrow JD, Van Remmen H,

Sedivy JM, Yamasoba T, Tanokura M, Weindruch R, Leeuwenburgh

C, Prolla TA (2005) Mitochondrial DNA mutations, oxidative stress,

and apoptosis in mammalian aging. Science 309: 481-484

74. Richter C (1995) Oxidative damage to mitochondrial DNA and its rela-

tionship to ageing. Int J Biochem Cell Biol 27: 647-653

75. Castro del MR, Suarez E, Kraiselburd E, Isidro A, Paz J, Ferder L, Aya-

la-Torres S (2012) Aging increases mitochondrial DNA damage and

oxidative stress in liver of rhesus monkeys. Experimental Gerontology

47: 29-37

76. Wang J, Xiong S, Xie C, Markesbery WR, Lovell MA (2005) Increased

oxidative damage in nuclear and mitochondrial DNA in Alzheimer’s

disease. J Neurochem 93: 953-962

77. de la Monte SM, Luong T, Neely TR, Robinson D, Wands JR (2000) Mi-

tochondrial DNA damage as a mechanism of cell loss in Alzheimer’s

disease. Lab Invest 80: 1323-1335

78. Alverson AJ, Wei X, Rice DW, Stern DB, Barry K, Palmer JD (2010) In-

sights into the evolution of mitochondrial genome size from complete

sequences of Citrullus lanatus and Cucurbita pepo (Cucurbitaceae). Mol

Biol Evol 27: 1436-1448

79. Langkjaer RB, Casaregola S, Ussery DW, Gaillardin C, Piskur J (2003)

Sequence analysis of three mitochondrial DNA molecules reveals in-

teresting differences among Saccharomyces yeasts. Nucleic Acids Res

31: 3081-3091