PODŁOŻE BAIRD PARKERA (podstawowe)
Nr kat. P-0026
Podłoże do izolacji i różnicowania gronkowców, szczególnie Staphylococcus aureus w
produktach spożywczych i innych materiałach.
Skład podłoża (g/l):
Pepton K 10,00
Ekstrakt drożdżowy 1,00
Ekstrakt wołowy 5,00
L-glicyna 12,00
Pirogronian sodu 10,00
Chlorek litu 5,00
Agar 15,00
Końcowe pH 7.2 ± 0.2 w 25ºC (po sterylizacji)


Sposób przygotowania:
58,0 g podłoża zawiesić w 1000 ml wody destylowanej. Sterylizować w 121ºC przez 15
minut. Po ochłodzeniu podłoża do 45 ± 1ºC, dodać na każde 100 ml podłoża 1 ml 1%
roztworu tellurynu potasu + 5 ml gotowej emulsji żółtka, lub 5 ml gotowej emulsji żółtka z
tellurynem potasu.
Sposób hodowli:
1. Dokładnie wymieszać podłoże przed rozlaniem.
2. Wylać podłoże na płytki śr. 90 mm (w ilości 15–20 ml), płytki pozostawić do wyschnięcia
nadmiaru wilgoci (płytki z gotowym podłożem przechowywać w temp. 2–8ºC, w ciemności i
szczelnie zamkniętych pojemnikach).
3. Inkubować w temperaturze 35 lub 37ºC, odczytu dokonywać po 24 h i 48 h.
Opis:
Podłoże Baird-Parkera służącym do izolacji i różnicowania gronkowców, szczególnie
Staphylococcus aureus w produktach spożywczych i innych materiałach. Podłoże Baird-
Parkera jest podłożem wybiórczym ze względu na obecności w podłożu chlorku litu i
tellurynu potasu, który hamuje wzrost mikroflory towarzyszącej. Gdy podejrzewa się
występowanie bakterii z rodzaju Proteus w próbce, w celu zahamowania ich wzrostu, należy
dodać roztworu sulfametazyny. Natomiast obecność pirogronianu sodu i glicyny selektywnie
stymuluje wzrost Staphylococcus aureus np. pirogronian chroni i wspomaga regenerację
uszkodzonych komórek gronkowca.
Bakterie Staphylococcus aureus tworzą na podłożu Baird-Parkera charakterystyczne kolonie
ze względu na dwie cechy gronkowca, tj. zdolność do redukcji tellurynu do metalicznego
tellurynu - stąd czarne zabarwienie kolonii, oraz dzięki właściwością lipolitycznym i
proteolitycznym S.aureus tworzy się charakterystyczna strefa, należy dodać, iż wymienione
właściwości lityczne nie muszą występować jednocześnie. Kolonie typowe S.aureus są
czarnoszare, czarne, gładkie,błyszczące, wypukłe, o śr. 1,0–1,5 mm po 24 h i 1,5–2,5 mm po
48 h, dodatkowo otoczone przezroczystą, często opalizującą obwódką (egg-yolk dodatnie).
Kolonie nietypowe (egg-yolk ujemne) mogą być otoczone białą obwódką, bez przezroczystej
strefy lub z mało wyraźną strefą, mogą występować kolonie szorstkie. Ten nie
charakterystyczny wygląd obserwuje się często u szczepów S.aureus pochodzących z
produktów mlecznych.
Na podłożu tym mogą czasami rosnąć:
· Inne gatunki Staphylococcus – czarne kolonie, z nieregularnym brzegiem, z możliwością
pojawiania się charakterystycznej strefy wokół kolonii po 24 h,

· Bacillus sp. – ciemnobrązowe, matowe kolonie, czasami otoczone strefą przejaśnienia
pokazującą się po 48 h,
· Micrococcus sp. – małe kolonie, brązowe do czarnego zabarwienia, bez strefy przejaśnienia,
· Proteus sp. – kolonie brązowe do czarnego zabarwienia, bez strefy przejaśnienia (podłoże
bez dodatku sulfametazyny),
· drożdże - białe kolonie, bez strefy przejaśnienia.

Szczepy kontrolne:
Staphylococcus aureus ATCC 6538 dobry/b.dobry czarna +
Salmonella typhimurium ATCC 14028 brak - -
Escherichia coli ATCC 25922 brak - -

Literatura: Baird-Parker A.C (1962): 25, 12–19.; Baird-Parker A.C., Devenport E. (1965): J.
Appl. Bact., 28, 390–402.
Polskie Normy: PN-EN ISO 6888-1:2001, PN-EN ISO 6888-1/A1:2004, PN-EN ISO 6888-
3:2004.
Shaw S., Scott M, Cowan T. (1957): J. Gen. Microbiol., 5, 1010–1023; Smith B.A., Baird-
Parker A.C. (1964):
J. Appl. Bact., 27(1) 78–82; Stadhauders J., Hassing F., van Maren A. (1976): Netz. Milk
Diary J., 30, 222–229.

AGAR Z MANNITOLEM (Podłoże CHAPMANA)
Podłoże wybiórcze do izolowania i wykrywania gronkowców chorobotwórczych w
artykułach spożywczych i
innych materiałach.
Skład podłoża (g/l):
Pepton 10,00
Ekstrakt wołowy 1,00
Chlorek sodu 75,00
D-Mannitol 10,00
Czerwień fenolowa 0,025
Agar 15,00
Końcowe pH 7.4 ± 0.2 w 25ºC (po sterylizacji)
Wygląd podłoża:
SUCHEGO: proszek, różowy
GOTOWEGO: stałe, przezroczyste, czerwone
Sposób przygotowania:
111,0 g podłoża zawiesić w 1000 ml wody destylowanej . Sterylizować w temperaturze 121ºC
przez 15 minut.
Sposób hodowli:
1. Dokładnie wymieszać podłoże przed rozlaniem.
2. Wylać podłoże na płytki śr. 90 mm (w ilości 15–20 ml), płytki pozostawić do wyschnięcia
nadmiaru wilgoci (płytki z gotowym podłożem przechowywać w temp. 2–8ºC, w ciemności i
szczelnie zamkniętych pojemnikach).
3. Posiać płytkę z podłożem badanym materiałem. Rozprowadzić płynną próbkę na całej
powierzchni używając sterylnej głaszczki.
4. Inkubować w temperaturze 35ºC przez 24–72 h.
Opis:
Agar z mannitolem wg Chapmana służy do izolowania i wykrywania gronkowców
chorobotwórczych w artykułach spożywczych i innych materiałach.
Podłoże Chapmana to podłoże wybiórcze, ze względu na wysoki dodatek soli w podłożu, są
w stanie rosnąć na nim organizmy halofilne, w tym gronkowce. Podłoże pełni również
funkcje różnicującą, pozwalając na stwierdzenie zdolności wykorzystania mannitolu przez
mikroorganizmy. Bakterie mające zdolność wykorzystywania mannitolu z wytworzeniem
kwasów, powodują spadek pH środowiska hodowli, co stwierdza się dzięki obecności
indykatora pH - czerwieni fenolowej.
Mikroorganizmy tworzące zazwyczaj duże, kremowe do pomarańczowej barwy kolonie,
otoczone wyraźną Żółtą strefą to mannitol(+) gronkowce - Staphylococcus aureus.
Mikroorganizmy tworzące drobne, białe do różowej barwy kolonie, przy braku zmiany koloru
podłoża to niechorobotwórcze, mannitol(-) gronkowce np. Staphylococcus epidermis i inne.
Szczepy kontrolne:
Wzrost Wygląd kolonii
Staphylococcus aureus ATCC 6538 dobry kolonie otoczone żółtą strefą
Staphylococcus epidermis ATCC 12228 dobry kolonie otoczone czerwoną lub purpurową
strefą
Escherichia coli ATCC 25922 brak -
Literatura:
Chapman G.H. (1945), J. Bact., 50, 201–203; Polskie Normy: PN 89/Z-04111/02

.

AGAR Z WYCIĄGIEM MÓZGOWO-SERCOWYM
Podłoże do hodowli drobnoustrojów o wysokich wymaganiach pokarmowych, szczególnie
drobnoustrojów chorobotwórczych, np. streptokoków, pneumokoków, meningokoków.
Skład podoła (g/l):
Pepton 10,00
Wyciąg z mózgu cielęcego 12,50
Wyciąg z serc wołowych 5,00
Glukoza 2,00
Chlorek sodu 5,00
Wodorofosforan disodu 2,50
Agar 15,00
Końcowe pH 7.4 ± 0.1 w 25ºC (po sterylizacji)
Sposób przygotowania:
52,0 g podłoża zawiesić w 1000 ml wody destylowanej.Sterylizować w temperaturze 121ºC
przez 15 minut.
W przypadku hodowli drobnoustrojów beztlenowych stosować podłoże przygotowane w dniu
sterylizacji.
Podłoże wcześniej przygotowane należy zregenerować przez kilkuminutowe gotowanie i
szybko schłodzić, w celu usunięcia tlenu.
Sposób hodowli:
1. Dokładnie wymieszać podłoże przed rozlaniem.
2. Wylać podłoże na płytki śr. 90 mm (w ilości 15–20 ml), płytki pozostawić do wyschnięcia
nadmiaru wilgoci (płytki z gotowym podłożem przechowywać w temp. 2–8ºC, w ciemności i
szczelnie zamkniętych pojemnikach).
Opis:
Agar z wyciągiem mózgowo-sercowym jest podłożem odpowiednim do hodowli szerokiego
zakresu drobnoustrojów. Jest zwłaszcza odpowiedni do hodowli i izolacji wymagających
bakterii np. z rodzaju Neisseria, Streptococcus, Haemophilus.
Składniki podłoża: pepton, wyciąg z mózgu cielęcego i wyciąg z serc wołowych to źródło
organicznego węgla, azotu, siarki, witamin i mikroelementów. Obecność wodorofosforanu
disodu buforuje środowisko hodowli zapewniając stabilność pH podczas hodowli.
Agar z wyciągiem mózgowo-sercowym może być używane do hodowli grzybów. Wzrost
mikroflory towarzyszącej grzybom można zahamować przez dodatek: 20 UI penicyliny i 40
μg streptomycyny, czy też dla wymagających grzybów 0,05 μg/ml cykloheksymidu i 0,5 μg
chloramfenikolu.
Wzrost i wygląd kolonii charakterystyczny jest dla danego gatunku mikroorganizmu.
Szczepy kontrolne:
Warunki wzrostu Inkubacja Wzrost
Escherichia coli ATCC 25922 tlenowe/ względnie beztlenowe 24h/35lub 37

o

C dobry/b.dobry

Salmonella typhimurium ATCC 14028 tlenowe/ względnie beztlenowe 24h/35lub 37

o

C

dobry/b.dobry
Shigella sonnei ATCC 9290 tlenowe/ względnie beztlenowe 24h/35lub 37

o

C dobry/b.dobry

Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853 tlenowe 24h/35lub 37

o

C dobry/b.dobry

Staphylococcus aureus ATCC 6538 tlenowe/ względnie beztlenowe 24h/35lub 37

o

C

dobry/b.dobry
Clostridium perfringens ATCC 13124 beztlenowe 24h/35lub 37

o

C dobry/b.dobry

Candida albicans ATCC 10231 tlenowe 48h/28

o

C dobry/b.dobry

Literatura:
Howell A. (1948): Public Health Reports, 63, 173-178
Kotcher E., Robinson J.W., Miller M.P. (1951): J. Bact., 62, 613–620

.

Pożywka TSA (tryptone-soja-agar)
Podłoże uniwersalne do hodowli mikroorganizmów.
Skład podłoża (g/l):
Pepton K 15,00
Pepton SP 5,00
Chlorek sodu 5,00
Agar 15,00
Końcowe pH 7.3 ± 0.2 w 25ºC (po sterylizacji)

Sposób przygotowania:
40,0 g podłoża zawiesić w 1000 ml wody destylowanej. Sterylizować w temp. 121ºC przez 15
minut. W przypadku przygotowania płytek z krwią należy po sterylizacji ochłodzić podłoże
do ok. 45ºC i dodać jałowo 5–10 ml krwi na 100 ml podłoża.
Sposób hodowli:
1. Dokładnie wymieszać podłoże przed rozlaniem.
2. Wylać podłoże na płytki śr. 90 mm (w ilości 15–20 ml), płytki pozostawić do wyschnięcia
nadmiaru
wilgoci (płytki z gotowym podłożem przechowywać w temp. 2–8ºC, w ciemności i szczelnie
zamkniętych pojemnikach).
3. Posiać płytkę z podłożem badanym materiałem (najczęściej 1 ml). Rozprowadzić płynną
próbkę na
całej powierzchni używając sterylnej głaszczki. Wysiew można wykonać przez posiew
rysowy przy
użyciu sterylnej ezy.
4. W razie potrzeby posiew można wykonać metodą wgłębną.
5. Czas, temperatura oraz warunki atmosferyczne inkubacji, zależą od rodzaju drobnoustroju.
Opis:
Agar TSA jest podłożem do hodowli, namnażania drobnoustrojów o podwyższonych
wymaganiach
pokarmowych. Podłoże służy do rutynowych badań bakterii tlenowych, beztlenowych, a także
grzybów z rodzaju Candida. Można tez hodować paciorkowce, pneumokoki, maczugowce,
bakterie z rodzaju Brucella, Pasteurella, Listeria. Podłoże TSA może służyć do
przygotowania podłoża z dodatkiem krwi.
Skład podłoża został tak dopracowany, aby zapewnić optymalny wzrost bakterii. Podłoże
będące źródłem węgla, azotu, minerałów, zawiera pepton kazeinowy i sojowy. Mieszanina
tych dwóch peptonów umożliwia wzrost szerokiego zakresu mikroorganizmów na agarze
TSA, dając typowe kolonie oraz wyraźne reakcje hemolityczne.
Wzrost i wygląd kolonii charakterystyczny dla danego gatunku mikroorganizmu.

Szczepy kontrolne:
Wzrost
Bacillus subtilis ATCC 6633 dobry
Salmonella enteritidis ATCC 13076 dobry
Listeria monocytogenes ATCC 15315 dobry
Escherichia coli ATCC 25922 dobry
Staphylococcus aureus ATCC 6538 dobry
Literatura:
Polskie Normy: PN-EN ISO 10273 : 2005, PN EN ISO 9308-1 : 2004.
Farmakopea Polska wyd. VIII (2008).

Podłoże SLANETZ I BARTLEY
Podłoże wybiórcze do określania liczby enterokoków w wodzie i innych płynach.
Skład podłoża (g/l):
Pepton 20,00
Ekstrakt drożdżowy 5,00
Glukoza 2,00
Wodorofosforan dipotasu 4,00
Azydek sodu 0,40
TTC 0,10
Agar 15,00
Końcowe pH 7.2 ± 0.1 w 25ºC

Sposób przygotowania:
46,5 g podłoża zawiesić w 1000 ml wody destylowanej. Wyjałowić w parze bieżącej przez 15
minut.
Nie sterylizować w autoklawie!
Sposób hodowli:
1. Dokładnie wymieszać podłożem przed rozlaniem.
2. Wylać podłożem na płytki śr. 90 mm (w ilości 15–20 ml), płytki pozostawić do
wyschnięcia nadmiaru wilgoci (płytki z gotowym podłożem przechowywać w temp. 2–8ºC, w
ciemności i szczelnie zamkniętych pojemnikach).
3. Wykonanie posiewu:
- metoda płytkowa – posiać podłoże 0,1 ml lub 1 ml badanej próbki lub próbki z
odpowiedniego rozcieńczenia. Rozprowadzić płynną próbkę na całej powierzchni używając
sterylnej głaszczki.
- metoda filtrów membranowych - przesączyć badany materiał, o określonej objętości, przez
filtr membranowy (o średnicy porów np. 0,2 μm) zachowując warunki jałowości. Przenieść
filtr sterylną pęsetą na płytkę z wylanym podłożem.
- inne metody wysiewu - według norm lub wewnętrznych wytycznych.
4. Inkubować w temperaturze 37ºC przez 48 h.
Opis:
Podłoże stworzone zostało przez Slanetz i Bartley w celu określania liczby enterokoków
metodą filtrów membranowych, okazało się również przydatne w metodzie płytkowej.
Podłoże Slanetz i Bartley jest podłożem wybiórczym w stosunku do bakterii gram-ujemnych,
dzięki 0,04% stężeniu azydku sodu, natomiast obecność chlorku 2,3,5-trifenylotetrazoliowego
(TTC) powoduje zahamowanie wzrost większości bakterii gram-dodatnich. Enterokoki rosną
w obecności TTC, mają zdolność redukcji TTC do czerwonego formazanu, dzięki czemu
wyrosłe kolonie enterokoków przybierają charakterystyczne zabarwienie.
Bakterie z rodzaju Enterococcus rosną w postaci okrągłych, lekko wypukłych kolonii,
nieprzejrzystych, barwy od różowej do buraczkowej (do kasztanowej), czasami z jaśniejszą
obwódką.
Szczepy kontrolne:
Wzrost Zabarwienie kolonii
Enterococcus feacalis ATCC 29212 dobry buraczkowe
Escherichia coli ATCC 25922 brak -
Staphylococcus aureus ATCC 6538 brak -
Literatura:
Burbianka M., Pliszka A., Burzyńska H. (1983): Mikrobiologia Żywności, PZWL W-wa.
Polskie Normy: PN-93/A-86034/10, PN-90/A-75052/13.
Slanetz L.W., Bartley C.H. (1957): J. Bact., 76, 591–595.