Stres wodny (osmotyczny)
Stres wodny (osmotyczny)
Bilans wodny rośliny jest różnicą pomiędzy ilością
wody pobranej przez roślinę (P) a ilością wody
oddanej podczas transpiracji (T)
B= P-T
Bilans wodny może być zrównoważony, dodatni
bądź ujemny.
O stresie wodnym mówimy wtedy, jeśli bilans
wodny rośliny jest ujemny.
Jeśli bilans wodny rośliny jest ujemny, w roślinie
występuje deficyt wody
Czynniki środowiskowe indukujące deficyt wody (tzw.
stres wodny lub osmotyczny) w roślinie:
1. Wysoka temperatura atmosfery
3. Niska temperatura gleby
2. Niski potencjał roztworu glebowego
4. Wymarzanie wody w glebie
Deficyt wody w komórce wynika z jej odwodnienia i ma
miejsce wtedy gdy potencjał wody w środowisku jest
niższy od potencjału wody w komórce
FUNKCJONALNE ZABURZENIA
OBSERWOWANE PODCZAS STRESU
OSMOTYCZNEGO
Błona odwodniona
Błona uwodniona
1.
odwodnienie błon komórkowych
•
zaburzenia selektywności błony (niekontrolowany
ruch substancji przez błony zewnętrzne i
endomembrany)
•
zachwiania homeostazy komórkowej (wysokie
stężenia i niewłaściwy stosunek jonów
jednowartościowych do dwuwartościowych)
Odwodnienie błon komórkowych prowadzi do:
2. odwodnienie białek cytoplazmy
odwod-
nienie
3. nieodwracalna koagulacja białek, a
następnie struktur subkomórkowych,
zwana także krystalizacją
zniszczenie struktur
wyższorzedowych
białka
6. Wzrost ilości H
2
O
2
7. Zaburzenia w syntezie fitohormonów (obniżona
synteza cytokinin i jednoczesna wzmożona
synteza ABA i etylenu
5. Spadek turgoru komórek
8. Ograniczony wzrost
4. spadek natężenia wielu procesów metabolicznych
(fotosyntezy, asymilacji azotu, siarki, syntezy białek)
Przystosowania anatomiczne umożliwiające retencję względnie
dużych ilości wody w roślinie poprzez:
•
Ograniczenie transpiracji (redukcja powierzchni
liści, ilości aparatów szparkowych i wytwarzanie
tzw. aparatów szparkowych zagłębionych, gruba
nieprzepuszczalna dla wody kutykula i warstwa
wosku pokrywająca części nadziemne rośliny)
•
Usprawnienie pobierania wody poprzez wykształcanie:
a
.
płytkiego, silnie rozgałęzionego systemu korzeniowego (kaktusy, sukulenty)
b. alternatywnie wytworzenie głębokiego korzenia palowego umożliwiajacego pobieranie wody
gruntowej (sosna)
c.
wzrost proporcji systemu korzeniowego w stosunku do części nadziemnych
Metaboliczne przystosowania roślin decydujące o
odporności roślin na stres wodny
1. Synteza i redystrybucja kwasu abscysynowego
OPTYMALNE UWODNIENIE STRES WODNY
1. Synteza ABA – głównie
liście
2. Przewaga
niezdysocjowanej
formy ABA
3. Akumulacja ABA(H) w
chloroplastach komórek
mezofilowych.
1. Synteza ABA – głównie
korzenie
2. Przewaga
zdysocjowanej formy
ABA
-
3. Wysokie stężenie
ABA
-
w apoplaście
4. Indukcja zamykania
aparatów szparkowych
5. Ograniczenie
transpirzacji
Korelacje pomiędzy potencjałem wodnym, przewodnością szparkową i
stężeniem ABA
Mechanizm indukcji zamykania aparatów
szparkowych przez ABA
Wiązanie ABA do specyficznych receptorów (1)
plazmolemowych lub cytoplazmatycznych indukuje
kilka dróg transdukcji sygnału:
Pierwsza
droga transdukcji sygnału obejmuje produkcję
ROS
w
komórkach szparkowych, co w konsekwencji prowadzi do
otwarcia plazmolemowych wpustowych kanałów wapniowych
indukując transport wapnia z apoplastu do cytoplazmy.
Druga
droga obejmuje przemiany fosfatydyloinozytoli (
PIP
2
) błony i
uwalniania
IP
3
, który wiążąc się do wapniowych kanałów
wakuoli indukuje ich otwieranie i wypływ Ca
2+
do cytoplazmy.
Trzecia
droga prowadzi do wzrostu stężenia
NO
w komórkach
szparkowych, syntezy cADPR, otwierania innej klasy kanałow
wapniowych i wypływu wapnia do cytoplazmy.
Wzrost
stężenia
Ca
2+
w cytoplazmie (
wtórny przekaźnik
)
indukuje zamykanie wpustowych kanałów potasowych i
otwieranie wypustowych kanałów anionowych, co powoduje
DEPOLARYZACJĘ PM. Hamowane są także ATPazy PM, co
także sprzyja depolaryzacji PM. Depolaryzacja błony
prowadzi do otwarcia wypustowych kanałów potasowych. W
konsekwencji
spada stężenie jonów K
+
i Cl
-
w
komórkach szparkowych, rośnie potencjał osmotyczny i
wodny, woda wypływa na zewnątrz, spada turgor i szparki
zamykają się.
2
3
1
Zmiany cytoplazmatycznego stężenia Ca
2+
pod wpływem
ABA
ABA ogranicza transpiracje także poprzez indukcję procesów starzenia się liści,
tworzenie warstwy odcinającej w ogonkach i opadanie liści
2. Zmiana sposobu wiązania CO
2
w fazie ciemnej fotosyntezy z typu
charakterystycznego dla roślin C
3
na typ charakterystyczny dla
roślin kwasowych (CAM)
C
3
CAM
3. Adaptacja osmotyczna komórek
Adaptacja osmotyczna
polega na akumulacji w
komórkach substancji
osmotycznie czynnych
(tzw. osmoregulatorów).
Obniżają one potencjał
osmotyczny i wodny
komórki i sprzyjają
retencji wody w komórce
Biochemistry and Molecular Biology (2000,
Buchanan at al.)
A. Obniżanie potencjału wodnego komórek poprzez
akumulację substancji osmotycznie czynnych w
wakuoli
1. Jony nieorganiczne (głównie jony K
+
)
2.
Kwasy organiczne (głównie kw. jabłkowy, szczawiooctowy)
3.
Białko osmotyna
Biochemistry and Molecular Biology (2000, Buchanan at al.)
B. Akumulacja substancji osmotycznie czynnych w
cytoplazmie (
równoważenie niskiego potencjału wakuoli
)
Najpopularniejsze osmoregulatory gromadzone w
cytoplaźmie
Carbohydrates:
• sucrose
• trehalose
• maltose
Biochemistry and Molecular Biology (2000,
Buchanan at al.)
Niektóre osmoregulatory pełnią
funkcję osmoprotektorów.
Akumulując się w sąsiedztwie
białek zapobiegają ich
odwodnieniu i denaturacji
6. Synteza specyficznych białek (tzw. LEA ang. late
embriogenesis abudant) zwanych także dehydrynami
Grupa
Przykłady Charakterystyczne
cechy
Właściwości
Funkcje
Grupa 1
(D-19)
Em pszenica
bogate w glicynę z krótki-
mi odcinkami a-helisy,
Silnie uwodnione
•Wiązanie H
2
O
•Stabilizacja
makromolekuł
Grupa 2
(D-11)
DHN kukurydza
D-11 bawełna
Bogate w lizynę, serynę i
prolinę a-helisa z krótki-
mi powtarzalnymi, kon-
serwatywnymi motywami
Uwodnione, zloka-
lizowane w cytoplaź-
mie i jądrze, kwaśne
związane z PM
•Stabilizacja
makromolekuł
•Stabilizacja
błon
Grupa 3
(D-7)
HVA jęczmień
D-7 bawełna
Tworzą struktury
dimeryczne, bogate w
aminokwasy polarne
D-7 -wysokie
(0,25M) stężenie w
nasionach
HVA1 odpowia-
da za
tolerowanie
stresu wodnego
u jęczmienia
Grupa 4
(D-95)
D-95 soja
Duże białka o
zróżnicowanej strukturze
Ekspresjonowane
głównie w nasionach
Grupa 5
(D-113)
LE25 pomidor
D-113 bawełna
Pojedynczy łańcuch poli-
peptydowy z a-helisą na
N-końcu, bogate w alaninę,
glicynę i treoninę
Wiążą się z błonami
•Stabilizacja
błon
•Sekwestracja
jonów
7. Indukcja masowego wypływu wody z wakuoli do cytoplazmy poprzez:
A: wzmożoną syntezę
de novo
akwaporyn tonoplastowych
B: indukcje zamykania akwaporyn plazmolemowych
Stan otwarcia akwaporyn plazmolemowych regulowany jest przez fosforylację (otwieranie)/
defosforylację (zamykanie) proteiny. Akwaporyny tonoplastowe nie podlegają takiej regulacji.
W warunkach właściwych stosunków wodnych w środowisku (wysoki potencjał wody) aktywowane są
specyficzne kinazy białkowe zależne od wapnia fosforylujące akwaporyny plazmolemowe. Indukuje
to otwarcie kanałów i przepływ wody zgodny z gradientem
Y
w
. W warunkach deficytu wodnego
(niski potencjał wody w środowisku) dochodzi do defosforylacji akwaporyn plazmolemowych, co
powoduje zamykanie kanałów i uniemożliwia wypływ wody z komórki. Kanały tonoplastowe są w tych
warunkach otwarte dzięki czemu woda z wakuoli przechodzi do cytoplazmy. Taki mechanizm
zapobiega odwodnieniu cytoplazmy w warunkach deficytu wody w środowisku
Relokacja i degradacja akwaporyn plazmolemowych
podczas stresu wodnego
Proteazy
Molekularne podstawy indukcji odporności roślin na
stres wodny
1. Percepcja czynnika
2. Przetwarzanie i wzmacnianie sygnału (tzw. transdukcja sygnału)
3. Reakcja odpornościowa (indukcja ekspresji określonych genów lub modyfikacja
potranslacyjna istniejących białek)
Molekularne podstawy indukcji odporności roślin na
stres wodny
1.
Percepcja czynnika
KANAŁY MECHANOSENSYTYWNE (MS) są potencjalnymi sensorami
czynników fizycznych .
Czynniki mechaniczne, takie jak dotyk czy skręcenie powodują miejscową
deformację fizyczną błony, co zmienia jej naprężenie.
Stres wodny (osmotyczny), poprzez zmiany potencjału turgorowego (ciśnienia
hydrostatycznego w komórce) zmienia naprężenie CAŁEJ błony. W
konsekwencji dochodzi do aktywacji specyficznych KANAŁÓW
MECHANOSENSYTYWNYCH (MS) i generowania wtórnych sygnałów, takich
jak depolaryzacja, influks Ca
2+
czy wypływ elektrolitów.
KANAŁY MECHANOSENSYTYWNE (MS) są białkami szeroko
rozpowszechnionymi u archebakterii i bakterii. Sekwencje kodujące
znaleziono także u roślin. W komórkach zwierzęcych nie występują, także u
grzybów jest ich niewiele.
Do tej pory potwierdzono, że w percepcji stresu osmotycznego uczestniczą
specyficzne mechanosensytywne kanały wapniowe (MSCC ) oraz kanały
AtMSL9 i AtMSL10 przepuszczalne dla
Cl
-
. Ich aktywacja powoduje szybką
depolaryzację błony
i, w konsekwencji najprawdopodobniej aktywację
zależnych od napiecia, specyficznych kanałów wapniowych, czego ostatecznym
efektem jest uwalnianie
Ca
2
z apoplastu do cytoplazmy.
Droga niezależna od ABA
•W warunkach stresu rośnie poziom
ABA w apoplaście
•ABA asocjuje ze niezidentyfiko-
wanymi receptorem i aktywuje
wpustowe kanały wapniowe w
plazmolemie
•
rośnie cytoplazmatyczny poziom
Ca
2+
co aktywuje enzymy zależne od
wapnia, m.in. specyficzne fosfatazy
(ABI1)
•
w wyniku ich działania dochodzi do
defosforylacji białka regulatorowego
(=czynnik transkrypcyjny) i jego
aktywacji
(transcription factor)
Molekularne podstawy indukcji odporności roślin na
stres wodny
Droga zależna od ABA
Molekularne podstawy indukcji odporności roślin na
stres wodny
Geny, których ekspresja aktywowana jest w stresie wodnym
kodują białka regulatorowe i funkcjonalne
Geny kodujące białka funkcjonalne , których ekspresja
aktywowana jest w stresie wodnym:
1.
Dwa geny kodujące enzymy uczestniczące w szlaku
syntezy glicyny-betainy (monooksydazę choliny i
dehydrogenazę aldehydu betainy)
2. Gen kodujący enzym szlaku syntezy pinnitolu (myo-
inositol 6-Omethyltransferase)
3. Geny LEA kodujące dwa białka z grupy 2 i 5,
4. Geny kodujace osmotyny
5. Geny kodujace niektóre akwaporyny
Udział genów w reakcjach odpornościowych na stres wodny potwierdzają
jednoznacznie doświadczenia przeprowadzone na roslinach tranformowanych