1
Cz.2_ GENETYKA_Laboratorium_2012
1. IZOLACJA PLAZMIDOWEGO DNA BAKTERII
Opracowano szereg metod oczyszczania plazmidowego DNA bakterii
, z których każda obejmuje
trzy etapy: -
hodowlę bakterii (namnażanie plazmidów)
-
lizę bakterii, (rozpuszczenie)
- oczyszczanie plazmidowego DNA.
Plazmidy izoluje się najczęściej z hodowli płynnych, w których podłoże uzupełnione jest
odpowiednim antybiotykiem, którego gen oporności znajduje się na plazmidzie. We wszystkich
metodach izolacji plazmidowego DNA wykorzystuje się dwie istotne różnice pomiędzy DNA
genomowym a DNA plazmidowym bakterii: -
DNA genomowy jest wielokrotnie większy od DNA
plazmidu, - podczas procedury izolacji DNA plazmidowego DNA genomowy zostaje trwale
zniszczony, podczas gdy DNA plazmidowy pozostaje w postaci form CCC (ang. covalently closed
circle).
Odwirowane komórki bakteryjne poddawane są lizie. Bakterie ulegają lizie pod wpływem
detergentów (SDS, Sarkozyl, Triton X-100), rozpuszczalników organicznych, roztworów
alkalicznych (liza alkaliczna) lub w
ysokiej temperatury (liza termiczna). Stosowany może być
również lizozym - enzym trawiący ścianę komórkową bakterii (nie działa w pH<8.0). W metodzie lizy
alkalicznej bufor o wysokim pH zawierający NaOH i SDS powoduje całkowitą lizę komórki jak
również denaturację genomowego DNA, natomiast plazmidowy DNA w formie CCC zostaje
zdenaturowany jedynie na niewielkich odcinkach. W przypadku otrzymywania plazmidowego DNA
metodą termiczną, czynnikiem denaturującym jest wysoka temperatura, w której DNA genomowy i
pla
zmidowy zachowują się podobnie jak w wysokim pH.
Następny etap oczyszczania DNA polega na oddzieleniu DNA od związanych z nim białek.
Zwykle stosuje się do tego celu nasycony buforem roztwór fenolu lub jego mieszaninę z
chloroformem i alkoholem izoamylowy
m. Białka można również usunąć przez trawienie ich
proteinazami (zwykle proteinazą K). Usunięcie kwasu RNA przeprowadza się enzymatycznie,
inkubując próbki z RNazą (wolną od DNazy), przez sączenie molekularne lub wirowanie w
gradiencie gęstości. W metodzie lizy alkalicznej, kiedy liniowe cząsteczki DNA ulegają denaturacji,
natomiast superzwinięte formy CCC plazmidu są po denaturacji nadal splecione, neutralizacja pH
roztworami o wysokim stężeniu soli (np. octan amonu) prowadzi do renaturacji jedynie DNA
pla
zmidowego, podczas gdy DNA genomowy wraz z RNA i białkami wytrąca się w postaci
serowatego osadu. Z odbiałczonych próbek DNA wytrącany jest alkoholem etylowym lub
izopropanolem w obecności octanu potasowego, sodowego lub amonowego.
Wszystkie metody otrzym
ywania plazmidowego DNA, z wyjątkiem lizy alkalicznej, wymagają
oddzielenia tego DNA od DNA genomowego w gradiencie chlorku cezu w obecności bromku
etydyny. Wykorzystuje się tu fakt, że bromek etydyny intensywniej interkaluje do zdenaturowanego
DNA genomow
ego niż do DNA plazmidowego, powodując częściowe rozwinięcie helisy DNA i
2
wydłużenie cząsteczki, co powoduje zmniejszenie jej gęstości pławnej. Różnica w gęstości
pomiędzy formą CCC a liniową i kolistą OC (ang. open circle) wynosi około 0.04 g/ml i jest
wy
starczająca do oddzielenia superzwiniętego DNA podczas wirowania w gradiencie gęstości
chlorku cezu w obecności bromku etydyny. Pasmo superzwiniętego DNA układa się poniżej pasma
utworzonego przez liniowe fragmenty chromosomowego DNA oraz formy liniowej i OC plazmidu.
Cząsteczki RNA mają największą gęstość i zbierają się na dnie probówki wirowniczej, zaś białka
pozostają w górnej warstwie roztworu.
Oczyszczanie plazmidowego DNA przeprowadzić można również metodą wirowania lizatów
komórkowych w gradiencie alkalicznej sacharozy (w środowisku alkalicznym formy liniowe i OC
ulegają rozdzieleniu na pojedyncze nici i sedymentują 3-4 razy wolniej niż niezdenaturowana
superzwinięta forma CCC), stosując wymieniacze jonowe (np. kolumienki Qiagen) lub filtrację na
żelach.
PYTANIA
1.
Jakie są etapy izolacji plazmidowego DNA bakterii
2.
Jakie są różnice miedzy DNA genomowym a plazmidowym bakterii?
3.
Jak usuwa się białka, genomowe DNA i RNa z próby
4. Narysuj wynik
wirowania gradiencie chlorku cezu w obecności bromku etydyny w trakcie lizy
alkalicznej
ENZYMY RESTRYKCYJNE. MAPY RESTRYKCYJNE
Enzymy restrykcyjne (ang. restriction enzymes) są enzymami izolowanymi z bakterii, zdolnymi do
rozpoznawania specyficznych sekwencji w DNA i przecinania dwuniciowej cząsteczki DNA. Enzymy
rest
rykcyjne typu II wymagają jako substratu dwuniciowej cząsteczki DNA, zawierającej co najmniej
jedną sekwencję rozpoznawaną przez dany enzym, oraz jonów magnezu. DNA zostaje przecięte w
obrębie lub w okolicy palindromowej sekwencji rozpoznawanej. Sekwencja palindromowa w
genetyce oznacza taką sekwencję DNA, dla której sekwencja komplementarna jest identyczna (przy
założeniu, że obie sekwencje czytamy z uwzględnieniem polarności nici; zgodnie z przyjętym
obyczajem -
od końca 5' do 3'):
5' A A T T 3'
3' T T A A 5'
5' A G G C C T 3'
3' T C C G G A 5'
Niektóre enzymy produkują "lepkie końce" 3'. Wszystkie natomiast pozostawiają grupę fosforanową
na końcu 5', a grupę hydroksylową na końcu 3'. "Lepkie końce" mają duże znaczenie przy
klonowaniu genów: sekwencje "lepkich końców" powstałych w wyniku działania tego samego
enzymu są komplementarne. W obecności enzymu ligazy można takie cząsteczki ponownie
połączyć ze sobą kowalencyjnie. Nazewnictwo enzymów restrykcyjnych opiera się na literowych
skrótach, w których pierwsza litera pochodzi od rodzaju bakterii, a druga i trzecia od gatunku.
Następna litera oznacza szczep lub typ, a kolejne enzymy z danego typu lub szczepu otrzymują
liczby rzymskie.
Enzymy pochodzące z różnych szczepów, ale rozpoznające te same sekwencje DNA, nazywają się
izoschizomerami.
3
Zdarza się, że dwa enzymy wytwarzają takie same "lepkie końce", mino że rozpoznają różne
sekwencje DNA. Enzym BamHI produkuje końce GATCC (rozpoznaje sekwencję GGATCC), zaś
enzym BglII, wytwarzający takie same "lepkie końce", rozpoznaje sekwencję AGATCT. Umożliwia
to klonowanie DNA strawionego BamHI w wektorze strawionym BglII, ale nie każdy sklonowany
odcinek DNA będzie mógł być wycinany enzymem BglII.
Do pojedynczej reakcji trawienia używa się zwykle 0,2 - 1 ug DNA w roztworze o objętości 20 ul lub
mniejszej. Bufory do trawień przygotowuje się w postaci 10-krotnie stężonych roztworów różniących
się między sobą zawartością soli. Jeżeli DNA ma być strawiony dwoma enzymami wymagającymi
różnych buforów, najpierw przeprowadza się trawienie w buforze o niższej soli, a następnie
podwyższa się stężenie soli w mieszaninie przez dodanie odpowiedniej objętości stężonego NaCl.
Inkubację preparatów DNA z enzymami restrykcyjnymi prowadzi się w temperaturze 37
o
C w czasie
1 godziny lub dłużej. Przerwanie reakcji (zwykle niekonieczne) można przeprowadzić przez
termiczną inaktywację enzymu (15 minut, 65
o
C) lub dodając EDTA pH 8.0 do końcowego stężenia
10 mM (chelatacja jonów magnezu). Źródłem informacji o enzymach restrykcyjnych (ich
termostabilności i wymaganiach co do stężenia soli) są katalogi firm produkujących te enzymy (np.
New England Biolabs, Promega). Jednostka enzymu restrykcyjnego to taka jego ilość, która trawi
kompletnie 1 ug DNA faga l (ok. 50 kb) w czasie 1 godziny w 37oC.
Podstawową cechą produktów trawienia DNA enzymami restrykcyjnymi jest to, że otrzymywane
fragmenty DNA dają się rozdzielić na żelach w taki sposób, że w każdym prążku na żelu znajdują
się cząsteczki DNA o identycznej sekwencji nukleotydowej. Fakt ten pozwala na precyzyjną
obróbkę DNA, m.in. konstruowanie map restrykcyjnych badanego DNA (mapa restrykcyjna
wskazuje miejsca cięte przez enzymy restrykcyjne). Analizując na żelach produkty trawienia danego
DNA różnymi enzymami restrykcyjnymi, stosowanymi pojedynczo i w kombinacjach, można ustalić
wzajemne położenie i odległości pomiędzy sekwencjami rozpoznawanymi przez te enzymy. Oprócz
tego, DNA pocięty enzymami restrykcyjnymi można poddawać ligacji z wektorem i tworzyć
zrekombinowane (zawierające sklonowany DNA) plazmidy. Aby wyznaczyć wielkość nieznanych
fragmentów DNA, stosuje się standardy wielkości (cząsteczki DNA o znanej wielkości, poddawane
elektroforezie w tym samym żelu co cząsteczki badane).
PYTANIA
1. Narysuj
wymyśloną sekwencje DNA palindromowi i nie palindromowi
2.
Czy różne enzymy restrykcyjne mogą produkować takie same lepkie końce
3. Co oznacza jedna jednostka enzymu restrykcyjnego?
4.
Czy w jednej reakcji można używać więcej niż jednego enzymu
4
Ćwiczenia praktyczne
1.
Otrzymywanie DNA plazmidowego na małą skalę (minilizaty) za pomoca zastawu do
izolacji Plazmid Mini
Przed przystąpieniem do ćwiczeń przeczytaj ze zrozumieniem całą instrukcje do zestawu (plik
PDF).
Odczynniki i aparatura:
-
pipety automatyczne i jednorazowe końcówki
-
probówki szklane (10 ml) zawierające
całonocna kulturę bakteryjną (LB Amp+)
- woda
-
probówki Eppendorfa,
-
mikrowirówka,
-
pisaki do probówek/ ręczniki
papierow/stojaki/alkohol do sterylizacji miejsca
pracy, rękawiczki
Wykonanie: postępuj zgodnie z protokołem izolacji z uwzględnieniem dwóch pierwszych kroków
(nie opisanych w protokole)
1.
rozlać hodowle bakteryjną do probówek Eppendorfa i zwirować bakterie w mikrowirówce przez 1
minutę (2 x 1.5 ml),
2.
odsączyć pipetą pożywkę do sucha,
P
odpisz swoje próby (tak żeby je rozpoznać do trawienia za tydzień)
2. Trawienie plazmidu pRS 416 enzymami restrykcyjnymi i sporządzanie mapy restrykcyjnej
(planowanie na lab.II, przeprowadzanie reakcji na lab.III)
Odczynniki i aparatura:
Mapa plazmidu
- enzymy - dostepna z ZGE (ApaI; BamHI; Bsp68I (NruI); Bsu15I (ClaI); Eco147I (StuI);
Eco321 (EcoRV); EcoRI; HindIII; NcoI; NdeI; NotI; NsbI (MstI); PaeI (SphI); PvuI; PvuII;
SacI; Sali; ScaI; SmaI; SmiI (SwaI); XbaI; XhoI)
- bufory,
-
katalogi enzymów restrykcyjnych (podane temperatury inkubaji, bufory i dezaktywacje)
1. Zaplanuj ciecie restrykcyjne wybranymi dwoma enzymami restrykcyjnymi pojedynczo i
oboma na raz.
2.
Na podstawie katalogów dobierz bufory, temperaturę inkubacji i dezaktywacji.
Dostosuj do wybranych enzymów podany poniżej typowy protokół:
Zmieszaj
w eppendorfie w podanej kolejności:
1µl 10x Buffer
6.5µl H2O
2µl DNA
0.5µl Enzyme
Inkubuj przez 1h w 37oC
3.
Na postawie mapy oszacuj wielkość powstałych po cięciu fragmentów plazmidu.
4.
Narysuj jak będzie wyglądał żel po elektroforezie
5
Źródło:http://www.snapgene.com/resources/plasmid_files/yeast_plasmids/pRS416/
3.
Reakcja trawienia enzymami restrykcyjnymi (lab.III)
Odczynniki i aparatura:
- plazmid pRS416 (4898 bp
) o stężeniu ok. 3 ug/ul, (po izolacji)
-
probówki Eppendorfa,
-
pipety, końcówki do pipet
- bufory i enzymy restrykcyjne
Wykonaj reakcję zgodnie z protokołem opracowanym na Lab.II (dostosuj go do własnych
enzy
mów i buforów).
Reakcję przygotowuje się na lodzie!!!!!
6
4. Eektroforeza agarozowa -
sprawdzenie cięcia restrykcyjnego (Lab.IV)
Odczynniki i aparatura:
- plazmid nie
pocięty
- plazmid
pocięty
-
standard wielkości DNA,
-
obciążnik do prób (niebieski)
-
probówki Eppendorfa,
- aparat do elektroforezy (laboratoria 3)
Gotowy zel agarozowy zawierający barwnik
DNARed
-
do strawionych próbek oraz do markera wielkości DNA dodać 1/10 objętości barwnika do
elektroforezy,
-
nanieść próbki do studzienek na żelu przy pomocy pipety automatycznej (Uwaga! Minimalna ilość
DNA, którą widać na żelu w postaci prążka, wynosi około 10 ng. Nie należy przekraczać 200 ng
DNA w prążku),
-
prowadzić elektroforezę w buforze TBE przy napięciu nie przekraczającym 5 V/cm,
-
sfotografować żel na transiluminatorze w świetle UV,
-
oszacować na podstawie krzywej wielkości trawionych fragmentów DNA i porównac z planowana
przez siebie.
Przygotowanie dr Dominika Włoch-Salamon na podstawie:
http://arete.ibb.waw.pl/docs/Skrypt-dla-fakultetu-99.html
RAPORT
Zaplanuj ciecie restrykcyjne wybranymi dwoma enzymami restrykcyjnymi pojedynczo i oboma na
raz. Na podstawie katalogów dobierz bufory, temperaturę inkubacji i dezaktywacji.
1. Wypisz dostosowany
do wybranych enzymów podany poniżej typowy protokół:
Zmieszaj w eppendorfie w podanej kolejności:
1µl 10x Buffer
6.5µl H2O
2µl DNA
0.5µl Enzyme
Inkubuj przez 1h w 37oC
2.
Podaj wielkości fragmentów DNA powstałych po cięciach zaplanowanych przez Ciebie
3.
Narysuj jak będzie wyglądał żel po elektroforezie