Zestaw 21

1. Biosynteza nukleotydów pirymidynowych

Harper 481-483 (Ryc. 36-11/482)

Stryer 694-698 - rozdział 25

Podczas syntezy de novo pierścień pirymidyny jest budowany z:

• Wodorowęglanu (CO2)

• Glutaminy

• Asparaginianu

CO2 + glutamina + 2 ATP → karbamoilofosforan (syntaza karbamoilofosforanowa II)

Wodorowęglany aktywowane są przez fosforylację. Hydroliza łańcucha bocznego Gln jest źródłem jonów amonowych. Przenoszenie tunelowe w enzymie umożliwia transport produktów pośrednich pomiędzy centrami aktywnymi enzymu.

Karbamoilofosforan + Asp → karbamoiloaspraginian (karbamoilotransferaza asp)

Karbamoiloaspraginian → dihydroorotan (cyklizacja)

Dihydroorotan + NAD+ → orotan (dehydrogenaza dihydroorotanowa)

Orotan + PRPP → OMP-orotydylan (fosforybozylotransferaza orotanowa)

Już zbudowany pierścien zasady zostaje przyłączony do rybozy!!

OMP → UMP-urydynomonofosforan (dekarboksylaza ortodylanowa)

Prekursor RNA - uracyl.

UMP + ATP→UDP

UDP + ATP→UTP

UTP + ATP + Gln→CTP - cytydynotrifosforan (syntaza CTP)

Wymiana tlenu grupy karbonylowej na grupę aminową.

Prekursor RNA - cytozyna.

UDP→dUDP- deoksyurydyny difosforan (reduktaza rybonukleotydowa)

dUDP→dUMP (defosforylacja)

dUMP + N,N - metylenotetrahydrofolian→dTMP - deoksytymidynomonofosforan +dihydrofolian (syntaza tymidylanowa)

Reakcja metylacji. Powstaje prekursor DNA - tymina.

Tetrahydrofolian (przenośnik grup jednoweglowych) ulega regeneracji poprzez reduktazę dihydrofolianowa

Leki wpływające na metabolizm nukleotydów pirymidynowych 

- Metotreksat - lek immunosupresyjny, przeciwnowotworowy, przeciwreumatyczny - hamuje reakcje zależne od tetrahydrofolianu.

- 5-fluorouracyl - ulega przemianom do F-UTP (hamuje syntezę RNA) oraz F-dUMP (inhibitor syntazy tymidylanowej)

- Arabinozyd cytozyny (Ara C) - ulega fosforylacji do AraCTP, wbudowuje się do DNA zamiast cytozyny i przerywa syntezę DNA

- 3-azydo-3-deoksytymidyna (AZT) - ulega przemianom do trójfosforanu AZT hamujacego odwrotną transkryptazę wirusa HIV

2. Metabolizm fruktozy - przebieg

Harper 280-281

Ryc. 22-5/281

Główny szlak:

Fruktoza → Fruktozo-1-fosforan

Reakcja zachodzi pod wpływem ATP i fruktokinazy. Enzym ten jest niewrażliwy n insuline i głodzenie. Stała Km jest bardzo niska co wskazuje na bardzo duże powinowactwo enzymu do jego substratu.

Fruktozo-1-fosforan →Aldehyd glicerynowy + fosfodihydroksyaceton

Reakcja zachodzi pod wpływem aldolazy b (wątroba). Enzym ten bierze też udział w glikolizie wątrobowej działając na F-1,6-bisP.

Fosfodihydroksyaceton może zostać wykorzystany do estryfikacji kwasów tłuszczowych.

Aldehyd glicerynowy→Aldehyd 3-fosfoglicerynowy

Fosforylacja zachodzi pod wpływem ATP i triokinazy. Powstający gliceraldehydo-3-fosforan może zostać rozłożony drogą GLIKOLIZY lub zostać zmieniony w glukozę po połączeniu z fosfodihydroksyacetonem. Tej ostatniej przemianie podlega większość fruktozy metabolizowanej w wątrobie.

Dodatkowo fruktoza pod wpływem ATP i heksokinazy może zostać przekształcona w fruktozo-6-fosforan. Umożliwia to włączenie fruktozy do glukoneogenezy i glikolizy jednak ta droga ma małe znaczenie.

3. Eksony i introny

Harper 546-548

Pod koniec lat siedemdziesiątych stało się jasne, że w genie eukariotycznym sekwencja kodująca białko nie musi być jednym ciągłym odcinkiem DNA, tak jak w genie bakteryjnym. Przeciwnie - region kodujący jest często nieciągły, przerywany odcinkami nie kodującego DNA. Nie kodujące odcinki DNA zwane są intronami, a odcinki kodujące genów, odpowiedzialne de facto za syntezę polipeptydu - eksonami.

Ich nazwy pochodzą od określeń angielskich - introny to sekwencje przerywające (intervenning sequences), a eksony - sekwencje ulegające ekspresji.

  Obecnie wiemy, że większość (chociaż nie wszystkie) genów kodujących polipeptydy u kręgowców i roślin zawiera co najmniej jeden intron, a niektóre o wiele więcej. W genach drożdży i bezkręgowców introny występują rzadziej. Geny, które kodują cząsteczki funkcjonalnego RNA (jak tRNA lub rRNA), również mogą zawierać introny, ale przerwy te są występują zdecydowanie rzadziej niż w genach kodujących mRNA. W wielu genach ilość DNA w intronach przewyższa ilość DNA eksonów, może go być dziesięć razy więcej, a w niektórych przypadkach nawet ponad sto razy więcej.        Warto zapamiętać ważną różnicę między prokariontami a eukariontami. U prokariontów nie ma fizycznej bariery między miejscem transkrypcji DNA a rybosomami, których obecność jest niezbędna do procesu translacji. U prokariontów rybosomy wiążą się z mRNA i rozpoczynają syntezę białek jeszcze nawet przed zakończeniem transkrypcji. Natomiast u organizmów eukariotycznych mRNA (podobnie jak tRNA i rRNA) powstaje w jądrze, gdzie nie ma rybosomów. Żeby mógł on ulec translacji, musi być najpierw przetransportowany przez otoczkę jądrową do cytoplazmy, miejsca syntezy białek. Pierwsze badania nad RNA w jądrach komórek eukariotycznych dały zadziwiające wyniki. Cząsteczki RNA były zazwyczaj o wiele dłuższe, niż się spodziewano, i bardzo zróżnicowane pod względem wielkości. Ponadto większość RNA powstałego w jądrze w ogóle nie dostawała się do cytoplazmy.        Występowanie intronów i nieprawdopodobna wręcz różnorodność ich wielkości i liczby wyjaśnia tę osobliwość. Kiedy transkrybowane są geny jądrowe, polimeraza RNA rozpoczyna ich kopiowanie w punkcie odpowiadającym 5' końcowi mRNA. Enzym kopiuje eksony i introny genu, aż do jego końca. Ponieważ nici RNA powstałe w jądrze zawierają zarówno eksony, jak i introny o bardzo różnych rozmiarach, nie dziwi więc różnorodność RNA pod względem rozmiarów. Natomiast dojrzały mRNA w cytoplazmie jest całkowicie pozbawiony intronów. Istnieją specjalne mechanizmy, dzięki którym z jądra do cytoplazmy przechodzi tylko mRNA nie zawierający intronów.        Introny w transkryptach RNA tworzonych w jądrze są usuwane dzięki mechanizmowi, który nosi angielską nazwę splicing (czyt.: splaising), co oznacza po polsku cięcie i składanie. W procesie tym RNA jest przecinany na styku intronu z eksonami, a następnie sąsiednie eksony są ze sobą łączone, dzięki czemu powstaje ciągła seria eksonów zawierająca sekwencję kodującą. Chociaż opis tego procesu wydaje się prosty, do zachowania jego dokładności niezbędna jest niezawodna maszyneria komórkowa. Tylko wówczas gdy przecięcie przy obu końcach intronu będzie precyzyjne, i jeśli wszystkie, i to całe, eksony zostaną połączone w odpowiednim porządku, mRNA może ulec translacji do właściwego produktu białkowego. W żadnym eksonie nie może zostać utracony ani jeden nukleotyd.        

W większości przypadków proces cięcia i składania katalizują małe cząstki jądrowe - snRNP (small nuclear ribonucleoprotein, co znaczy: małe (krótkie) jądrowe kompleksy RNA-białko). snRNP są zbudowane z białek i specyficznych małych jądrowych RNA. Rozpoznają one i przyłączają się do charakterystycznych krótkich sekwencji nukleotydowych występujących wewnątrz wszystkich intronów i na obu ich końcach. Po przyłączeniu na styku intron-ekson snRNP rozszczepiają nić RNA i łączą odpowiednie odcięte końce w ciągłą nić RNA. Istnieją jednak introny, które radzą sobie same i wycinają się z RNA bez pomocy snRNP czy jakichkolwiek innych białek. Taki intron zwija się w określony sposób, a wówczas wycięcie intronów oraz połączenie eksonów odbywa się spontanicznie i bez żadnej interwencji z zewnątrz (na przykład bez pomocy białek). Samodzielne składanie uznaje się powszechnie za ewolucyjny poprzednik współczesnego, w którym pośredniczą snRNP.        Najczęściej w wyniku cięcia i składania zostają wycięte wszystkie introny, a jednocześnie zachowane zostają wszystkie eksony w wyjściowej kolejności, dając ciągłą sekwencję pojedynczego mRNA. Jednakże odbywa się to na wiele sposobów: ekson w całości lub w części może być potraktowany jak intron i usunięty podczas tego procesu. W rezultacie z tej samej nici RNA może powstać kilka różnych mRNA. Na rycinie poniżej pokazano powstawanie dwu różnych mRNA, w zależności od tego, które eksony zostaną połączone. Każdy mRNA ma inny zestaw eksonów, dlatego każdy koduje białko o innej sekwencji aminokwasowej. Opisane wyżej alternatywne składanie ma duże znaczenie, ponieważ zapewnia skuteczną produkcję różnych białek z jednego genu bez zmian struktury jego DNA. Ponadto proces ten może być regulowany, dzięki czemu gen może ulegać ekspresji na danym etapie rozwoju i w danej tkance w jeden sposób, a na innym etapie i w innej tkance - w odmienny.

Przykład alternatywnego splicingu:

---