Gramicydyna A wykazuje również aktywność biologiczną wobec bakterii Gram-dodatnich, wyjątek stanowią bakterie z rodzaju Bacilla, oraz bakterii Gram-ujemnych.

Salinomycyna

Salinomycyna jest nowym antybiotykiem jonoforowym, wytwarzanym przez szczep Streptomyces albus. Jest związkiem o wzorze cząsteczkowym C₄₂H₇₀O₁₁, wykazującym aktywność wobec bakterii Gram-dodatnich, w tym prątków i niektórych grzybów nitkowatych, i jest skuteczna w leczeniu kokcydiozy u drobiu. Wykazuje także właściwości przeciwnowotworowe. Salinomycyna jest 100 razy skuteczniejsza wobec komórek raka piersi, niż Taxol - powszechnie stosowany lek chemoterapeutyczny na raka piersi.¹ Antrybiotyk przejawia preferencję do kompleksowania kationów jedno- i dwuwartościowych w układzie dwufazowym i pośredniczy w ich transporcie przez błony biologiczne. Selektywność salinomycyny wobec kationów jest następująca: K⁺ > Na⁺ > Cs⁺ > Sr²⁺ > Ca²⁺ > Mg²⁺. Salinomycyna przypomina , w odniesieniu do jej specyfiki kationów, nigerycynę. ^2,3

Rysunek 1. Cząsteczka salinomycyny

Grizoryksyna

Grizoryksyna jest antybiotykiem jonoforowym, z grupy nigerycyn, wyizolowana z hodowli szczepu Steptomyces griseus.^{4,5, 6}W swojej budowie związek zawiera otwarty wielopierścieniowy łańcuch polieterowy, mający funkcje kwasową. Jest białym proszkiem rozpuszczalnym w rozpuszczalnikach organicznych, ale nie rozpuszczalnym w wodzie.⁴ Antybiotyk silnie wiąże kationy jednowartościowe, tj.: Na⁺, K⁺, Ag⁺, Li⁺, Rb⁺, Cs⁺, Tl⁺. K⁺ i Ag⁺ dają sole izomorficzne, natomiast Li⁺, Rb⁺, Cs⁺ sole amorficzne w postaci ciał stałych.⁵ Wykazuje również powinowactwo do kationów dwuwartościowych. Selektywność zmienia się w szeregu K⁺ > Na⁺ > Cs⁺ > Sr²⁺ > Mg²⁺ > Ca²⁺.

Podobnie jak w większości antybiotyków z grupy nigerycyn, skompleksowane sole tworzone są gdy kation otoczony jest przez spiralny łańcuch cząsteczki. Kation połączony jest wiązaniem koordynacyjnym z czterema atomami tlenu łańcucha polieterowego. Wiązanie między kationem metalu, a atomem tlenu grupy karboksylowej jest wyraźnie mniejsza niż w innych wiązaniach, co potwierdza charakter soli jako kompleksu.⁵ Grizoryksyna wykazuje silne działanie przeciwbakteryjne (wobec bakterii Gram-dodatnich) i przeciwgrzybiczne oraz wysoką toksyczność, która ogranicza jej zastosowanie przy leczeniu.^4,5,6

Rysunek 2. Struktura grizoryksyny

Monenzyna

Monenzyna A jest znanym naturalnym, polieterowym antybiotykiem jonoforowym, zdolnym do transportu jednowartościowych kationów metali przez błony lipidowe, tworząc z jonami pseudo-makrocykliczne kompleksy. Należy więc do grupy cząsteczek wysoko bioaktywnych.^7,8 Monenzynę wyizolowano, po raz pierwszy w 1967 roku, z Streptomyces cinnamonensis. Cząsteczka składa się z podstawowego szkieletu do którego najczęściej przyłączane są pierścienie: trzy pierścienie tetrahydrofuranowe oraz dwa pierścienie tertahydopiranowe. W skład monenzyny wchodzą, także trzy grupy hydroksylowe oraz grupa karboksylowa.

Rysunek 3 Struktura monenzyny A

Monenzyna A tworzy kompleksy w wyniku wiązania jednowartościowych kationów metali. Powstaje pseudo-cykliczna struktura stabilizowana przez wiązania wodorowe. Wiązania wodorowe tworzą się między grupą karboksylową, a dwoma grupami hydroksylowymi. W kompleksie prawie wszystkie atomy tlenu skierowane są do wewnątrz, cząsteczka staje się lipofilowa i może transportować kationy wzdłuż błon. Monenzyna jest w stanie tworzyć kompleksy z kationami metali podobne do niektórych sztucznych analogów, takich jak etery koronowe.^8,10 Wykazuje specyficzność w stosunku do jonów: Na⁺>K⁺>Rb⁺>Cs⁺>Li⁺>NH₄⁺.

Monenzyna hamuje wzrost bakterii Gram-dodatnich (aktywność przeciwbakteryjna), oraz skutecznie kontroluje kokcydiozę u drobiu i bydła. Wykazuje również aktywność przeciwmalaryczną, antybiotyczną. Reguluje wiele funkcji komórkowych, w tym apoptozę komórek nowotworowych.^{9,10,11,12,13}

Niestety monenzyna wykazuje stosunkowo dużą toksyczność. Do tej pory różne modyfikacje monenzyny pozwoliły uzyskać mniej toksyczne pochodne, co umożliwia rozszerzenie dziedzin zastosowania antybiotyku.¹⁴

Naturalne niecykliczne jonofory neutralne – tworzące kanał

Kanały jonowe

Błony biologiczne stanowią dynamiczne, złożone jednostki, których struktura i funkcja wewnętrznych białek błonowych są ściśle związane ze środowiskiem membranowym. Podstawową własnością błon jest grubość warstwy hydrofobowej mającej ogromny wpływ na białka trans błonowe.^15,16 Hydrofobowe niedopasowanie, różnica w długości hydrofobowych białek transbłonowych i sąsiednich pierścieni lipidów, może prowadzić do zmian w zwijaniu, konformacji i aktywności białek błonowych.^17,18,19 Powstaje kanał będący konsekwencją zmian konformacyjnych w dwuwarstwie lipidowej zależny od stopnia niedopasowania.

Kanały jonowe są białkami, które regulują transbłonową przepuszczalność jonów przez błony komórkowe. Stanowią one ważną klasę cząsteczek ze względu na swoją zdolność do służenia jako główne elementy ścieżki sygnalizacji, wykrywania i łączenia wnętrza komory z jej zewnętrzną stroną, w sposób selektywny. Odgrywają kluczową rolę dla normalnego funkcjonowania komórek i uszkodzonych kanałów jonowych oraz biorą udział w wielu chorobach, znanych jako kanałopatie.^20,21

Gramicydyna A

Liniowa gramicydyna należy do rodziny jonoforów tworzących kanał. Antybiotyk wytwarzany jest przez glebowe bakterie Bacillus brevis i składa się z 18 naprzemiennie ułożonych L- i D-aminokwasów. Tworzą one dobrze określone, selektywne dla kationów kanały jonowe w błonach komórkowych.^22,23 Strukturę kanału „głowa” do „głowy” zaproponował Urry, w 1971 roku.^{24, 25} Wnętrze kanału ma skład:²⁶

HCO-L-Val¹-Gly²-L-Ala³-D-Leu⁴-L-Ala⁵-D-Val⁶-L-Val⁷-D-Val⁸-L-Trp⁹-D-Leu¹⁰-L-Trp^1l-D-Leu¹²-L-Trp¹³-D-Leu¹⁴-L-Trp¹⁵-NHCH₂CH₂OH

Hydrofobowe łańcuchy znajdują się na zewnątrz dimeru, wnętrze jest hydrofilowe. Sekwencja aminokwasów gramicydyny świadczy o wrażliwości jonoforu na środowisko, w którym się znajduje. Gramicydyna przyjmuje zatem konformacje zależne od środowiska.

Kanał utworzony jest poprzez transbłonową asocjację dwóch jednoniciowych monomerów. Oba peptydy przypominają strukturę β – harmonijki. Forma ta jest stabilizowana przez piętnaście wewnątrzcząsteczkowych i sześć międzycząsteczkowych wiązań wodorowych. Wielkość porów kanału, średnica około 4 Å, jest wystarczająco duża, aby zapewnić przepływ kationów jednowartościowych metali. Selektywność dla jonów jest następująca: Cs⁺ > Rb⁺ > K⁺ > Na⁺ > Li⁺. Szczegółowy mechanizm działania gamicydyny w zastosowaniu różnych konformacji w membranie nie jest znana.^35,36

Istnieje także gramicydyna B oraz C, różnące się charakterem reszty aromatycznej w pozycji 11. Reszta tryptofanowa zastąpiona jest odpowiednio fenyloalaniną i tyrozyną.³⁵

Niekorzystną cechą jonoforu jest niska selektywnośc, związana z transportem przez kanał zarówno jonów jak i substancji nieporządanych.

---

1. Miyazaki Y., Shibuya M., Sugawara H., Salinomycin. a new polyether antibiotic, Journal of antibiotics, 1974, 28, p. 814-821↩

2. Presman, B. C., Ionophorous antibiotics as models for biological transport, Fed. Proc., 1968, 27, p. 1283-1288.↩

3. Mitani, M., T. Yamanishi, Y. Miyazaki, Salinomycin: A new monovalent cation ionophore, Biochem. Biophys. Res. Commun., 1975, 66, p. 1231-1236.↩

4. Gachon P., Kergomard A., Staron T., Esteve C., Grisorixin, an ionophorous antibiotic of the nigericin group I. fermentation, isolation, biological properties and structure, J. Antibiot., 1975, 28, p. 345-349.↩

5. Gachon P., Kergomard A., Staron T., Esteve C., Grisorixin, an ionophorous antibiotic of the nigericin group II. Fermentation, isolation, biological properties and structure, J. Antibiot., 1975, 28, p. 351-357↩

6. Cuer A., Dauphin G., Beloeil J. C., Microbial conversion of grisorixin, a monovalent cation ionophorous antibiotic, Journal of antibiotics, 1982, 36, p. 20-24↩

7. Huczyński A., Brzezinski B., Bartl F. Structures of complexes of benzyl and allyl esters of monensin A with Mg2+, Ca2+, Sr2+, Ba2+ cations studied by ESI-MS and PM5 methods. Journal of Molecular Structure., 2008, 886, p. 9-16.↩

8. Pantcheva IN, Dorkov P, Atanasov VN, Mitewa M, Shivachev BL, Nikolova RP, Mayer-Figge H, Sheldrick WS, Crystal structure and properties of the copper(II) complex of sodium monensin A, Journal of Inorganic Biochemistry, 2009, 103, p. 1419–1424.↩

9. Brzeziński B., Huczyński A., Łowicki D.,Stefańska J. Syntheses, structural and antimicrobial studies of a new N-allylamide of monensin A and its complexes with monovalent metal cations. Tetrahedron, 2009, 36, p. 7730-7740 .↩

10. Huczyński, A., Ratajczak-Sitarz, M., Katrusiak, A., Brzezinski, B. Molecular structure of rubidium six-coordinated dihydrate complex with monensin A. Journal of Molecular Structure, 2008, 888, p. 224-229 .↩

11. Huczyński A., Łowicki D., Brzezinski, Bartl F, Spectroscopic, mass spectrometry, and semiempirical investigations of a new 2-(2-methoxyethoxy)ethyl ester of Monensin A and its complexes with monovalent cations, Journal of Molecular Structure, 2008, 879, p. 14-24.↩

12. Huczyński A., Przybylski P., Brzezinski B., Bartl F., „Monensin A metyl ester complexes with Li⁺, Na⁺, and K⁺ cations studied by ESI-MS, 1H- and 13C-NMR, FTIR, as well as PM5 semiempirical method” Biopolymers, 2006, 81, p. 282-294↩

13. Huczyński A., Michalak D., Przybylski P., Brzezinski B., Bartl F., Spectroscopic, mass spektrometry and semiempirical investigation of a new Monensim A allyl ester and its complexes with Li⁺, Na⁺, and K⁺ cations, J. Mol. Struct. 2007, 828, p. 130-141↩

14. Huczyński A., Przybylski P., Brzezinski B., Bartl F., Spectroscopic and semiempirical studiem of a proton channel formed by the methyl ester of Monensin A, J. Phys. Chem. B, 2006, 110, p.15615 - 15623↩

15. M.Ø. Jensen, O.G. Mouritsen, Lipids do influence protein function - The hydrophobic mismatch hypothesis revisited, Biochim. Biophys. Acta, 2004, 1666, p. 205–226.↩

16. A.G. Lee, How lipids affect the activities of integral membrane proteins, Biochim. Biophys. Acta, 2004, 1666, p. 62–87.↩

17. J.H. Kleinschmidt, L.K. Tamm, Secondary and tertiary structure formation of the β-barrel membrane protein OmpA is synchronized and depends on membrane thickness, J. Mol. Biol., 2002, 324, p. 319–330.↩

18. I.M. Williamson, S.J. Alvis, J.M. East, A.G. Lee, Interactions of phospholipids with the potassium channel KcsA, Biophys. J., 2002, 83, p. 2026–2038↩

19. F. Dumas, J.-F. Tocanne, G. Leblanc, M.-C. Lebrun, Consequences of hydrophobic mismatch between lipids and melibiose permease on melibiose transport, Biochemistry, 2000, 39, p. 4846–4854.↩

20. E.C. Cooper, L.Y. Jan, Ion channel genes and human neurological disease: recent progress, prospects and challenges, Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 1999, 96, p. 4759–4766.↩

21. T.J. Jentsch, C.A. Hübner, J.C. Fuhrmann, Ion channels: function unravelled by dysfunction, Nat. Cell Biol., 2004, 6, p. 1039–1047.↩

22. D. A. Kelkar , A. Chattopadhyay, The gramicidin ion channel: A model membrane protein, Biochimica et Biophysica Acta, 2007, 1768, p. 2011–2025↩

23. D. A. Kelkar, A. Chattopadhyay, Modulation of gramicidin channel conformation and organization by hydrophobic mismatch in saturated phosphatidylcholine bilayers, Biochimica et Biophysica Acta, 2007, 1768, p. 1103–1113↩

24. Wallace B. A. 1986. Structure of gramicidin, Biophys. J., 1986, 49, p. 295-306.↩

25. Urry D. W., The gramicidin A transmembrane channel: a proposed 7r(L,D) helix. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1971, 68, p. 672-676.↩

26. B. Roux, M. Karplus, Ion transport in a model gramicidin channel.Structure and thermodynamics Biophys. J., 1988, 53, p. 297-309↩