Profilaktyka zakażeń szpitalnych u noworodków

Czasopismo ZAKAŻENIA - nr 1/2004 Profilaktyka zakażeń szpitalnych u noworodków  Prevention and control of nosocomial infections in neonates  Streszczenie  Zakażenia szpitalne są ważną przyczyną zachorowalności i śmiertelności noworodków. Wraz z poprawą wskaĄnika przeżywalności noworodków urodzonych przedwcześnie rośnie liczba pacjentów narażonych na wystąpienie zakażeń szpitalnych. Profilaktyka zakażeń odgrywa w tej sytuacji bardzo ważną rolę i powinna obejmować zapobieganie zarówno nowym zakażeniom, jak i rozprzestrzenianiu wieloopornych drobnoustrojów patogennych. Poniższa praca przedstawia zalecenia dotyczące profilaktyki zakażeń w oddziałach noworodkowych: mycia rąk, ograniczania stosowania i skażeń cewników naczyniowych, zapobiegania zapaleniom płuc, szczególnie u pacjentów wymagających mechanicznej wentylacji, nadzoru epidemiologicznego i racjonalnej antybiotykoterapii.  Summary  Nosocomial infections are a frequent and significant cause of neonatal morbidity and mortality. The number of patients at risk of late-onset infections is increasing because of improved survival of premature neonates and their need for invasive monitoring and treatment. Infection control is therefore becoming increasingly important and should be directed both against the development of specific infections and against the spread of antibiotic – resistant pathogens. Preventive strategies described in this paper comprise: handwashing, minimizing of intravenous catheters use and contamination, prophylaxis of nosocomial pneumonia, especially in patients requiring mechanical ventilation, epidemiological surveillance and prudent use of antibiotic agents. Słowa kluczowe/Key words  zakażenia szpitalne ç profilaktyka zakażeń ç noworodek nosocomial infection ç infection control ç neonate Zakażenia szpitalne są przyczyną wysokiej zachorowalności i śmiertelności pacjentów leczonych w noworodkowych oddziałach intensywnej terapii, wydłużają całkowity okres hospitalizacji oraz zwiększają jej koszty [1]. Znaczny postęp, jaki dokonał się w ostatnich latach w perinatologii, spowodował, że przeżywa coraz wyższy odsetek noworodków z bardzo małą (< 1500 g) urodzeniową masą ciała (VLBW – Very Low Birthweight). Jest to populacja szczególnie narażona na wystąpienie zakażeń szpitalnych zarówno przez niedojrzałość naturalnych mechanizmów odpornościowych, jak i mnogość oraz inwazyjność stosowanych procedur diagnostycznych i leczniczych. Zakażenie szpitalne to – według definicji – zakażenie, które powstaje w czasie pobytu chorego w szpitalu. W przypadku noworodków za zakażenie szpitalne uważa się również zakażenie rozwijające się u noworodka urodzonego przez matkę, która w momencie przyjęcia do szpitala nie była zakażona, a po 48–72 godzinach rodzi zakażonego noworodka oraz zakażenie noworodka, którego objawy kliniczne pojawiają się powyżej 48 godziny życia [2]. Do zakażenia noworodka szczepami szpitalnymi, którymi został skolonizowany w trakcie pobytu, może dochodzić w domu, po wypisie ze szpitala. Epidemiologia Zakażenia szpitalne występują u 1,4% ogółu noworodków. Ich częstość znacznie wzrasta u noworodków leczonych w oddziałach intensywnej terapii: 17–25% i jest odwrotnie proporcjonalna do wieku ciążowego i urodzeniowej masy ciała – u noworodków z urodzeniową masą ciała poniżej 1500 g wynosi 5–32%, u noworodków z masą ciała < 1000 g do 40%, a urodzonych < 25 tygodnia ciąży nawet do 46% [3]. Lokalizacja zakażenia zależy od stopnia dojrzałości oraz stanu pacjenta (tab. 1). U noworodków nie wymagających leczenia w oddziałach patologii najczęściej występują zakażenia skóry, błony śluzowej jamy ustnej, spojówek i pępka. Natomiast u noworodków leczonych w oddziałach intensywnej terapii najczęściej występują zakażenia krwiopochodne, na drugim miejscu znajdują się zapalenia płuc, skóry, jelit, ran pooperacyjnych [4]. Zakażenia szpitalne obarczone są wysoką śmiertelnością, zwłaszcza jeśli czynnikiem etiologicznym są bakterie Gram(–) i grzyby [5]. Śmiertelność spowodowana zakażeniem wynosi 17% [6] i wzrasta proporcjonalnie do czasu trwania hospitalizacji. Szacuje się, że zakażenia są przyczyną 4% zgonów w ciągu trzech pierwszych dni życia i 45% zgonów po dwóch tygodniach [5]. Pierwszy epizod krwiopochodnych zakażeń szpitalnych występuje najczęściej w drugim–trzecim tygodniu życia noworodka [7], kiedy system odpornościowy jest najmniej dojrzały, a częstość stosowania inwazyjnych procedur najwyższa. Około 1/4 noworodków z zakażeniem szpitalnym choruje przynajmniej dwukrotnie [8]. Czynniki ryzyka zakażeń szpitalnych Podatność przedwcześnie urodzonych noworodków na zakażenia nasilają niedobory odporności zarówno swoistej, jak i nieswoistej: podwyższone pH i zwiększona przepuszczalność bariery skórnej, otwarte wrota zakażenia przez kikut pępowiny, obniżona perystaltyka przewodu pokarmowego, podwyższone pH treści żołądka, niedobór immunoglobulin i składowych dopełniacza, osłabiona chemotaksja i obniżone rezerwy szpikowe granulocytów, przewaga limfocytów supresorowych.  Najistotniejsze czynniki ryzyka zakażeń szpitalnych stanowią, oprócz wieku ciążowego i urodzeniowej masy ciała [5], stosowanie linii centralnych, długotrwałe żywienie parenteralne, podawanie dożylne emulsji tłuszczowych [9] i antagonistów receptora histaminowego H2, długotrwała mechaniczna wentylacja [5, 7] oraz okres pobytu w oddziale intensywnej terapii noworodka powyżej dwóch tygodni [10]. Również nadmierna liczba pacjentów przypadających na 1 m2 powierzchni oddziału i na pielęgniarkę zwiększa ryzyko zakażeń [11]. Ponadto, problemy personalne: niedostateczna liczba pielęgniarek, niedoświadczony personel, zbyt duża liczba przepracowanych godzin wpływają niekorzystnie na częstość występowania zakażeń szpitalnych [11] (tab. 2). Badania Kawagoe i wsp. [11] wykazały, że do najważniejszych czynników ryzyka rozwoju zakażenia szpitalnego należy zaliczyć: przedwczesne odpłynięcie wód płodowych (wskaĄnik ryzyka OR – 1,51), choroby matki (OR – 1,57), wentylację mechaniczną (OR – 2,43), założenie centralnej linii żylnej (OR – 1,7) oraz całkowite żywienie parenteralne (OR – 4,04). W wieloośrodkowych badaniach Stoll i wsp. w szpitalach USA, do czynników ryzyka zakażeń szpitalnych należały, oprócz wcześniactwa i małej urodzeniowej masy ciała, intubacja (OR – 1,52), zespół zaburzeń oddychania (OR – 2,08), przewlekła choroba płucna (OR – 2,2), drożny przewód tętniczy (OR – 2,03), nasilone krwawienie śródczaszkowe (OR – 1,27) i martwicze zapalenie jelit (OR – 4,58). Ryzyko wystąpienia póĄnej postaci posocznicy było odwrotnie proporcjonalne do czasu żywienia parenteralnego, czasu sztucznej wentylacji i pobytu w szpitalu [8]. Noworodki po urodzeniu nie mają flory endogennej i ulegają kolonizacji drobnoustrojami, z którymi mają styczność. Zdrowe, karmione piersią noworodki ulegają kolonizacji przez pałeczki kwasu mlekowego, pałeczkę okrężnicy w obrębie przewodu pokarmowego oraz drobnoustroje obecne na skórze i błonach śluzowych matki. Noworodki przyjmowane do oddziałów patologii ulegają kolonizacji przez drobnoustroje bytujące w środowisku, a więc wyselekcjonowaną, wielooporną florę szpitalną, w tym gronkowce koagulazoujemne (CONS – ang. coagulasonegative staphylococci) wytwarzające ß-laktamazy o poszerzonym spektrum gronkowiec złocisty metycylinooporny czy pałeczki Gram(–). Do zakażenia dochodzi zazwyczaj w wyniku inwazji flory początkowo kolonizującej skórę, błony śluzowe i przewód pokarmowy noworodka. Drobnoustroje te przedostają się do organizmu noworodka przez kontakt bezpośredni – najczęściej przez ręce personelu lub pośredni – przez zanieczyszczony sprzęt: inkubatory, termometry, mankiety do pomiaru ciśnienia. Flora patogenna może też wnikać bezpośrednio do ustroju przez zakażone płyny do żywienia pozajelitowego, krew, leki, pokarm. Stosunkowo rzadko dochodzi do transmisji drogą powietrzną: przez kurz czy aerozol bakteryjny [2]. Najistotniejszą rolę w rozprzestrzenianiu się zakażeń szpitalnych odgrywa krzyżowa kolonizacja między pracownikami szpitala a pacjentami oraz między samymi pacjentami (tab. 3, 4). Każdy oddział intensywnej terapii ma swoją własną florę endemiczną, dlatego też dla prawidłowej terapii empirycznej i kontroli zakażeń konieczny jest aktywny nadzór epidemiologiczny i bakteriologiczny [3]. Szczególny problem stanowią szczepy wielooporne: metycylinooporne gronkowce złociste (MRSA – ang. Methicillin Resistant Staphylococcus aureus), enterokoki oporne na wankomycynę (VRE – ang. Vancomycin Resistant Enterococci) i pałeczki Gram(–), wytwarzające ß-laktamazy o poszerzonym spektrum substratowym (ESBL – ang. Extended Spectrum Betalactamases).  Zakażenia szpitalne w oddziałach intensywnej terapii noworodków obecnie najczęściej wywołują bakterie Gram(+), które są odpowiedzialne za 57–70% infekcji. Około 40% zakażeń wywołują gronkowce koagulazoujemne [3, 5, 7, 9, 12]. Zakażenia wywołane przez bakterie Gram(–) i grzyby występują rzadziej, ale są obarczone znacznie wyższą śmiertelnością, sięgającą 75%, jeśli czynnikiem etiologicznym jest Pseudomonas aeruginosa [12]. Śmiertelność w zakażeniach o etiologii CONS nie przekracza 10% [3]. Zakażenie wywołane przez drobnoustrój Gram(–) ponad trzykrotnie zwiększa ryzyko zgonu noworodka [7].  Narastającym problemem są zakażenia szpitalne wywołane grzybami drożdżopodobnymi. Są one odpowiedzialne za 9% zakażeń szpitalnych [6]. Do najistotniejszych czynników ryzyka rozwoju kandydemii należy zaliczyć niewłaściwe leczenie bakteryjne (OR – 6,8), intubację (OR 8,7), nietolerancję karmienia enteralnego (OR – 4,6), leczenie trzeciorzędowymi cefalosporynami (OR – 27,1) oraz kolonizację przez Candida spp, szczególnie dróg oddechowych i przewodu pokarmowego [3]. Rzadziej zakażenia szpitalne wywołują Malassezia spp. Najważniejszym czynnikiem ryzyka jest stosowanie emulsji tłuszczowych w żywieniu parenteralnym, bowiem drobnoustrój ten wymaga kwasów tłuszczowych C12-C24. Fungemia ustępuje zazwyczaj po usunięciu cewnika z żyły centralnej i nie wymaga leczenia przeciwgrzybiczego [3]. Szczególne miejsce wśród zakażeń szpitalnych mają infekcje rozwijające się na drodze rozsiewu krwiopochodnego oraz zapalenia płuc. W wieloośrodkowym badaniu europejskim zakażenia krwi stanowiły 71% zakażeń szpitalnych w oddziałach noworodkowych, zakażenia dolnych dróg oddechowych – 15%, zakażenia ran pooperacyjnych – 8%, układu moczowego – 5%, a przewodu pokarmowego – 1% [6]. Zakażenia krwiopochodne Zakażenia krwi przebiegające klinicznie pod postacią posocznicy stanowią najczęściej występującą postać uogólnionych zakażeń szpitalnych noworodków leczonych w oddziałach intensywnej terapii. Najczęściej są one wtórne do zakażenia cewników naczyniowych. Czynniki, które zwiększają ryzyko wystąpienia zakażeń krwi związanych z cewnikowaniem naczyń (CRBSI – Catheter Related Bloodstream Infection), to masa ciała < 1000 g w momencie zakładania cewnika, pobieranie krwi do badań z cewnika i kolonizacja zewnętrznej końcówki cewnika [13]. Jeśli jest to możliwe, u pacjenta, u którego podejrzewa się zakażenie krwi związane z cewnikiem, należy pobrać równocześnie próbkę krwi do badań bakteriologicznych z cewnika w żyle centralnej i z żyły obwodowej. Jeśli wyizolowany drobnoustrój należy do flory saprofitycznej, rozróżnienie między zakażeniem, kolonizacją cewnika a zanieczyszczeniem próbki może być trudne. CRBSI, zgodnie z definicją Center for Disease Control (CDC), rozpoznawane jest u pacjentów, u których:  u wyizolowano drobnoustrój uznawany za chorobotwórczy w przynajmniej jednym posiewie krwi lub drobnoustrój uznawany za saprofityczny w przynajmniej dwóch posiewach (tab. 5); u obecny jest przynajmniej jeden z klinicznych objawów zakażenia (zaburzenia termoregulacji, bezdech, bradykardia); u podczas pobierania krwi na posiew u pacjenta założony jest cewnik naczyniowy [14]. Aktualne zalecenia dotyczące zapobiegania bakteriemii, związanej z cewnikowaniem naczyń przedstawia tab. 6. Najczęściej u noworodków stosuje się cewniki zakładane do żył obwodowych. U dorosłych zaleca się usuwanie wenflonów po 72 godzinach i zmianę miejsca wkłucia [5], brakuje natomiast badań, które uzasadniałyby takie postępowanie u noworodków. Zasady zapobiegania zakażeniom związanym z cewnikami w żylnych naczyniach obwodowych przedstawia tab. 7.  Dostęp do żył centralnych uzyskuje się najczęściej przez żyłę pępowinową lub żyły obwodowe (PICC – ang. Peripherally Inserted Central Catheters). Cewniki te, w przeciwieństwie do zakładanych chirurgicznie, pozbawione są mankietu z Dakronu, który potencjalnie hamuje migrację drobnoustrojów drogą cewnika. Badania dotyczące dorosłych pacjentów wykazały, że długotrwałe utrzymywanie tunelizowanych cewników w żyłach centralnych znacznie rzadziej powikłane jest zakażeniami [12], ale analogicznie jak w przypadku wkłuć obwodowych brakuje takich badań dotyczących noworodków. Stwierdzono natomiast, że dodawanie heparyny do płynów infuzyjnych zmniejsza ryzyko zakażenia [15] (tab. 8). Przed założeniem cewników naczyniowych skórę należy zdezynfekować, stosując jedną z technik: dwukrotnie dezynfekować skórę przez dziesięć sekund lub jeden raz przez 30 sekund. Preferowanym preparatem jest 10% roztwór powidyny – jodyny, który po skończonej procedurze należy zmyć wodą jałową. Zastosowanie jałowych opatrunków z glukonianem chlorheksydyny efektywnie redukuje nasilenie kolonizacji żylnych cewników obwodowych i centralnych u noworodków [16], nie ma natomiast wpływu na częstość CRBSI [16]. Ponadto, u noworodków, u których zastosowano chlorheksydynę, istniało zwiększone ryzyko kontaktowego zapalenia skóry [3]. U pacjentów dorosłych w przypadku bakteriemii lub fungemii zaleca się usunięcie nietunelizowanego cewnika z żyły centralnej. Jedynym wyjątkiem jest wyizolowanie z krwi gronkowców koagulazoujemnych. W przypadku tego patogenu wskazaniem do usunięcia cewnika jest kilkakrotnie dodatni posiew krwi lub niestabilny stan pacjenta [17]. Istnieją doniesienia potwierdzające zasadność takiego postępowania również u noworodków [12].  Obecnie wprowadzane nowe technologie w założeniu mają zmniejszyć ryzyko zakażeń. Są to cewniki impregnowane antybiotykami (minocykliną – rifampicyną) i środkami dezynfekcyjnymi (chlorheksydyną – srebrzanem sulfadiazyny), cewniki z heparyną [18] i przepłukiwanie cewników roztworem wankomycyny z heparyną (ALT – ang. Antibiotic Lock Therapy). Stosowana w tej ostatniej metodzie ilość leku jest zbyt mała, aby jego stężenia były wykrywalne we krwi nawet noworodków z małą i ekstremalnie małą masą ciała [19]. Nie wyprodukowano dotychczas cewników w rozmiarach, pozwalających na zastosowanie ich u noworodków, natomiast prowadzone są badania mające ustalić potencjalne korzyści ALT w tej populacji pacjentów [5].  Zapalenie płuc Zapalenie płuc stanowi drugie co do częstości zakażenie szpitalne w noworodkowych oddziałach intensywnej terapii. Mechaniczna wentylacja, ratująca życie pacjenta, jest równocześnie przyczyną około 50% szpitalnych zapaleń płuc, które występują u 9–12% mechanicznie wentylowanych pacjentów [20]. Częstość występowania zapalenia płuc związanego ze sztuczną wentylacją (VAP – Ventilator Associated Pneumonia) jest różna w różnych ośrodkach i wynosi średnio 3,3 epizodu na 1000 dni mechanicznej wentylacji. VAP obarczone jest szczególnie dużą śmiertelnością wynoszącą 24–76% [21]. Wykazano też, że wystąpienie zapalenia płuc u pacjentów oddziałów intensywnej terapii statystycznie znamienne (OR – 1,91) zwiększa ryzyko zgonu [22]. Zapalenie płuc, zgodnie z definicją Center for Disease Control (CDC), rozpoznawane jest na podstawie różnorodnych klinicznych, laboratoryjnych i radiologicznych oznak zakażenia. U dzieci poniżej 12 miesięcy życia, w tym u noworodków, musi spełniać jedno z następujących kryteriów: 1. Bezdech, tachypnoe, bradykardia, wysiłek oddechowy, rzężenie lub kaszel oraz którykolwiek z następujących: – zwiększona sekrecja dróg oddechowych; – pojawienie się ropnej plwociny lub zmiana wyglądu plwociny; – wyizolowanie drobnoustroju z posiewu krwi; – wyizolowanie patogenu z materiału otrzymanego z aspiratu śródtchawiczego, popłuczyn oskrzelowych lub biopsji; – wyizolowanie wirusa lub wykrycie antygenu wirusa w wydzielinie z dróg oddechowych; – diagnostyczne miano pojedynczego przeciwciała (IgM) lub czterokrotny wzrost miana IgG dla patogenu w dwóch próbkach surowicy krwi; – histopatologiczne oznaki zapalenia płuc. 2. W badaniu radiologicznym klatki piersiowej nowe lub postępujące nacieki, jamy, stwardnienia lub wysięk opłucnowy oraz którykolwiek z następujących: – zwiększona sekrecja dróg oddechowych; – pojawienie się ropnej plwociny lub zmiana wyglądu plwociny; – wyizolowanie drobnoustroju z posiewu krwi; – wyizolowanie patogenu z materiału otrzymanego z aspiratu śródtchawiczego, popłuczyn oskrzelowych lub biopsji; – wyizolowanie wirusa lub wykrycie antygenu wirusa w wydzielinie z dróg oddechowych; – diagnostyczne miano pojedynczego przeciwciała (IgM) lub czterokrotny wzrost miana IgG dla patogenu w dwóch próbkach surowicy krwi; – histopatologiczne oznaki zapalenia płuc [23]. Kolonizacja florą patogenną wyprzedza najczęściej zakażenie. Kolonizujące bakterie tworzą biofilm na wewnętrznej powierzchni rurki intubacyjnej, który stanowi rezerwuar flory patogennej. Pokrycie rurek związkami srebra zapobiega kolonizacji i tworzeniu biofilmu, co może ograniczyć ryzyko VAP [21]. Rola kolonizacji dróg oddechowych u sztucznie wentylowanych noworodków w powstawaniu zakażeń krwi czy zmian na zdjęciach radiologicznych, charakterystycznych dla zapalenia płuc, pozostaje kontrowersyjna [21], dlatego konieczne są dalsze badania. Najczęstszymi czynnikami etiologicznymi VAP są Gram(–) pałeczki z rodziny Enterobacteriaceae oraz pałeczki niefermentujące, a także gronkowce, szczepy Serratia marcescens i Acinetobacter. Stosunkowo często za szpitalne zakażenia płuc u noworodków odpowiedzialne są szczepy Mycoplasma pneumoniae [24]. Niektóre drobnoustroje patogenne: Pseudomonas aeruginosa czy Mycoplasma pneumoniae mają zdolność upośledzania funkcji aparatu rzęskowego. Ta ostatnia w miejscu inwazji wytwarza nadtlenek wodoru, który bezpośrednio poraża rzęski.  Do czynników ryzyka rozwoju VAP należy intubacja przez nos, reintubacja i toaleta aspiracyjna drzewa oskrzelowego. Przy intubacji przez nos trwającej powyżej 48 godzin może dojść do zapalenia zatok i aspiracji zakażonej wydzieliny do płuc [21]. Aby zminimalizować zagrożenia związane z ewakuacją wydzieliny, należy używać wyłącznie jałowych cewników jednorazowych, o średnicy dostosowanej do światła rurki intubacyjnej i drzewa oskrzelowego. Personel powinien pracować w jałowych rękawiczkach, a do odsysania należy stosować ograniczoną siłę ssania (0,1–0,2 kPa), aby nie stwarzać ryzyka niedodmy. Integralną częścią toalety drzewa oskrzelowego jest fizykoterapia: drenaż ułożeniowy, oklepywanie i pobudzanie odruchów kaszlowych, ułatwiające ewakuację wydzieliny [25]. Układ wentylacyjny respiratora również składa się z wielu elementów, które mogą stanowić rezerwuar flory patogennej. U dorosłych Centers for Disease Control w Atlancie zaleca jego wymianę co 48 godzin lub wcześniej, ze wskazań klinicznych. U noworodków dopuszcza się pozostawienie układu wentylacyjnego respiratora bez wymiany do siedmiu dni. W badaniu przeprowadzonym w grupie sztucznie wentylowanych dzieci w Centrum Zdrowia Dziecka w Warszawie stwierdzono, że najefektywniejsza jest zmiana układu wentylacyjnego respiratora w czwartej dobie leczenia [26]. Powszechnie stosowane przyścienne przepływowe nawilżacze bąbelkujące stanowią często rezerwuar patogennej flory szpitalnej, zwłaszcza szczepów Pseudomonas, a także Mycoplasma pneumoniae, ponieważ zawierają elementy stałe, których nie można poddać sterylizacji. Efektywniejsze są nawilżacze przepływowe posiadające urządzenia grzewcze z termostatem. Działają one skuteczniej dzięki utrzymywaniu stałej temperatury w zakresie 30–40oC. Pojemniki nawilżaczy powinny być wymieniane co 48 godzin, a bezwzględnie wraz z układem rur respiratora. Do ich napełniania należy używać jałowej wody destylowanej wymienianej co 12–24 godziny. Najkorzystniejsze są nebulizatory, stanowiące układy zamknięte, bezzwrotne, współpracujące z jałowym zbiornikiem wody (tab. 9) [21]. Zakażenia wirusowe Zakażenia wirusowe stanowią 19,5% ogółu zakażeń szpitalnych i 30% szpitalnych zakażeń przewodu pokarmowego [3,6]. Noworodki urodzone przedwcześnie mogą chorować bez charakterystycznych objawów, uwalniając wirusy przez długi czas. Sprzyja to przenoszeniu zakażenia na innych pacjentów przez ręce personelu [3]. Ma to szczególne znaczenie w okresie sezonowych epidemii wirusem RS, odry, ospy, innych wirusów. Ważne jest wówczas ograniczenie odwiedzin w oddziałach noworodkowych i położniczych (rooming-in), a także zalecanie szczepień ochronnych pracownikom tych oddziałów [27].  1. Wirus RS (Respiratory Syncytial virus). Wywołuje on zapalenie oskrzelików u niemowląt i małych dzieci. Do zakażenia dochodzi przez kontakt bezpośredni z zakażoną wydzieliną dróg oddechowych lub pośrednio, poprzez zanieczyszczony sprzęt, ręce, na których wirus może przetrwać 0,5–6 godzin [28]. Przy braku stosowania zaleceń kontroli zakażeń do transmisji wirusa i zakażenia dochodzi w 45% i więcej kontaktów. Śmiertelność w grupie pacjentów wysokiego ryzyka wynosi 50–80% [27]. Najskuteczniejszym środkiem zapobiegania zakażeniom jest mycie rąk, natomiast skuteczność fartuchów ochronnych pozostaje kontrowersyjna [29]. Zaleca się zakładanie fartuchów, masek i okularów ochronnych podczas wykonywania procedur, przy których może dojść do zabrudzenia krwią, płynami ustrojowymi, wydzielinami i wydalinami (intubacja dotchawicza, odsysanie wydzieliny oskrzelowej, zakładanie sondy żołądkowej) [27]. Zakażenia szpitalne można ograniczyć, grupując zakażonych pacjentów w osobnych salach bezpośrednio po przyjęciu i zmniejszając wizyty członków rodzin z objawami zakażeń górnych dróg oddechowych [29]. Pacjenci szczególnie zagrożeni zakażeniem wirusem RS (noworodki urodzone poniżej 32 tygodnia ciąży, niemowlęta z przewlekłą chorobą płuc) powinny otrzymywać w sezonie jesienno-zimowym profilaktycznie ludzkie przeciwciała monoklonalne. 2. Wirus grypy. Wirus przenosi się drogą kropelkową, dlatego podczas kontaktu z pacjentem należy używać masek. Głównymi metodami zapobiegania zakażeniom szpitalnym jest mycie rąk i szczepienia ochronne pracowników służby zdrowia [28]. 3. Rotawirusy. Zakażenie to występuje najczęściej w miesiącach jesienno-zimowych i dotyczy 12,7–78% pacjentów oddziałów noworodkowych. Głównym rezerwuarem wirusa są zakażone noworodki, a do większości zakażeń dochodzi w ciągu pierwszych kilku dni życia. Noworodki urodzone przedwcześnie i z małą urodzeniową masą ciała przebywają w oddziałach noworodkowych dłużej i bardziej narażone są na zakażenie [30]. Stwierdzono związek między zakażeniem rotawirusami a martwiczym zapaleniem jelit [31]. W zapobieganiu zakażeniom odgrywa rolę przede wszystkim mycie rąk, noszenie rękawiczek oraz izolacja zakażonych dzieci. Profilaktyka zakażeń – zasady ogólne Potencjalnie najskuteczniejszym sposobem ograniczenia zakażeń szpitalnych w oddziałach noworodkowych byłoby ograniczenie liczby porodów przedwczesnych. Zakażenia szpitalne występują z różną częstością w oddziałach noworodkowych o porównywalnych populacjach pacjentów. Pozwala to przypuszczać, że niektóre czynniki ryzyka można modyfikować. Większości szpitalnych zakażeń można zapobiec przez proste czynności, przestrzeganie reżimu sanitarnego i odpowiednią dezynfekcję sprzętu i narzędzi. W badaniach prospektywnych, przeprowadzonych przez Vermont Oxford Neonatal Network [32] opisano praktyki, których zastosowanie statystycznie istotnie zmniejszyło częstość występowania zakażeń szpitalnych wywołanych przez gronkowce koagulazoujemne w badanych oddziałach w porównaniu z oddziałami stanowiącymi grupę kontrolną. Do działań tych zaliczono:  u odpowiednio częste mycie rąk; u wczesne wprowadzanie żywienia jelitowego; u ograniczenie czasu żywienia pozajelitowego; u ochronę skóry noworodków; u minimalizowanie częstości pobierania krwi do badań; u skracanie czasu mechanicznej wentylacji; u skracanie czasu stosowania linii centralnych. Ponieważ większość epizodów zakażeń szpitalnych związanych jest z mechaniczną wentylacją lub stosowaniem cewników w żyłach centralnych, należy dążyć do ograniczenia ich użycia, jeśli tylko pozwala na to stan kliniczny pacjenta. Czas sztucznej wentylacji można ograniczyć przez działania zapobiegające lub łagodzące przebieg zespołu zaburzeń oddychania (stymulacja dojrzewania płuc płodu u ciężarnych zagrożonych porodem przedwczesnym, podawanie surfaktantu), pozwalające na szybsze zakończenie wentylacji (permisywna hiperkapnia, zamknięcie drożnego przewodu tętniczego) czy też stosowanie nieinwazyjnych technik wentylacji mechanicznej (CPAP) [3]. Personel z objawami zakażenia górnych dróg oddechowych, przewodu pokarmowego, skóry i błon śluzowych nie powinien mieć kontaktu z noworodkami. Osoby z zakażeniem wirusem Herpes 1 (opryszczka) powinny podczas pielęgnacji noworodków nosić maski twarzowe i dokładnie przestrzegać zasad mycia rąk [33]. Wprowadzenie programu kontroli zakażeń oraz szkoleń personelu na temat wszystkich możliwych dróg transmisji drobnoustrojów w środowisku pacjenta, a także w zakresie opieki nad chorym oraz mycia i dezynfekcji sprzętu pozwala zredukować liczbę zakażeń szpitalnych [34]. Ryzyko zakażenia zmniejsza też jak najwcześniejsze wypisanie noworodka z oddziału patologii. Mycie rąk Najważniejszym i najprostszym sposobem zapobiegania zakażeniom pozostaje odpowiednie mycie rąk przed i po każdym kontakcie z chorym. Niestety, w większości szpitali do zaleceń tych stosuje się mniej niż połowa personelu [35]. Na podstawie teoretycznego modelu matematycznego udowodniono, że 12% poprawa w zakresie mycia rąk przez personel medyczny pozwoliłaby zapobiec transmisji MRSA w oddziale [36]. Skuteczne mycie rąk zgodnie z wytycznymi ekspertów trwa przynajmniej 10 sekund [3]. Zalecanym środkiem jest mydło antybakteryjne lub preparaty alkoholowe. Niestety, mydła i detergenty (zwłaszcza anionowe i kationowe), papierowe ręczniki i rękawiczki niszczą skórę rąk, a zniszczona skóra sprzyja namnażaniu patogenów [3]. Ponadto, częste mycie rąk wodą i mydłem podwyższa pH skóry. Preparaty alkoholowe są szczególnie skuteczne w obniżaniu liczby drobnoustrojów bytujących na skórze rąk, charakteryzuje je szybki początek działania. Są również wygodniejsze w użyciu, mniej drażniące dla skóry rąk i nie powodują takiego jej wysychania jak mydło [29]. Powinno się je stosować na czystą skórę przez 15 sekund do 2 minut, zgodnie z zaleceniami producenta. Zastosowanie preparatów alkoholowych w badaniach Herruzo-Cabrera i wsp. [37] wyeliminowało obecność pałeczek Klebsiella ze środowiska oddziału intensywnej terapii oraz czterokrotnie skróciło czas mycia rąk konieczny do ich dezynfekcji w porównaniu ze stosowaniem zwykłego mydła. Efektywność tych środków jest ograniczona w przypadku rąk zabrudzonych, a przed kontaktem z pacjentem należy poczekać aż dłonie wyschną. Bardzo skutecznym środkiem bakteriobójczym jest chlorheksydyna, której efekt poantybiotykowy utrzymuje się przez sześć godzin [38].  Paznokcie rąk powinny być starannie przycięte, aby nie doszło do przedziurawienia rękawiczek. Udowodniono też, że długie, naturalne i sztuczne paznokcie (tzw. tipsy) odgrywają rolę w rozprzestrzenianiu zakażeń szpitalnych, dlatego ich noszenie jest niewskazane [29, 33]. Ciemny lakier do paznokci również utrudnia właściwą higienę rąk [33]. Przed wejściem do oddziału intensywnej terapii personel powinien usunąć obrączki, pierścionki, bransoletki i zegarki [3, 33]. Rękawiczki powinny być stosowane głównie dla ochrony personelu, ale ich użycie nie może zastąpić dezynfekcji rąk. Nie wolno stosować tych samych rękawic do opieki nad więcej niż jednym chorym, a przed nałożeniem i po zdjęciu rękawic ręce należy zawsze zdezynfekować lub umyć. Wykazano, że zastosowanie rękawiczek, a w szczególnych sytuacjach również odzieży ochronnej, istotnie obniża odsetek infekcji szpitalnych [39].  Nie potwierdzono natomiast, aby rutynowe stosowanie fartuchów ochronnych w oddziale intensywnej terapii noworodkowej obniżało częstość kolonizacji czy zakażeń [3]. Fartuchy są zalecane w szczególnych sytuacjach epidemiologicznych, przy kontakcie z noworodkami skolonizowanymi patogenną florą wielooporną, z zakażeniami wirusowymi, gdy istnieje ryzyko zabrudzenia skóry i odzieży krwią, płynami ustrojowymi czy wydalinami, a także jeżeli wyjmuje się noworodka z inkubatora bądĄ łóżeczka [3, 27, 33]. W takich sytuacjach fartuchy należy wyrzucać po kontakcie z noworodkiem. Jeśli dany fartuch jest przeznaczony dla konkretnego noworodka, należy go zmieniać regularnie [33]. Przy wykonywaniu zabiegów wymagających zachowania jałowości, konieczne jest zakładanie maski i czapki. Włosy należy spiąć, aby nie dotykały noworodka oraz sprzętu. Maski powinny zakrywać nos i usta. Należy je wyrzucić natychmiast po wykorzystaniu [33]. Ochrona i dezynfekcja skóry noworodka Warstwa rogowa naskórka, która typowo rozwija się w trzecim trymestrze ciąży, pozwala na utrzymanie kwaśnego, bakteriobójczego pH skóry, a także wydziela substancje tłuszczowe o działaniu bakte prof. dr hab. med. Jerzy Szczapa dr n. med. Irena Wojsyk-Banaszak Klinika Zakażeń Noworodków, Katedra Neonatologii AM im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu kierownik kliniki:  prof. dr hab. med. Jerzy Szczapa prezes Polskiego Towarzystwa Neonatologicznego

Czasopismo ZAKAŻENIA NR 3/2007 CZYNNIKI RYZYKA ZAKAŻEŃ ZWIĄZANE Z DOŻYLNĄ TERAPIĄ RISK FACTORS OF INTRAVENOUS THERAPY-RELATED INFECTIONS Streszczenie Terapia dożylna zwiększa ryzyko rozwoju takich zakażeń, jak zapalenie żyły czy sepsa. Bakteriemia związana z infuzją jest zwykle wynikiem kontaminacji sprzętu użytego w czasie leczenia, w tym cewników żylnych. Rzadkim, lecz ważnym potencjalnym źródłem sepsy są skażone płyny infuzyjne. Summary Intravenous therapy increases the risk of patient developing infections including phlebitis and sepsis. Infusion-related bacteremia originates from an contaminated equipment used in the IV-therapy, particulary the venous catheters. Microbial contamination of infusions fluids is an infrequent but important source of sepsis. Słowa kluczowe/Key words terapia dożylna, cewnik naczyniowy, płyny infuzyjne, kontaminacja, zakażenia szpitalne intravenous therapy, venous catheter, infusions fluid, contamination, nosocomial infection Terapia dożylna jest jednym z najważniejszych czynników ryzyka wystąpienia powikłań infekcyjnych, które zazwyczaj mają postać zakażenia w miejscu wprowadzenia cewnika, zapalenia żyły lub ogólnoustrojowej reakcji zapalnej. Zagrażająca życiu sepsa może być powikłaniem zlokalizowanej infekcji miejsca wkłucia, tunelu czy portu, następstwem podania skażonych płynów infuzyjnych lub kontaminacji linii infuzyjnej, powstałej podczas czynności związanych z infuzją. Ryzyko zakażeń towarzyszące terapii dożylnej zależy od stanu pacjenta, rodzaju leczenia, stosowanego sprzętu i przestrzegania przyjętych zasad postępowania. Zakażenia towarzyszące terapii dożylnej mogą mieć zarówno endogenne, jak i egzogenne źródło mikroorganizmów. Infekcje endogenne wywołuje własna flora pacjenta, głównie gronkowce kolonizujące skórę, a w przypadku np. cewnika żyły podobojczykowej lub szyjnej intubowanego pacjenta – bakterie obecne w wydzielinie jego dróg oddechowych. W infekcji egzogennej mikroorganizmy mogą zos­tać wprowadzone do organizmu pacjenta wraz z płynem infuzyjnym, w wyniku skażenia linii infuzyjnej, zastosowania niewłaściwej techniki aseptycznej w czasie zakładania cewnika lub niewłaściwej pielęgnacji miejsca wprowadzenia cewnika. Płyny infuzyjne Do skażenia płynu infuzyjnego może dojść w miejscu jego produkcji (skażenie wewnętrzne) lub w trakcie użycia płynu w szpitalu (skażenie zewnątrzpochodne). Płyny infuzyjne mogą ulec skażeniu bezpośrednio w procesie produkcji lub już po sterylizacji w wyniku nieszczelności pojemnika, np. niewielkiego uszkodzenia (ubytku) lub przesunięcia się uszczelki zamknięcia, drobnych uszkodzeń butelki (pęknięcie) itp. Najbardziej znany incydent skażenia wewnętrznego miał miejsce w USA w latach 1970–1971, kiedy producent produktów dożylnych zmienił wyściółkę nakrętek. Spowodowało to zakażenie 378 pacjentów w 25 szpitalach pałeczkami Enterobacter cloacae i E. agglomerans, a w wyniku sepsy zmarło wówczas 40 osób [1]. Powstałe najprawdopodobniej w czasie produkcji skażenia wody do iniekcji pałeczkami Ralstonia pickettii i Burkholderia cepacia były przyczyną oddalonych w czasie dwóch ognisk epidemicznych w Brazylii [2]. Zewnątrzpochodne skażenie płynów infuzyjnych to takie, do którego dochodzi w szpitalu podczas przygotowywania mieszanek dożylnych w wyniku niewłaściwego użycia igieł, strzykawek, urządzeń kalibrujących, a także z powodu wykonywania tych czynności w nieprawidłowo funkcjonujących komorach laminarnych [3]. Płyny infuzyjne mogą ulec skażeniu podczas dodawania leku do już używanego pojemnika z płynem lub wskutek rozłączenia zamkniętego układu infuzyjnego. Szczególnie niebezpieczne jest pobieranie kilku dawek leku z tej samej ampułki. W latach 1990–2004 opisano 592 incydenty zakażeń z tego powodu, będących przyczyną śmierci 62 osób [1]. Oprócz czynników bakteryjnych notowano także infekcje o etiologii wirusowej, w tym HCV [4, 5]. Prace przedstawiające powikłania infekcyjne po podaniu skażonych płynów pochodzą głównie sprzed 1990 roku. Współcześnie opisywano zakażenia wywołane między innymi przez Burkholderia cepacia [2, 6], Pantoea spp. [7], Staphylococcus aureus [8], Ralstonia picketii [2, 9], Enterobacter spp. [10], a także Serratia spp., Klebsiella spp., Pseudomonas spp. i Acinetobacter spp. [1]. Z analizy publikacji wynika, że przypadki zakażeń najczęściej miały związek z płynami stosowanymi w żywieniu pozajelitowym, ich przebieg zazwyczaj był ciężki, a śmiertelność sięgała 50% (tab. 1). Szczególnie dramatyczne skutki notowano w grupie noworodków [7, 10]. Obecność bakterii w preparatach krwi ma najczęściej podłoże endogenne i jest konsekwencją bakteriemii u dawcy. Ponadto krew i produkty krwiopochodne mogą ulec skażeniu w miejscu pobierania lub separacji produktów krwi, w czasie ich transportu, a także magazynowania. Liczba mikroorganizmów obecnych we krwi lub preparatach krwiopochodnych jest wprost proporcjonalna do czasu i temperatury przechowywania. Z analizy dostępnych publikacji wynika, że transfuzja skażonej krwi była przyczyną sepsy, wywołanej między innymi przez Serratia liquefaciens [11] oraz pałeczki Pseudomonas spp. i LYersinia enterocolitica [1], notowano także przypadki sepsy związanej z podaniem ludzkiej albuminy skażonej Enterobacter cloacae [12]. Sprzęt infuzyjny Sprzęt stosowany do dożylnego podawania płynów, leków, krwi lub produktów krwiopochodnych musi zapewniać sterylny przepływ od pojemnika do pacjenta. Sprzęt może ulec skażeniu w czasie produkcji, w chwili podłączania zestawu lub w trakcie infuzji. Niekiedy kontaminacja jest wynikiem wad technicznych (np. brak lub niedopasowanie kapturka chroniącego port w zestawie dożylnym). Niebezpieczeństwo skażenia zestawu dożylnego występuje również podczas nieodpowiedniego wprowadzania kolca zestawu do pojemnika z płynem infuzyjnym, umożliwiającego kontakt kolca z zewnętrzną częścią portu pojemnika. Do skażenia może także dojść podczas włączania dodatkowych elementów rozbudowujących (np. filtrów lub innych zestawów pomocniczych) oraz podłączania zestawu do kaniuli obwodowej lub cewnika żyły centralnej. Duże ryzyko zakażenia jest związane z procedurą założenia i utrzymywania cewnika naczyniowego, zwłaszcza cewnika żyły centralnej. Według Center for Diseases Control and Prevention (CDC) średnia częstość występowania u pacjentów oddziałów intensywnej terapii zakażenia krwi, które ma związek z obecnością cewnika naczyniowego, wynosi 5,3 na 1000 cewnikodni, a śmiertelność sięga 12–25% [13]. Czynnikiem ryzyka wystąpienia infekcji odcewnikowej jest między innymi niewłaściwa dezynfekcja miejsca wprowadzenia cewnika, skażenie cewnika w czasie przypadkowego kontaktu z niejałową powierzchnią oraz niewłaściwe założenie opatrunku. Niebezpieczeństwo zakażenia wzrasta podczas infuzji przerywanych, kiedy konieczne jest przepłukiwanie cewników. Użycie skażonej heparyny w jednym ze szpitali w okresie czterech lat spowodowało 96 przypadków zakażenia krwi, głównie pałeczkami z rodzaju Klebsiella, Serratia i Enterobacter [14]. Opisano także przypadki sepsy u pacjentów, u których do przepłukiwania cewnika użyto soli fizjologicznej skażonej między innymi Pseudomonas spp. i Serratia marcescens [15, 16, 17]. Obserwacje dużej grupy pielęgniarek wykazały, że w czasie procedury przepłukiwania cewnika 44% z nich nie stosowało żadnych technik aseptycznych, 33% włożyło rękawiczki, a 23% zdezynfekowało ręce. Żadna z pielęgniarek nie zdezynfekowała ampułki z solą przed jej otwarciem i pobraniem soli do jednorazowej strzykawki [18]. Obserwacja pracy pielęgniarek z trzech szpitali uniwersyteckich Niemiec i Wielkiej Brytanii wykazała, że leki do terapii dożylnej były przygotowywane nie w wyznaczonych obszarach, lecz w miejscu ich przechowywania lub na blacie stanowiska dla pielęgniarek obok łóżek pacjentów. Miejsce przygotowywania leku nie zostało wcześniej zdezynfekowane, a techniki aseptyczne, takie jak np. dezynfekcja fiolki przed pobraniem jej zawartości, były stosowane sporadycznie. Stwierdzono, że odkażanie zewnętrznej powierzchni cewnika przed podaniem leku wykonywano w 1/3 cewników obwodowych i nieco częściej w cewnikach centralnych. Większość przygotowanych infuzji była podawana w ciągu jednej godziny (ten krótki czas nie sprzyja namnażaniu się drobnoustrojów), jednak niekiedy przygotowane płyny przechowywano w temperaturze pokojowej przez kilka godzin, a nawet przez całą noc. Naruszanie zasad aseptyki obserwowano podczas przygotowywania 14 (74%) z 19 płynów do infuzji ciągłej, trwającej 24 godziny. Stwierdzono 16 (2%) błędów w technice aseptycznej w czasie przygotowywania roztworu leków z glukozą, której właściwości ułatwiają wzrost bakterii [19]. Jednym z bardzo ważnych warunków bezpieczeństwa infuzji jest odpowiedniej jakości sprzęt. Ankieta przeprowadzona w szpitalach przez Polskie Stowarzyszenie Pielęgniarek Epidemiologicznych wykazała, że wciąż jeszcze są stosowane płyny infuzyjne w zwykłych opakowaniach polietylenowych bez portów. Brak portu uniemożliwia utworzenie stabilnego i szczelnego połączenia między pojemnikiem a aparatem do przetoczeń, a ponadto niekiedy konieczne jest dopowietrzenie pojemnika przez jego nakłucie, co znacznie zwiększa ryzyko skażenia podawanego płynu infuzyjnego. W grupie ankietowanych (n = 446) stosowanie w terapii dożylnej pojemników bez portów potwierdziło 65,5% pielęgniarek. Wypadanie kolca aparatu do przetoczeń było obserwowane przez 70% respondentów, przy czym większość z nich (54%) oceniła, że zdarzało się to 1–3 razy w ciągu tygodnia (ryc. 1). Blisko 80% stwierdziło, że wyciek płynu infuzyjnego w wyniku rozszczelnienia się układu występował przynajmniej raz w tygodniu, a w skrajnych przypadkach nawet 20 razy i częściej (ryc. 2). Ponad 40% ankietowanych pielęgniarek przyznało, że konieczne było dopowietrzanie tradycyjnych pojemników z płynem, przy czym blisko 32% sporadycznie nakłuwało igłą pojemnik, ale 2% traktowało tak każdy a 5% co drugi pojemnik bez portu (ryc. 3). W badaniach przeprowadzonych w Ka­te­drze Mikrobiologii Akademii Medy­cznej we Wrocławiu wykazano, że miejsce wprowadzenia kolca aparatu do pojemnika bez portu (n = 30) było w blisko 20% przypadków skolonizowane koagulazoujemnymi gronkowcami, sporadycznie notowano także obecność bakterii z rodzaju Streptococcus i Acinetobacter. Izolowane szczepy namnażały się w 5% roztworze glukozy, a liczba żywych komórek bakteryjnych po 24 godzinach inkubacji była 3–10 razy większa od liczby początkowej. Zdjęcia losowo wybranego zestawu do infuzji, wykonane w mikroskopie skaningowym, wykazały na wewnętrznej powierzchni otworu, powstałego po wprowadzeniu kolca aparatu do pojemnika, obecność warstwy przypominającej biofilm (fot. 1) oraz występowanie bakteriopodobnych tworów na powierzchni kolca usuniętego z pojemnika (fot. 2). Profilaktyka zakażeń Zapobieganie zakażeniom związanym z dożylną terapią wymaga wprowadzenia i stałej kontroli przestrzegania takich procedur, jak: zakładanie cewników naczyniowych i pielęgnacja miejsca wprowadzenia cewnika, przygotowywanie płynów infuzyjnych, podłączanie zestawów infuzyjnych itp. Szczególną uwagę należy zwrócić na stosowanie zasad aseptyki, w tym właściwe używanie preparatów dezynfekcyjnych podczas higienicznej procedury mycia rąk, przygotowania i utrzymywania miejsca założenia cewnika, dezynfekcji sprzętu. Mieszaniny płynów infuzyjnych należy przygotowywać w warunkach aseptycznych w komorach laminarnych. Po zmieszaniu płyny infuzyjne powinny zostać natychmiast schłodzone lub wykorzystane w ciągu sześciu godzin, ponieważ pozostawianie ich w temperaturze pokojowej na dłuższy czas znacznie zwiększa ryzyko namnożenia się mikroorganizmów w przygotowanej mieszance. Mieszaniny odżywcze należy podać w ciągu 24 godzin od ich przygotowania, natomiast emulsję lipidową – w ciągu 12 godzin [13, 20]. Sprzęt do terapii dożylnej przed zastosowaniem powinien być dokładnie sprawdzony. Prawdopodobieństwo skażeń jest wprost proporcjonalne do liczby połączeń w systemie, dlatego liczbę rurek i złączek należy ograniczyć do niezbędnego minimum. Zaleca się stosowanie pojemników z portami, które umożliwiają stabilne połączenie z zestawem do przetoczeń, bez ryzyka rozłączenia lub rozszczelnienia systemu oraz konieczności dopowietrzania w celu umożliwienia przepływu płynu. Wszelkie elementy systemu powinny być wymieniane zgodnie z zasadami, procedurami i standardami obowiązującymi w danej placówce. Linię infuzyjną należy wymieniać co 72 godziny, jeżeli podawane są zwykłe płyny infuzyjne, aminokwasy lub dextroza (chyba że jest przypuszczalnym źródłem zakażenia), a do 24 godzin od rozpoczęcia infuzji, jeżeli podano emulsję lipidową lub mieszaniny żywieniowe [13]. Przed przystąpieniem do przetoczenia niezbędna jest ścisła kontrola płynów infuzyjnych i pojemników, w których się znajdują. Sprawdzając butelki, trzeba zwrócić uwagę zwłaszcza na miejsca ukryte pod etykietą oraz na wszystkie elementy zamknięcia, natomiast w celu stwierdzenia szczelności worków najlepiej jest obserwować, czy pod wpływem ucisku zawartości na powierzchni opakowania nie pojawiają się kropelki. Należy też przejrzeć kapturki ochronne i uszczelki portów wejściowych oraz zwrócić uwagę na klarowność płynu i określoną przez producenta datę przydatności do użytku. W razie jakichkolwiek wątpliwości co do sterylności zawartości pojemnika, płynu nie wolno stosować, a podejrzenie skażenia natychmiast zgłosić do pielęgniarki oddziałowej, apteki szpitalnej i producenta płynu oraz zabezpieczyć próbki do analizy. Należy pamiętać, że drobnoustroje obecne w płynach infuzyjnych mogą nie powodować żadnych widocznych zmian. Opakowania krwi i produktów krwiopochodnych należy kontrolować równie uważnie jak opakowania płynów infuzyjnych i leków. Worek z krwią nie powinien nosić śladów jakichkolwiek uszkodzeń. Skażona krew może ulec hemolizie, niekiedy jednak nie są obserwowane żadne zmiany. W profilaktyce szczególnie istotny jest ograniczony okres przechowywania krwi po opuszczeniu przez nią środowiska o kontrolowanej obniżonej temperaturze (infuzja przed upływem czterech godzin), a także wymiana linii naczyniowej po transfuzji lub podaniu preparatów krwio­pochodnych w ciągu 24 go­dzin od rozpoczęcia infuzji [13]. Przed połączeniem linii infuzyjnej z cewnikiem końcówkę linii należy zdezynfekować. Zgodnie z aktualnymi zaleceniami CDC [13] podczas zakładania i obsługi cewnika obwodowego oraz zmiany opatrunku wymagane są rękawice jednorazowe, natomiast do wykonania tych samych czynności przy cewniku centralnym konieczne są rękawice jałowe. Opatrunki zakładane w miejscu wprowadzenia cewnika obwodowego mogą pozostać nie zmienione przez czas utrzymywania cewnika, pod warunkiem że możliwe jest wizualne i/lub palpacyjne monitorowanie miejsca wkłucia. W przypadku cewnika centralnego opatrunek przezroczysty może pozostawać do siedmiu dni, natomiast opatrunek gazowy należy wymienić po 48 godzinach. Uszkodzony, wilgotny lub zabrudzony opatrunek powinien być natychmiast usunięty. Wymiana cewnika obwodowego powinna nastąpić po 48–72 godzinach jego stosowania, jednak u małych dzieci i u dorosłych, u których występują trudności z uzyskaniem nowego dostępu naczyniowego, cewnik może pozostać aż do zakończenia terapii [13]. Konieczne jest wówczas częstsze monitorowanie miejsca wprowadzenia cewnika i natychmiastowe usunięcie cewnika w razie wystąpienia jakichkolwiek objawów infekcji. Wnioski Zakażenia związane z infuzją mogą wystąpić na każdym z oddziałów i w każdym czasie. Skuteczne programy kontroli wymagają dobrej jakości sprzętu i przestrzegania przyjętych zasad oraz stałego szkolenia personelu. Oprócz cyklicznie powtarzanych szkoleń zalecana jest kontrola przestrzegania procedur i sprawdzanie praktycznych umiejętności personelu. Piśmiennictwo: 1. Vonberg R. P., Gastmeier P.: Hospital-acquired infections related to contaminated substances, J Hosp Infect 2007, 65, 15–23. 2. Moreira B. M, Leobons M. B., Pellegrino F. L. i wsp.: Ralstonia pickettii and Burkholderia cepacia complex bloodstream infections related to infusion of contaminated water for injection, J Hosp Infect 2005, 60, 51–5. 3. O’Neal B. C., Schneider P. J., Pedersen C. A. i wsp.: Compliance with safe practices for preparing parenteral nutrition formulations, Am J Health Syst Pharm 2002, 59, 264–9. 4. Germain J. M., Carbonne A., Thiers V. i wsp.: Patient-to-patient transmission of hepatitis C virus through the use of multidose vials during general anesthesia, Infect Control Hosp Epidemiol 2005, 26, 789–92. 5. Krause G., Trepka M. J., Whisenhunt R. S. i wsp.: Nosocomial transmission of hepatitis C virus associated with the use of multidose saline vials, Infect Control Hosp Epidemiol 2003, 24, 122–7. 6. Doit C., Loukil C., Simon A. M i wsp.: Outbreak of Burkholderia cepacia bacteremia in a pediatric hospital due to contamination of lipid emulsion stoppers, J Clin Microbiol 2004, 42, 2227–30. 7. Habsah H., Zeehaida M., Van Rostenberghe H. i wsp.: An outbreak of Pantoea spp. in a neonatal intensive care unit secondary to contaminated parenteral nutrition, J Hosp Infect 2005, 61, 213–8. 8. Michels H.: Nosocomial Staphylococcus aureus infections: a series caused by contaminated injection fluid, Epidemiol Bull 2000,10, 80–1. 9. Marroni M., Pasticci M. B., Pantosti A. i wsp.: Outbreak of infusion-related septicemia by Ralstonia pickettii in the Oncology Department, Tumori 2003, 89, 575–6. 10. Tresoldi A. T., Padoveze M. C., Trabasso P. i wsp.: Enterobacter cloacae sepsis outbreak in a newborn unit caused by contaminated total parenteral nutrition solution, Am J Infect Control 2000, 28, 258–61. 11. Roth V. R., Arduino M. J., Nobiletti J. i wsp. Transfusion-related sepsis due to Serratia liquefaciens in the United States,, Transfusio 2000, 40, 931–5. 12. Wang S. A., Tokars J. I., Bianchine P. J. i wsp.: Enterobacter cloacae bloodstream infections traced to contaminated human albumin, Clin Infect Dis 2000, 30, 35–40. 13. O’Grady N. P., Alexander M., Dellinger E. P. i wsp.: Guidelines for the prevention of intravascular catheter-related infections. Centers for Disease Control and Prevention, MMWR Recomm Rep 2002, 51, 1–29. 14. Siegman-Igra Y., Jacobi E., Lang R. i wsp.: Unexpected hospital-acquired bacteraemia in patients at low risk of bloodstream infection: the role of a heparin drip, J Hosp Infect 2005, 60, 122–8. 15. Calop J., Bosson J. L., Croizé J. i wsp.: Maintenance of peripheral and central intravenous infusion devices by 0.9% sodium chloride with or without heparin as a potential source of catheter microbial contamination, J Hosp Infect 2000, 46, 161–2. 16. Centers for Disease Control and Prevention: Pseudomonas bloodstream infections associated with a heparin/saline ?ush - Missouri, New York, Texas, and Michigan, 2004–2005, MMWR Morb Mortal Wkly Rep 2005, 54, 269–72. 17. Tanaka T., Takahashi H., Kobayashi J. M. i wsp.: A nosocomial outbreak of febrile bloodstream infection caused by heparinized-saline contaminated with Serratia marcescens, Tokyo, 2002, Jpn J Infect Dis 2004, 57, 189–92. 18. Worthington T., Tebbs S., Moss H. i wsp.: Are contaminated flush solutions an overlooked source for catheter-related sepsis? J Hosp Infect 2001, 49, 81–3. 19. Taxis K., Wirtz V., Barber N.: Variations in aseptic techniques during preparation and administration of intravenous drugs – an observation-based study in the UK and in Germany, J Hosp Infect 2004, 56, 79–81. 20. American Society of Health-System Pharmacists: ASHP guidelines on the safe use of automated compounding devices for the preparation of parenteral nutrition admixtures, Am J Health Syst Pharm 2000, 57, 1343–8. dr n. med. Małgorzata Fleischer