MIKROBIOLOGIA

Podstawowy materiał kliniczny do badań mikrobiologicznych

Choroby układu moczowo płciowego:

• Mocz

• Wyskrobiny i wymaz z szyjki macicy

• Aspiraty z ropni

• Nasienie

Choroby układu pokarmowego:

• Kał

• Wymaz z odbytu

• Mocz

• Żółć

• Treść żołądka

• Bioptaty

Choroby układu oddechowego:

• Plwocina

• Wykrztusiny i aspiraty z krtani

• Wymazy np. z błon śluzowych przegrody nosa

• Punktaty opłucnej

Choroby skóry:

• Wymazy lub zeskrobiny z ran

• Wycinki tkanek

• Punktaty ropy

Choroby nosa, gardła, oczu, uszu:

• Wymazy z worka spojówkowego

• Wymazy z ucha i nosogardzieli

• Aspiraty tkankowe

• Wymazy i aspiraty z krtani

Choroby zakaźne:

• Krew

• Mocz

• Ropnie

• Płyn mózgowo-rdzeniowy

MOCZ

Każdy pacjent przed pobraniem musi zostać zapoznany z zasadami pobierania moczu.

Najlepszy materiał do badań stanowi:

• Mocz z nocy

• Mocz po 4-6 godzinach od ostatniego opróżnienia

• 5 ml lub 20-50 ml lub 50-200 ml przez trzy kolejne dni

Przed pobraniem moczu należy:

• Umyć ręce wodą i mydłem

• Dokładnie umyć okolice krocza i zewnętrzne narządy moczowo-płciowe z użyciem wody i mydła

• Nie używać środków dezynfekcyjnych

• Nie wycierać ręcznikiem nawet sterylnym

• U mężczyzn należy dodatkowo odciągnąć napletek i umyć żołądź prącia

Mocz należy pobrać do jałowego pojemnika z tzw. Środkowego strumienia.

Pojemnik należy dokładnie zamknąć nie dotykając jego środka.

Mocz w ciągu 1,5 godziny dostarczyć do oddziału mikrobiologii.

Cewnikowanie stosuje się gdy:

• Nie można pobrać moczu ze środkowego strumienia

• U chorych z zaburzeniami psychicznymi

W przypadku pacjentów, którzy nie są stale cewnikowani:

• Umyć okolice krocza mydłem i jałową wodą

• Wprowadzić cewnik

• Do jałowego naczynia pobrać drugą porcję moczu – około 5-10 ml

Usunąć dotychczas używany cewnik, przeprowadzić toaletę okolicy krocza, zewnętrzne narządy płciowe zdezynfekować przeznaczonym do tego celu preparatem (3% kwas borny, octanisept), w warunkach aseptycznych wprowadzić nowy cewnik do pęcherza moczowego.

- po upływie 30-40 minut przystąpić do pobierania moczu

- drugą porcję moczu pobrać do jałowego pojemnika – 5 ml

- połączyć cewnik z workiem na mocz

- mocz do badania trzeba przetransportować jak najszybciej

- próbkę można transportować w temperaturze +4^oC ale nie dłużej niż 2 godziny

- w godzinach od 19:30 do 7:30 mocz należy pobrać na podłoże transportowe.

KAŁ

W warunkach szpitalnych powinien być oddany do wyjałowionego basenu lub pieluchy.

W warunkach domowych powinien być oddany do dokładnie umytego i wygotowanego naczynia.

Ze świeżo oddanego kału do pojemnika oddać grudkę wielkości ziarnka grochu ze śluzem i krwią (jeżeli występuje).

Jeżeli występuje biegunka próbki powinny być pobierane we wczesnym okresie zakażenia.

Kał nie może być zanieczyszczony moczem.

W przypadku badań w kierunku Clostridium difficile materiał pobrać dodatkowo na wymazówkę z podłożem transportowym.

Przy badaniach w kierunku rota- i adenowirusów kał pobierać w zależności od konsystencji 1-2 ml lub 2 g do jałowego pojemnika.

Wymaz z odbytu:

Dopuszczalny w przypadku nosicielstwa paciorkowców kałowych z mechanizmami odporności (VRE)

Sposób przeprowadzenia:

• Wprowadzić wymazówkę do odbytu poza zwieracz zewnętrzny.

• Wmazówka powinna być jałowa i zwilżona solą fizjologiczną.

• Wielokrotnie obracając pobrać materiał (sprawdzić czy widoczna jest właściwa ilość materiału).

Przechowywanie i transport:

Badanie ogólne kału

• Materiał umieszczony w jałowym pojemniku powinien być w ciągu 2-3 godzin dostarczony do zakładu mikrobiologii.

Badanie w kierunku rota- i adenowirusów

• Transportować nie dłużej niż 6 godzin od pobrania

• Jeżeli badania nie można zrobić natychmiast kał może być przechowywany do 72 godzin w temperaturze 2-8oC

• Dłuższe przedszymywanie wymaga zamrożenia.

Wymaz z odbytu:

• Jeżeli materiał będzie badany w ciągu 1-2 godzin transportować w temperaturze pokojowej.

• Jeżeli czas transportu przekroczy 2 godziny trzeba zastosować próbówkę z podłożem transportowym.

Wymaz z gardła

• Pacjent powinien być na czczo

• Należy przepłukać jamę ustną przegotowaną wodą

• Unieruchomić język szpatułką

• Wymaz pobrać z miejsc zmienionych zapalnie oraz czopów ropnych, nie dotykając języka podniebiennego, błony śluzowej, śliny, policzka

• W przypadku braku możliwości natychmiastowego transportu należy zastosować wymazówkę z podłożem transportowym.

Wydzielina z ucha

Przed pobraniem wydzieliny:

• Należy oczyścić skórę ucha 70% roztworem etanolu

• Osuszyć

• Pobrać treść zmian wymazówką zwilżoną jałową solą

• Nie dotykać ściany przewodu słuchowego

W przypadku konieczności transportu:

• pobrać na wymazówkę z podłożem transportowym

• Przechowywać w temperaturze pokojowej.

Wymaz z przedsionka nosowego

• Materiał pobiera się w celu oceny nosicielstwa

• Materiał należy pobrać z błon śluzowych kanałów nosowych wymazówką zwilżoną solą fizjologiczną.

Plwocina

Powinna być odchrztuszona przez chorego:

• Rano

• Na czczo

• W objętości przynajmniej 1-3 ml

• Po wypłukaniu jamy ustnej

• Po zdjęciu protezy jeżeli jest

W przypadku trudności stosujemy środki wykrztuśne 1-2 dni przed

Materiał należy odkrztusić do:

• Jałowego pojemnika z szerokim otworem

• Pojemnik musi być opisany imieniem i nazwiskiem a także nazwa kliniki.

• Pojemnik należy zamknąć nie dotykając jego brzegów.

Przechowywanie i transport:

• Pobrany materiał natychmiast przesłać do badania

• Transportować w temperaturze pokojowej

• Plwocina powinna być badana w ciągu 1 godziny od pobrania.

Wymazy z rany

• Pobieramy na wymazówkę bez podłoża transportowego

• Przed pobraniem wymazówkę należy zwilżyć ją jałowym roztworem soli fizjologicznych.

Ropa

W sytuacji gdy jest jej mało:

• Pobrać na wymazówkę bez podłoża transportowego.

• W godzinach 19:30-7:30 pobrać na wymazówkę z podłożem transportowym

W przypadku aspiracji ze zbiornika płynu:

• Materiał należy przesłać w strzykawce

• Strzykawka musi być zabezpieczona igłą + jałowy korek lub pojemnik.

• W godzinach 19:30-7:30 jest możliwe wprowadzenie materiału do podłoża do posiewu krwi.

Krew

• Pobieramy z żyły, zawsze z nowego wykłucia

• Butelkę ogrzać do ciepłoty ciała

• Przeprowadzić dezynfekcję skóry

• Woda + mydło

• 70% alkohol do odparowania

• 2% roztwór jodowy 1-2 minuty

• Korek butelki do transportu zdezynfekować 70% alkoholem

Objętość materiału:

• 1-5 ml od chorych poniżej 15 roku życia

• 5-10 ml od chorych powyżej 15 roku życia

Pobierać:

• Co najmniej 3 próbki na dobę

• Jednak mniej niż 5

Kiedy pobrać?

• Przed włączeniem antybiotykoterapii lub przed podaniem kolejnej dawki

• Najlepiej:

• 0,5-1 godziny przed szczytem gorączki

lub

• W okresie jej narastania/spadku

• Gdy trudno przewidzieć szczyt gorączki pobrać 2 próbki z różnych wkłuć w odstępie 1 godziny.

Przechowywanie i transport:

• W godzinach 7:30-20:00 transportować jak najszybciej w temperaturze 37^oC

• W godzinach 20:00-7:30 transportować w temperaturze 37^oC do zakładu mikrobiologii.

Płyn mózgowo-rdzeniowy

• Pobrać do jałowej probówki

• Transportować w temperaturze 37^oC

• W godzinach 19:30-7:30 pobrany do probówki płyn zaaspirować strzykawką i wprowadzić do podłoża pediatrycznego do posiewu krwi i płynów ustrojowych.

• Część płynu pozostawić w probówce (około 2 ml)

Materiał śródoperacyjny

Fragmenty tkanek:

• Umieścić w jałowym pojemniku

• Transportować natychmiast

• W godzinach 19:30-7:30

• Dodać 5-10 ml jałowego roztworu soli fizjologicznej przestrzegając zasad aseptyki

• Przekazać do zakładu diagnostyki laboratoryjnej

Materiał płynny:

• Można przesłać w zabezpieczonej strzykawce

• Wprowadzić do jałowego pojemnika

• W godzinach 19:30-7:30:

• Wprowadzić do podłoża do posiewu krwi i płynów ustrojowych

• Przekazać do zakładu diagnostyki laboratoryjnej

Treść ropna:

• Gdy nie można zaaspirować do strzykawki – pobrać wymaz jałową wymazówką

• Transportować natychmiast

• W godzinach 19:30-7:30 w przypadku badań w kierunku drobnoustrojów beztlenowych (strzykawka + plaster) na wymazówkę z podłożem transportowym

• Temperatura pokojowa

Budowa mikroskopu

Mikroskop jest zbudowany z:

• okularu, który służy do powiększenia obrazu tworzonego przez obiektyw mikroskopu,

• tubusa, który służy do formowania powiększonego obrazu pośredniego,

• śruby makrometrycznej, która służy do wstępnej regulacji ostrości,

• śruby mikrometrycznej, która służy do ustalenia ostrości,

• rewolweru, który umożliwia prostą zmianę obiektywu,

• obiektywów, które zbierają światło wychodzące z przedmiotu i tworzą jego powiększony obraz pośredni,

• kondensora, który koncentruje światło formując z niego stożek,

• źródła światła (dawniej lusterka, obecnie najczęściej żarówki halogenowej), które służy do naświetlania badanego obiektu;

Olejek impresyjny – zwiększa zdolność rozdzielczą, chroni przed rozpraszaniem i załamywaniem światła.

Barwienie komórek

Opis komórki

• Kształt:

• Kuliste, cylindryczne, spiralne, rozgałęzione nici

• Sposób barwienia

• Wielkość

• Ułożenie względem siebie

• Pojedyncze

• Ułożone parami

• Łańcuszki

• Nieregularne skupiska

• Palisady

• Kształt liter X, Y, V

• Typ ułożenia przetrwalników

• Terminalnie (biegunowo)

• Subterminalnie (podbiegunowo)

• Paracentralnie (przyśrodkowo)

• Centralnie (środkowo)

• Typ urzęsienia

• Monotricha

• Ditricha

• Lofotricha

• Amfitricha

• Peritricha

• Atricha

• Nietypowe

Cel barwienia

• Ułatwienie obserwacji komórek

• Odróżnienie innych elementów preparatu

Rodzaje preparatów

Bezpośredni:

• Preparat bezpośredni wykonany jest z materiału klinicznego pobranego od pacjenta.

Pośredni:

• Preparat pośredni wykonany jest z drobnoustrojów

Podział metod barwienia

• Pozytywne (barwienie komórek)

• Proste (1 barwnik)

• Złożone (2 barwniki)

• Negatywne (barwienie tła)

Zasadowe barwniki anilinowe – mają silne powinowactwo do kwaśnej cytoplazmy bakterii.

Metody specjalne – pozytwyne, złożone:

Do określenia grup bakterii:

• Metoda Ziehl-Neelsena

• Metoda Neissera – maczugowce, wykrywamy obecność ciałek zapasowych

Do barwienia przetrwalników:

• Metoda mollera (przetrwalniki barwią się na czerwono, komórki na niebiesko)

• Metoda Dornera (przetrwalniki barwią się na niebiesko, komórki pozostają niezabarwione)

Do barwienia osłonek:

• Metoda negatywno-pozytywna według Burriego-Ginsa

• Metoda negatywna

Do barwienia rzęsek:

• Metoda Leifsona (barwniki z tarniną)

Barwienie negatywne

Polega na barwieniu tła a pozostawieniu niezabarwionych komórek. Umożliwia obejrzenie kształtu komórek lub elementów trudnych do wybarwienia np. otoczek. Używamy barwników grubo-dyspersyjnych jak tusz chiński.

Barwienie metodą grama

Utrwalenie preparatu fiolet krystaliczny płyn Lugola odbarwienie roztworem alkoholu fuksyna zasadowa

• Bakterie gram-dodatnie odbarwiają się na granatowo

• Bakterie gram-ujemne odbarwiają się na czerwono

Podział bakterii w barwieniu metodą Grama:

Gram – dodatnie

• Stpahylococcuss spp.

• Streptococus spp.

• Bacilkus spp.

• Clostridium spp.

Gram – ujemne

• Enterabacteriaceae,

• Pseudomona spp.

• Neisseria spp.

• Moraxella spp.

Gram – chwiejne

• Corynebacterium spp.

Atypowe

• Chlomydia spp.

• Mycoplasma

• Legionella

• Rickettesia

Przebieg badania mikrobiologicznego

CFU = tkj (tworzące kolonie jednostki)

– jednostka wzrostowa, komórki bakteryjne pochodzące z jednej komórki wyjściowej. Jednostka taka mnożąc się za podłożu stałym utworzy pojedynczą kolonię.

Kolonia bakteryjna – zespół osobników powstałych z 1 komórki macierzystej na podłożu stałym.

Hodowla mieszana – pożywka wraz z wyrosłemu na niej różnymi gatunkami.

Hodowla czysta – pożywka, w której wyrósł tylko jeden gatunek mikroorganizmów.

Badanie właściwości hemolitycznych i typy hemolizy:

TYLKO NA AGARZE KRWAWYM

Typ β – całkowita liza erytrocytów wokół kolonii

Typ α – częścioa liza erytrocytów, zazielenienie wokół kolonii (przekształcenie hemoglobiny w metahemoglobine)

Typ ɣ – brak widocznej hemolizy

Posiew redukcyjny

Jest to posiew, który umożliwia uzyskanie wzrostu drobnoustrojów w postaci pojedynczej kolonii.

Metody immunologiczne

Oparte na reakcji antygenów bakteryjnych z przeciwciałami skierowanymi przeciwko tym antygenom.

Reakcja zachodzi pomiędzy:

• Przeciwciałami a całymi komórkami

• Przeciwciałami a antygenami powierzchniowmyi

• Przeciwciałami a toksynami wydzielonymi zewnątrzkomórkowo

Użycie znanych przeciwciał, czyli surowic diagnostycznych za pomocą których można wykryć lub zidentyfikować poszukiwany antygen.

Metody genetyczne – podstawowe cele

• Do identyfikacji mikroorganizmów

• W materiale klinicznym

• Po izolacji

• Do identyfikacji genów

• Oporności na antybiotyki

• Kodujących czynniki wirulencji

• W dochodzeniu epidemiologicznym

• PCR

• LCR

• PFGE

Drobnoustroje

Bakterie gram – dodatnie

• Ziarniaki:

• Staphylococcus spp.

• Streptococcus spp.

• Enterococcus

• Pałeczki:

• Corynebacetrium

• Laseczki:

• Bacillus spp.

• Clostridium spp.

Staphylococcus spp. – GRONKOWCE

ZJAWISKO NOSICIELSTWA TYPU NOSOWEGO

Kolonizacja: nosogardło, skórka, okolice odbytu, skór granicząca z włosami głowy, okolice szczęki.

Źródła zakażenia

• chory lub nosiciel (pacjent lub personel)

• Własna flora fizjologiczna

• Własna flora fizjologiczna

• Nosiciele

• Osoby zakażone

• Ręce personelu medycznego

Uwaga! Zmiany skórne są częściej źródłem zakażenia niż nosicielstwo w nozdrzach przednich

• Zakażone przedmioty: cewniki, Nczynia, elektrody EKG, stetoskop, toczenie pacjenta

• Preparaty lecznicze

• Zakażona żywność

Drogi przenoszenia

• Kontaktowe (głównie ręce)

• Rzadziej droga powietrzna

Przykładowe fenotypy odporności

• MRSA – Stephyloccos aureus oporny na meticyliny

• MRCNS – Gronkowce koagulazo-ujemne oporne na meticyline

Efekt: izolacja chorych z MRSA

Zalecane postępowanie

• Przestrzeganie zasad higieny

• Codzienna zmiana bielizny

• Mycie rąk po każdym p

• Maski – pacjent z MRSA

• Dezynfekcje powierzchni

• Monitorowanie mikrobiologiczne odziały w którym jest MRSA

• Personel – zmiany skórne – ograniczenie kontaktu z pacjentem, jego otoczeniem i żywnością do zaniku zmian nosicielstwa MRSA – ograniczenia pracy na okres pierwszych dwu dni leczenia mupirocyną

Materiał do badań mikrobiologicznych

• Diagnostyka zakażeń : materiał zależy od lokalizacji infekcji (wymazy pobrane z miejsca infekcji, mocz, plwocina, wydzielina oskrzelowa, krew)

• Identyfikacja (wymazy z nosa, wymazy z gardła, pach, pachwin i odbytu)

Wskazaniem do zakończenia izolacji jest 3-krotne badanie ujemne w kierunku MRSA.

• W diagnostyce gronkowców używa się testu na koagulaze, który dzieli je na koagulazo dodatnie i koagulazo ujemne.

Oznaczanie koagulazy metodą probówkową:

1. Do oznaczeń stosuje się osocze królicze nierozcieńczone lub rozcieńczone pięciokrotnie jałowym, fizjologicznym roztworem chlorku sodowego.

2. Do 0,5 ml osocza dodać za pomocą ezy szczep z hodowli z podłoża agarowego lub 0,5 ml hodowli bulionowej

3. W taki sam sposób przygotować próbę kontrolną ze szczepami koagulazo-dodatnimi i koagulazo-ujemnymi.

4. Inkubować w temp. 37ºC.

5. Wynik testu odczytać po 1, 3, 6, 24 godzinach.

Odczyt: szczepy koagulazo-dodatnie Staphylococcus aureus powodują powstanie w probówce wyraźnego skrzepu, natomiast koagulazo-ujemne nie powodują krzepnięcia osocza. Wynik testu obserwować we wskazanym powyżej czasie, ponieważ po dłuższej inkubacji, w niektórych przypadkach, może nastąpić rozpuszczenie skrzepu przy udziale wytwarzanego przez gronkowca aktywatora plazmowego.

• Wykrywanie katalazy - Próbę wykonuje się przez zawieszenie badanych bakterii, pobranych z hodowli na pożywce stałej, w kropli 3% wody utlenionej na szkiełku podstawowym. Uwalnianie pęcherzyków tlenu świadczy o wyniku dodatnim.

Streptococcus spp. – Paciorkowce

Najważniejsze gatunki

Drogi szerzenia się zakażeń

• Droga kropelkowa (bardzo łatwo S. pneumoniae)

• Kontakt bezpośredni lub pośredni (bardzo rzadko)

• Przez przedmioty zakażone wydzielinami z gardła lub nosa

S. pneumoniae – sprzęt do terapii oddechowej

S. pyogenes – termometry, ręce, ubrania personelu medycznego

S. agalactiae – ręce personelu medycznego, możliwość przeniesienia bakterii za pośrednictwem przedmiotów (oddziały noworodkowe)

Profilaktyka zakażeń szpitalnych

Identyfikacja nosicielstwa

• paciorkowce typu A – wymaz z gardła, pochwy, odbytu

• Personel u którego potwierdzono zakażenie S. pyogenes (zmiany skórne, zapalenie gardła) – ograniczenie kontaktu z pacjentem, jego otoczeniem i żywnością do 24h po wdrożeniu właściwego leczenia.

Enterococcus spp. - Enterokoki

Głównie zakażenia endogenne!!

• Przewód pokarmowy

• Pochwa (flora fizjologiczna)

• Zakażone przedmioty

• Jama nosowo-gardłowa

• Drogi żółciowe

• Rany, u pacjentów z zaburzeniami krążenia i cukrzyków

Corynebacterium spp. – maczugowce

Czynnik etiologiczny błonicy gardła, krtani, tchawicy, skóry, sromu i pępowiny noworodków.

BEZWZGLĘDNIE CHOROBOTWÓRCZE!

Bacillus spp. – laseczki

Bacillus anthracis – czynnik etiologiczny wąglika

• Zakażenie przez uszkodzoną skórę, bardzo rzadko przez wdychanie lub spożycie bakterii

• Zoonoza – (B. anthracis to drobnoustrój glebowy, zwykle zakaża zwierzęta trawożerne – kozy, owce)

Bacillus cereus

Zalecane postępowanie

• Obowiązek 7 dniowej obserwacji

• Chorzy nie wymagają izolacji, transport bez szczególnych zaleceń

• Do dezynfekcji używamy preparatów o aktywności sporobójczej

• U pacjentów ze zmianą skórną wąglika – rękawiczki

Clostridium spp. – laseczki

• C. perfringens

• C. tetani

• C. botulinum

• C. difficile

Clostridium perfringens - jest głównym czynnikiem etiologicznym choroby zwanej zgorzelą gazową. Jest to martwica mięśni lub tkanki łącznej z wytworzeniem gazu. Nieleczona prowadzi do śmierci spowodowanej toksemią i szokiem.

Źródła zakażenia :

• Środowisko (głównie gleba) – przez uszkodzone tkanki i uszkodzone naczynia krwionośne zaopatrujące mięśnie

• Sprzęt zanieczyszczony przetrwalnikami

• Związanie z niesterylnymi niciami chirurgicznymi

Czynniki ryzyka:

• W warunkach szpitalnych infekcje występują u chorych z cukrzycą

• U leżących z częstymi infekcjami pośladkowymi

• W kikucie kończyny po amputacji

Zalecane postępowanie

1. Izolacja pacjentów z zakażeniem ran – przestrzeganie zasad obowiązujących przy izolacji kontaktowej.

2. Częsta wymiania bielizny i pościeli (umieścić w podwójnym worku i opisać jako skażoną).

3. Do dezynfekcji stosować preparaty o aktywności sporobójczej.

Bakterie gram – ujemne

• Ziarniaki

• Neisseria spp.

• Moraxella catarrhalis

• Pałeczki

• Wysokie

• Haemophilus spp.

• Niskie

• Enterobacteriaceae

• Pałeczki niefermentujące

Neisseria spp.

Neisseria meningitidis

• Bezwzględne tlenowce

• Flora fizjologiczna jamy nosowo-gardłowej człowieka (bezobjawowe nosicielstwo)

• Przenoszone z wydzielinami dróg oddechowych

• Stanowią czynnik etiologiczny zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych, sepsy meningokokowej, zespołu Waterhouse'a-Friderichsena.

neisseria gonorrhoeae

• Bezwzględne beztlenowce

• Bardzo wrażliwe na czynniki zewnętrzne

• Nie ma zjawiska nosicielstwa u zdrowych ludzi, jednak może wystąpić zakażenie bezobjawowe (u około 90 % kobiet, 40 % mężczyzn)

• Stanowi czynnik etiologiczny rzeżączki:

• Rzeżączka narządów płciowych

• zapalenie cewki moczowej,

• szyjki macicy,

• odbytu,

• jamy ustnej, gardła (seks oralny)

• rzeżączka rozsiana: bakteriemia

• niedobory odporności

• zapalnie stawów

• zapalenie spojówek (u noworodków)

• droga zakażenia – stosunek płciowy, zakażenie okołoporodowe.

Haemophilus spp.

Haemophilus influenzae – pałeczka grypy

• Wyróżniamy 6 serotypów otoczkowych a-f (właściwości antygenowych)

• Kolonizuje górne drogi oddechowe

• Stanowi czynnik etiologiczny zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych, ostrego zapalenia nagłośni, zapalenia płuc

Enterobacteriaceae

Monotypowy rząd i rodzina Gram-ujemnych bakterii jelitowych o kształcie pałeczek, niesporulujące, fermentujące glukozę i tworzące kwas.

Podział:

• Escherichia

• Shigella

• Proteus

• Salmonella

• Klabsiella

• Yersinia

Charakterystyka rodziny

• Względne beztlenowce

• Nie wytwarzają przetrwalników

• Rosną na podłożach zwykłych

• Posiadają lipopolisacharyd

• Fermentują glukozę

Rezerwuar:

• Przewód pokarmowy człowieka (E. coli, Klabsiella)

• Kolonizacja błon śluzowych, skóry (E. coli)

• Kolonizacja środowiska (E. coli)

• Gleby

• Wody

• Środowiska wilgotnego

GŁÓWNIE ZAKAŻENIA ENDOGENNE

Czynniki ryzyka zakażenia:

• Antybiotykoterapia (zwłaszcza użycie cefalosporyn)

• Zwiekszona podatność na zakażenie (noworodek)

• Wcześniejsza kolonizacja

Profilaktyka zakażeń

• Rozważne stosowanie antybiotyków

• Wczesne wykrywanie nosicielstwa

• Stosowanie zasad izolacji barierowej, zwłaszcza odpowiedniej higieny rąk

Ogniska epidemicznych zakażeń wywołane przez szczepy ESBL (+) (beta-laktamazy o rozszerzonym spektrum działania) występują głównie na oddziałach:

• Noworodkowym

• Hematologicznym

• Onkologicznym

Salmonella

• S. typhi – wywołuje dur brzuszny

• S. parathypi – wywołuje dury rzekome

Shigella

• Czerwonka (dysenteria) – ostre zapalenie jelit

Yersinia

• Y. pestis (pałeczka dzumy)

Wybrane pałeczki niefermentujące

Rodzaj: Pseudomonas, Burkholderia, Stenotrophomonas, Acinetobacter

• Tlenowce (większość gatunku Pseudomonas) lub bezwzględne beztlenowce

• Nie wytwarzają przetrwalników

• Rosną na podłożach zwykłych

• Wzrastają w temperaturze 35 – 37^oC

• Posiadają LPS (lipopolisacharyd)

• Nie fermentują glukozy i innych cukrów

• Wytwarzają oksydazę

Pseudomonas spp.

Źródła zakażenia:

• Środowisko wilgotne (nawilżacze, sprzęt do odsysania, żywność, antyseptyki, kremy, emulsje do rąk, miednice, mopy, szmatki, zakraplacze, butelki na krople do oczu wielokrotnego użytku)

• Ludzie zdrowi: kolonizacje skóry (miejsca wilgotne), górne drogi oddechowe, jelito grube

• Chorzy (zwłaszcza z zakażeniem rany)

Zalecane postępowanie:

• Izolacja lub kohortacja zakażonych

• Pobranie materiałów od osób zakażonych

• Pobranie próbek środowiskowych (preparaty używane w leczeniu np. krople do oczu, woda destylowana, roztwory środków dezynfekcyjnych)

JEŻELI W ŚRODOWISKI STWIERDZONO PSEUDOMONAS AERUGINOSA:

• Pobrać kał luz wymazy z odbytu pacjenta

• Kontrola stosowanych procedur aseptycznych i antyseptycznych

• Rozważanie ograniczenia przyjęć do oddziału lub zamknięcia czasowego

• Analiza stosowanej antybiotykoterapii.

Test do wykrywania enzymu oksydazy cytochromowej

I. Zasada działania.

Pasek impregnowano odczynnikiem na i kwasem askorbinowym. Bakterie wytwarzające oksydazę, w obecności tlenu atmosferycznego i cytochromu c utleniają fenylodiaminę do indofenolu. Kwas askorbinowy, jako czynnik redukujący, zapobiega jego samoutlenianiu, co poprawia stabilność testu.

II. Procedura.

Nanieść na pasek kilka kolonii badanych bakterii. Pojawienie się w ciągu kilku sekund ciemno fioletowej barwy w miejscu naniesienia bakterii świadczy o obecności oksydazy.

Test wykrywa oksydazę cytochromową u Pseudomonas spp, Neisseria gonorrhoeae, Campylobacter jejuni.