Medycyna Wet. 2006, 62 (1)

20

Artyku³ przegl¹dowy

Review

Pryszczyca jest zakaŸn¹, wysoce zaraŸliw¹ chorob¹

wirusow¹ zwierz¹t parzystokopytnych domowych

i dzikich, o du¿ej dynamice szerzenia siê. Aktualnie

pryszczyca wystêpuje na du¿ych obszarach naszego

globu (24), przyczyniaj¹c siê do znacznych strat fi-

nansowych krajów zapowietrzonych. O wielkoœci tych

strat mog¹ œwiadczyæ dane z epizootii pryszczycy

w Wielkiej Brytanii w 2001 r., podczas której straty

w sektorze pañstwowym przekroczy³y 3 mld funtów

brytyjskich, a w prywatnym 5 mld (9). W krajach UE

pryszczycê zwalcza siê metod¹ radykaln¹, która pole-

ga na wybijaniu wszystkich zwierz¹t chorych, zaka-

¿onych i podejrzanych o zaka¿enie, utylizacji ich zw³ok

przez spalenie lub zakopanie, a tak¿e likwidacji wszyst-

kich produktów pochodz¹cych od takich zwierz¹t. Po-

nadto obowi¹zuj¹ odpowiednie re¿imy administracyj-

ne i sanitarno-weterynaryjne, takie jak: kwarantanna,

szczegó³owa kontrola i ograniczenia ruchu zwierz¹t,

dok³adna dezynfekcja, a tak¿e serologiczne badania

przegl¹dowe zwierz¹t podatnych na zaka¿enie, u któ-

rych mog¹ wystêpowaæ swoiste przeciwcia³a. Dopusz-

cza siê równie¿ stosowanie szczepieñ interwencyjnych

– pierœcieniowych i wyt³umiaj¹cych (suppresive) wo-

kó³ gospodarstw zagro¿onych, w celu zahamowania

szerzenia siê choroby poprzez utworzenie strefy bufo-

rowej ograniczaj¹cej dalsze rozprzestrzenianie siê wi-

rusa w populacji zwierz¹t podatnych na zaka¿enie (18).

Poniewa¿ zwierzêta szczepione, lecz nie zaka¿one, nie

stanowi¹ ryzyka szerzenia siê choroby, to nie musz¹

byæ eliminowane, jak to mia³o miejsce podczas zwal-

czania pryszczycy w Holandii w 2001 r. (16). Jednak-

¿e, przed wprowadzeniem takich szczepieñ do prak-

tyki nale¿y opracowaæ i zwalidowaæ laboratoryjne

metody diagnostyczne umo¿liwiaj¹ce odró¿nienie

zwierz¹t po przebytym zaka¿eniu i nosicieli od im-

munizowanych szczepionkami inaktywowanymi. Pod-

stawowe wytyczne w zakresie stosowania takich tes-

tów diagnostycznych do wykrywania przeciwcia³ dla

bia³ek niestrukturalnych (NSPs) wirusa pryszczycy,

których obecnoœæ œwiadczy o aktualnym lub przeby-

tym zaka¿eniu wirusem pryszczycy, s¹ zawarte w OIE

Terrestrial Animal Health Code (http://www.oie.int/)

oraz w Dyrektywie Rady (1). Zgodnie z wymieniony-

mi dokumentami, odzyskanie statusu kraju wolnego

od pryszczycy, w którym stosowano szczepienia, mo¿e

nast¹piæ co najmniej po 18 miesi¹cach od ich zastoso-

wania, gdy przeprowadzono serologiczne badania prze-

gl¹dowe na obecnoœæ NSPs.

Serologiczne ró¿nicowanie zwierz¹t szczepionych

od zaka¿onych wirusem pryszczycy

WIES£AW NIEDBALSKI, ANDRZEJ KÊSY

Zak³ad Pryszczycy Pañstwowego Instytutu Weterynaryjnego, ul. Wodna 7, 98-220 Zduñska Wola

Niedbalski W., Kêsy A.

Serological differentiation of animals infected and vaccinated against foot-and-mouth disease virus

Summary

Foot-and-mouth disease (FMD) is a severe and highly infectious viral disease of cloven-hoofed animals.

Differentiating FMDV-infected animals from those that have merely been vaccinated is important for inter-

national and local trade of live animals, FMD control programs and in particular for eradication campaigns

where emergency vaccinations have been applied. Several diagnostic tests have been developed to distinguish

between these animals and are all based on detecting antibodies for non-structural proteins (NSPs) of FMDV.

These assays have been described using either panels of proteins or individual proteins 3D, 2C, 3AB1 or

3ABC. The response to 3ABC and its cleavage products (mainly 3AB, 3A and 3B) seem to be the most reliable

indices of infection. There are four commercially available tests for antibodies to FMDV NSPs: CHEKIT

FMD-3ABC (Bommeli AG, Switzerland), Ceditest FMDV-NS (Cedi-Dignostics, B.V. the Netherlands),

SVANOIR FMDV 3ABC-Ab ELISA (Svanova Biotech AB, Sweden) as well as UBI FMDV NSP ELISA (United

Biomedical, Inc., USA). These kits have been validated to some extent but need to be harmonized and stan-

dardized against a set of standards which should cover different epidemiological situations.

Keywords: foot-and-mouth disease

Medycyna Wet. 2006, 62 (1)

21

Organizacja i ekspresja

genomu wirusa pryszczycy

Genom wirusa pryszczycy stanowi pojedyncza, do-

datnio spolaryzowana niæ RNA o d³ugoœci oko³o 8500

nukleotydów (ryc. 1). Na koñcu 5’ genomu wystêpuje

ma³e bia³ko wirusowe VPg. Region niekoduj¹cy 5’

NTR zawiera fragment poly(C) sk³adaj¹cy siê z oko³o

1200 zasad, natomiast odcinek niekoduj¹cy 3’ NTR

obejmuje fragment poly(A) o d³ugoœci 87 zasad wa¿-

ny w procesie replikacji wirusa. Otoczona regionami

niekoduj¹cymi, otwarta ramka odczytu (ORF) koduje

pierwotn¹ poliproteinê o d³ugoœci 2332 aminokwasów,

która w wyniku procesów potranslacyjnych, na sku-

tek dzia³ania proteaz, ulega rozbiciu na 4 poliprote-

iny: L – proteaza, P1 – prekursor bia³ek strukturalnych

kapsydu wirusa (VP4-VP1) oraz P2 i P3 – prekursory

bia³ek niestrukturalnych wirusa: 2A – o aktywnoœci

proteolitycznej, 2B – uczestniczy w replikacji RNA,

2C – bierze udzia³ w formowaniu pêcherzy i enkapsy-

dacji wirusa, 3A – hamuje ekspresjê antygenu MHC

klasy I na powierzchni zaka¿onych komórek, a tak¿e

wydzielanie i wewn¹trzkomórkowy transport bia³ek,

bia³ko ³¹cznikowe 3B, proteaza 3C i polimeraza RNA

3D. Za wiêkszoœæ procesów trawienia odpowiada pro-

teza 3C, a proteza 2A inicjuje uwalnianie bia³ek kap-

sydowych (2).

Bia³ka niestrukturalne wirusa pryszczycy

jako markery zaka¿enia

Aktywny wirus pryszczycy, w odró¿nieniu od zinak-

tywowanego antygenu tego wirusa wchodz¹cego

w sk³ad szczepionek przeciw pryszczycowych, posia-

da zdolnoœæ replikacji w niektórych komórkach orga-

nizmu zwierzêcia i w konsekwencji powoduje produk-

cjê nie tylko strukturalnych bia³ek kapsydu wirusa

(VP1-VP4), ale równie¿ szeregu bia³ek niestruktural-

nych (2A-C i 3A-D), z których kilka wykazuje w³aœci-

woœci immunogenne (23). Inaktywowany antygen wi-

rusa pryszczycy, na którego bazie produkuje siê obec-

nie stosowane szczepionki przeciwpryszczycowe, sta-

nowi przede wszystkim strukturalne bia³ko kapsydu

wirusa oraz œladowe iloœci NSPs, przede wszystkim

bia³ka 3D, czyli polimerazy RNA. Bia³ko to jest bar-

dzo silnie zwi¹zane z cz¹steczk¹ wiriona i nawet za-

stosowanie nowoczesnych technologii oczyszczania

antygenu podczas produkcji szczepionki nie gwaran-

tuje, ¿e bia³ko to zostanie ca³kowicie usuniête. Jest to

jedno z najbardziej immunogennych NSPs i wielokrot-

na immunizacja takimi szczepionkami przyczynia siê

do powstawania swoistych dla niego przeciwcia³, co

uniemo¿liwia jednoznaczne stwierdzenie, czy zwie-

rzê to by³o wy³¹cznie szczepione czy równie¿ zaka¿o-

ne wirusem pryszczycy (12, 14).

W ostatnim okresie, w wielu laboratoriach prysz-

czycowych podjêto badania nad opracowaniem me-

tod pozwalaj¹cych na identyfikacjê swoistych przeciw-

cia³ dla NSPs, które s¹ bardziej wiarygodnym wyznacz-

nikiem przebytego lub trwaj¹cego zaka¿enia. Berger

i wsp. (3) wykazali, ¿e zwierzêta po przebytym zaka-

¿eniu mog¹ byæ identyfikowane na podstawie obec-

noœci przeciwcia³ dla NSPs 3AB oraz 3C i 2C. Inni

badacze stwierdzili, ¿e do odró¿nienia nosicieli od

zwierz¹t szczepionych przeciwko pryszczycy, mo¿na

zastosowaæ metody wykrywania swoistych przeciw-

cia³ dla bia³ka 2C i poli-

peptydu 3ABC, których

obecnoϾ w surowicy

krwi zwierz¹t stwierdza

siê nawet po 365 dniach

od zaka¿enia (10). Rod-

riquez i wsp. (17) porów-

nuj¹c immunogennoœæ

ró¿nych bia³ek wirusa

pryszczycy u œwiñ udo-

wodnili, ¿e polipeptyd

3ABC, który mo¿na wy-

kryæ w surowicy ju¿ 14

dni po zaka¿eniu, jest

najbardziej immunogen-

nym antygenem wirusa

pryszczycy i mo¿e byæ

u¿yty do ró¿nicowania

zwierz¹t zaka¿onych od

szczepionych. Jeszcze

innym markerem pozwalaj¹cym oceniæ, czy zwierzê-

ta by³y zaka¿one, czy szczepione, jest bia³ko 3AB1,

dla którego swoiste przeciwcia³a wykrywa siê w suro-

wicach byd³a w okresie od 7 do 560 dni po zaka¿eniu

(20). Wyniki badañ wykonanych w innych laborato-

riach pryszczycowych wykaza³y, ¿e zwierzêta zaka-

¿one mo¿na ró¿nicowaæ od zaszczepionych na pod-

stawie obecnoœci przeciwcia³ dla bia³ek 2C, 3A

i 3ABC, przy czym przeciwcia³a dla antygenu 3ABC

s¹ najbardziej wiarygodnym serologicznym wskaŸni-

kiem zaka¿enia (8, 11).

Ryc. 1. Schemat organizacji i ekspresji genomu wirusa pryszczycy

Medycyna Wet. 2006, 62 (1)

22

Metody diagnostyczne wykrywania

przeciwcia³ dla NSPs

Wprowadzone na pocz¹tku lat 90. do diagnostyki

laboratoryjnej w kierunku przeciwcia³ dla NSPs me-

tody elektroimmunotransferu (EITB) (4) oraz radio-

immunoprecypitacji (RIA) (10), ze wzglêdu na skom-

plikowan¹ procedurê i d³ugi czas wykonania, okaza³y

siê nieprzydatne do rutynowej diagnostyki, a przede

wszystkim do badañ serologicznych przegl¹dowych na

du¿¹ skalê. W kolejnych latach opracowano szereg

metod immunoenzymatycznych (ELISA), które z po-

wodu prostoty i znacznie krótszego czasu wykonania,

a tak¿e niskiego kosztu i wy¿szej precyzji s¹ obecnie

powszechnie wykorzystywane do badañ monitoringo-

wych. Znanych jest kilkanaœcie wersji ELISA do ró¿-

nicowania zwierz¹t zaka¿onych od szczepionych, jed-

nak¿e testy do wykrywania przeciwcia³ dla polipepty-

du 3ABC s¹ najczêœciej stosowane. W metodach tych

wykorzystuje siê antygeny rekombinowane uzyskane

w systemie ekspresyjnym bakteryjnym (8, 22) lub wi-

rusowym (21). Jednak¿e stwierdzono, ¿e wystêpowa-

nie przeciwcia³ dla antygenów wektorów ekspresyj-

nych mo¿e byæ powodem reakcji niespecyficznych

i utrudnia interpretacjê wyników. W celu redukcji od-

setka takich reakcji, zaleca siê dodatkowo wykonanie

testu potwierdzaj¹cego lub zwi¹zanie rekombinowa-

nego antygenu ze specyficznymi przeciwcia³ami mo-

noklonalnymi (Mabs). Jako test potwierdzaj¹cy mo¿e

byæ u¿yta metoda EITB, stosowana powszechnie

w ostatnim dziesiêcioleciu w Ameryce Po³udniowej

(5). Przyk³adem testu ELISA z u¿yciem rekombino-

wanego bia³ka 3ABC zwi¹zanego z Mabs jest test

3ABC-ELISA opracowany przez badaczy w³oskich

(8). Do identyfikacji przeciwcia³ dla FMDV NSPs

mog¹ równie¿ byæ zastosowane peptydy, np. 3B lub

3A, przy których pomocy mo¿liwe jest ró¿nicowanie

surowic pochodz¹cych od rekonwalescentów i zwie-

rz¹t szczepionych (19). Nale¿y zaznaczyæ, ¿e testy te

s¹ w zasadzie przeznaczone do wykrywania przeciw-

cia³ dla NSPs u byd³a i s¹ mniej u¿yteczne w przypad-

ku owiec i œwiñ. W szczególnoœci u owiec, ze wzglê-

du na czêsto wystêpuj¹c¹ subkliniczn¹ formê zaka¿e-

nia, ich przydatnoœæ mo¿e byæ ograniczona. Ponadto,

wykorzystanie istniej¹cych metod diagnostycznych jest

w¹tpliwe, jeœli mamy do czynienia ze zwierzêtami

szczepionymi przeciwko pryszczycy, które nastêpnie

mia³y kontakt z wirusem pryszczycy i zosta³y nosicie-

lami. Wykazano bowiem, ¿e przy zastosowaniu tych

metod niemo¿liwe jest wykrycie przeciwcia³ dla NSPs

L, 2C, 3A, 3D i 3ABC u wszystkich zwierz¹t nosicie-

li (11). Stwierdzono tak¿e, ¿e nie u wszystkich zwie-

rz¹t zaka¿onych nastêpuje serokonwersja dla NSPs

(12). Dlatego testy dla NSPs powinny byæ stosowane

do badania ca³ego stada zwierz¹t, przy zastosowaniu

okreœlonego programu pobierania próbek krwi, a nie

tylko dla pojedynczych zwierz¹t podejrzanych o za-

ka¿enie. Takie badanie powinno pomóc w ocenie

wczeœniejszej aktywnoœci wirusa i okreœleniu praw-

dopodobieñstwa wyst¹pienia nosicieli.

Obecnie dostêpne s¹ komercyjnie nastêpuj¹ce ze-

stawy do wykrywania przeciwcia³ dla NSPs wirusa

pryszczycy: CHEKIT FMD-3ABC (Bommeli AG,

Szwajcaria), Ceditest FMDV-NS (Cedi-Diagnostics,

B.V. Holandia), SVANOIR FMDV 3ABC-Ab ELISA

(Svanova Biotech AB, Szwecja) oraz UBI FMDV NSP

ELISA (United Biomedical, Inc., USA). Wszystkie

testy s¹ ³atwe i szybkie w wykonaniu, a ich czu³oœæ

i specyficznoœæ jest bliska 100% (6, 13).

Walidacja i standaryzacja metod wykrywania

przeciwcia³ dla NSPs

Metody wykrywania NSPs, szczególnie dla potrzeb

handlu miêdzynarodowego zwierzêtami i produktami

zwierzêcego pochodzenia, musz¹ byæ w pe³ni zwali-

dowane. Walidacja istniej¹cych metod NSPs jest jed-

nym z zadañ projektu badawczego Unii Europejskiej

– FMD-ImproCon (SSPE-CT-2003-503603), realizo-

wanego w latach 2003-2005. Celem miêdzynarodo-

wych badañ laboratoryjnych jest porównanie czu³oœci

i specyficznoœci szeœciu metod diagnostycznych. Za-

daniem ka¿dego z jedenastu uczestnicz¹cych w bada-

niach laboratoriów by³o zbadanie przy u¿yciu dostar-

czonych zestawów diagnostycznych oko³o 19 000 pró-

bek surowic pobranych od ró¿nych gatunków zwie-

rz¹t zdrowych oraz w ró¿nym okresie po szczepieniu

i/lub zaka¿eniu. Specyficznoœæ oceniono na 95-100%

w zale¿noœci od u¿ytej metody. Do chwili obecnej

wykonano czêœciow¹ walidacjê metod, lecz koniecz-

ne s¹ dalsze badania z u¿yciem surowic od zwierz¹t,

u których objawy kliniczne s¹ s³abo wyra¿one lub

w ogóle nie wystêpuj¹, np. u owiec. Niezbêdne jest

tak¿e porównanie metod do wykrywania przeciwcia³

dla NSP u zwierz¹t innych gatunków podatnych na

zaka¿enie wirusem pryszczycy (7). Z powodu braku

walidacji, do chwili obecnej ¿adna z metod nie zosta-

³a jeszcze oficjalnie zatwierdzona. OIE Manual of

Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals,

2004 zaleca stosowanie po³udniowo-amerykañskiego

poœredniego testu PANAFTOSA ELISA, w którym wy-

korzystuje siê rekombinowany antygen 3ABC, uzys-

kany metod¹ ekspresji w komórkach Escherichia coli.

Antygen ten oczyszczany jest metod¹ preparatywnej

elektroforezy i nak³adany bezpoœrednio na p³ytkê ELI-

SA. Przeciwcia³a dla bia³ka 3ABC wykrywa siê w re-

akcji z odpowiednim koniugatem. Surowice dodatnie

lub w¹tpliwe w metodzie ELISA zaleca siê dodatko-

wo badaæ metod¹ EITB (5). Jednak¿e metody te nie

znalaz³y dotychczas zastosowania w laboratoriach eu-

ropejskich, g³ównie ze wzglêdu na problemy z inter-

pretacj¹ wyników uzyskanych metod¹ western blot.

Ponadto, wstêpne badania wykonane w kilku labora-

toriach nie potwierdzi³y wysokiej specyficznoœci me-

tody oszacowanej wczeœniej w Centre Panamericano

de Fiebre Aftosa w Brazylii (15) Dotychczas niedo-

stêpne s¹ równie¿ miêdzynarodowe standardy surowic

Medycyna Wet. 2006, 62 (1)

23

dla kalibracji metod NSPs. Zgodnie z zaleceniami OIE,

takie surowice referencyjne wymagane dla byd³a,

owiec i œwiñ s¹ obecnie opracowywane.

Testy serologiczne do wykrywania przeciwcia³ dla

NSPs w po³¹czeniu z metodami do identyfikacji prze-

ciwcia³ dla bia³ek strukturalnych wirusa pryszczycy

mog¹ byæ u¿yteczne do oceny statusu immunologicz-

nego zwierz¹t, zw³aszcza w regionach dotkniêtych

pryszczyc¹, w których w zwalczaniu epizootii stoso-

wano szczepienia interwencyjne. Jednak¿e zanim zo-

stan¹ one u¿yte do zakrojonych na szerok¹ skalê ba-

dañ przegl¹dowych zwierz¹t lub zatwierdzone przez

Œwiatow¹ Organizacjê ds. Handlu jako dowód, ¿e kraj

jest wolny od pryszczycy, musz¹ byæ kontynuowane

dalsze badania nad ich doskonaleniem, a przede

wszystkim powinny byæ one ujednolicone w odniesie-

niu do zestawu standardów opracowanych dla ró¿nych

sytuacji epidemiologicznych.

Piœmiennictwo

1.Anon.: Council directive on community measures for the control of FMD

repealing Directive 85/511/EEC and Decision 89/531/EEC and 91/665/EEC

and amending Directive 92/46/EEC.

2.Belsham G. J.: Distinctive features of foot-and-mouth disease wirus, a mem-

ber of the picornavirus family; aspects of virus protein synthesis, protein

processing and structure. Prog. Biophys. Molec. Biol. 1993, 60, 241-260.

3.Berger H. G., Straub O. C., Ahl R., Tesar M., Marquardt O.: Identification of

foot-and-mouth diasese virus replication in vaccinated cattle by antibodies

to non-structural proteins. Vaccine 1990, 8, 213-216.

4.Bergmann I. E., Aule de Mello P., Neitzert E., Beck E., Gomes I.: Diagnosis

of persistent aphtovirus infection and ist differentiation from vaccination

response in cattle by use of enzyme-linked immunotransfer blot analysis with

bioenergineered nonstructural viral antigens. Am. J. Vet. Res. 1993, 54, 825-

-831.

5.Bergman I. E., Malirat V., Neitzert E., Beck E., Panizzutti N., Sanchez C.,

Falczuk A.: Improvement of a serodiagnostic strategy for foot-and-mouth

disease virus surveillance in cattle under systematic vaccination: a combined

system of an indirect ELISA-3ABC with an enzyme-linked immunoelectro-

transfer blot assay. Arch. Virol. 2000, 145, 473-489.

6.Clavijo A., Wright P., Kitching P.: Development in diagnostic techniques for

differentiating infection from vaccination in foot-and-mouth disease. Vet. J.

2004, 167, 9-22.

7.Clercq K. De, Brocchi E., Grazioli S., Bergmann I., Paton D., Dekker A.,

Yadin H., Haas B., Sorensen K., Bulut N., Sammin D., Malirat V., Neitzert E.,

Parida S., Goris N., Tjornehoj K., Giovanni A., De Simone F.: Report of

workshop on validation of NSP-ELISAs: a comparison of 6 assays. Report of

the session of the research group of the standing technical committee of the

European Commission for the control of foot-and-mouth disease, Chania,

(Crete), Greece 12-15 October 2004, s. 56-65.

8.Diego M. De, Brocchi E., Mackay D., De Simone F.: The non-structural po-

lyprotein 3ABC of foot-and-mouth disease virus as a diagnostic antigen in

ELISA to differentiate infected from vaccinated cattle. Arch. Virol. 1997,

142, 2021-2033.

9.Donaldson A.: Informal review of world Foot-and-mouth disease situation.

Report of the sixty-sixth Session of the Executive Committee of the European

Commission for the Control of Foot-and-Mouth Disease, Heelsum, the

Netherlands, 15-16 November 2001, s. 24-27.

10.Lubroth J., Brown F.: Identification of native foot-and-mouth disease virus

non-structural protein 2C as a serological indicator to differentiate infected

from vaccinated livestock. Res. Vet. Sci. 1995, 59, 70-78.

11.Mackay D. K. J., Forsyth M. A., Davies P. R., Berlinzani A., Belsham G. J.,

Flint M., Ryan M. D.: Differentiating infection from vaccination in foot-and-

-mouth disease using a panel of recombinant, non-structural proteins in ELI-

SA. Vaccine 1998, 16, 446-459.

12.Mackay D. K. J.: Differentiating infection from vaccination in foot-and-

-mouth disease. Vet. Q. 1998, 20, 20-24.

13.Moonen P., van der Linde E., Chenard G., Dekker A.: Comparable sensitivi-

ty and specificity in three commercially available ELISAs to differentiate

between cattle infected with or vaccinated against foot-and-mouth disease

virus. Vet. Mirobiol. 2004, 99, 93-101.

14.O’Donnell V. K., Smitsaart E. N., Cetra B., Duffy S., Finelli J., Boyle D.,

Draghi G., Fondevila N., Schudel A. A.: Detection of virus infection-asso-

ciated antigen and 3D antibodies in cattle vaccinated against foot-and-

-mouth disease. Rev. Sci. Tech. Off. Epiz. 1997, 16, 833-840.

15.Paton D. J., Parida S., Anderson J.: Detection of FMD infection in vaccina-

ted animals. Report of the session of the research group of the standing tech-

nical committee of the European Commission for the control of foot-and-

-mouth disease, Gerzensee, Berne, Switzerland 16-19 September 2002,

s. 44-51.

16.Pluimers F. H.: Eradication of foot-and-mouth in the Netherlands by emer-

gency vaccination and the trade implications. Rep. conf. Foot-and-mouth

disease. Control strategies, Lyon, France 2-5 June 2002, s. 63.

17.Rodriquez A., Dopazo J., Saiz J. C., Sobrino F.: Immunogenicity of non-

structural proteins of foot-and-mouth disease virus: differences between in-

fected and vaccinated swine. Arch. Virol. 1994, 136, 123-131.

18.Salt J.: Vaccination against FMD, [w:] Pastoret P. P., Blancou J., Vannier P.,

Verschueren C.: Veterinary Vaccinology. Elsevier, Amsterdam 1997, 641-

-649.

19.Schen F., Chen P. D., Walfield A. M., Ye J., House J., Brown F., Wang C. Y.:

Differentiation of convalescent animals from those vaccinated against foot-

-and-mouth disease by a peptide ELISA. Vaccine 1999, 17, 3039-3049.

20.Silberstein E., Kaplan G., Taboga O., Duffy S., Palma E.: Foot-and-mouth

disese virus-infected but not vaccinated cattle develop antibodies against

recombinant 3AB1 nonstructural protein. Arch. Virol. 1997, 142, 795-805.

21.Sorensen K. J., Madsen G. K., Madsen E. S., Salt J. S., Nqindi J., Mac-

kay D. K. J.: Differentiation of infection from vaccination in foot-and-

-mouth disease by the detection of antibodies to the non-structural proteins

3D, 3AB and 3ABC in ELISA using antigens expressed in baculovirus. Arch.

Virol. 1998, 143, 1461-1476.

22.Strebel K., Beck E., Strohmaier K., Schaller H.: Characterization of foot-

-and-mouth disease virus gene products with antisera against bacterially syn-

thesized fusion proteins. J. Virol. 1986, 57, 983-991.

23.Tesar M., Berger H. G., Marquardt O.: Serological probes for some foot-

-and-mouth disease nonstructural proteins. Virus Genes 1989, 3, 29-44.

24.Valarcher J.-F., Knowles N., Fernandez R., Davies P., Midgley R., Hutchings G.,

Newman B., Ferris N., Paton D.: Global FMD situation 2003-2004. Report

of the session of the research group of the standing technical committee of

the European Commission for the control of foot-and-mouth disease, Chania

(Crete), Greece 12-15 October 2004, s. 137-148.

Adres autora: doc. dr hab. Wies³aw Niedbalski, ul. Zielona 48/4, 98-220

Zduñska Wola; e-mail: wies³[e-mail]