Cukry proste i złożone

Wyciąg z kart charakterystyki substancji niebezpiecznych

-

α-naftol – T+

-

odczynniki Fehlinga II – C

-

etanol 96% – F

-

odczynnik Nylandera – C

-

kwas siarkowy – C

-

rezorcyna – Xn, N

-

benzydyna – T, N, R/M1

-

odczynnik Benedicta – Xn

-

kwas octowy – C

-

kwas siarkowy – C

-

kwas solny – C

-

kwas solny – C

-

odczynniki Fehlinga I – N

Cukry proste (monosacharydy, jednocukry) to najprostsze węglowodany. Są one syntetyzowane w

organizmach samożywnych w procesie fotosyntezy i chemosyntezy. Ich nazewnictwo chemiczne opiera się

na ilości atomów węgla w cząsteczce, których może być od 3 do 7. Stąd mówimy o triozach posiadających

3 atomy węgla i konsekwentnie o tetrozach, pentozach (zwyczajowe nazwy: arabinoza, ksyloza, ryboza),

heksozach (zwyczajowo: glukoza, fruktoza, galaktoza, mannoza) i heptozach, które mają odpowiednio 4, 5,

6 i 7 atomów węgla. Ogólny, sumaryczny wzór cząsteczki monosacharydu to CnH2nOn. Ze względu na klasyfikacje chemiczną monocukry należą do polihydroksyketonów lub polihydroksyaldehydów, w

zależności od występującej w cząsteczce grupy ketonowej lub aldehydowej. Charakterystyczna jest także

obecność w cząsteczce cukru asymetrycznych atomów węgla, które połączone z 4 rożnymi podstawnikami,

tworzą tzw. centra chiralności. Efektem tego jest występowanie cząsteczek cukrów w formach

stereoizomerów.

Charakterystyka fizykochemiczna: monosacharydy są substancjami krystalicznymi, bez zapachu, o

słodkim smaku. Dobrze rozpuszczają się w wodzie a słabo w alkoholu etylowym. Dają reakcje właściwe

aldehydom i ketonom, np. redukują odczynniki Tollensa i Fehlinga, utleniając się do kwasów aldonowych

(D-glukoza do kwasu D-glukonowego), redukowane tworzą alditole (np. D-glukoza — sorbitol), z alkoholami

lub fenolami tworzą glikozydy, a z innymi cząsteczkami sacharydów — di-, oligo- lub polisacharydy;

monosacharydy ulegają także reakcjom właściwym alkoholom — tworzą estry z kwasami (np. glukozo-6-

fosforan), utleniają się do kwasu uronowego (np. kwas glukuronowy). Wchodzą także w skład glikolipidów,

glikoprotein oraz kwasów nukleinowych.

Cząsteczki cukrów złożonych są budowane z 2 lub więcej cząsteczek monosacharydów połączonych

wiązaniami glikozydowymi. W zależności od ilości budujących je jednostek cukrowych mówi się o:

oligosacharydach – zbudowane z 2-10 monosacharydów (pośród nich wyróżnia się disacharydy –

zbudowane z dwóch monosacharydów) oraz polisacharydach – zbudowane z ponad 10 monosacharydów.

Cząsteczki polisacharydów mogą być proste lub rozgałęzione. Poszczególne jednostki cukrowe połączone

są w łańcuchu głównym wiązaniami typu α(1-4)- lub β(1-4)-glikozydowego a rozgałęzienia powstają przez

tworzenie wiązań α(1-6)-glikozydowych. Podczas hydrolizy wielocukry rozpadają się na prostsze jednostki

cukrowe np. dekstryny (rozpad skrobi) lub celobiozę (hydroliza celulozy) a ostatecznie na cukry proste.

Skrobia jest powszechnym materiałem zapasowym w komórkach roślinnych i dobrym źródłem energii dla

organizmów zwierzęcych. Jest polisacharydem nie rozpuszczalnym w wodzie. Skrobia zawieszona w

wodzie po podgrzaniu pęcznieje a jej ziarna ulegają rozpadowi na rozpuszczalną w wodzie amylozę i

nierozpuszczalną amylopektynę, która w tych warunkach pęcznieje, co decyduje o kleistej konsystencji

roztworu. Skrobia ulega hydrolizie pod wpływem stężonych kwasów natomiast w organizmach żywych za

rozpad ten prowadzą amylazy – enzymy z klasy hydrolaz. Rozróżnia się 2 typy amylaz: endo- i

egzoamylazy. Do endoamylaz należy α-amylaza (4-glukohydrolaza α1,4-glukanu), która rozcina cząsteczkę

skrobi wewnątrz łańcucha tworząc cząsteczki o krótszych łańcuchach, tzw. dekstryny. Jedną z egzoamylaz

jest β-amylaza, odcinająca od nieredukującego końca łańcucha skrobi cząsteczki maltozy.

Literatura:

„Biochemia” J. Berg, J. Tymoczko, L. Stryer, PWN, 2005

„Biochemia Harpera” R.K. Murray i in., Wydanictwo Lekarskie PZWL, 2006

Analiza jakościowa monosacharydów

1. Reakcje kondensacji

Pod wpływem stężonych kwasów nieorganicznych cukry ulegają dehydratacji z utworzeniem pochodnych

furfuralowych, przy czym heksozy tworzą 5-hydroksymetylenofurfural, a pentozy – furfural. Powstałe

związki kondensują z fenolami, chinonami czy aminami aromatycznymi tworząc połączenia

1

triarylometanowe o charakterystycznym zabarwieniu. Reakcje te są wykorzystywane do identyfikacji, różnicowania i oznaczeń ilościowych cukrów.

Dehydratacja

OH H (lub

CH OH)

H (lub

CH OH)

2

2

HC

CH

OH

H +

HC

C

O

HC

CH

OH

- 3 H O

2

HC

C

O

O

OH C

C

H

H

pentoza (lub heksoza)

furfural (lub 5-hydroksymetylenofurfural)

1.1 Reakcja Molischa (kondensacja z fenolem)

Jest to najbardziej ogólna reakcja wykrywająca cukry i to zarówno te wolne jak i związane. Jest jednak mało

specyficzna, gdyż jej dodatni wynik może również świadczyć o obecności aldehydów i ketonów.

odczynniki: 1% glukoza, 20% α-naftol w 95% etanolu (przechowywać w ciemności w temp.

pokojowej), stęż. H2SO4

sprzęt: 1 probówka szklana długa, pipeta szklana, pipety automatyczne, worteks

wykonanie: do 1 ml roztworu glukozy dodać 0,5 ml świeżo przygotowanego roztworu α-naftolu i

wymieszać. Następnie podwarstwić 1 ml stężonego H2SO4, nie mieszać (do pipetowania

stężonego H2SO4 używać szklanej pipety Pasteur’a). Na granicy faz pojawia się fiołkowo-

malinowe zabarwienie.

1.2 Reakcja Taubera (kondensacja z benzydyną – aminą aromatyczną)

odczynniki: 0,5% arabinoza, 1% glukoza, 4% benzydyna w lodowatym kwasie octowym

sprzęt: 2 probówki szklane długie, pipety automatyczne, worteks

wykonanie: do dwóch probówek odpipetować po 0,5 ml roztworu benzydyny. Do jednej probówki

dodać 1 ml roztworu arabinozy, a do drugiej 1 ml roztworu glukozy, wymieszać i ogrzewać do

wrzenia. Pentozy w tych warunkach dają zabarwienie czerwone, a heksozy żółte lub brunatne.

1.3 Reakcja Seliwanowa (kondensacja z rezorcyną – fenodiol)

Pozwala na odróżnienie aldoz od ketoz. Ważne jest zachowanie odpowiednich warunków reakcji, tzn.:

stężenie użytego kwasu solnego powinno wynosić 12% a czas ogrzewania - 30 sekund. W tych warunkach

ketozy przechodzą w hydroksymetylenofurfural, natomiast aldozy pozostają niezmienione. Jeżeli użyje się

bardziej stężonego kwasu lub wydłuży czas ogrzewania, to wówczas aldozy również ulegają dehydratacji i

dają odczyn dodatni – pojawia się czerwono-wiśniowe zabarwienie.

odczynniki: 0,5% fruktoza, 1% glukoza, stężony HCl, rezorcyna kryst

sprzęt: 3 probówki szklane długie, pipety automatyczne, łaźnia wodna, szpatułka, stoper, worteks

wykonanie: do pierwszej probówki odpipetowć 1 ml roztworu fruktozy, a do drugiej i trzeciej

probówki po 1 ml roztworu glukozy. Do wszystkich probówek dodać po 0,5 ml stężonego HCl

(otrzymuje się roztwór o stężeniu 12%), ogrzać do wrzenia w łaźni wodnej, a następnie probówki

pierwszą i drugą utrzymywać we wrzeniu przez 30 sekund, natomiast probówkę trzecią

utrzymywać we wrzeniu przez 3 min. Mieszaniny ostudzić, dodać kilka kryształków rezorcyny i

ogrzać do wrzenia w łaźni wodnej. Porównać wyniki dla obu roztworów cukrów.

O

C

H

O

O

HO

HO

OH

O

2

+

H lub (

CH OH)

O

2

rezorcyna

furfural lub

H

lub (

CH OH)

2

hydroksymetylenofurfural

czerwonowisniowy

2

2. Właściwości redukcyjne cukrów

2.1 Próba Trommera

W próbie Trommera, w środowisku alkalizowanym NaOH i w obecności CuSO4 glukoza ulega utlenieniu do

kwasu glukonowego, a jony miedzi ulegają redukcji z Cu2+ do Cu+ i powstaje brunatno zabarwiony osad

tlenku miedzi.

odczynniki: 1% glukoza, 0,5% fruktoza, 2M NaOH, 0,25M CuSO4

sprzęt: 2 długie probówki, łaźnia wodna, pipety automatyczne

wykonanie: do jednej probówki odmierzyć 1 ml 1% roztworu glukozy a do drugiej - 1 ml 0,5%

roztworu fruktozy. Do obu probówek dodać po 1 ml 2M NaOH, a następnie kroplami dodawać

0,25M CuSO4 jednocześnie ostrożnie mieszając zawartość obu probówek. Zakończyć dodawanie

CuSO4 w momencie pojawienia się osadu w probówce. Obie probówki ogrzewać do wrzenia.

Zaobserwować powstający na dnie probówki brunatnoczerwony osad.

2.2 Odczyn Fehlinga

W odczynie Fehlinga redukcji ulegają jony miedzi z Cu2+ do Cu+. Używa się odczynnika Fehlinga I, który zawiera CuSO4 oraz odczynnika Fehlinga II, który zawiera NaOH i winian sodowo-potasowy. Winian

sodowo-potasowy zapobiega wytrącaniu się osadu Cu(OH)2, co może mieć miejsce przy małym stężeniu

cukru. Sól ta wiąże jony Cu2+ tworząc kompleksową sól kwasu winowego.

odczynniki: 1% glukoza, odczynnik Fehlinga I i II

sprzęt: 2 długie probówki, palnik, worteks, pipety automatyczne

wykonanie: w jednej probówce zmieszać 0,5 ml odczynnika Fehlinga I i 0,5 ml odczynnika

Fehlinga II. Do drugiej probówki nalać 1 ml roztworu glukozy. Zawartość obu probówek ogrzewać

do wrzenia. Oba roztwory zlać razem. Występuje zabarwienie lub brunatnoczerwony osad

wydzielonego Cu2O.

CuSO4 + 2NaOH → Cu(OH)2 + Na 2SO4

C O O N a

C O O N a

H C

O H

H O

H C

O

+

C u

C u

2 H O

+

2

H C

O H

H O

H C

O

C O O K

C O O K

C O O N a

O

O

C O O N a

H C

O

C

H

+ H O

C

O H

H C

O H

C u

2

+

+

+

C u O

2

H C

O

C H O H

C H O H

H C

O H

c z e rw o n y o

C O O K

R

R

C O O K

o s a d

2.3 Odczyn Nylandera

Odczynnik Nylandera zawiera zasadowy azotan bizmutu, KOH i winian sodowo-potasowy, który spełnia tu

tę samą rolę, co w odczynie Felinga i co cytrynian w odczynie Benedicta. Pod wpływem cukrów redukcji ulega Bi3+ do Bi0.

odczynniki: 1% glukoza, odczynnik Nylandera

sprzęt: probówka szklana długa, łaźnia wodna, worteks, pipety automatyczne

wykonanie: do 5 ml 1% roztworu glukozy dodać kilka kropel odczynnika Nylandera, wymieszać i

wstawić do wrzącej łaźni wodnej na 5 min. Wytrąca się czarny osad metalicznego bizmutu

Bi(OH)2NO3 + KOH → Bi(OH)3 + KNO3

Bi(OH)

Bi 3+ +

3 OH -

3

3

O

O

3 C

H

+

+ 2 Bi(OH)

3

3 C

OH +

+ 2 Bi 0 +

+ 3 H O

2

winian

Na-K

R

R

czarny osad

glukoza

kwas glukonowy

Oznaczanie ilościowe monocukrów

Metoda antronowa

Jest to kolorymetryczna metoda oznaczania zawartości cukru w roztworze wykorzystująca powstawanie

kompleksów pomiędzy furfuralowymi i hydroksymetylenofurfuralowymi pochodnymi cukrów a antronem.

Powstający kompleks o barwie niebiesko-zielonej ma maksimum absorpcji przy długości fali 600 nm. Jest to

metoda niestechiometryczna więc wymaga sporządzenia krzywej kalibracyjnej.

O

C

H

H

H

O

O

C

O

2

+

O

H

H lu b (

C H O H )

O

2

fu r fu ra l lu b

H

lu b (

C H O H )

2

a n tro n

h y d r o k s y m e ty le n o fu r fu r a l

z ie lo n o n ie b ie sk i

Di- i polisacharydy - analiza jakościowa

1. Odczyn Benedicta

W odczynie Benedicta redukcji ulegają jony miedzi z Cu2+ do Cu+. Odczynnik Benedicta zawiera CuSO4,

cytrynian trisodowy i Na2CO3. Cytrynian zapobiega wytrącaniu się osadu Cu(OH)2, co może mieć miejsce

przy małym stężeniu cukru. Zalkalizowanie za pomocą Na2CO3, a nie za pomocą NaOH powoduje, że

reakcja przebiega w pH nieco niższym niż w próbie Fehlinga, w związku z tym jony Cu2+ nie są w tych warunkach redukowane przez szereg związków dających dodatni odczyn Fehlinga (kreatynina, kwas

moczowy). Reakcja Benedicta jest więc bardziej specyficzna dla cukrów niż odczyn Fehlinga.

odczynniki: 0,5% glukoza, 0,5% maltoza, 0,5% laktoza, 0,5% sacharoza, odczynnik Benedicta.

sprzęt: 4 probówki szklane długie, łaźnia wodna, worteks, stoper, pipety automatyczne

wykonanie: do czterech probówek odpipetować po 0,25 ml odczynnika Benedicta. Do każdej z

nich dodać po kilka kropli odpowiedniego roztworu cukru, wymieszać i wstawić do wrzącej łaźni

wodnej na 3-5 min. Po oziębieniu wytrąca się pomarańczowoczerwony osad Cu2O.

2. Hydroliza sacharozy

Sacharoza jest disacharydem składa się z cząsteczki α-glukopiranozy i cząsteczki β-fruktofuranozy. Pod

wpływem kationów H+ i podwyższonej temperatury sacharoza rozpada się na monosacharydy (glukozę

i fruktozę)

odczynniki: 0,5% sacharoza, 2 M HCl, 2 M NaOH

sprzęt: 3 probówki szklane, łaźnia wodna, worteks, stoper, pipety automatyczne

wykonanie: w probówce umieścić 2 ml roztworu sacharozy, dodać 0,6 ml 2M roztworu HCl,

wstawić do wrzącej łaźni wodnej na 10 min. Po ochłodzeniu zobojętnić dodając 0,8 ml 2 M

roztworu NaOH.

Na zobojętnionym hydrolizacie przeprowadzić reakcje Benedicta i Seliwanowa.

4

3. Analiza jakościowa polisacharydów (reakcja z jodem)

Skrobia składa się z dwóch wielocukrów: amylozy i amylopektyny, które są zbudowane z połączonych reszt

α-D-glukopiranozy. Amyloza tworzy łańcuchy proste, w których cząsteczki glukozy połączone są ze sobą

wiązaniem α(1-4)-glikozydowym. Natomiast amylopektyna charakteryzuje się budową rozgałęzioną; oprócz

wiązania α(1-4) co 25-30 reszt glukozowych w głównym lańcuchu występują wiązania α(1-6), tworzące

punkty rozgałęzienia. W tych miejscach formują się łańcuchy boczne zbudowane z 30-50 reszt

glukozowych. Z budowy wynikają odmienne właściwości fizyczne obu wielocukrów. Amyloza barwi się

jodem na kolor niebieski, a amylopektyna na fioletowy. Amyloza o konfiguracji liniowej nie jest zdolna do tworzenia kompleksów z jodem. Aby cząsteczki jodu mogły się wiązać z cząsteczką wielocukru musi ona

przyjąć konfigurację helisy, w której cząsteczki jodu regularnie się rozłożą. Jedna cząsteczka jodu przypada

wówczas na sześć reszt glukozowych, czyli na jeden skręt helisy.

Glikogen podobnie jak skrobia zbudowany jest z α-D-glukopiranozy. W porównaniu ze skrobią składa się

on z większej liczby monomerów i tworzy bardziej rozgałęzioną helisę. Rozgałęzienia występują w łańcuchu

przeciętnie, co dziesięć reszt glukozowych i zbudowane są z 10 – 20 monomerów glukozy.

Skrobia tworzy z jodem połączenie fioletowo-niebieskie, zaś w przypadku glikogenu barwa pozostaje

brunatna.

odczynniki: 1% kleik skrobiowy, 1% glikogen, płyn Lugola

sprzęt: 2 probówki długie, pipety automatyczne

wykonanie: do jednej probówki wlać 1 ml roztworu skrobi, a do drugiej 1 ml roztworu glikogenu.

Do obu probówek dodać po 1 kropli silnie rozcieńczonego roztworu jodu w jodku potasu (płyn

Lugola – barwa słomkowa)

4. Wpływ temperatury na reakcję skrobi i glikogenu z jodem

Barwa skrobi i glikogenu z jodem jest trwała w temperaturze pokojowej. Ogrzewanie powoduje rozkręcenie

się heliksu, adsorpcja jodu nie jest możliwa, w efekcie zabarwienie znika. Jest to zjawisko odwracane.

sprzęt: łaźnia wodna

wykonanie: probówki z poprzedniego ćwiczenia zawierające skrobię i glikogen, zabarwione

jodem, ogrzać do wrzenia. Barwa zanika. Powraca ona po oziębieniu probówek w strumieniu

zimnej wody.

5. Kwaśna hydroliza skrobi

Podczas hydrolizy skrobia ulega rozpadowi na prostsze cukrowce, wśród których można wyróżnić

następujące stadia pośrednie:

a) stadium dekstryn (polisacharydy), wśród których wyróżnia się kolejno: amylodekstryny barwiace się jodem na kolor niebiesko-fioletowy, erytrodekstryny barwiące się jodem na kolor brunatnoczerwony, achrodekstryny nie dające z jodem zabarwienia

b) stadium maltozy i izomaltozy (disacharydy)

c) stadium glukozy (monosacharyd)

odczynniki: płyn Lugola, odczynnik Benedicta, 2 M NaOH, 1% kleik skrobiowy, 1 M H2SO4,

sprzęt: 20 probówek szklanych długich, statyw, erlenmayerka, cylinder miarowy, łaźnia wodna,

pipety, stoper

wykonanie: przygotować 20 probówek, ustawiając je w statywie w dwóch szeregach. Do jednego

szeregu probówek dodać do każdej po 5 kropli rozcieńczonego roztworu jodu w jodku potasu

(płyn Lugola), a do drugiego szeregu po 0,75 ml 2 M roztworu NaOH. Do erlenmayerki odmierzyć

30 ml 1% roztworu kleiku skrobiowego i dodać 20 ml 1 M H2SO4; wymieszać i pobrać 2 ml płynu

do pierwszej probówki z płynem Lugola i 2 ml płynu do pierwszej probówki z roztworem NaOH.

Zawartość erlenmayerki ogrzewać we wrzącej łaźni wodnej; co 2 minuty pobierać po 2 ml płynu

i rozlewać do uprzednio przygotowanych probówek, zawierających płyn Lugola i roztwór NaOH.

Hydrolizę prowadzić do czasu aż barwa z jodem zaniknie. Do szeregu probówek z roztworem

NaOH dodać po 0,5 ml odczynnika Benedicta i gotować przez 3-5 min w łaźni wodnej.

Obserwując zmiany barwy wyróżnić stadia hydrolizy skrobi. Określić etap, w którym pojawiają się

cukry redukujące.

5

6. Badanie aktywności α-amylazy śliny

α-Amylaza śliny prowadzi reakcję rozpadu skrobi na dekstryny, podobnie jak ma to miejsce w przypadku

kwaśnej hydrolizy. W efekcie tego w roztworze nie powstają niebiesko zabarwione kompleksy skrobi z

jodem.

6.1 Wpływ temperatury

odczynniki: płyn Lugola, 1% kleik skrobiowy

sprzęt: 4 probówki szklane krótkie, 3 probówki wirownicze na 2 ml, statyw, zlewka, mieszadło

magnetyczne, łaźnia wodna, pipety, stoper

wykonanie:

Roztwór amylazy śliny: wodę podgrzać do temperatury 40°C w łaźni wodnej. Tak przygotowaną

wodą wstępnie przepłukać usta, a następnie pobrać kilka mililitrów wody do ust i płukać nimi usta

przez kilka minut. Roztwór śliny wypluć do zlewki.

Oznaczanie aktywności: do probówki odebrać 3 ml uprzednio przygotowanego roztworu amylazy

śliny i ogrzewać przez 10 min we wrzącej łaźni wodnej. Następnie do trzech probówek odmierzyć

po 1 ml 1% zawiesiny skrobi (stale mieszającej się na mieszadle magnetycznym). Do pierwszej

probówki dodać 1 ml wyjściowego roztworu amylazy, do drugiej – 1 ml ogrzewanego roztwór

amylazy, a do trzeciej kilka kropel wody. Prowadzić inkubację przez 15 min w temperaturze 38°C,

w łaźni wodnej. Następnie probówki ostudzić w zlewce z zimną wodą i do wszystkich dodać po

kropli roztworu jodu w postaci płynu Lugola. Zawartość probówek przenieść do probówek

wirowniczych na 2 ml i zwirować przez 3 min. Porównać ilość otrzymanego osadu i wyciągnąć

wnioski o aktywności amylazy w poszczególnych próbkach.

6.2 Specyficzność substratowa

odczynniki: 1% kleik skrobiowy, 1% sacharoza

sprzęt: 3 probówki szklane krótkie, statyw, zlewka, mieszadło magnetyczne, łaźnia wodna,

pipety, stoper

wykonanie: do dwóch probówek odmierzyć po 1ml roztworu amylazy śliny. Do jednej dodać 1 ml

1% zawiesiny skrobi (stale mieszającej się na mieszadle magnetycznym), do drugiej – 1 ml 1%

roztworu sacharozy. Całość inkubować przez 15 min w temperaturze 38°C, w łaźni wodnej.

Następnie probówki ostudzić i na obu roztworach przeprowadzić reakcję Trommera (patrz instr.

Cukry proste).

7. Reakcja celulozy z jodem

Zwarta struktura włókien celulozowych uniemożliwia trwałą adsorpcję jodu. Pod wpływem jodu

pierwiastkowego włókna celulozowe barwią się na kolor żółtobrunatny, natomiast silnie pęcznieją

w obecności kwasu siarkowego, co umożliwia wnikanie drobin jodu do wnętrza micelli i jego adsorpcję na

cząsteczkach celulozy. Powstaje wówczas intensywna barwa niebieska.

odczynniki: H2O dest., 60% H2SO4, płyn Lugola, lignina

sprzęt: 2 szkiełka zegarkowe, pipety automatyczne, stoper

wykonanie: na dwóch szkiełkach zegarkowych umieścić skrawki ligniny. Jeden z nich zwilżyć 1,5

ml wody destylowanej, a drugi 1,5 ml 60% roztworu H2SO4. Po upływie 2 minut oba skrawki

zabarwić płynem Lugola.

Odczynniki:

0,5% arabinoza, 0,5% fruktoza, 1% glukoza, 0,25M CuSO4, 2M NaOH, 4% benzydyna w lodowatym kwasie

octowym, 20% α-naftol w 95% etanolu, stężony H2SO4, stężony HCl, rezorcyna kryst., odczynnik Fehlinga I

i II, odczynnik Nylandera, odczynnik antronowy – 40 mg antronu w 25 ml stężonego H2SO4, 0,5% glukoza,

0,5% maltoza, 0,5% laktoza, 0,5% sacharoza, 1% sacharoza, 1% glikogen, 1% kleik skrobiowy, 2 M HCl, 2

M NaOH, 0,25 M CuSO4, 1 M H2SO4, 60% H2SO4, płyn Lugola, odczynnik Benedicta.

6