Laboratorium 19 O Z N A C Z A N I E P A T O L O G I C Z N Y C H S K Ł A D N I K Ó W

M O C Z U

Ćwiczenie 1. Wykrywanie hemoglobiny (krwi) - reakcja benzydynowa.

Do 1 mL moczu dodaj 1 kroplę roztworu benzydyny i 5 kropli 3% roztworu H₂O₂. Wymieszaj. Zaobserwuj powstającą barwę. Sformułuj możliwe wnioski i zanotuj, w jaki sposób można je sprecyzować.

Ćwiczenie 2. Wykrywanie białka.

1. próba koagulacyjna cieplna

Do 4 mL moczu dodaj 0,5 mL nasyconego roztworu NaCl. Po wymieszaniu dodaj 1 kroplę 30% roztworu kwasu octowego, aby zakwasić próbę. W przypadku zmętnienia roztworu, przesącz próbę. Uzyskany przesącz wstaw do wrzącej łaźni wodnej na 10 min. Zaobserwuj wytrącenie się osadu. Aby sprawdzić, czy powstały osad pochodzi od białka (a nie fosforanów albo węglanu wapnia) dodaj do próby 4 krople 30% roztworu kwasu octowego i ponownie zagotuj próbę. Utrzymujące się zmętnienie świadczy o obecności białka w moczu.

2. próba z kwasem sulfosalicylowym

Do 4 mL moczu dodaj 2 krople 30% roztworu kwasu octowego. W przypadku zmętnienia roztworu, przesącz próbę. Do klarownego przesączu dodaj 5 kropli 2% roztworu kwasu sulfosalicylowego. Wytrącający się osad albo zmętnienie próby świadczy o obecności białka w moczu.

Ćwiczenie 3. Test Harrisona na bilirubinę w moczu.

Do probówki wlej 5 mL moczu i 3 mL 10% roztworu BaCl₂. Wymieszaj i przesącz próbę. Rozłóż sączek na kawałku bibuły, i na osad znajdujący się na sączku nanieś 4 krople odczynnika Foucheta. Powstające zielone zabarwienie świadczy o obecności bilirubiny w moczu.

Ćwiczenie 4. Wykrywanie glukozy w moczu.

Do trzech probówek dodaj po 0,5 mL badanych próbek moczu. Następnie dodaj do każdej z probówek po 2 mL odczynnika Benedicta i wstaw na 8 minut do wrzącej łaźni wodnej. Po ostygnięciu prób odczytaj wynik reakcji i oceń zawartość glukozy w trzech badanych próbkach moczu.

Barwa powstałego osadu lub roztworu zależy od ilości glukozy w moczu:

- kolor niebieski - brak glukozy w moczu

- kolor zielony bez osadu - 0,1- 0,3% glukozy w moczu

- kolor zielony z osadem - 0,5% glukozy w moczu

- kolor oliwkowozielony - 1% glukozy w moczu

- kolor pomarańczowy - 1,5% glukozy w moczu

- kolor jasnoczerwony - 2% lub więcej glukozy w moczu

Ćwiczenie 5. Wykrywanie ciał ketonowych w moczu.

1. reakcja Rothera

Do 1 mL moczu dodaj krystalicznego (NH₄)₂SO₄ do nasycenia roztworu. Następnie dodaj 5 kropli roztworu nitroprusydku sodu, wymieszaj i wlej ostrożnie po ściankach probówki 1 mL stężonego amoniaku. Pojawienie się fiołkowego pierścienia na granicy warstw świadczy o obecności acetonu w moczu.

2. metoda Legala (Weyla)

Do 2 mL moczu dodaj 6 kropli roztworu nitroprusydku sodu i 0,5 mL 10% roztworu NaOH. Zaobserwuj pojawienie się pomarańczowoczerwonej barwy, która nie znika po zakwaszeniu 20% roztworem kwasu octowego (w odróżnieniu od reakcji na kreatyninę w moczu).

Ćwiczenie 6. Wykrywanie składników żółci - próba Haya.

Do 1 probówki dodaj 2 mL moczu, a do drugiej - 2 mL wody destywanej. Do obu probówek wsyp po szczypcie siarki sublimowanej. Zaobserwuj różnicę i sformułuj wnioski.

Ćwiczenie 7. Użycie testów paskowych na obecność glukozy i białka w moczu.

Za pomocą pasków testowych można szybko ocenić obecność w moczu glukozy i białek, co ma szczególne znaczenie dla kontroli cukrzycy. W celu wykonania oznaczenia, zanurz pasek testowy w próbce moczu na około 30 sekund. Porównując barwy na polach testowych paska z barwną skalą, dokonaj półilościowej analizy badanych parametrów.

Ćwiczenie 8. Ilościowe oznaczanie białka w moczu przy użyciu zmodyfikowanej metody turbidymetrycznej Extona.

Zasada metody:

Białko wytrąca się roztworem kwasu sulfosalicylowego i siarczanu amonowego. Stopień powstałego zmętnienia określa się pomiarem absorbancji zmętnienia.

Wartości prawidłowe białka w moczu: 45 - 75 mg/24 h.

Wykonanie:

Do probówki wirówkowej wlej 3 mL moczu i po zrównoważeniu odwiruj przy 2000 obr./min. przez 10 min. Następnie przygotuj dwie szklane probówki i do każdej napipetuj po 0,5 mL odwirowanego moczu. Do 1 probówki (próby właściwej) dodaj 3,5 mL odczynnika Extona (roztwór wodny kwasu sulfosalicylowego 5% w/v i siarczanu sodu 7,05% w/v), a do 2 probówki (próby kontrolnej) dodaj 3,5 mL 0,9% roztworu NaCl. Obie próby starannie wymieszaj i odstaw na 15 minut w temp. pokojowej. Po tym czasie ponownie wymieszaj próby i zmierz absorbancję próby badanej i próby kontrolnej względem wody przy długości fali λ = 445 nm.

Oblicz stężenie białka w moczu zgodnie ze wzorem:

stężenie białka [mg/dL] = (A_{próba badana} - A_{próba kontrolna}) × 210

gdzie 210 to współczynnik kalibracji.

W przypadku stężeń białka powyżej 250 mg/dL badanie należy powtórzyć, rozcieńczając mocz pięcio- lub dziesięciokrotnie 0,9% roztworem NaCl.

---