Tadeusz Trzmiel

Instytut Biochemii Technicznej

Biodegradacja aromatycznych związków nitrowych

Występowanie aromatycznych związków nitrowych w przyrodzie jest głównie wynikiem działalności człowieka. Związki te wytwarzane są przez przemysł na wielką skalę i stosowane m.in. jako pestycydy, farmaceutyki, barwniki i materiały wybuchowe [2,25-30]. Większość związków nitroaromatycznych jest silnie toksyczna dla ludzi i zwierząt ,a także dla mikroorganizmów, np. obecność tych ksenobiotyków w osadzie czynnym może destabilizować ciągły proces oczyszczania ścieków [2,31].

Związki aromatyczne mogą być degradowane przez różne drobnoustroje zarówno w tlenowych, jak i beztlenowych warunkach [2,30]. Znane są dwa główne sposoby bezpośredniej eliminacji grupy nitrowej tych ksenobiotyków przez mikroorganizmy: proces może zachodzić na drodze redukcji, bądź utleniania [26,30,32,33].

Redukcja różnych związków nitroaromatycznych przebiegająca przy udziale mikroorganizmów wydaje się mieć wspólny mechanizm zarówno w tlenowych jak i beztlenowych warunkach .Katalizatorami w tego typu reakcjach są nitroreduktazy, z których większość wykazuje szeroką specyficzność substratową [2]. Powszechnie spotykaną odmianą redukcyjnego szlaku degradacji jest przemiana nitroaromatycznych związków w pochodne aminowe (rys.17) [30].

Rys.17. Redukcyjny szlak degradacji związków nitroaromatycznych katalizowany przez Pseudomonas R= -OH, -COOH, -Cl, -NO₂

Utworzone aminy aromatyczne często ulegają transformacjom do trwałych związków azotowych [2]. Możliwa jest także dalsza przemiana pochodnych aniliny w reakcji acetylacji [25,36,38], która stanowi ważny mechanizm mikrobiologicznej detoksykacji [25].

Drugi typ redukcyjnego szlaku degradacji omawianych ksenobiotyków, sprowadzający się do tworzenia związków nitrozoaromatycznych i N-hydroksyloaminoaromatycznych zazwyczaj poprzedza oksydacyjną biotransformację i mineralizację tych związków [30].

Reakcje utlenienia związków nitroaromatycznych, którym towarzyszy eliminacja azotynu [2,26,35,39,40], katalizowane są przez oksygenazy - monooksygenazy lub dioksygenazy [2,26,35,37,39,42]. W procesach tych uczestniczy tlen cząsteczkowy. Mechanizm eliminacji grupy nitrowej drogą oksydacyjną pozwala uniknąć tworzenia się toksycznych pochodnych amin aromatycznych[35].

1. Nitrobenzeny

Nitrobenzen zaliczany do najbardziej toksycznych polutantów, wytwarzany jest w dużych ilościach przez przemysł chemiczny i szeroko stosowany, głównie do produkcji aniliny i pyroksyliny oraz mydeł i past do obuwia. Mimo, że nitrobenzen jest odporny na działanie większości enzymów drobnoustrojowych i toksyczny dla wielu mikroorganizmów, znane są szczepy zdolne do jego biodegradacji wyizolowane min. z osadu czynnego, ścieków komunalnych, gleby i wody gruntowej [2,43-45]. Istnieje kilka różnych dróg degradacji tego związku [44-46].

Neribeg i Nelde [5] udowodnili, że w obecności drożdży nitrobenzen może ulegać redukcji do aniliny. Opisano także całkowitą redukcję grupy nitrowej do aminowej tego ksenobiotyku, przebiegającą w warunkach beztlenowych przy udziale bakterii bytujących w ściekach [1,43,44].

Ralstonia eutropha JMP134 prowadzi częściową redukcję nitrobenzenu i następującą po niej izomeryzację N-hydroksyloaminobenzenu, w wyniku której powstają 2- i 4-aminofenol, które są końcowymi metabolitami tego szlaku (rys.18) [25]

Rys.18. Przemiana nitrobenzenu do 2- i 4-aminofenolu

Badania nad zdolnością szczepu Pseudomonas pseudoalcaligenes JS45 do metabolizowania nitrobenzenu przyczyniły się do nakreślenia całkowitej drogi degradacji tego ksenobiotyku (rys.18) [44-46]. Szczep Pseudomonas pseudoalcaligenes JS45 może wykorzystywać nitrobenzen jako jedyne źródło węgla, azotu i energii.

W początkowych etapach tego szlaku nitrobenzen jest redukowany przez dwie kolejno działające nitroreduktazy sprzężone z NADPH odpowiednio do nitrozobenzenu i N-hydroksyloaminobenzenu, Ten ostatni ulega przekształceniu w 2-aminofenol, który dalej w wyniku rozszczepienia pierścienia aromatycznego (katalizowanego przez dioksygenazę) daje semialdehyd 2-aminomukonowy. W kolejnym etapie powstały semialdehyd jest utleniany w obecności NADH do 2-aminomukonianu. W procesie deaminacji hydrolitycznej z 2-aminomukonianu powstaje kwas 2-hydroksymukonowy, który może ulegać spontanicznej izomeryzacji (lub pod działaniem odpowiedniej mutazy).

Rys.19. Droga biodegradacji nitrobenzenu u bakterii Ps.pseudoalcaligenes IS45

Pirogronian i aldehyd octowy są końcowymi metabolitami tego szlaku. Badania wykazały [44,45,47,48], że powyższa droga funkcjonuje także w przypadku drobnoustrojów wyizolowanych z zanieczyszczonych wód gruntowych.

Katalizowany przez Comamonas sp. alternatywny szlak biodegradacji nitrobenzenu, rozpoczyna się dioksygenacją tego ksenobiotyku, w wyniku której powstaje nitrohydrochinon, który ulega następnie spontanicznym przekształceniom w katechol [44-46].

Pseudomonas putida F1 i Pseudomonas sp. 150 są także zdolne do degradacji nitrobenzenu drogą dioksygenacji. U innych mikroorganizmów działa z kolei monooksygenaza, która katalizuje wstępny atak na nitrobenzen [2,43].

Reakcja dioksygenacji, której towarzyszy eliminacja grupy nitrowej, zachodzi także w początkowych etapach szlaku degradacji 1,3-dinitrobenzenu przy udziale Rhodococcus sp. QJ—1 (rys.20) [2].

Rys.20. Degradacja 1,3-dinitrobenzenu przez Rhodococcus sp.

2. Nitrobenzoesany

W mikrobiologicznej degradacji kwasów nitrobenzoesowych, podobnie jak innych związków nitroaromatycznych, zasadniczą rolę spełniają reakcje redukcji i utleniania.

Redukcyjna droga biodegradacji kwasów nitrobenzoesowych, której końcowymi metabolitami są odpowiednie kwasy aminobenzoesowe (porównaj rys.17), była obserwowana m.in. w przypadku Pseudomonas sp. CBC3 [2], Pseudomonas fluorescens i Nocardia [45].

Niektóre mikroorganizmy są zdolne do przemiany kwasu 2-nitrobenzoesowego poprzez kolejne redukcje, w wyniku których powstaje kwas nitrozobenzoesowy i N-hydroksyloaminobenzoesowy [2,49-52].

Podczas degradacji kwasu 4-nitrobenzoesowego przez Comamonas acidovorans NB 210 ma miejsce utworzenie 4-nitrozobenzoesanu i 4-hydroksyloaminobenzoesanu. Kolejnym etapem tej drogi metabolicznej jest utlenienie 4hydroksyloaminobenzoesanudo kwasu protokatechowego (rys.21) [2].

Rys.21. Szlak degradacji 4-nitrobenzoesanu przy udziale Comamonas acidovorans NB 210

Andreoni i wsp. [2] opisali oksydacyjną degradację 2-nitrobenzoesanu, która funkcjonuje u szczepu Achromobacter. Dioksygenaza produkowana przez ten mikroorganizm katalizuje utlenienie kwasu 2-nitrobenzoesowego, któremu towarzyszy eliminacja azotynu.

Z kolei szczep Pseudomonas JS51 w warunkach tlenowych prowadzi oksydacyjną degradację kwasu 3-nitrobenzoesowego. W początkowym etapie tego szlaku zachodzi utlenienie 3-nitrobenzoesanu do kwasu protokatechowego katalizowane przez 3,4-dioksygenazę. Dalej ma miejsce przemiana kwasu protokatechowego w semialdehyd 2-hydroksy-4-karboksymukonowy, w której bierze udział najprawdopodobniej 4,5-dioksygenaza protokatechowa (rys.22) [39,53].

Rys.22. Degradacja kwasu 3-nitrobenzoesowego przez Pseudomonas IS51

W literaturze [16,49] można znaleźć wzmianki, że również pewien gatunek Nocardia przekształca 3-nitrobenzoesan oraz 4-nitrobenzoesan w kwas protokatechowy, a ten ostatni jest utleniany do kwasu 2-oksoadypinowego.

3. Nitrofenole

Nitrofenole zaliczane są do głównych substancji zanieczyszczających środowisko naturalne [2,54]. Znaleziono jednak mikroorganizmy, m.in. izolowane z gleby, które wykazują zdolność do degradacji tych ksenobiotyków [2,55].

4-Nitrofenol, uznawany za jeden z głównych polutantów obciążających środowisko naturalne, jest często obecny w ściekach przemysłowych, a także w glebie m.in. jako produkt hydrolizy insektycydów, takich jak „parathion” czy „methyl parathion” [2,25,53-58]. Jego biodegradacji poświęcono też najliczniejsze badania. Wiadomo już, że kilka tlenowych kultur bakteryjnych należących do różnych gatunków Flavobacterium, Moraxella, Nocardia, Arthrobacter i Bacillus może metabolizować ten związek, i w podobny sposób 2-nitrofenol, usuwając grupę nitrową w postaci azotynu [25,17,37,41,59]. Pomimo pewnych różnic w biochemicznych mechanizmach biodegradacji 4-nitofenolu u poszczególnych gatunków tych bakterii ogólnie wyróżnia się dwie alternatywne drogi. Pierwsza z nich (rys.23), wspólna dla gram-ujemnych bakterii, polega na eliminacji grupy nitrowej pod działaniem monooksygenazy z utworzeniem 1,4-benzochinonu, który jest redukowany do hydrochinonu, a ten dalej pod działaniem dioksygenazy przekształcany jest w semialdehyd 4-hydroksymukonowy z dalszą transformacją poprzez maleinooctan do kwasu 2-oksoadypinowego [25,17,41].

Rys. 23, Eliminacja grupy nitrowej z 4-nitrofenolu

Druga droga eliminacji grupy nitrowej z 4-nitrofenolu, funkcjonująca m.in. u Arthrobacter sp. lub u Bacillus sphaericus JS905, jest dwustopniowa: w pierwszym etapie, pod działaniem monooksygenazy, następuje hydroksylacja pierścienia z utworzeniem 4-nitrokatecholu i dopiero w drugim etapie usuwana jest grupa nitrowa z utworzeniem 1,2,4-trihydroksybenzenu [17,59].

Pseudomonas putida B2 [25,37] jest zdolny do degradacji 2-nitrofenolu drogą oksydacyjną. W pierwszym etapie katalizowanym przez monooksygenazę nitrofenolową sprzężoną z NADPH ma miejsce utlenienie 2-nitrofenolu do katecholu z jednoczesną eliminacją grupy nitrowej w postaci azotynu. Następnie pierścień aromatyczny katecholu ulega intradiolowemu rozszczepieniu pod działaniem 1,2-dioksygenazy katecholowej. Katalizowana przez monooksygenazę nitrofenolową przemiana 2-nitrofenolu, w wyniku której następuje eliminacja grupy nitrowej w postaci azotynu, przypomina początkowy etap poprzednio omawianej drogi degradacji 4-nitrofenolu [55]. Interesujący jest fakt, że ten sam szczep bakteryjny Pseudomonas putida B2 degraduje 3-nitrofenol drogą redukcyjną z wytworzeniem 1,2,4-trihydroksybenzenu jako produktu przejściowego[26].

Biodegradacja 3-nitrofenolu przez Ralstonia eutropha (Alcaligenes eutrophus) JMP 134 [25] rozpoczyna się jednoetapową redukcją tego ksenobiotyku do 3-hydroksyloaminofenolu (rys.24). Ta wstępna przemiana, przebiegająca zarówno w warunkach tlenowych, jak i beztlenowych, jest katalizowana przez nitroreduktazę 3-nitrofenolową sprzężoną z NADPH. Podobna reakcja redukcji nitrobenzenu przebiegająca u Pseudomonas pseudoalcaligenes JS45 jest dwuetapowa [46]. 3-Hydroksyloaminofenol jest dalej przekształcany w aminohydrochinon, z którego w warunkach beztlenowych po acetylacji powstaje N-acetyloaminohydrochinon. Podobnie przebiegającą redukcyjną drogę degradacji 3-nitrofenolu u Pseudomonas sp. opisali Schackmann i Müller [36]. Różnica polega na tym, że 3-nitrofenol u Pseudomonas sp. ulega pełnej redukcji do 3-aminofenolu, który jest dalej przekształcany przez acetylację grupy aminowej w 3-N-acetyloaminofenol. Obie N-acetylowe pochodne aminofenoli uważane są za metabolity końcowe biodegradacji 3-nitrofenolu w warunkach beztlenowych („ślepe uliczki metabolizmu”). Natomiast w warunkach tlenowych Ralstonia eutropha (Alcaligenes eutrophus) JMP 134 może wykorzystywać 3-nitrofenol jako podstawowe źródło energii, węgla i azotu [25,60], jakkolwiek biochemiczny mechanizm tej przemiany jeszcze nie został ustalony.

Rys.24. Początkowe etapy degradacji 3-nitrofenolu przez Ralstonia eutropha

3. Nitrotolueny

Opisano liczne przykłady biodegradacji mononitrotoluenów, 2,4-dinitrotoluenu i 2,4,6-trinitrotoluenu.

Niektóre szczepy Pseudomonas metabolizują 4-nitrotoluen poprzez wstępne utlenienie grupy metylowej do karboksylowej i następującą po nim redukcję grupy nitrowej do hydroksyloaminowej [26,40].

Na przykład Haigler i Spain [36] przedstawili drogę degradacji 4-nitrotoluenu dla szczepu Pseudomonas sp. 4NT (rys.25). W pierwszym etapie tej drogi (1) ma miejsce utlenienie grupy metylowej 4-nitrotoluenu (katalizowane najprawdopodobniej przez monooksygenazę toluenową), w wyniku czego powstaje alkohol 4-nitrobenzylowy. Następnie przekształcany jest on (2) do 4-nitrobenzaldehydu w obecności dehydrogenazy alkoholowej i dalej (3) przez odpowiednią dehydrogenazę (np. aldehydową) utleniany jest do kwasu 4-nitrobenzoesowego. Dalsza droga przemian tego związku u Pseudomonas sp. 4NT jest podobna do opisanej przy biodegradacji 4-nitrobenzoesanu u Comamonas acidovorans NB 210 (porównaj rys.21). Kolejne redukcje grupy nitrowej (4) i (5) prowadzą do 4-hydroksyloaminobenzoesanu, który ulega utlenieniu do kwasu protokatechowego pod wpływem 3,4-dioksygenazy (6). Końcowym etapem tego szlaku jest rozszczepienie pierścienia aromatycznego pod działaniem 4,5-dioksygenazy (7).

Rys.25. Droga degradacji 4-nitrotoluenu u Pseudomonas sp. 4NT

Utlenienie grupy metylowej 3- lub 4-nitrotoluenu prowadzące do wytworzenia odpowiedniego alkoholu nitrobenzylowego katalizowane jest przez monooksygenazę toluenową kodowaną w plazmidzie TOL [26,40,61]. Natomiast Pseudomonas putida F1 i Pseudomonas sp. JS150 wytwarzają dioksygenazę toluenową, która przekształca 4-nitrotoluen w 2-metylo-5-nitrofenol i 3-metylo-6-nitrokatechol, natomiast 2- i 3-nitrotoluen przekształcane są przez ten enzym do odpowiednich alkoholi benzylowych [62].

Alternatywna droga degradacji 4-nitrotoluenu zaproponowana przez Spiess`a i wsp. [33] dla Mycobacterium sp. (rys.26) rozpoczyna się redukcją grupy nitrowej do hydroksyloaminowej (1) bez wstępnego etapu utleniania grupy metylowej. N-Hydroksy-p-toluidyna (4-hydroksyloaminotoluen) powstała w wyniku tej reakcji jest dalej (2) przekształcana do 3-hydroksy-p-toluidyny. Rozszczepienie typu meta pierścienia aromatycznego (3) daje semialdehyd 2-amino-5-metylomukonowy. W reakcji utleniania tego ostatniego związku w obecności NAD (4) powstaje kwas 2-amino-5-metylomukonowy i w kolejnej przemianie (5) zostaje uwolniony amoniak (mechanizm tej reakcji nie został jeszcze poznany). Wykazano ponadto, że semialdehyd 2-amino-5-metylomukonowy może również ulec spontanicznej transformacji (6) do kwasu 5-metylopikolinowego. Ta odnoga uważana jest za ślepą uliczkę w omawianym szlaku biodegradacji 4-nitrotoluenu.

Rys.26. Droga degradacji 4-nitrotoluenu u Mycobacterium sp. 4NT

Oksydacyjna eliminacja azotynu z pojawieniem się 3-metylokatecholu jest początkowym etapem biodegradacji 2-nitrotoluenu u Pseudomonas sp. JS42 (rys.27) [40].

Rys.27. Droga degradacji 2-nitrotoluenu u Pseudomonas sp. IS 42

Haigler i wsp. [40] przypuszczają, że przekształcenie 2-nitrotoluenu w 3-metylokatechol z wydzieleniem azotynu katalizowane jest u tego szczepu Pseudomonas przez specyficzną dioksygenazę 2-nitrotoluenową. Powstały 3-metylokatechol jest dalej metabolizowany poprzez rozszczepienie pierścienia typu meta (ekstradiolowe). W ekstrakcie komórkowym Pseudomonas sp. JS42 stwierdzono także aktywność 2,3-dioksygenazy katecholowej oraz hydrolazy kwasu 2-hydroksy-6-oksoheptadienowego, które najprawdopodobniej uczestniczą w tym szlaku degradacji 2-nitrotoluenu.

2,4-Dinitrotoluen może być biodegradowany przez drobnoustroje z wykorzystaniem reakcji redukcji i rzadziej utlenienia. Wykazano, że mikroorganizmy osadu czynnego mają zdolność redukcji 2,4-dinitrotoluenu do 2-amino-4-nitrotoluenu i 4-amino-2-nitrotoluenu w obecności egzogennego źródła węgla zarówno w tlenowych jak i beztlenowych warunkach [2,63]. Związki te są także początkowymi metabolitami podczas mineralizacji 2,4-dinitrotoluenu przez Phanerochaete chrysosporium (rys.28) [30,64].

Rys.28. Droga degradacji 2,4-dinitrotoluenu u Phanerochaete chrysosporium P-Mn - peroksydaza manganozależna; PL - peroksydaza ligninowa

Noguera i Freedman [30] dowiedli, że szczep Pseudomonas aeruginosa jest zdolny do kometabolicznej redukcji obu grup nitrowych 2,4-dinitrotoluenu w warunkach tlenowych i beztlenowych. Głównymi produktami tego szlaku degradacji są 2-amino-4-nitrotoluen i 4-amino-2-nitrotoluen, ale mogą powstawać także niewielkie ilości 2,4-diaminotoluenu. Ponadto, utworzone aminy aromatyczne mogą ulegać dalej acetylacji (rys.29).

Rys.29. Drogi degradacji 2,4-dinitrotoluenu w warunkach beztlenowych

McCormic i wsp. [65,63] wykazali, że produktami biotransformacji dinitrotoluenów mogą być także związki azowe.

Natomiast Spanggord i wsp. [2] opisali początkowe etapy oksydacyjnej biodegradacji 2,4-dinitrotoluenu prowadzonej przy udziale Pseudomonas sp. (rys.30). Utlenienie 2,4-dinitrotoluenu do 4-metylo-5-nitrotoluenu katalizuje dioksygenaza.

Rys.30. Wstępne etapy oksydacyjnej biodegradacji 2,4-dinitrotoluenu

Rys. 31. Szlak mikrobiologicznej degradacji 2,4,6-trinitrotoluenu

Redukcja grup nitrowych do aminowych wydaje się być także dominującym mechanizmem degradacji 2,4,6-trinitrotoluenu zarówno u tlenowych jak i beztlenowych bakterii i grzybów [2]. Niespecyficzne reduktazy większości badanych bakterii preferują atak na grupę -NO₂ w pozycji 4, co prowadzi do powstania w pierwszej kolejności 4-amino-2,6-dinitrotoluenu [27,66-68]. Pośrednimi metabolitami tej przemiany i ewentualnych kolejnych redukcji grup nitrowych są odpowiednie nitrozo- i hydroksyloamino-pochodne toluenu [27,28,66]. W warunkach tlenowych w wyniku redukcji powstają głównie 4-amino-2,6-dinitrotoluen oraz jego regioizomer 2-amino-4,6-dinitrotoluen, które uważane są za końcowe produkty metabolizmu (tzw. ślepa uliczka biodegradacji) [28,66] i akumulowane są w komórkach [66,69]. Całkowita redukcja trinitrotoluenu do triaminotoluenu wymaga natomiast warunków beztlenowych [27,66,68].

McCormic i wsp. [66] opisali szlak mikrobiologicznej degradacji 2,4,6-trinitrotoluenu, którego metabolitami są dinitro(N-hydroksylo)aminotolueny, dinitroaminotolueny, nitrodiaminotolueny i zawiązki azowe (rys.31). Identyczne metabolity zidentyfikowano w czasie degradacji trinitrotoluenu przez bakterie z rodzaju Pseudomonas [2].

Fiorella i Spain [27] wykazali, że Pseudomonas pseudoalcaligenes JS52 może degradować trinitrotoluen nie znaną dotąd drogą redukcyjną przebiegającą poprzez 2,4-(N-hydroksy) diamino-6-nitrotoluen i 2-(N-hydroksy) amino-4-amino-6-nitrotoluen (rys.32). Dwa pierwsze etapy tej drogi katalizuje nitroreduktaza nitrobenzenowa działając w obecności NADPH. Stwierdzono, że w warunkach tlenowych powstaje żółty polarny związek A i wydziela się azotyn. Mechanizmy odpowiedzialne za tworzenie związku X oraz jego tożsamość nie są znane. W warunkach beztlenowych nie powstaje ten metabolit ani nie wydziela się amoniak. Przypuszcza się, że związek X może być pośrednim produktem rozszczepienia pierścienia aromatycznego.

Ustalono, że zredukowane metabolity 2,4,6-trinitrotoluenu mogą ulegać dalszym przemianom na drodze mikrobiologicznej. Do tego typu transformacji należy zaliczyć utlenianie 4-amino-2,6-dinitrotoluenu do kwasu 4-amino-2,6-dinitrobenzoesowego, addycję grupy metoksy do 2,4-diamino-6-nitrotoluenu, w wyniku czego powstaje eter metylowo-2,4-diamino-6-nitrobenzylowy, acetylację 2,4-diamino-6-nitrotoluenu do 4-N-acetylo-2-amino-6-nitrotoluenu i inne [27,28,70].

Rys.32. Transformacja 2,4,6-trinitrotoluenu przez Pseudomonas

pseudoalcaligenes JS52

2. Podsumowanie

Procesy biodegradacji obcych substancji nabrały obecnie szczególnie dużego znaczenia w związku z daleko posuniętym zanieczyszczeniem środowiska naturalnego. Ważnym zagadnieniem związanym z procesami biodegradacji jest fakt, że w wyniku rozkładu lub przemian niektórych ksenobiotyków powstają produkty znacznie trwalsze lub bardziej odporne. W związku z tym w wielu pracowniach naukowych prowadzi się badania nad zdolnością różnych mikroorganizmów do rozkładu ksenobiotyków i ewentualnym zastosowaniem aktywnych szczepów do detoksykacji tych związków.

Z danych literaturowych wynika, że najczęściej tego typu badania prowadzi się pod kątem biodegradacji jednego, z góry określonego ksenobiotyku. W tym celu prowadzi się skrining drobnoustrojów wykazujących zdolność do jego degradacji, następnie ustala się warunki hodowli wyselekcjonowanych szczepów, ustala się pośrednie produkty degradacji tego ksenobiotyku, enzymy uczestniczące w procesie i ich właściwości, mechanizm ich działania i na koniec, o ile jest to możliwe, proponuje się szlak biodegradacyjny.

3. Literatura

1. Russel S.: Biotechnologia, PWN, W-wa 1990 str. 355-361.

2. Progress in industrial microbiology vol. 32 1995 str. 1-35.

3. Soruvtseva E.G., Volnova A.J., Shatskaja T.Ye.: Degradacja monochlorozamieszciennych anilinow Alcaligenes faecalis. Mikrobiologiya (1980) 49, str. 351-354.

4. You I-S., Bartha R.: Stimulation of 3,4-dichloroaniline mineralization by aniline.Appl.Environ. Microbiol. Vol. 44 (1982) str. 678-681.

5. Advaances in Applied Microbiol . (1974) 75, str.75-114.

6. Libudzisz Z., Kowal K.: Mikrobiologia techniczna. T.2. Łódź 2000.str.151-152.

7. Schlegel H. G.: Mikrobiologia ogólna, PWN W-wa 1996. str. 534.

8. Ekologia. Jej związki z rżnymi dziedzinami wiedzy. Wybrane zagadnienia pod redakcją A Kurnatowskiej, PWN W-wa - Łódź 1997. str. 81.

9. Enzyme nomnclature. Academic Pres New York, San Francisco, London 1984.

10. Streyer L.: Biochemia, PWN W-wa 1997.

11. Filipowicz B., Więckowski W.: Biochemia, Tom 2, PWN W-wa-Łódź 1986.

12. Biochemia Harpera, PZWL W-wa 1994.

13. Kączkowski J.: Podstawy biochemii, WNT W-wa 1999. str.210-213.

14. Biochemistry of the Amino Acid, Academic Press New York-London 1965.

15. Voet D., Voet J.B.: Biochemistry, John Wiley and Sons 1995.

16. Kim Ch-H., Hollocher T.C.: N isotope studies on the pathway of ammonia asimilation in Bacills meganterium and Escherichia coli. J. Bacteriol. (1982) 151, str.358-366.

17. Erwin V.G., Hellerman L.:Mitochondrial monoamine oxidas. J. Biol. Chem. (1967) 242, str.242-249.

18. Eady R.R., Large P.J.: Microbial oxidation of amea. Biochem. J. (1971) 123, str. 757-771

19. Iwaki., Shimizu M., Takuyama T., Hasegawa Y.: Biodegradation of cyclohexylamine by Brevibacterim oxydans ICH-35A. Appl. Environ.Microbiol. (1999) 65, str.232-2234.

20. Decker R.H., Kang H.A., Leach F.R., Henderson l.M.: Purification and properties of 3-hydroxyanthranilic acid oxidase. J. Biol. Chem. (1961) 236, str.3076-3082.

21. Kastivela E., Wray V., Pieper D.H., Wittich R-M.: Initial reactions in the biodegradation of 1-chloro-4-nitrobenzene by newly isolated bacterium, strain LW 1. Appl. Environ. Microbiol. (1999) 65, str.1405-1412.

22. Wallnofer P., Engelhardt G.: Biotechnology vol. 6a, Biotrnsformations (1984), str.306.

23. Bordeleau L.M., Bartha R.: Biochemical transformation of herbicide-derived anilines: requirements of molecular configuration. Can. J. Microbiol. (1972) 18, str.1873-1882.

24. Hawari J., Halasz A., Paquet L., Zhou e., Spencer B., Ampleman G., Thibourt S.:Characterization of metabolites in the biotransformation of 2,4,6-trinitrotoluene with an aerobic sludge: role of triaminotoluene. Appl. Environ. Microbiol. (1998) 64, str.2200-2206.

25. Schenzle a., Lenke H., Fischer P., Williams P.A., Kmackmus H-J.: Catabolism of 3-nitrophenol by Ralstonia eutropa JMP 134. appl. Environ. Microbiol. (1997) 63, str.1421-1427.

26. Higler B.E., Spaain J.C.: Biodegradation of 4-nitroluene by Pseudomonas sp.strain 4NT. Appl. Environ. Microbiol. (1993) 59, str.2239-2243.

27. Fiorella P.D., Spain J.C.: Transformation of 2,4,6-trinitrotoluene by Pseudomonas pseudoalcaligenes JS 52. Apll. Environ. Microbol. (1997) 63, str.2007-2015.

28. Vorbeck c., Lenke H.,Fischer P., Spain J.C.,Knackmuss H-J.: Initial reductive reactions in microbial metabolism of 2,4,6-trinitrotoluene. Appl. Environ. Microbiol. (1998) 64, str.246-252.

29. French C.E., Nicklin S., Bruce N.C.: Aerobic degradation of 2,4,6-trinitrotoluene by Entherobacer cloacae PB 2 and by pentaerythritol tetrnitrate reductase. Appl. Environ. Microbiol. (1998) 64, str.2864-286).

30. Noguera D.R., Freedman D.L.:Reduction and acetylation of 2,4-dinitrotolue by a Pseudomonas aeruginosa strain. Appl. Environ. Microbiol. (1996) 62, str.2257-2263.

31. Kinbuchi T., Ohnishi Y.: Purification and characterization of 1-nitrpyrene nitroreductases from Bacteroides fragilis.Appl. Environ. Microbiol. (1983) 46, str.596-604.

32. Lenke H.,Knackmuss H-J.: Initial hydrogenaion during catabolism of picric acid by Rhodococcus erythropolis HL24-2. Appl. Environ. Microbiol. (1992) 58, str.2933-2937

33. Spiess T., Desiere F., Fischer P.,Spain J.C., Knackmuss H.J., Lenke H.: A new 4-nitrotoluene degradation pathway in a Mycobacterium strain. Appl. Environ.Microbiol. (1998) 64, str.446-452.

34. Brunh C., Lenke H., Knackmus H-J.:Nitrosubstituted aromatic compounds as nitrogen source for baceria. Appl. Environ. Microbial. (1987) 53, str.208-210.

35. Spanggord R.J., Spain J.C., Nishino S.F., Mortelmans K.E.: Biodegradation of 2,4-dinitotoluene by a Pseudomonas sp. Appl. Environ. Microbiol. (1991) 57, str.3200-3205.

36. Schackman A., Muller R.: Reduction of nitroaromatic compounds by different Pseudomonas species under aerobic cunditions. Appl. Microbiol. Biotechnol. (1991) 34, str.809-813.

37. Zeyer J., Kocher H.P.: Purification an characterization of a bacteriae nitrophenol oxygenase converts ortho-nitrophenol to ctechol and nitrite. J. Bacteriol. (1988) 170, str.1789-1794.

38. Gilcrease P.C., Murphy V.G.: Bioconversion of 2,4-diamino-6-nitrotoluene to a novel metabolite under anoxic and aerobic conditions. Appl. Environ. Microbiol. (1995) 61, str.4209-4214.

39. Nadeau L.J., Spain J.C.:Bacterial degradation of m-nitrobenzoic acid. Appl. Environ. Microbiol. (1995) 61, str.840-843.

40. Haigler B.E., Wallace W.H.: Biodegradation of 2-nitrotoluene by Pseudomonas sp. Strain JS 42. Appl. Environ. Microbiol. (1994) 60, str.3664-3469.

41. Spain J.C., Gibson D.T.:Patway for biodegradation of p-nitrophenol in Moraxella sp. Appl. Environ. Microbiol. (1991) 57, str.812-819.

42. Sander P., Wittich R.-M., Fortnagel P., wilkes h., France W.: Degradation of 1,2,4-trichloro and 1,2,4,5-tetrachlorobenzene by Pseudomonas strains. Appl. Environ. Microbiol. (1991) 57, str.1430-1440.

43. Haigler B., Spai J.C.: Biotransformtion of nitrobenzene by bacteria containing toluene degradaive pathways. Appl. Environ. Microbiol. (1991) 57, str.3156-3162.

44. He Z., Spain J.C.: Studies of catabolic pathway of degradation of nitrobenzene by Pseudomonas pseudoalcaligenes JS 45; removal of the amino group from 2-aminomuconic emialdehyde. Appl. Environ. Microbiol. (1997) 63, str.4839-4843.

45. Nishino S.F., Spain J.C.: Degradation of nitrobenzene by Pseudomonas pseudoalcaligenes. Appl. Environ. Microbiol. (1993) 59, str.2520-2525.

46. Nishino S.F., Spain J.C.: Oxidative pathway for the biodegradation of nitrobenzene by Comamonas sp. Srain JS 765. Appl. Environ. Microbiol. (1995) 61, str.2308-2313.

47. Harayama s., Rekik M., Ngai K.-L., Ornstos L.N.:Physically associated enzymes produce and metabolize 2-hydroxy-2,4-dienate, a chemicaly unstable intermediate formed in catechol metabolism via meta clevage in Pseudomonas putida. J. Bacteriol. (1989) 171, str.6251-6258.

48. Sala-Trepat J.M., Evans W.Ch.: The meta clevage of atechol by Azotobacter species 4-oxalocrotonate pathway .Eur. J. Biochem. (1971) 20 str.400-413.

49. Progrss in industrial microbiology vol.4 (1963), str.18-21.

50. Cain R.B.:Induction of antranilane oxidation system during the metabolism of ortho-nitrobenzoate certain bacteria. J.Gen. Microbiol. (1966),42 str.197-217.

51. Cain R.B.:Utilization of antranilic acid and nitrobezoic acid by Nocardia opaca and Flavobactrium.J. Gen. Microbiol. (966) 42, str.219-235.

52. Ke Y-H., Gee Z.L., Durham M.N.:Mechanism involved in the metabolism of nitrophenylcarboxylic acid compounds by microorganism. J. Bacteriol. (1959) 77, str.593-598.

53. Munnecke D.M., Hsich D.P.H.:Microbial decontamination of parathion and p-nitrophenol in aquenos media. Appl. Microbiol. (1974) 28, str.212-217.

54. Kadiyala V., Spain J.C.: a two-component mnooxygenase catalyzes both the ydroxylation of p-nitrophenol and the oxidative release of nitrite from 4-nitrocatechol in Bacillus sphaericus JS 906. Appl. Environ. Microbiol. (1998) 64, str.2479-2484.

55. Blasco R., Castillo T.:Light-dependent degradation of nitrphenols by the phototrophic bacterium Rhodobacter capsulatus E1F1. Appl. Environ. Microbiol. (1992) 58, str.690-695.

56. Sharmila M., Ramenand K., Sethunathan N.:Effect of yeas extract on the degradatin of organophosphorius by soil enrichment and bacterial cultures. Can.J.Micribiol. (1989) 35, str.1105-1110.

57. Siddaramappa R., Rajara K.P., Sethunathan N.:Degradation of parathion by bacterie isolated from Flooded soil. Appl. Microbiol. (1973) 26 str.846-849.

58. Munnecke D.M.:Enzymatic hydrolysis of organophosphate insecticides a possible pesticide disposal method. Appl. Environ. Microbiol. (1976) 32, str.7-13.

59. Jain R.K., Dreishach J.H., Spain J.C.:Biodegradation of 4-nitropenol via 1,2,4-benzenotriol by an Arthrobacter sp. Appl. Environ. Microbiol. (1994) 60, str.3030-3032.

60. Bruhn C., bayly R.C., Knackmuss H.-J.: The in vivo construction of 4-chloro-2-nitrophenol assimilatory bacterie. Arch. Microbiol. (1988) 150, str.171-177.

61. Delgado A., Wubbolts m.G., Abril M.-A., Ramos J.L.:Nitroaromatics are substrates for the TOL plasmid upper pathway enzymes. Appl. Environ. Microbiol.(1992) 58, str.415-417.

62. Robertson J.B., Spain J.C., Haddock J.D.,Gibson D.T.:Oxidation of nitrotoluenes by toluene dioxygaenase: evidence for monooxygenase reaction. Appl. Environ. Microbiol. (1992) 58, str.2643-2648.

63. Liu D., Thomson K.,Anderson.:Identification of nitroso compounds from biotransformation of 2,4-dinitrotolene. Apl. Environ. Microbiol. (1984) 47, str.1295-1298).

64. Valli K., Brock B.J. Joshi D.K., Gold M.H.;Degrading of 2,4 dinitrotolene by lignin-degrading fungus Phanerochate chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol. (1992) 58, str.221-228.

65. Mc Cormic N.G., Cornell J.H., Kaplan A.M.:Identification of biotransformation products from 2,4-dinitrotoluene. Appl. Environ. Microbiol. (1978) 35, str. 945-948.

66. Mc Cormic N.G., Focherry F.E., Levinson H.S.:Microbial transformation of 2,4,6-trinirotoluene and other nitroaromatic compunds. Appl. Environ. Microbiol. (1976) 31, str.949-958.

67. Kaplan D.L., Kaplan A.M.:Thermophilic biotransformation of 2,4,6-trinitrotoluene under smulated composting conditions. Appl. Environ. Microbiol. (1982) 44, str.757-760.

68. Boopathy R., Kupla C.F., Wilson M.:Metabolism of 2,4,6-trinitrotoluene (TNT) by Desulfovibrio sp. (B.strain). Appl. Microbiol. Biotechnol. (1993) 39, str.270-275.

69. Kamiński L., Demsa D., Low E.: Biodegradation of 2,4,6-trinitrotoluene-contaminaed solis by two different aerated compost systems. Appl. Microbiol. Biotechnol. (1996) 44, str.795-800.

70. Vanderberg L.A., Perry J.J., Unkefer P.J.: Catabolism of 2,4,6-trinitrotoluene by Mycobacterium vaccae. Appl. Microbiol. Biotechnol. (1995) 43, str.937-945.

71. Anson J.G.,Mackinnon G.: Novel Pseudomonas plasmid involved in aniline degradation. Appl. Environ. Microbiol. (1984) 48, str.868-869.

72. Latorre J., Reineke W., Knackmus H.-J.:Microbial metabolism of chloroanilines:enhanced evolution by natural genetic exchange. Arch. Microbiol. (1984) 140, str.159-165.

73. Reber H., Hel V., Karanth N.G.K.: Comparative studies on the metabolism of aniline and chloroanilines by Pseudomonas multivorans strain An 1.Eur. J. Appl. Microbiol. (1979) 7, str.181-189.

74. Sandermann H., Werner Heller.,Hertkorn.,Hoque E.,Dietmar Pieper .,Winkler R.: A nev intermediate in the mineralization of 3,4-dichloroaniline by the white rot fungus Phanerochaete chrysosporium .Appl. Environ. Microbiol.(1998) 64 str.3305-3312.

21

---