DSC07135 (2)

58

—    po zlaniu płynu Lugola preparat odbarwić alkoholem etylowym, aż spływające krople będą bezbarwne (około 20 sekund),

—    preparat spłukać wodą bieżącą,

-    dobarwić roztworem fuksyny lub safraniny przez 30 sekund,

-    spłukać wodą i osuszyć.

Barwienie metodą Grama należy przeprowadzać na hodowlach 18-24-godzinnych. W starych komórkach zdolność do tworzenia trwałego kompleksu z fioletem zmniejsza się. Niektóre bakterie, których część komórek barwi się na fioletowo, a część na czerwono noszą nazwę gramozmiennych.

BARWIENIE PRZETRWALNIKÓW

Budowa przetrwału i ków, a szczególnie obecność wielowarstwowych błon powoduje, że przetrwalniki należą do słabo barwiących się i konwencjonalne metody nie dają efektu. W zabarwionych komórkach Widoczne są jako

■ bezbarwne obszary (ryc. 28). Barwniki mogą przenikać do wnętrza po podgrzaniu preparatu. Nieprzepuszćzalność    ściany

przetrwalnika zapobiega ich odbarwianiu podczas płukania wodą czy alkoholem. Dlatego stosuje się barwienie kontrastowe przetrwalników i komórek (wegetatywnych.

Barwienie przetrwalników metodą Schaeffera-Fultona:

— utrwalony preparat zalać 5-procen-towym wodnym roztworem    zieleni

»    ™ o .    „ ...    malachitowej na 5 minut, po czym nie zlewa-

różne kształty przetrwalników jąć barwnika, delikatnie podgrzać preparat palnikiem od spodu do n)omentu ukazania się obłoczka pary. Podgrzewanie powtarza się 3-krotnie, nie dopuszczając do odparowania barwnika,

-    po skończonym ogrzewaniu preparat spłukać delikatnym strumieniem wody w czasie ok. 30 sekund,

-    następnie preparat dobarwić X),5-p'rocentowym roztworem safraniny w czasie 30 sekund,

-    po zakończonym barwieniu, preparat spłukać wodą i osuizyć.

Przetrwalniki barwią się na zielono, a komórki wegetatywne na czerwono.

Metoda Schaeffera-Fultona jest jedną z kilku metod barwienia przetrwalników.

Do znanych metod barwienia /Jozofjrgo należą mewy barwienu faktem zawierających w swych ścianach duże flofci tłuszczu i woików B^kne te zabarwione na gorąco barwnikiem nie odbarwiają uę poi dziaUgwem aifcohoŁu i silnych kwasów mineralnych. Noszą one nazwę tataera afadaato--kwaso-opornych. Dla tej grupy najczyściej polecana beat metoda barwiema prątków Ziehl-Neelsena, w której podstawowym bafWf.(i jen* jest iafcaywa karbolowa.

Wiele innych metod barwienia, głównie złożonego, pozwala na obserwacje określonych struktur komórkowych takich, jak ściana komórkowa, ladrlnobl substancje zapasowe, rzęski, otoczki. Odrębną grupę stanowią metody wyk r* -wania substancji zapasowych.

BARWIENIE OTOCZEK

Wykrywanie obecności otoczek wymaga specjaMch metod Należy w wymienić barwienie negatywne, które polega na wybatwumu tła prr> czvm otoczki pozostają nie zabarwione.

Na szkiełko przedmiotowe nanosi się kropię zswidsim drab*ou8tro«ó» ? kroplę nigrozyny lub tuszu. Używając drugiego szJdjs&a pradmKftoweęa wykonuje się rozmaz i suszy na powietrzu. Preparat po ujynrt—erm jest gomor* do oglądania. Na ciemnym tle są widoczne jasne komórki z otoczkami

Inną metodą jest barwienie różnicujące według Ant famy 'ego « modx fikacyt Tylera. Rozmaz komórek, po wysuszeniu na powietrza«karwatemu. barwi nę 4 do 7 minut fioletem krystalicznym wg Anthmy^ego-Tylera Barwnik zlewa iaę i preparat zmywa roztworem siarczanu miedzi, Otetzt [m jjimift barwą niebieskofioletową, a komórki są oemnoniebie&ie.

WYKRYWANIE KROPELEK TŁUSZCZU

Rozmaz bakterii po utrwaleniu zalać 0.3-proocmoanmi aMCwwatau miana czarnego (B) na czas od 5 do 15 nu nut. W razie pjraby nkti bwwwA uzupełnić na szkiełku. Po złanni barwinka preparat    hfrw&ą .

mikroskopować z użyciem immcrsji. Kropie tłuszcza są graajftuwocaarer