Rola metaloproteinaz w chorobach przyzębia. Przegląd literatury
Małgorzata Nędzi-Góra, Renata Górska
z Zakładu Chorób Błony Śluzowej i Przyzębia Instytutu Stomatologii Akademii Medycznej w
Warszawie
Kierownik Zakładu: prof. dr hab. n. med. Renata Górska
Zapalenie przyzębia (periodontitis) charakteryzuje się postępującą destrukcją tkanki łącznej:
dziąsła, ozębnej oraz kości wyrostka zębodołowego. W obrazie klinicznym obserwuje się
utratę przyczepu łącznotkankowego, powstawanie kieszonek przyzębnych, rozchwianie
zębów, a w RTG poziome i pionowe ubytki kości wyrostka zębodołowego. Etiopatogeneza
różnych postaci choroby nie jest do końca wyjaśniona. Chociaż bakterie płytki nazębnej są
ważnym czynnikiem wpływającym na destrukcję przyzębia, co potwierdzają wszystkie badania
etiologiczne, to w żadnym wypadku nie można ich uznać za czynnik jedyny i rozstrzygający.
Choroba przyzębia rozwija się w wyniku zakłócenia równowagi pomiędzy oddziaływującymi na
tkanki przyzębia drobnoustrojami płytki nazębnej, a mechanizmami obronnymi gospodarza,
które z kolei są modyfikowane przez czynniki ryzyka.
Bakterie płytki nazębnej [głównie G ( ) pałeczki beztlenowe] inicjują procesy destrukcyjne.
Lipopolisacharydy (endotoksyny), które są głównym składnikiem ściany komórkowej bakterii G
( ) pobudzają komórki układu białokrwinkowego gospodarza: granulocyty, limfocyty, a głównie
komórki o jądrach wielokształtnych  a granulocyty też do nich należą  monocyty/makrofagi,
do produkcji cytokin (18).
Cytokiny są mediatorami reakcji zapalnych i immunologicznych. Stymulują zarówno procesy
prowadzące do degradacji tkanek (tzw. cytokiny prozapalne), jak i reakcje niezbędne do ich
gojenia (tzw. cytokiny przeciwzapalne). Są więc odpowiedzialne za utrzymanie równowagi
pomiędzy tymi procesami. W zapaleniach przyzębia dorosłych makrofagi aktywowane
składnikami płytki wydzielają więcej cytokin prozapalnych. Należą do nich głównie: IL-1 i TNF-
ą (3). Dominującą cytokiną w zapaleniu przyzębia jest IL-1. Pobudza chemotaksję neutrofilów i
monocytów, powoduje aktywację limfocytów i osteoklastów oraz pobudza komórki gospodarza
(neutrofile, komórki nabłonka, fibroblasty) do zwiększenia produkcji enzymów degradujących
tkanki przyzębia.
Według Birkedal Hansen H. (3, 9) są dwie różne drogi niszczenia macierzy
zewnątrzkomórkowej tkanek przyzębia. Droga zewnątrzkomórkowa zależna jest od
plazminogenu i metaloproteinaz, które niszczą elementy niezmineralizowane macierzy oraz
osteoklastów, które niszczą zmineralizowane elementy macierzy zewnątrzkomórkowej. Droga
wewnątrzkomórkowa związana jest z fagocytozą i proteinazami lizosomalnymi.
Obecnie uważa się, że za degradację macierzy zewnątrzkomórkowej tkanki łącznej struktur
przyzębia odpowiedzialne są enzymy proteolityczne pochodzące z tkanek gospodarza. Należą
do nich: katepsyny, tryptazy, proteinazy tryptynopodobne, elastazy, a przede wszystkim
metaloproteinazy, które pełnią kluczową rolę w procesie niszczenia (9, 20). Metaloproteinazy
(MMPs-matrix metalloproteinases), nazywane są również kolagenazami (colagenases) lub
matryksynami (matrixins) (19). W warunkach fizjologicznych MMPs sÄ… odpowiedzialne za
przebudowÄ™ tkanki Å‚Ä…cznej. Ich poziom wzrasta w chorobach zwiÄ…zanych z patologicznÄ…
przebudową i degradacją macierzy tkanki łącznej, takich jak: reumatoidalne zapalenie stawów,
osteoarthritis, autoimmunologiczne choroby pęcherzowe skóry, owrzodzenia rogówki, sclerosis
multiplex, atherosclerosis oraz zapalenie przyzębia. Odgrywają również rolę w inwazji
przerzutowych komórek nowotworowych oraz angiogenezie (22).
Geny metaloproteinaz ulegają ekspresji prawie we wszystkich komórkach obecnych w
przyzębiu, tak stacjonarnych  fibroblastach, keratynocytach, makrofagach, komórkach
endotelialnych, jak i w komórkach nacieku zapalnego  monocytach oraz leukocytach PMN
(3). Golub i wsp. (9) wykazali, że MMPs wydzielane przez komórki dziąsła pacjentów z
zapaleniem przyzębia dorosłych pochodzą głównie z komórek nacieku zapalnego (leukocytów
jednojądrzastych), a nie z komórek stacjonarnych. Fakt, że ogniska zapalne w chorobach
przewlekłych, np. zapaleniu przyzębia lub reumatoidalnym zapaleniu stawów są nacieczone
leukocytami jednojądrzastymi również świadczy o tym, że komórki te współuczestniczą w
degradacji tkanki Å‚Ä…cznej w tych chorobach (11a).
Za destrukcję tkanki łącznej w chorobach przyzębia odpowiedzialne są głównie MMP-8 i
MMP-9 pochodzenia neutrofilowego oraz MMP-13 wydzielana przez komórki nabłonka
dziąsłowego (również wewnętrznego), który w zapaleniu przyzębia wrasta do podnabłonkowej
tkanki łącznej, co wiąże się z degradacją macierzy kolagenowej oraz włókien kolagenowych
więzadła przyzębnego. Ingman i wsp. (1996) wykazali, że MMP-8 i MMP-9 są głównymi
kolagenazami i żelatynazami w płynie kieszonek dziąsłowych u pacjentów z zapaleniem
przyzębia dorosłych, natomiast podwyższony poziom MMP-1 wykrywali w płynie kieszonek
dziąsłowych u pacjentów z młodzieńczym zapaleniem przyzębia. Badania Goluba i wsp.
(1997) oraz Nomury i wsp. (1998) również potwierdziły, że MMP-8 jest wiodącą
metaloproteinazą w płynie kieszonek dziąsłowych pacjentów z zapaleniem przyzębia
dorosłych.
Głównymi cytokinami stymulujÄ…cymi wydzielanie MMPs sÄ… IL-1 (głównie jej postać ²) oraz
TNF-Ä…. Nakaya i wsp. (1997) wykazali, że IL-1² stymuluje wydzielanie MMP-3 przez komórki
ludzkiego więzadła przyzębnego, regulując je zarówno na poziomie mRNA, jak i produkcji
biaÅ‚ka. Inne cytokiny, np. TGF-², PGE 2 sÄ… supresorami produkcji MMPs (Page RC 1991) i
antagonistami IL-1 (Van der Zee i wsp. 1997). Należy również zwrócić uwagę na fakt, że różne
typy komórek nie reagują tak samo na tą samą cytokinę, oraz że cytokiny mogą działać wobec
siebie synergistycznie lub antagonistycznie (3).
Zdolność wydzielania kolagenaz posiadają również niektóre bakterie G( ) związane z
agresywnymi postaciami zapalenia przyzębia, np. Porphyromonas gingivalis. De Carlo i wsp.
(1998) wykazali, że proteinazy pochodzenia bakteryjnego mogą stymulować ludzkie komórki
nabłonka oraz fibroblasty do produkcji MMPs.
Metaloproteinazy macierzy stanowią rodzinę metalozależnych (Zn 2+ i Ca 2+ zależnych)
endopeptydaz (2, 3). Badania Okady i wsp. (1986) dowodzą, że metaloproteinazy przy braku
jonów Ca 2+ nie wykazują żadnej aktywności. Jest to proces odwracalny, ponieważ dodanie
jonów wapnia przywraca aktywność MMPs (25).
Enzymy są produkowane i wydzielane w nieaktywnej, latentnej proformie, a następnie są
aktywowane w środowisku zewnątrzkomórkowym. Aktywacja polega na utracie peptydu o
masie 10 kDa z N-terminalnego regionu proteiny  rozerwaniu wiązania Zn 2+ cysteiny, która
blokuje reaktywność miejsca aktywnego enzymu (Birkedal Hansen H. 1993). Niezbędnym
warunkiem do pobudzenia komórek do produkcji MMPs jest obecność kolagenu.
Aktywność proteolityczna metaloproteinaz zależy od pH tkanki (11). Większość MMPs działa
w pH neutralnym lub lekko zasadowym (11, 19, 21). Korostiff i wsp. (2000) obserwowali
maksymalną aktywność proteolityczną MMPs w pH = 8. Warto zwrócić uwagę, że inne
proteazy są aktywne w środowisku kwaśnym ( zapalnym ) (11).
Na podstawie specyficzności substratu oraz biochemicznej struktury MMPs dzieli się
obecnie na trzy główne grupy:
1. specyficzne kolagenazy  rozszczepiają kolagen śródmiąższowy (I, II, III, VII, VIII, X),
oraz gelatynę; należą do nich MMP-1 czyli FIB-CL (Fibroblast-type-Collagenase) oraz MMP-8
czyli PMN-CL (PMN-type Collagenase);
2. żelatynazy  degradują kolageny typu IV, V, VII, IX, fibronektynę, elastynę oraz działają
synergistycznie z kolagenazami przez degradację denaturowanego kolagenu (żelatyny);
należą do nich MMP-2 czyli Mr 72K GL (Mr 72K Gelatinase/Type IV Collagenase) oraz MMP-9
czyli Mr 92K GL (Mr 92K Gelatinase/Type IV Collagenase);
3. stromielizyny  mają szeroką specyficzność i degradują kolageny błony podstawnej oraz
proteoglikany i glikoproteiny macierzy; należą do nich MMP-3 czyli SL-1 (Stromelysin-1) oraz
MMP-10 czyli SL-2 (Stromelysin-2).
Inne metaloproteinazy nie zakwalifikowane do powyższych grup to: matrylizyna,
metaloelastaza, metaloproteinaza typu błonowego, PUMP-1 (3, 19, 21).
Metaloproteinazy odgrywają również rolę w resorpcji kości, który to proces jest zależny od
IL-1 oraz TNF-ą. Badania wskazują, że osteoblasty stymulowane czynnikami resorpcji kości
(np. PTH) produkujÄ… FIB-CL. Nie stwierdzono wydzielania MMPs przez osteoklasty.
Obserwacje prowadzą do hipotezy, że MMPs są wczesnym kluczem resorpcji kości poprzez
rozkładanie tkanki łącznej ozębnej oraz warstwy niezmineralizowanej osteoidu, co daje dostęp
osteoklastom do zmineralizowanych fragmentów kości (3).
Według Birkedal Hansen H. (1993) regulacja stężenia i aktywności MMPs w tkankach
zachodzi na kilku poziomach:
a) na poziomie transkrypcji przez cytokiny (IL-1, TNF-Ä…), hormony (PTH), produkty
bakteryjne (LPS);
b) na poziomie sekwestracji enzymów do pęcherzyków wewnątrzkomórkowych;
c) na poziomie aktywacji proenzymu (jony metali, oksydanty, detergenty, inne enzymy
proteolityczne, plazmina);
d) na poziomie specyficzności substratu;
e) poprzez pH środowiska;
f) przez tkankowe inhibitory proteinaz (TIMP (tissue inhibitors of metalloproteinases) oraz
inhibitory proteaz serynowych  serpiny).
W warunkach fizjologicznych poziom MMPs jest regulowany przez naturalne tkankowe
inhibitory metaloproteinaz  TIMPs (19). Destrukcja tkanek w chorobach przebiegajÄ…cych ze
zwiększonym poziomem MMPs często jest wynikiem zachwiania równowagi pomiędzy
poziomem MMPs i TIMPs (20).
Głównym inhibitorem jest TIMP-1  glikoproteina o masie 30 kDa produkowana przez
większość komórek. Drugim jest TIMP-2, nieglikozylowana proteina produkowana przez
fibroblasty i komórki endotelialne, która ma zdolność wiązania z progelatynazą A i kontroluje
jej aktywację. Ekspresja TIMPs jest również regulowana przez cytokiny, głównie przez IL-1
(21). TIMPs tworzÄ… klasyczne niekowalentne wiÄ…zania, tworzÄ…c dwuczÄ…steczkowe kompleksy
z aktywnÄ… formÄ… MMPs i czasami z latentnymi prekursorami MMPs. RegulujÄ… degradacjÄ™
macierzy zewnątrzkomórkowej zarówno przez eliminację proteinaz, jak i blokadę aktywacji
MMPs (3). Na początku lat 80-tych Golub i wsp. zwrócili uwagę na istnienie pozaustrojowych
inhibitorów metaloproteinaz. Wykazali oni, że antybiotyki należące do grupy tetracyklin (niskie
dawki doxycykliny  20 mg 2 x na dobę) mają działanie hamujące aktywność niszczących
tkanki metaloproteinaz. Działanie to jest niezależne od efektu antybakteryjnego, są to bowiem
tzw. subantimicrobial dose of doxycycline  SDD (1). Nip i wsp. (1993) wykazali, że nie tylko
doxycyklina, ale również oksytetracyklina, minocyklina i dwa inne związki  analogi tetracyklin
nie wykazujące aktywności antybakteryjnej hamują aktywność MMPs produkowanych przez
komórki nabłonka. Związki te określane są jako modyfikowane nieantybakteryjne pochodne
tetracyklin  CMTs (chemically-modified non-antimicrobial analogs of tetracyclines) (23).
Należą do nich np. CMT-1 (4-dedimethylaminotetracycline) oraz CMT-2 (4-hydroxy-4-
dedimethylaminotetracycline). Nip i wsp. (1993) wykazali, że doxycyklina jest silniejszym
inhibitorem niż CMTs. Gendron i wsp. (1999) sugerują, że zdolność hamowania aktywności
metaloproteinaz posiada również chlorheksydyna.
Nakaya i wsp. (2000) wykazali, że tiludronat (bisphosphonat stosowany w leczeniu choroby
Pageta) hamuje aktywność MMPs i zasugerowali, że lek ten również może być stosowany w
leczeniu zapalenia przyzębia.
Mechanizm działania syntetycznych inhibitorów MMPs nie jest do końca wyjaśniony.
Przypuszcza się, że może tu odgrywać rolę zdolność tetracyklin oraz dwufosforanów do
tworzenia kompleksów z wapniem oraz cynkiem (chelatowania jonów wapnia i cynku), które są
niezbędnymi pierwiastkami dla prawidłowego funkcjonowania MMPs. Hipotezę tę potwierdzają
obserwacje, że nadmiar jonów wapnia, a przede wszystkim jonów cynku może odwrócić
inhibicję enzymu przez tetracykliny (15). Drogą działania tetracyklin może być blokada
konwersji latentnych proteaz do form aktywnych (11). W 1997 roku Golub i wsp. po raz
pierwszy zademonstrowali na przypadkach ludzkich równoczesną redukcję nadmiernej
aktywności MMPs z jednoczesną redukcją degradacji fragmentów kolagenu przez
doksycyklinÄ™.
W 1998 roku FDA w USA zatwierdziÅ‚a Periostat® (doxycyklina 20 mg) do użycia w
połączeniu ze skalingiem i wygładzeniem powierzchni korzeni w leczeniu zapalenia przyzębia.
Syntezę metaloproteinaz hamują również cytokiny przeciwzapalne, np. IFN-ł, IL-4 (są one
stosowane w leczeniu reumatoidalnego zapalenia stawów), jak również Dexamethazon i
Indometacyna. Związki te hamują wytwarzanie PGE-2 i cAMP, które pośredniczą w
wytwarzaniu MMPs (11a).
Rola jaką metaloproteinazy pełnią w rozwoju zapalenia przyzębia skłoniła również autorów
do opracowania testów specyficznych dla MMPs w celu monitorowania przebiegu choroby i jej
leczenia. Dla przykładu w teście chair-side wykorzystano przeciwciała monoklonalne dla MMP-
8 (24). Chen i wsp. (2000) wykazali, że poziom MMP-8 w płynie kieszonek dziąsłowych
(oznaczany metodami immunofluorometrii) koreluje z parametrami klinicznymi (GI, BI) i może
być użyty do monitorowania stanu przyzębia w trakcie leczenia. Z kolei w teście FSA
(fluorogenic matrix metalloproteinase substrate assay) wykorzystano septapeptyd, analog
kolagenu, który wykazuje fluorescencję w następstwie rozkładu przez enzymy proteolityczne
(25).
Materiał badany dla określenia stężenia lub aktywności MMPs stanowi zazwyczaj płyn
kieszonki dziąsłowej (gingival cervicural fluid  GCF), czasami ślina (10), a w badaniach
naukowych  materiał biopsyjny, pobrany w trakcie zabiegów chirurgicznych na przyzębiu (20).
Metaloproteinazy oznaczane są przy użyciu testów ELISA, specyficznych przeciwciał
monoklonalnych i poliklonalnych, metod immunofluorescencji bezpośredniej i pośredniej.
PodsumowujÄ…c, metaloproteinazy odgrywajÄ… obecnie kluczowÄ… rolÄ™ w etiopatogenezie
zapalenia przyzębia. Wydają się być głównym czynnikiem, bezpośrednio odpowiedzialnym za
degradacjÄ™ tkanki Å‚Ä…cznej struktur podtrzymujÄ…cych zÄ…b.
Poznanie mechanizmu ich działania pozwoliło opracować testy służące do monitorowania
przebiegu choroby i jej leczenia.
Wykrycie naturalnych i pozaustrojowych związków wpływających na stężenie i aktywność
MMPs w tkankach przyzębia dało początek badaniom nad opracowaniem modelu
wspomagającego leczenia farmakologicznego w zapaleniu przyzębia, z użyciem niskich
dawek tetracyklin.
Piśmiennictwo
1. Ashley R.A.: Clinical trials of a matrix metalloproteinase inhibitor in human periodontal disease. SDD
Clinical Research Team. Ann N.Y. Acad. Sci. 1999 Jun, 878:335-46. 2. Birkedal Hansen H.: Role of
cytokines and inflammatory mediators in tissue destruction. J. Periodontal. Res. 1993 Nov, 28, 6 Pt
2:500-10. 3. Birkedal Hansen H.: Role of matrix metalloproteinases in human periodontal diseases. J.
Periodontol. 1993 May, 64:5 Suppl., 474-84. 4. Birkedal Hansen H. et al.: Matrix metalloproteinasis: a
review. Cit. Rev. Oral Biol. Med. 1993, 4:2, 197-250. 5. Chen H.Y. et al.: Matrix metalloproteinase-8
levels and elastase activities in gingival crevicular fluid from chronic adult periodontitis patients. J. Clin.
Periodontol. 2000 May, 27:5, 366-9. 6. De Carlo et al.: Induction of matrix metalloproteinases and a
collagen-degrading phenotype in fibroblasts and epithelial cells by secreted Porphyromonas gingivalis
proteinases. J. Periodontal. Res. 1998 Oct, 33:7, 408-20. 7. Gendron R. et al.: Inhibition of activities of
matrix metalloproteinases 2, 8 and 9 by chlorhexidine. Clin. Diagn. Lab. Immunol. 1999 May, 6:3, 437-
9. 8. Golub L.M. et al.: A matrix metalloproteinase inhibitor rediuses bone-type collagen degradation
fragments and specific collagenases, Inflamm. Res. 1997 Aug, 46:8, 310-9. 9. Glub L.M. et al.:
Doxycycline inhibits neutrophil (PMN)-type matrix metalloproteinases in human adult periodontitis
gingiva. J. Clin. Periodontol. 1995 Feb, 22:2, 100-9. 10. Ingman T. et al.: Matrix metalloproteinases and
their inhibitors in gingival crevicural fluid and saliva of periodontitis patient. J. Clin. Periodontol. 1996
Dec, 23:12, 1127-32. 11. Korostoff J.M. et al.: Analysis of in situ protease activity in chronic adult
periodontitis patients: expression of activated MMP-2 and a 40-kDa serine protease. J. Periodontol.
2000 Mar., 71:3, 353-60. 11a. Larry M., Corcoran W. and M.: Regulation of Monocyte/Macrophage
Metalloproteinase Production by Cytokines. J. Periodontol. 1993, 64: 467-473. 12. Lee H.M. et al.: Ä…-1
Proteinase inhibitor in gingival crevicural fluid of humans with adult periodontits; serpinolytic inhibition
by doxycycline. J. Periodontal. Res. 1997 Jan, 32:1 Pt 1, 9-19. 13. Nakaya H. et al.: Effects of
interleukin-1 beta on matrix metalloproteinase-3 levels in human periodontal ligament cells. J.
Periodontol. 1997 Jun, 68:6, 517-23. 14. Nakaya H. et al.: Effects of Bisphosphonate on Matrix
Metalloproteinase Enzymes in Human Periodontal Ligament Cells. J. Periodontol. 2000, 71:1158-1166.
15. Nip L.H. et al.: Inhibition of epithelial cell matrix metalloproteinases by tetracyclines. J. Periodontal.
Res. 1993 Sep, 28:5, 379-85. 16. Nomura T. et al.: Tissue inhibitors of metalloproteinase level and
collagenase activity in gingival crevicular fluid: the relevance to petiodontal diseases. Oral Dis. 1988
Dec, 4:4, 231-40. 17. Page R.C.: Periodontal therapy: prospects for the future. J. Periodontol. 1993
Aug, 64:8 Suppl. 744-53. 18. Page R.C.: The role of inflammatory mediators in the pathogenesis of
periodontol diseases. J. Periodontal. Res. 1991 May, 26:3 Pt 2, 230-42. 19. Reynolds J.J.:
Collagenases and tissues inhibitors of metalloproteinases: functional balance in tissue degradation.
Oral Dis. 1996 Mar, 2:1, 70-6. 20. Reynolds J.J., Meikle M.C.: The funcional blance of
metalloproteinases and inhibitors in tissue degradation: relevance to oral pathologies. J. R. Coll. Surg.
Edinb. 1997 Jun, 42:3, 154-60. 21. Reynolds J.J. et al.: Connective tissue degradation in health and
periodontal disease and the roles of metalloproteinases and their natural inhibitors. Adv. Dent. Res.
1994 Jul, 8:2, 312-9. 22. Skotnicki J.S. et al.: Design and synthetic considerations of matrix
metalloproteinase inhibitors. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1999 Jun, 878, 61-72. 23. Sorsa T. et al.: Effects of
tetracyclines on neutrofil, gingival and salivary coolagenases. A functional and western-blot
assessment with special reference do their cellular sources in periodontol diseases. Ann. N. Y. Acad.
Sci. 1994 Sep, 732, 112-31. 24. Sorsa et al.; Scientific basis of matrix metalloproteinase-8 specific
chair-side test for monitoring periodontal and peri-implant health and disease. Ann. N. Y. Acad. Sci.
1999 Jun, 878, 130-40. 25. Bhide M. et al.: Use of Fluorogenic Septapeptide Matrix Metalloproteinase
Assay to Assess Responses to Periodontal Treatment. J. Periodontol. 2000, 71:690-700. 26. van der
Zee E. et al.: Cytokines modulate routes of collagen breakdown. Review with special emphasis on
mechanisms of collagen degradation in the periodontium and the burst hypothesis of periodontal
disease progression. J. Clin. Periodontol. 1997 May, 24:5, 297-305.
Nowa Stomatologia  zeszyt 15 (1/2001)