Laboratoryjna diagnostyka pasożytów opiera się na następujących zasadach:
-Właściwy wybór materiału do badania bezpośredniego i pośredniego
-Właściwy wybór diagnostycznej metody badania danego materiału (zagęszczanie, utrwalanie, barwienie)
-Znajomość stadiów rozwojowych pasożyta mogących występować w badanym materiale oraz znajomość cech gatunkowych pasożyta
-Wykluczanie określonej inwazji pasożytniczej dopiero po kilkakrotnym (co najmniej 3-krotnym) badaniu materiału.
Materiał diagnostyczny Tkanki, Płyny ustrojowe, Wydaliny i wydzieliny
Najczęściej bada się: Kał, Krew, Wydzielinę pochwową , Treść dwunastnicy, Ślinę, plwocinę, Zeskrobiny błon śluzowych, Płyn mózgowo-rdzeniowy, Materiał z punkcji i biopsji, Wycinki tkanek pobrane przyżyciowo lub w czasie sekcji
Metody bezpośrednie Stosuje się je w celu stwierdzenia obecności pasożyta w badanym materiale i określenia jego przynależności gatunkowej. Obejmują on
Preparaty bezpośrednie - np. rozmazy kału, krwi, przyżyciowe lub barwione po utrwaleniu
-Metody zagęszczające pasożyty - np. sedymentacyjne,
-Metody hodowlane - polegające na namnażaniu pasożyta na podłożach sztucznych lub w ciele zwierząt laboratoryjnych.
Metody pośrednie
Swoiste - celem ich jest wykazanie reakcji immunologicznej ze strony żywiciela, będącej odpowiedzią na inwazję pasożytniczą (np. oznaczanie poziomu przeciwciał w surowicy krwi).
Nieswoiste - obejmują one badania hematologiczne, histologiczne, histopatologiczne, radiologiczne lub USG, których wyniki np. eozynofilia krwi mogą pośrednio świadczyć o inwazji pasożytniczej.
Badania koproskopowe. Przy pobieraniu kału należy przestrzegać następujących zasad:
Kał pobierać do czystych, suchych naczyń lub na czysty papier a następnie (najlepiej całą wydaloną porcję) przenosić do naczyń odpowiednich do transportu. •Po podaniu środków przeczyszczających pobierać kał w kolejnych porcjach do ponumerowanych naczyń i bezpośrednio dostarczyć do laboratorium. •Chronić kał przed zamarznięciem. •Normalny kał pobierać do badania co najmniej 2-3 krotnie, w odstępach kilkudniowych. Jeżeli wyniki badań są ujemne, pobrać kał po podaniu środków przeczyszczających.
Płyny utrwalające
Formalina 5% i 10% - trwale konserwuje jaja, larwy robaków i cysty pierwotniaków, nie konserwuje trofozoitów.
PVA (utrwalacz poliwinylowy) - konserwuje jaja, larwy robaków oraz trofozoity i cysty pierwotniaków. Jest trwały i odpowiedni do barwienia różnymi metodami. Odczynnikiem tym utrwalać można nie tylko cały materiał diagnostyczny, ale również rozmazy, które barwi się bezpośrednio lub po pewnym czasie hematoksyliną.
MJF (roztwór mertiolatu, jodu i formaliny) - konserwuje jaja, larwy oraz trofozoity. Jest nieodpowiedni do sporządzania preparatów trwałych barwionych.
PAF (roztwór fenolu, alkoholu i formaliny) - charakteryzuje się podobnymi właściwościami jak MJF.
Makroskopowe badanie kału
Materiał diagnostyczny umieszcza się w zlewce lub na płytce Petriego, rozcieńcza wodą i dekantuje
Pasożytów poszukuje się w osadzie za pomocą lupy i igieł preparacyjnych lub cedzi się zawiesinę kału przez gazę lub sitka
Wyizolowane z kału robaki bada się najpierw gołym okiem lub za pomocą lupy w płynie fizjologicznym
W celu uwidocznienia szczegółów budowy anatomicznej nicieni dodaje się do wody barwniki np. czerwień obojętną, błękit metylenowy
Przywry i człony tasiemców z rodziny Taenidae należy przed badaniem spłaszczyć, umieszczając je między dwoma szkiełkami podstawowymi
Preparat można prześwietlić wprowadzając między szkiełka parę kropli 5% kwasu octowego lub gliceryny
W razie problemów z ustaleniem przynależności gatunkowej pasożyta wykonuje się preparaty trwałe
Przed utrwaleniem robaki płucze się w ciepłym roztworze fizjologicznym NaCl lub przechowuje w chłodni w celu rozkurczenia wora skórno - mięśniowego.
Barwnik na ogół słabo przenika przez oskórek nicieni, dlatego utrwalonych okazów zazwyczaj się nie barwi, tylko prześwietla, np. w ksylenie lub olejku cedrowym i zamyka w balsamie kanadyjskim.
Robaki płaskie utrwala się w płynie Bouina lub mieszaninie alkoholu i formaliny, umieszczając je w butelce z utrwalaczem lub rozciągając między szkiełkami podstawowymi, między które wkrapla się utrwalacz pipetą.
Czas utrwalania zależnie od grubości preparatu wynosi 0,5-3h
Utrwalone okazy można przechowywać w 70% alkoholu lub sporządzać z nich preparaty trwałe barwione
Do barwienia robaków płaskich używa się : karminu ałunowego (małe przywry i proglotydy tasiemców), karminu boraksowego (większe przywry i tasiemce), karminu z kwasem mlekowym (tasiemce) oraz hematoksyliny ałunowej lub kwaśnej (mniejsze robaki).
Po zabarwieniu preparaty odwadnia się w szeregu alkoholi o wzrastających stężeniu aż do alkoholu absolutnego, prześwietla w ksylenie, olejku goździkowym lub cedrowym i zamyka w balsamie kanadyjskim.
Robaki obłe utrwala się w płynie Barbagallo, mieszaninie alkoholu z glicerolem (drobne nicienie), płynie Zenkera, w ciepłej 5-10% formalinie z dodatkiem gliceryny (duże nicienie), w ciepłym 70% alkoholu lub wodnym roztworze gliceryny.
Celem tych badań jest wykrycie trofozoitów i cyst pierwotniaków oraz jaj, larw i postaci dojrzałych robaków pasożytniczych. Zwraca się również uwagę na komórki żywiciela i pewne twory, których obecność może być związana z inwazją pasożytniczą np. erytrocyty świadczące o owrzodzeniach lub zmianach krwotocznych i naczyniowych, makrofagi świadczące o infekcji.
Mikroskopowe badanie kału w kierunku pierwotniaków
Rozmaz świeżego kału:
preparat mokry niebarwiony
preparat mokry podbarwiony (1% płyn Lugola, odczynnik Quensela)
preparat trwały barwiony
Gatunki pierwotniaków, które mogą występować w kale
Lamblia intestinalis - trofozoity i cysty
Chilomastix mesnili - trofozoity i cysty
Enteromonas hominis - trofozoity i cysty
Retortamonas intestinalis - trofozoity i cysty
Isospora hominis - oocysty
Isospora belli - oocysty
Entamoeba histolytica - trofozoity i cysty
Entamoeba coli - trofozoity i cysty
Entamoeba hartmanni - trofozoity i cysty
Entamoeba polecki - trofozoity i cysty
Endolimax nana - trofozoity i cysty
Dientamoeba fragilis - trofozoity
Iodomoeba bütschlii - trofozoity i cysty
Balantidium coli - trofozoity i cysty
Mikroskopowe badanie kału w kierunku robaków pasożytniczych
Badać można zarówno kał świeży, jak i utrwalony w płynach konserwujących
W badaniach helmintologicznych stosuje się najczęściej:
rozmaz bezpośredni
gruby rozmaz kału
metodę Kato i Miura
metody zagęszczające
wymazy z odbytu i odbytnicy
metody hodowli i izolowania larw z kału
ilościowe metody koproskopowe
Gruby rozmaz kału Około 50 mg kału miesza się na szkiełku podstawowym z kroplą płynu fizjologicznego lub wody, rozmazuje na powierzchni 2 x 4 cm, po czym suszy w cieplarce. Preparat bada się w małym powiększeniu mikroskopu, w kropli oleju parafinowego, który rozjaśnia obraz.
Metoda Kato i Miura 40-60 mg kału umieszcza się za pomocą igły preparacyjnej na czystym szkiełku podstawowym i przykrywa skrawkiem celofanu, wymoczonego uprzednio w ciągu 24 godzin w roztworze zawierającym wodę, glicerol i zieleń malachitową. Następnie za pomocą gumowego korka rozgniata się kał do odpowiednio grubego rozmazu i po godzinie w temperaturze pokojowej lub po 20-30 minutach w cieplarce bada się preparat w słabym powiększeniu mikroskopu.
Metody zagęszczające
Sedymentacyjne- Polegają na zanurzeniu badanego materiału w płynach o mniejszym ciężarze własnym, niż ciężar jaj, larw robaków i cyst pierwotniaków.
Flotacyjne- W metodach tych stosuje się płyny o większym ciężarze właściwym, niż ciężar cyst, jaj i larw, które w wyniku tego wypływają i gromadzą się na powierzchni płynu, skąd łatwo je pobrać do badania.
Metody zagęszczające sedymentacyjne
Sedymentacja z kwasem i eterem (Telemanna)
Sedymentacja z formaliną i eterem (Ritchie)
Sedymentacja z odczynnikiem MJF
Metody zagęszczające flotacyjne
Flotacja z roztworem chlorku sodu (Fülleborna)
Flotacja z roztworem siarczanu cynku (Fausta)
Wymazy z odbytu i odbytnicy
Wymazy należy wykonywać wcześnie rano lub późnym wieczorem, przed myciem i wypróżnieniem. Badanie przeprowadza się bezpośrednio po pobraniu materiału, a w przypadku jeśli nie jest to możliwe, można wymazy przez kilka dni, a nawet tygodni przechowywać w lodówce. Metodą wymazów wykrywa się jaja Enterobius vermicularis i Taenia sp.
Metoda przylepca celofanowego (Grahama)
Przezroczysty przylepiec celofanowy o długości 10 cm i szerokości 2 cm przykłada się lepką stroną w okolicy odbytu tak, aby uzyskać wymaz śluzu fałdów odbytniczych. Następnie taśmę przykleja się do szkiełka podstawowego i ogląda w małym powiększeniu mikroskopu.
Metoda pałeczki szklanej z celofanem (NIH)
Przygotowuje się pałeczki szklane z zaokrąglonym końcem, na którym owija się i przymocowuje gumką kawałek celofanu. Przeciwległy koniec wkłada się do korka i umieszcza w probówce. Ruchem obrotowym pałeczki wymazuje się dokładnie fałdy skóry i błony śluzowej odbytu. W laboratorium zdejmuje się pęsetą celofan z pałeczki, rozprostowuje między dwoma szkiełkami podstawowymi i ogląda w małym powiększeniu mikroskopu w kropli glicerolu z wodą.
Formy rozwojowe robaków pasożytniczych, które można wykryć badaniem mikroskopowym w kale
Fasciola hepatica - jaja
Fasciolopsis buski - jaja
Dicrocoelium dendriticum - jaja
Opisthorchis felineus - jaja
Clonorchis sinensis - jaja
Paragonimus westermani - jaja
Schistosoma haematobium - jaja
Schistosoma mansoni - jaja
Schistosoma japonicum - jaja
Diphyllobothrium latum - jaja
Dipylidium caninum - torebki maciczne
Taenia saginata - jaja
Taenia solium - jaja
Hymenolepis diminuta - jaja
Hymenolepis nana - jaja
Ascaris lumbricoides - jaja
Trichuris trichiura - jaja
Enterobius vermicularis - jaja
Strongyloides stercoralis - larwy
Ancylostoma duodenale - larwy, jaja
Necator americanus - jaja, larwy
Diagnostyka parazytologiczna pasożytów krwi
Preparat bezpośredni
Cienki rozmaz krwi
Gruby rozmaz krwi
Preparat bezpośredni
Świeżą kroplę krwi przykrywamy szkiełkiem nakrywkowym i oglądamy pod mikroskopem, zaczynając od małego powiększenia przez średnie i duże. W preparacie bezpośrednim poszukuje się świdrowców łatwo dostrzegalnych dzięki ich ruchowi.
Cienki rozmaz krwi
Kroplę krwi umieścić na brzegu suchego, odtłuszczonego szkiełka. Drugie szkiełko, większe od pierwszego o szlifowanej krawędzi przykłada się pod kątem około 30o, tak aby krawędź dotykała kropli, która po chwili rozpływa się na całej jej długości. Jednym zdecydowanym ruchem przesuwa się szkiełko pomocnicze w kierunku drugiego brzegu szkiełka podstawowego, uzyskując równomierny rozmaz krwi.
Gruby rozmaz krwi
2-3 krople pobrane na szkiełko podstawowe łączy się ze sobą i rozmazuje na powierzchni około 1 cm2. Następnie miesza się krew przez 30 sekund, wykonując ruchy obrotowe szkiełkiem, aby nie dopuścić do wytrącenia się włóknika. Gruby rozmaz pozwala na 15-20 -krotne zagęszczenie pasożytów na tej samej powierzchni w porównaniu z rozmazem cienkim.
Barwienie rozmazów krwi
Metoda Giemsy
Metoda Wrighta
Metoda barwienia oranżem akrydyny
Metoda barwienia zielenią metylową i pironiną
Metody immunologiczne
Polegają na wykazaniu reakcji immunologicznych ze strony gospodarza jako odpowiedzi na zarażenie. Pasożyty i ich produkty metabolizmu działając jako bodźce antygenowe mogą wyzwalać reakcje odpornościowe zarówno humoralne, jak i typu komórkowego.
Odczyny serologiczne polegające na wykrywaniu swoistych przeciwciał, prócz wartości diagnostycznej, mają duże znaczenie w dociekaniach epidemiologicznych. Szczególną wagę mają testy serologiczne o wysokim stopniu swoistości w badaniach epidemiologicznych na obszarach o słabym nasileniu endemii pasożytniczej.
1. Reakcje serologiczne z udziałem dopełniacza
- odczyn wiązania dopełniacza (OWD)
- odczyn lityczny (odczyn Sabina-Feldmana - OSF)
2. Odczyn aglutynacji bezpośredniej
3. Aglutynacja pośrednia lub bierna
4. Odczyn hemaglutynacji - OH
5. Odczyn immunofluorescencji pośredniej (OIF)
6. Test ELISA (Enzyme - Linked - Immunosorbent - Assay)
7. Immunodyfuzja, immunoelektroforeza
8. Odczyny skórne
OWD •Odczyn wiązania dopełniacza stosuje się do wykrywania swoistych przeciwciał w badanej surowicy przy użyciu znanego antygenu. Odczyn ten jest wykonywany w dwóch fazach. W fazie pierwszej łączy się badaną surowicę ze znanym antygenem. Jeżeli w surowicy znajdują się swoiste dla danego antygenu przeciwciała, to powstaje kompleks antygen-przeciwciało, który wiąże dodany dopełniacz.
Jeżeli w badanej surowicy brak swoistych przeciwciał, to kompleks antygen-przeciwciało nie powstaje i dopełniacz pozostaje w stanie wolnym.
W fazie drugiej do układu antygen-przeciwciało-dopełniacz dodaje się układ wskaźnikowy krwinka czerwona-hemolizyna. Jeżeli dopełniacz został uprzednio związany przez kompleks antygen-przeciwciało, to hemoliza krwinek nie wystąpi. Wynik będzie wówczas dodatni.
Jeżeli natomiast w badanej surowicy nie będzie poszukiwanych przeciwciał, to kompleks antygen-przeciwciało nie powstanie. Wolny dopełniacz zwiąże się z układem wskaźnikowym krwinka czerwona -hemolizyna, co spowoduje hemolizę. Wynik będzie wówczas ujemny.
Dopełniacz - czyli komplement, jest to nieswoisty składnik krwi zwierząt stałocieplnych, bardzo wrażliwy na temperaturę. Unieczynnia (inaktywuje) się go przez ogrzewanie 30 min. w temp. 56oC. Powoduje rozpuszczanie bakterii (bakteriolizę) związanych ze swoistym przeciwciałem, a także rozpuszczanie czerwonych krwinek (hemolizę) związanych ze swoistym przeciwciałem przeciwko tym krwinkom - tzw. hemolizyną, inaczej amboceptorem.
Test ELISA
Jest to próba wykonywana zwykle w fazie stałej. Stosowane w niej enzymy powinny być łatwo rozpuszczalne, stabilne, łatwo łączyć się z białkiem, nie występować lub występować jedynie w minimalnych ilościach w płynach biologicznych, a ich substraty muszą być łatwo dostępne i dawać wyraźną barwę. Do najczęściej używanych należą: peroksydaza chrzanowa i fosfataza zasadowa. Ich substratami są odpowiednio o-dionizydyna lub kwas 5-aminosalicylowy i para-nitrofenylofosforan sodowy.
Test barwny Sabina - Feldmanna
Test wykorzystuje zmiany w cytoplazmie żywych trofozoitów toksoplazm wywołane działaniem przeciwciał obecnych w surowicy krwi osobnika chorego, które stają się dobrze widoczne po wybarwieniu toksoplazm silnym roztworem błękitu metylowego.
Komórki pasożyta namnaża się przez 48 godzin w wysięku otrzewnowym myszy, miesza ze wzrastającymi rozcieńczeniami badanej surowicy oraz aktywatorem i inkubuje w temp. 37oC.
Po upływie godziny dodaje się alkalicznego roztworu błękitu metylowego i ogląda w wilgotnych preparatach w mikroskopie świetlnym w dużym powiększeniu lub stabilizuje reakcję 0,4% roztworem formaliny, a wynik odczytuje w mikroskopie kontrastowo-fazowym.
Pasożyty nie uszkodzone silnie wybarwiają się na niebiesko, w przeciwieństwie do uszkodzonych , które nie ulegają zabarwieniu
W reakcji dodatniej większość pasożytów ulega lizie i nie barwi się. Miano surowicy dodatniej określa to rozcieńczenie surowicy, przy którym stosunek organizmów zabarwionych do bezbarwnych wynosi 1:1 /dawka śmiertelna dla 50% pasożytów/.