PARAZYTOLOGIA

WETERYNARIA W PRAKTYCE

32

www.weterynaria.elamed.pl

MARZEC • 3/2014

opartego na bezpośrednim kontakcie
z chorym zwierzęciem. Jego aktualny
stan kliniczny oraz stwierdzone obja-
wy mogą przyczynić się do prawidło-
wej diagnozy.

Charakterystyczne cechy

ułatwiające rozpoznanie

Poniżej opisano niektóre charaktery-
styczne cechy ułatwiające rozpozna-
nie praktyczne wybranych chorób
pasożytniczych oraz pasożytów wy-
stępujących u psów i kotów.

Babeszjoza psów
W celu postawienia diagnozy należy
pobrać krew i wykonać rozmaz bezpo-
średni. Po zabarwieniu rozmazu od-
czynnikiem Giemsy lub gotowymi ze-
stawami np. (Diff-Quick, Hemacolor)
w krwinkach widoczne są pasożyty
w postaci owalnych lub gruszkowatych
wtrętów wielkości 2-5 μm. Ze wzglę-
du na większy ciężar krwinki z paso-
żytami zwykle będą się one układały
na krawędziach szkiełka podstawowe-
go. Dodatkowo badanie morfologiczne
krwi wykazuje zazwyczaj erytrocytope-
nię o różnym nasileniu, trombocytope-
nię oraz leukocytozę. Najważniejszy-
mi parametrami biochemicznymi jest
poziom mocznika i kreatyniny, które
uwidoczniają stan funkcjonalny nerek,
kluczowy dla rokowania (1).

Giardioza
Stanowi problem kliniczny zwykle
u szczeniąt i psów w gorszej kondy-
cji, powoduje upośledzenie wchłania-

Inwazje pasożytów u psów i kotów
są jedną z podstawowych przyczyn wi-
zyt w lecznicach dla zwierząt. Często
ograniczają się one do sprzedaży „ta-
bletki na robaki i kropelek na pchły”.
Już podstawowa wiedza z zakresu
diagnostyki parazytologicznej po-
zwala na prawidłowe rozpoznanie pa-
sożyta i skuteczne jego zwalczanie.
Warunkiem sine qua non jest jednak
znajomość cyklu życiowego pasoży-
tów ze szczególnym uwzględnieniem
dróg przenoszenia inwazji oraz zasad
zapobiegania zarażeniom pasożyt-
niczym. W konsekwencji przyczynia
się to do zmniejszenia zagrożenia dla
zdrowia zwierząt i ludzi. Z przebiegu
pracy zawodowej autorów niniejsze-
go opracowania wynika, że najwięcej
problemów stwarzają następujące za-
gadnienia: jak i co pobrać do badań
parazytologicznych, jaką metodę dia-
gnostyczną zastosować oraz jakich
obiektów poszukiwać w badanej prób-
ce. W tab. 1 (s. 34) zamieszczono naj-
częściej wykrywane pasożyty u psów
i kotów na terenie Polski z uwzględnie-
niem częstotliwości ich występowania,
rodzaju materiału do badań oraz sto-
sowanej metodyki. Należy pamiętać,
że wykrycie zarażenia pasożytnicze-
go jest często maskowane objawami
ze strony innych rodzajów schorzeń,
np. internistycznych, położniczych
lub żywieniowych itp. Ogromną rolę
w rozpoznaniu odgrywa również wy-
wiad z właścicielem zwierzęcia. Nie
bez znaczenia jest możliwość prze-
prowadzenia badania podstawowego

dr hab. Rajmund Sokół, prof. nadzw., dr hab. Mirosław Michalski, dr n. wet. Małgorzata Raś-Noryńska, dr n. wet. Maria Michalczyk

Katedra Parazytologii i Chorób Inwazyjnych Wydziału Medycyny Weterynaryjnej Uniwersytetu Warmińsko-Mazurskiego w Olsztynie

Diagnosis of the most prevailing parasitoses in dogs and cats
in daily veterinary practice

Diagnostyka najczęściej
występujących parazytoz
u psów i kotów

stwierdzanych w praktyce weterynaryjnej

Streszczenie

Prawidłowe rozpoznawanie zarażeń pa-
sożytniczych u psów i kotów jest pod-
stawą działalności weterynaryjnej. Arty-
kuł przedstawia w uproszczonej formie
opis najczęściej występujących pasoży-
tów u tej grupy pacjentów oraz dostęp-
ne metody ich diagnozowania. Zawiera
także dane dotyczące próbek do badań
parazytologicznych, a opis metod dia-
gnostycznych jest uzupełniony o prak-
tyczne wskazówki.

Słowa kluczowe

pasożyty, psy, koty, diagnostyka

Abstract

A proper diagnosis of parasitic infections
in dogs and cats is an essential part of ve-
terinary practice. The paper presents ba-
sic information about the most common
feline and canine parasites and available
diagnostic methods. It also contains a ta-
ble with useful information on parasito-
logical examination. The account of dia-
gnostic methods described in the paper
is supplemented by practical tips.

Keywords

parasites, dogs, cats, diagnostic

PARAZYTOLOGIA

WETERYNARIA W PRAKTYCE

34

www.weterynaria.elamed.pl

MARZEC • 3/2014

Rodzaj

pasożyta

Gatunek pasożyta

Częstotliwość

występowania

Materiał

do badań

Rozpoznanie:

metody z uwzględnieniem poszukiwanych obiektów

Pierwotniaki

Babesia sp. (canis)

(pies)

++

Krew

Pierwotniak w krwinkach,

gatunek możemy potwierdzić metodą PCR

Giardia (Lamblia) intestinalis

(duodenalis)

(pies, kot)

++

Kał

Test – wykrywający swoisty koproantygen, Giardia (ProSpecT

Giardia Microplate Assay),

cysty w kale od 4. dnia po zarażeniu

Cystoisospora canis (pies)

Cystoisospora felis (kot)

+

Kał

Flotacja – oocysty

Lieshmania spp.

L. infantum

(pies, kot)

+

Różne tkanki

Zmiany trzewno-skórne,

IgG w surowicy,

test IFAT, test ELISA, PCR

Tritrichomonas foetus (kot)

(13, 14)

–+

Kał

Rozmaz bezpośredni kału,

PCR, posiew kału na spec. podłoża

Cytauxzoon felis (kot)

–+

Krew

PCR, rozmaz krwi met. Giemsy, test fl uorescencji

Toxoplasma gondii (kot)

++

Kał, krew

Flotacja – oocysty,

met. aglutynacji bezpośredniej, test Sabina-Feldmana,

test immunofl uorescencji pośredniej IFAT,

test ELISA

Przywry

Alaria alata (pies)

+

Kał

Flotacja,

dekantacja – jaja w osadzie

Opistorchis felineus (kot)

+

Kał

Dekantacja – jaja

Glisty

Toxocara canis (pies)

Toxocara cati (kot)

+++

Kał

Flotacja – jaja,

dekantacja – jaja

Toxascaris leonina

(pies, kot)

++

Kał

Flotacja – jaja,

dekantacja – jaja

Tasiemce

Taenia sp.

(pies, kot)

++

Kał

Flotacja – jaja charakterystyczne dla całej rodziny z grubą

otoczką o wymiarach 30 μm,

dekantacja – jaja

Dipylidium caninum

(pies, kot)

+++

Kał

Flotacja,

dekantacja – całe człony lub pakiety z jajami

Mesocestoides lineatus (pies)

++

Kał, płyn

otrzewnowy

Badanie płynu otrzewnowego, w którym znajdują się postacie

larwalne,

met. PCR,

test ELISA

Echinococcus multilocularis (pies)

+

Kał

Flotacja – mało specyfi czna, ponieważ jaja nie do odróżnienia

od jaj Taenia,

test ELISA,

met. PCR

Diphyllobotrium latum (pies, kot)

+

Kał

Flotacja – jaja z wieczkiem (66 x 44 μm),

dekantacja – człony

Nicienie

Ancylostoma caninum (pies)

+

Kał

Flotacja – jaja

Uncinaria stenocephala (pies)

++

Kał

Flotacja – jaja

Trichuris vulpis (pies)

++

Kał

Flotacja – jaja z czopkami na biegunach

Capillaria plica (pies)

+

Mocz

Jaja z guziczkami w osadzie moczu

Angiostrongylus vasorum (pies)

–+

Kał

Larwoskopia – met. Baermana

Dirofi laria repens

(pies)

+

Krew, guzki

podskórne

Krew – test Knotta, w guzkach – dorosłe osobniki

Dirofi laria immitis (pies)

–+

Krew

Mikrofi larie w rozmazie krwi, testy immunologiczne,

hematokryt

P. zew.

Ctenocephalides canis (pies)

++

Sierść, skóra

Wyczesy sierści, oglądanie powierzchni skóry

Ctenocephalides felis (kot)

++

Pulex irritans (pies, kot)

++

Trichodectes canis (pies)

+

Sierść

Oglądanie powierzchni skóry i włosów z jajami

Felicola subrostrata (kot)

+

Otodectes cynotis (pies, kot)

++

Skóra,

wymazy

Zeskrobiny skóry, wysięk z przewodu słuchowego

Sarcoptes scabiei (pies, kot)

++

Skóra, sierść

Zeskrobiny skóry, testy diagnostyczne

Notoedres cati (kot)

+

Skóra

Zeskrobiny skóry

Demodex canis (pies)

Demodex gatoi (kot)

Demodex cati (kot)

++

Skóra, krosty

Zeskrobiny skóry, płyn z krost

Cheyletiella sp.

(pies, kot)

+

Skóra, sierść

Zeskrobiny i wyczesy sierści

Tab. 1. Gatunki pasożytów stwierdzane u psów i kotów (15)

PARAZYTOLOGIA

WETERYNARIA W PRAKTYCE

35

www.weterynaria.elamed.pl

MARZEC • 3/2014

nia jelitowego i uporczywe biegunki.
Wykrywanie cyst jest możliwe poprzez
wykonanie rozmazu bezpośredniego
kału barwionego płynem Lugola lub
badanie specyfi cznym testem immu-
noenzymatycznym. Cysty G. intesti-
nalis mają wielkości 8-12 μm, kształt
owalny, zawierają 4 biegunowo ułożo-
ne jądra i fi lamenty zawiązków wici.
Pojawiają się w kale 6-15 dni po zara-
żeniu. Trofozoitów Giardia sp. poszu-
kuje się również w bioptatach błony
śluzowej dwunastnicy, gdzie wystę-
pują jako gruszkowate twory z dobrze
widocznymi dwoma jądrami i licznymi
wiciami (2).

Cystoizosporoza (izosporoza)
Objawy kliniczne są niespecyfi czne,
często uwidaczniają się po rutyno-
wym leczeniu przeciwpasożytniczym,
gdy wyeliminowane zostaną większe
pasożyty jelitowe. Inwazję rozpozna-
jemy przez wykonanie badania ko-
proskopowego metodą fl otacji z uży-
ciem nasyconego roztworu NaCl lub
ZnSO

4

. Widoczne są owalne oocysty

wielkości 36-44 x 29-36 μm, o gładkich

bezbarwnych ściankach. W sporulują-
cej oocyście tworzą się 2 sporocysty,
zawierające po 4 sporozoity oraz ciał-
ko resztkowe.

Leiszmanioza
(skórna lub trzewna)
Objawy pododermatitis, obecność gu-
zów pod skórą, w rejonie węzłów
chłonnych, wzrost objętości brzu-
cha oraz pojawienie się owrzodzeń
i ognisk zapalnych o charakterze ziar-
niniakowym mają miejsce po bytno-
ści psa w rejonach endemicznych
(kraje basenu Morza Śródziemnego,
północna Afryka, Ameryka Południo-
wa). Do badania pobieramy bioptaty
ze zmian skórnych, zajętych węzłów
chłonnych lub narządów wewnętrz-
nych oraz wykonujemy rozmaz krwi.
Pasożyty najlepiej są widoczne w pre-
paratach barwionych barwnikiem
Giemsy, metodą Wrighta lub z uży-
ciem Diff-Quick. Obserwuje się posta-
cie amastigota obecne w makrofagach
i wycinkach tkanek. Po wykonaniu ho-
dowli z próbek krwi zakażonego psa
możliwe jest uzyskanie postaci pro-

mastigota. W przypadkach wątpli-
wych najlepsze wyniki diagnostyczne
uzyskuje się poprzez badanie testami
IFAT, metodą immunoenzymatyczną
lub PCR (3).

Toksoplazmoza
To najważniejsza z punktu widzenia
bezpieczeństwa właściciela zwierzęcia
choroba pierwotniacza. Kot jest żywi-
cielem ostatecznym Toxoplasma gondii.
Badamy kał w celu stwierdzenia siew-
stwa oocyst, kształtu owalnego, dłu-
gości 9-14 μm. Jest ono ograniczone
do okresu ostrego choroby wynoszące-
go 2-3 tygodnie od zarażenia, po tym
okresie znalezienie oocyst w kale jest
trudne i często przypadkowe.

Wygodnym i miarodajnym badaniem

jest wykonanie testu SNAP po pobra-
niu krwi kota. Do badań immunolo-
gicznych można użyć między innymi
metod aglutynacji bezpośredniej, aglu-
tynacji lateksowej, testu Sabina-Feldma-
na, immunofl uorescencji pośredniej,
testu ELISA oraz innych testów komer-
cyjnych, np. Feline Toxo IgG/IgM Sen-
sPERT One Step Rapid Test Kit.

PARAZYTOLOGIA

WETERYNARIA W PRAKTYCE

36

www.weterynaria.elamed.pl

MARZEC • 3/2014

Cytauxzoon felis
Pasożyta wykrywa się w rozmazie
krwi, barwionym metodą Giemsy (me-
rozoity wewnątrz krwinek czerwo-
nych). Badanie to ma ograniczoną czu-
łość, gdy inwazja znajduje się w fazie
schizogonii (faza przederytrocytarna).
Morfologicznie C. felis podobny jest
do Babesia felis. Do różnicowania nie-
zbędne są badania serologiczne lub
molekularne. Techniką diagnostycz-
ną o najwyższej czułości jest badanie
metodą PCR.

Toksokaroza, toksaskaridioza
W kale (świeżym) znajdziemy jaja za-
wierające jedną komórkę (rzadziej
dwie), różnicujemy po obecności war-
stwy lipidowej, która u Toxascaris jest
grubsza, a jajo ma gładką skorupkę.
Jajo Toxocara ma żółtobrązową barwę
oraz skorupkę z ornamentacją.

W przypadku wydalenia przez zwie-

rzę całych glist (o średniej długości
7-10 cm) badający w zasadzie nie
ma trudności z diagnozą, można na-
wet po umieszczeniu pojedynczych
osobników pod mikroskopem rozpo-
znać gatunek lub płeć pasożyta (4).

Teniozy (echinokokoza)
W kale można wykrywać jaja oraz czło-
ny tasiemców. Badamy również czło-
ny przyklejone w okolicy krocza, które
mogą być zdeformowane, ze zmienio-
ną barwą. Należy je umieścić w dużej
kropli wody, rozprostować na szkieł-
ku podstawowym, nakryć drugim
szkiełkiem i oglądać pod małym po-
większeniem w celu wstępnej identy-
fi kacji. Przy większym powiększeniu
najczęściej w prostokątnym członie
możemy zobaczyć pojedynczy bocz-
ny otwór płciowy oraz prześwitujące
przez ścianki macicy jaja.

Jaja Taeniidae mają kształt zbliżony

do koła lub są kuliste, otoczone prąż-
kowaną błoną, wewnątrz zawierają
onkosferę posiadającą 3 pary haków
(jeśli ich nie widać, można nacisnąć
ostrzem igły na szkiełko nakrywkowe,
spowoduje to pęknięcie prążkowanej
błony otaczającej jaja, co uwidacznia
haki). Uwaga! Jaja Echinococcus trud-
no odróżnić od jaj Taenia. Ponieważ
są one dużym zagrożeniem dla zdro-
wia ludzi, należy zachować ostrożność
i rygorystycznie przestrzegać zasad hi-
gieny w trakcie wykonywanego bada-

nia kału. W przypadku wykrycia jaj
z rodziny Taeniidae kał należy zutyli-
zować z zachowaniem środków ostroż-
ności, a zwierzę poddać natychmiasto-
wej kuracji (4, 5).

Dipylidioza
Człony Dipylidium caninum kształtem
przypominają nasiona ogórka, posia-
dają otwory płciowe na każdym brze-
gu i zawierają jaja zgromadzone w gru-
pach w torebkach macicznych, nawet
do 29 sztuk w jednej.

Mesocestoides lineatus
Człony t asiemca porównywane
są do nasion sezamu, mają otwór
płciowy grzbietowy, jaja zgromadzone
są w grubościennym narządzie przy-
macicznym. Jaja Mesocestoides są owal-
ne, mają cienką skorupkę i zawierają
wewnątrz larwę (4).

Difylobotrioza
–

Diphyllobotrium latum

Jaja tego tasiemca są nieprzerwa-
nie wydalane przez otwory macicz-
ne znajdujące się w każdym członie
i w ten sposób są rozsiewane z ka-
łem niezależnie od odłączających
się fragmentów strobili. Jaja są owal-
ne, z wieczkiem na jednym biegunie
i guziczkiem na drugim, żółtawego
koloru (trudne do odróżnienia od jaj
przywr). Po prześwietleniu członu ma-
cicznego widać charakterystyczną ma-
cicę w kształcie rozetki lub liścia ko-
niczyny (4).

W przypadku inwazji tasiemców

można w kale stwierdzić obecność an-
tygenów za pomocą testu ELISA (czu-
łość do 92%).

Ancylostomoza/Uncinarioza
(Ancylostoma caninum/Uncinaria
stenocephala)
W kale metodą fl otacji stwierdza się
jaja tęgoryjców o cienkiej skorupce.
U kilku-, kilkunastodniowych szcze-
niąt badanie koproskopowe może
być negatywne pomimo wyraźnych
objawów klinicznych powodowanych
przez niedojrzale nicienie. Jaja tych
nicieni w momencie wydalania po-
siadają 2-8 blastomerów. Ancylostoma
caninum posiadają jaja o wymiarach
75-84 x 48-54 μm. Uncinaria steno-
cephala posiadają jaja o wymiarach
63-76 x 32-38 μm (6).

Trichurioza (Trichuris vulpis)
W kale metodą fl otacji stwierdza się
charakterystyczne jaja, kształtu be-
czułkowatego, z dwoma czopkami
na biegunach o zabarwieniu żółto-
brązowym.

Kapilarioza (

Capillaria plica)

Głównie rozpoznawane są przez
stwierdzenie charakterystycznych jaj
w osadzie moczu po odwirowaniu. Jaja
są beczułkowate, szarawe, o wymia-
rach 55-67 x 26-29 μm, z guziczkami
na obu biegunach. Przy poszukiwaniu
jaj w kale jednokrotne badanie może
być negatywne, skuteczność wykrycia
podnosi zastosowanie fl otacji z uży-
ciem ZnSO

4

(7).

Angiostrongylus vasorum
Poszukujemy w kale metodą Baer-
manna larw o długości ok. 330 μm.
Larwy mają ostro zakończony, fali-
sto załamany ogon i wyrostek po jego
grzbietowej stronie. Larwy Angio-
strongylus vasorum można pomylić
z larwami Crenosoma vulpis oraz z lar-
wami wolno żyjącymi. Przy badaniu
świeżych próbek pobranych bezpo-
średnio z odbytu lub bezpośrednio
z powierzchni podłoża (gruntu) na-
leży unikać zanieczyszczeń larwami
wolno żyjącymi.

Czułość metody Baermanna będzie

większa przy codziennym pobieraniu
próbek kału, bowiem liczba larw może
się zmieniać w zależności od dnia
i w przypadku badania pojedynczej
próbki można przeoczyć pasożyta.
Czasami potwierdzenie diagnozy przy
zastosowaniu metody Baermanna nie
jest możliwe. W takich przypadkach
prawidłowe rozpoznanie może umożli-
wić badanie płynu otrzymanego w wy-
niku płukania oskrzelowo-pęcherzyko-
wego (BAL) (8).

Dirofi lariozy

Dirofi laria repens
Rozpoznanie inwazji u zwierząt po-
lega na stwierdzeniu obecności doro-
słych nicieni w guzkach podskórnych
lub stwierdzeniu obecności mikro-
fi larii (larw nicienia) we krwi obwo-
dowej. Testem diagnostycznym słu-
żącym do wykrywania mikrofilarii
we krwi obwodowej jest zmodyfi ko-
wany test Knotta. Do wykonania zmo-
dyfi kowanego testu Knotta należy po-

PARAZYTOLOGIA

WETERYNARIA W PRAKTYCE

37

www.weterynaria.elamed.pl

MARZEC • 3/2014

brać 1 ml krwi żylnej do probówki
z EDTA. Ważna jest w tym przypad-
ku pora pobierania krwi. W porze że-
rowania komarów znacznie zwiększa
się koncentracja mikrofi larii we krwi
obwodowej, w związku z czym pobie-
ranie krwi o zmroku znacznie zwięk-
sza czułość testu.

Przy podejrzeniu dirofi lariozy pod-

skórnej warto również pamiętać o dłu-
gości okresu prepatentnego, który
w tym wypadku wynosi od 27 do 34 ty-
godni. Zatem przed upływem tego cza-
su nie jest możliwe stwierdzenie mi-
krofi larii we krwi.

Dirofi laria immitis
Możliwe jest stwierdzenie mikrofi-
larii we krwi w rozmazach lub ba-
dając krople krwi lub kroplę krwi
zhemolizowanej. W krajach, gdzie
dirofi larioza jest problemem klinicz-
nym, dostępne są komercyjne testy
diagnostyczne. We krwi widoczne
są swobodnie pływające mikrofila-
rie. Dostępne są metody serologicz-
ne do wykrywania dirofi larii. U psów
i kotów szukamy antygenów produko-

wanych przez dojrzałe samice (ponad
6 miesięcy). Mikrofi larie mają długość
270-325 μm i szerokość 6,7-7,0 μm.
Poszukuje się ich w rozmazach krwi
z użyciem metody Knotta (9).

Opistorchoza
Objawy kliniczne nie stanowią pod-
stawy do rozpoznania choroby. Na-
leży zbadać kał metodą dekantacji
i stwierdzić w nim obecność charak-
terystycznych jaj. Można także badać
ryby na obecność w ich mięśniach me-
tacerkarii. W tym celu tniemy na cien-
kie paski mięśnie grzbietu, układamy
je na szkiełko kompresora, ściskamy
drugim i oglądamy pod lupą dwu-
oczną.

Inwazja pcheł
Przeglądając skórę i sierść, wykry-
wamy obecność dorosłych pcheł.
Zwierzęta dotknięte inwazją są nie-
spokojne, często drapią się i liżą
podrażnione miejsca. Na posłaniu,
gdzie śpią lub odpoczywają zwierzę-
ta, można wykryć jaja pcheł i sporą
ilość ich odchodów. Dużą popular-

nością w wykryciu pchlicy, szczegól-
nie jako przyczyny APZS, cieszy się
tzw. test mokrej bibuły, wykrywający
odchody pcheł.

Sarkoptoza i notoedroza
Świerzb drążący psów i kotów – cho-
robę rozpoznajemy w oparciu o bada-
nie zeskrobin skóry. Próbki naskórka
pobieramy z kilku miejsc (najlepiej
na szkiełko zegarkowe), zawsze na gra-
nicy miejsc chorobowo zmienionych
ze zdrowymi oraz do tzw. „pierwszej
kropli krwi”, i badamy je metodą Ste-
fańskiego z użyciem 5-10-proc. roz-
tworu KOH lub NaOH. Do oceny
przebiegu choroby i powodzenia jej
zwalczania należy brać pod uwagę
warunki utrzymania psów, żywienie
i kontakty z ewentualnym źródłem za-
rażenia (10).

Otodektoza
Świerzb uszny – przy rozpoznawaniu
choroby należy wziąć pod uwagę ob-
jawy kliniczne oraz badanie mikro-
skopowe zeskrobin skóry z małżowi-
ny ucha metodą Stefańskiego. Można

PARAZYTOLOGIA

WETERYNARIA W PRAKTYCE

38

www.weterynaria.elamed.pl

MARZEC • 3/2014

także badać na obecność świerzbow-
ców wysięk pobrany wacikiem z prze-
wodu słuchowego.

Cheyletielloza
Rozpoznanie stawia się poprzez mi-
kroskopowe badanie skóry i sierści,
w której stwierdza się pasożyty. „Wę-
drujący łupież” – to dosłowne tłu-
maczenie nazwy angielskiej, trafnie
opisującej zachowanie roztoczy wy-
czesanych z sierści wespół z drobina-
mi nadmiernie łuszczącego się naskór-
ka. Próbki do badań mikroskopowych
można pobierać:
• wyczesując gęstym grzebieniem

sierść i łupież na ciemne tło (czarny
papier, folia), widać wtedy pod lupą
poruszające się wśród łupieżu roz-
tocza;

• pobierając materiał ze skóry i wło-

sów za pomocą przezroczystej
taśmy samoprzylepnej przyklejonej
na chwilę do skóry po rozchyle-
niu włosów; po oderwaniu taśmy
od skóry przykleja się ją do szkiełka
podstawowego i ogląda pod mikro-
skopem;

• zwilżając naskórek olejem mineral-

nym i pobrać zeskrobię skalpelem,
następnie przenieść ją na szkiełko
podstawowe, nakryć szkiełkiem
nakrywkowym i oglądać pod mikro-
skopem;

• wyskubując włosy z miejsca po-

brania zeskrobin, wyrwane włosy
należy umieścić pomiędzy dwoma
szkiełkami podstawowymi i oglą-
dać pod mikroskopem, poszukując
na włosach charakterystycznych
jaj roztoczy owiniętych kokonem;
metoda ta jest szczególnie polecana
w przypadku badania kotów.
W diagnostyce różnicowej należy

brać pod uwagę inwazję świerzbow-
ców, nużeńców, wszołów oraz grzybi-
cę i alergiczne zapalenie skóry.

Demodekoza – nużyca
Inwazję rozpoznajemy na podstawie
obrazu klinicznego i stwierdzenia nu-
żeńców w zeskrobinie skóry lub za-
wartości krost. Za „złoty” standard
diagnostyczny w przebiegu nużycy
uważana jest analiza głębokich, mno-
gich (3-5) zeskrobin skórnych. Uciśnię-
cie fałdu skóry w trakcie pobierania
materiału diagnostycznego pomaga
przemieścić nużeńce z mieszków wło-

sowych i gruczołów łojowych ku po-
wierzchni. Materiał należy pobie-
rać ze stosunkowo świeżych zmian
skórnych, do momentu pojawienia
się pierwszej kropli krwi włośniczko-
wej. Ocena zeskrobin daje możliwość
określenia liczby oraz wzajemnego
stosunku poszczególnych form roz-
wojowych pasożyta, jak również roz-
różnienia osobników żywych od mar-
twych. Nakroplenie (i pozostawienie
na 15-20 minut) zeskrobin 10-proc.
roztworem KOH lub NaOH, ewentu-
alnie chlorolaktofenolem, ułatwi oce-
nę preparatu (wybiórcze rozpuszcze-
nie mas keratynowych i łojowych).
W przypadkach nużycy uogólnionej
wieku dorosłego kluczowe jest pod-
jęcie próby zdiagnozowania choroby
pierwotnej, takiej jak niedoczynność
tarczycy, cukrzyca, zespół Cushinga
czy proces nowotworowy. W tym celu
powinno się przeprowadzić m.in. oce-
nę statusu hormonalnego pacjenta,
ze szczególnym uwzględnieniem pro-
fi lu hormonów tarczycy i nadnerczy.

W przebiegu nużycy kotów w roz-

poznawaniu różnicowym należy brać
pod uwagę: zaburzenia psychogenne,
alergię pokarmową, AZS, kontaktowe
zapalenie skóry, świerzb notoedrycz-
ny, nadwrażliwość na alergeny pcheł.
Alternatywną metodą diagnostyczną
przy podejrzeniu nużycy jest badanie
mikroskopowe włosów – trichoskopia.
Jej podstawowe zalety to znikoma in-
wazyjność oraz łatwość wykonania.
Pozyskanie (wyrwanie) włosów do ba-
dania ułatwia użycie kleszczyków
hemostatycznych. Dalsza część ba-
dania przebiega analogicznie do ana-
lizy zeskrobiny. Oprócz różnych form
rozwojowych nużeńców widocznych
w bliskim sąsiedztwie pobranych ło-
dyg włosowych w badaniu trichosko-
powym w przebiegu nużycy dość czę-
sto stwierdza się obecność odlewów
mieszkowych jako wyraz towarzyszą-
cych chorobie zaburzeń rogowacenia
mieszkowego.

Trichoskopia jest przydatna szcze-

gólnie w przypadku obecności zmian
skórnych w przestrzeniach międzypal-
cowych, wokół oczu, warg oraz w sy-
tuacjach, kiedy pacjent jest bardzo
niespokojny. Można również prze-
prowadzić badanie histopatologiczne
bioptatu skóry oraz badanie cytolo-
giczne (10-12).

Neotrombikuloza (inwazja larw
swędzika jesiennego)
Rozpoznanie polega na poszukiwa-
niu czerwonopomarańczowych, szyb-
ko poruszających się larw swędzika
jesiennego. Pomocny może być test
z taśmą samoprzylepną.

‰

Piśmiennictwo
1. Zynger W., Sobków K.: Diagnostyka babe-

szjozy psów w praktyce. „Życie Wet.”, 2012,
87(9), 755-757.

2. Sparkes A.: Przewlekła zakaźna biegunka

kotów. „Magazyn Wet.”, 2011, 20(167),
338-345.

3. Cardozo L.: Leiszmanioza psów: najnowsze

informacje. „Magazyn Wet.”, 2007, 16 (122),
59-61.

4. Borecka A.: Występowanie nicieni jelitowych

u psów. „Magazyn Wet.”, 2005, 14 (99), 64-66.

5. Karamon J. i wsp. Echinococcus spp. biologia

i rozpoznawanie. „Życie Wet.”, 2008, 83 (12),
996-998.

6. Stefański W, Żarnowski E.: Rozpoznawanie

inwazji pasożytniczych u zwierząt. PWRiL,
Warszawa 1971.

7. Klockiewicz M. i wsp.: Zwalczanie trudno

leczących się inwazji – przypadek kapilariozy
pęcherza moczowego u psa. „Magazyn Wet.”,
2008, 17, (132) 200-204.

8. Fagasiński A., Zalewski A.: Angiostrongylo-

za- nowa groźna inwazja. „Magazyn Wet.”,
2009, (151), 18, 1257-1258.

9. Fagasiński A.: Dirofi laria imitis – narastające

niebezpieczeństwo. „Magazyn Wet.”, 2008,
(137) 17, 882-883.

10. Wilkołek P., Szczepanik M., Adamek Ł.:

Dermatozy kotów przebiegające z łojotokiem.
„Magazyn Wet.”, 2011, 20(164), 18-22.

11. Karaś-Tęcza J., Czogała J.: Nużyca niejedno

ma imię, czyli o różnorodności jej obrazu
klinicznego u psów. cz. I. „Magazyn Wet.”,
2012, 21(179), 322-328.

12. Karaś-Tęcza J., Czogała J.: Nużyca niejedno

ma imię. cz. II. Co warto wiedzieć o efektyw-
ności poszczególnych testów diagnostycznych
w przebiegu tej choroby u psów. „Magazyn
Wet.”, 2012, 21(181), 760-765.

13. Połozowski A., Piekarska J., Kantyka M.:

Diagnosis and treatment of Tritrichomonas
foetus infections in cats from South-West Po-
land (2006-2013). „Annals of Parasitology”,
2013, 59, supplement, 148.

14. Zygner W.: Diagnostyka i zwalczanie rzęsist-

kowicy u kotów. „Życie Wet.”, 2013, 88(2),
132-135.

15. Ziomko I, Cencek T.: Inwazje pasożytnicze

zwierząt gospodarskich. Drukarnia Piotra
Włodarskiego, Warszawa 1999.

dr hab. Rajmund Sokół, prof. nadzw.

Katedra Parazytologii

i Chorób Inwazyjnych

Wydział Medycyny Weterynaryjnej

Uniwersytet Warmińsko-Mazurski

10-719 Olsztyn

ul. M. Oczapowskiego 13