PARAZYTOLOGIA

WETERYNARIA W PRAKTYCE

www.weterynaria.elamed.pl

MARZEC • 3/2014

opartego na bezpośrednim kontakcie
z chorym zwierzęciem. Jego aktualny
stan kliniczny oraz stwierdzone obja-
wy mogą przyczynić się do prawidło-
wej diagnozy.

Charakterystyczne cechy

ułatwiające rozpoznanie

Poniżej opisano niektóre charaktery-
styczne cechy ułatwiające rozpozna-
nie praktyczne wybranych chorób
pasożytniczych oraz pasożytów wy-
stępujących u psów i kotów.

Babeszjoza psów
W celu postawienia diagnozy należy
pobrać krew i wykonać rozmaz bezpo-
średni. Po zabarwieniu rozmazu od-
czynnikiem Giemsy lub gotowymi ze-
stawami np. (Diff-Quick, Hemacolor)
w krwinkach widoczne są pasożyty
w postaci owalnych lub gruszkowatych
wtrętów wielkości 2-5 μm. Ze wzglę-
du na większy ciężar krwinki z paso-
żytami zwykle będą się one układały
na krawędziach szkiełka podstawowe-
go. Dodatkowo badanie morfologiczne
krwi wykazuje zazwyczaj erytrocytope-
nię o różnym nasileniu, trombocytope-
nię oraz leukocytozę. Najważniejszy-
mi parametrami biochemicznymi jest
poziom mocznika i kreatyniny, które
uwidoczniają stan funkcjonalny nerek,
kluczowy dla rokowania (1).

Giardioza
Stanowi problem kliniczny zwykle
u szczeniąt i psów w gorszej kondy-
cji, powoduje upośledzenie wchłania-

Inwazje pasożytów u psów i kotów
są jedną z podstawowych przyczyn wi-
zyt w lecznicach dla zwierząt. Często
ograniczają się one do sprzedaży „ta-
bletki na robaki i kropelek na pchły”.
Już podstawowa wiedza z zakresu
diagnostyki parazytologicznej po-
zwala na prawidłowe rozpoznanie pa-
sożyta i skuteczne jego zwalczanie.
Warunkiem sine qua non jest jednak
znajomość cyklu życiowego pasoży-
tów ze szczególnym uwzględnieniem
dróg przenoszenia inwazji oraz zasad
zapobiegania zarażeniom pasożyt-
niczym. W konsekwencji przyczynia
się to do zmniejszenia zagrożenia dla
zdrowia zwierząt i ludzi. Z przebiegu
pracy zawodowej autorów niniejsze-
go opracowania wynika, że najwięcej
problemów stwarzają następujące za-
gadnienia: jak i co pobrać do badań
parazytologicznych, jaką metodę dia-
gnostyczną zastosować oraz jakich
obiektów poszukiwać w badanej prób-
ce. W tab. 1 (s. 34) zamieszczono naj-
częściej wykrywane pasożyty u psów
i kotów na terenie Polski z uwzględnie-
niem częstotliwości ich występowania,
rodzaju materiału do badań oraz sto-
sowanej metodyki. Należy pamiętać,
że wykrycie zarażenia pasożytnicze-
go jest często maskowane objawami
ze strony innych rodzajów schorzeń,
np. internistycznych, położniczych
lub żywieniowych itp. Ogromną rolę
w rozpoznaniu odgrywa również wy-
wiad z właścicielem zwierzęcia. Nie
bez znaczenia jest możliwość prze-
prowadzenia badania podstawowego

dr hab. Rajmund Sokół, prof. nadzw., dr hab. Mirosław Michalski, dr n. wet. Małgorzata Raś-Noryńska, dr n. wet. Maria Michalczyk

Katedra Parazytologii i Chorób Inwazyjnych Wydziału Medycyny Weterynaryjnej Uniwersytetu Warmińsko-Mazurskiego w Olsztynie

Diagnosis of the most prevailing parasitoses in dogs and cats
in daily veterinary practice

Diagnostyka najczęściej
występujących parazytoz
u psów i kotów

stwierdzanych w praktyce weterynaryjnej

Streszczenie

Prawidłowe rozpoznawanie zarażeń pa-
sożytniczych u psów i kotów jest pod-
stawą działalności weterynaryjnej. Arty-
kuł przedstawia w uproszczonej formie
opis najczęściej występujących pasoży-
tów u tej grupy pacjentów oraz dostęp-
ne metody ich diagnozowania. Zawiera
także dane dotyczące próbek do badań
parazytologicznych, a opis metod dia-
gnostycznych jest uzupełniony o prak-
tyczne wskazówki.

Słowa kluczowe

pasożyty, psy, koty, diagnostyka

Abstract

A proper diagnosis of parasitic infections
in dogs and cats is an essential part of ve-
terinary practice. The paper presents ba-
sic information about the most common
feline and canine parasites and available
diagnostic methods. It also contains a ta-
ble with useful information on parasito-
logical examination. The account of dia-
gnostic methods described in the paper
is supplemented by practical tips.

Keywords

parasites, dogs, cats, diagnostic

PARAZYTOLOGIA

WETERYNARIA W PRAKTYCE

www.weterynaria.elamed.pl

MARZEC • 3/2014

Rodzaj

pasożyta

Gatunek pasożyta

Częstotliwość

występowania

Materiał

do badań

Rozpoznanie:

metody z uwzględnieniem poszukiwanych obiektów

Pierwotniaki

Babesia sp. (canis)

(pies)

Krew

Pierwotniak w krwinkach,

gatunek możemy potwierdzić metodą PCR

Giardia (Lamblia) intestinalis

(duodenalis)

(pies, kot)

Kał

Test – wykrywający swoisty koproantygen, Giardia (ProSpecT

Giardia Microplate Assay),

cysty w kale od 4. dnia po zarażeniu

Cystoisospora canis (pies)

Cystoisospora felis (kot)

Kał

Flotacja – oocysty

Lieshmania spp.

L. infantum

(pies, kot)

Różne tkanki

Zmiany trzewno-skórne,

IgG w surowicy,

test IFAT, test ELISA, PCR

Tritrichomonas foetus (kot)

(13, 14)

–+

Kał

Rozmaz bezpośredni kału,

PCR, posiew kału na spec. podłoża

Cytauxzoon felis (kot)

–+

Krew

PCR, rozmaz krwi met. Giemsy, test ﬂ uorescencji

Toxoplasma gondii (kot)

Kał, krew

Flotacja – oocysty,

met. aglutynacji bezpośredniej, test Sabina-Feldmana,

test immunoﬂ uorescencji pośredniej IFAT,

test ELISA

Przywry

Alaria alata (pies)

Kał

Flotacja,

dekantacja – jaja w osadzie

Opistorchis felineus (kot)

Kał

Dekantacja – jaja

Glisty

Toxocara canis (pies)

Toxocara cati (kot)

+++

Kał

Flotacja – jaja,

dekantacja – jaja

Toxascaris leonina

(pies, kot)

Kał

Flotacja – jaja,

dekantacja – jaja

Tasiemce

Taenia sp.

(pies, kot)

Kał

Flotacja – jaja charakterystyczne dla całej rodziny z grubą

otoczką o wymiarach 30 μm,

dekantacja – jaja

Dipylidium caninum

(pies, kot)

+++

Kał

Flotacja,

dekantacja – całe człony lub pakiety z jajami

Mesocestoides lineatus (pies)

Kał, płyn

otrzewnowy

Badanie płynu otrzewnowego, w którym znajdują się postacie

larwalne,

met. PCR,

test ELISA

Echinococcus multilocularis (pies)

Kał

Flotacja – mało specyﬁ czna, ponieważ jaja nie do odróżnienia

od jaj Taenia,

test ELISA,

met. PCR

Diphyllobotrium latum (pies, kot)

Kał

Flotacja – jaja z wieczkiem (66 x 44 μm),

dekantacja – człony

Nicienie

Ancylostoma caninum (pies)

Kał

Flotacja – jaja

Uncinaria stenocephala (pies)

Kał

Flotacja – jaja

Trichuris vulpis (pies)

Kał

Flotacja – jaja z czopkami na biegunach

Capillaria plica (pies)

Mocz

Jaja z guziczkami w osadzie moczu

Angiostrongylus vasorum (pies)

–+

Kał

Larwoskopia – met. Baermana

Diroﬁ laria repens

(pies)

Krew, guzki

podskórne

Krew – test Knotta, w guzkach – dorosłe osobniki

Diroﬁ laria immitis (pies)

–+

Krew

Mikroﬁ larie w rozmazie krwi, testy immunologiczne,

hematokryt

P. zew.

Ctenocephalides canis (pies)

Sierść, skóra

Wyczesy sierści, oglądanie powierzchni skóry

Ctenocephalides felis (kot)

Pulex irritans (pies, kot)

Trichodectes canis (pies)

Sierść

Oglądanie powierzchni skóry i włosów z jajami

Felicola subrostrata (kot)

Otodectes cynotis (pies, kot)

Skóra,

wymazy

Zeskrobiny skóry, wysięk z przewodu słuchowego

Sarcoptes scabiei (pies, kot)

Skóra, sierść

Zeskrobiny skóry, testy diagnostyczne

Notoedres cati (kot)

Skóra

Zeskrobiny skóry

Demodex canis (pies)

Demodex gatoi (kot)

Demodex cati (kot)

Skóra, krosty

Zeskrobiny skóry, płyn z krost

Cheyletiella sp.

(pies, kot)

Skóra, sierść

Zeskrobiny i wyczesy sierści

Tab. 1. Gatunki pasożytów stwierdzane u psów i kotów (15)

PARAZYTOLOGIA

WETERYNARIA W PRAKTYCE

www.weterynaria.elamed.pl

MARZEC • 3/2014

nia jelitowego i uporczywe biegunki.
Wykrywanie cyst jest możliwe poprzez
wykonanie rozmazu bezpośredniego
kału barwionego płynem Lugola lub
badanie specyﬁ cznym testem immu-
noenzymatycznym. Cysty G. intesti-
nalis mają wielkości 8-12 μm, kształt
owalny, zawierają 4 biegunowo ułożo-
ne jądra i ﬁ lamenty zawiązków wici.
Pojawiają się w kale 6-15 dni po zara-
żeniu. Trofozoitów Giardia sp. poszu-
kuje się również w bioptatach błony
śluzowej dwunastnicy, gdzie wystę-
pują jako gruszkowate twory z dobrze
widocznymi dwoma jądrami i licznymi
wiciami (2).

Cystoizosporoza (izosporoza)
Objawy kliniczne są niespecyﬁ czne,
często uwidaczniają się po rutyno-
wym leczeniu przeciwpasożytniczym,
gdy wyeliminowane zostaną większe
pasożyty jelitowe. Inwazję rozpozna-
jemy przez wykonanie badania ko-
proskopowego metodą ﬂ otacji z uży-
ciem nasyconego roztworu NaCl lub
ZnSO

. Widoczne są owalne oocysty

wielkości 36-44 x 29-36 μm, o gładkich

bezbarwnych ściankach. W sporulują-
cej oocyście tworzą się 2 sporocysty,
zawierające po 4 sporozoity oraz ciał-
ko resztkowe.

Leiszmanioza
(skórna lub trzewna)
Objawy pododermatitis, obecność gu-
zów pod skórą, w rejonie węzłów
chłonnych, wzrost objętości brzu-
cha oraz pojawienie się owrzodzeń
i ognisk zapalnych o charakterze ziar-
niniakowym mają miejsce po bytno-
ści psa w rejonach endemicznych
(kraje basenu Morza Śródziemnego,
północna Afryka, Ameryka Południo-
wa). Do badania pobieramy bioptaty
ze zmian skórnych, zajętych węzłów
chłonnych lub narządów wewnętrz-
nych oraz wykonujemy rozmaz krwi.
Pasożyty najlepiej są widoczne w pre-
paratach barwionych barwnikiem
Giemsy, metodą Wrighta lub z uży-
ciem Diff-Quick. Obserwuje się posta-
cie amastigota obecne w makrofagach
i wycinkach tkanek. Po wykonaniu ho-
dowli z próbek krwi zakażonego psa
możliwe jest uzyskanie postaci pro-

mastigota. W przypadkach wątpli-
wych najlepsze wyniki diagnostyczne
uzyskuje się poprzez badanie testami
IFAT, metodą immunoenzymatyczną
lub PCR (3).

Toksoplazmoza
To najważniejsza z punktu widzenia
bezpieczeństwa właściciela zwierzęcia
choroba pierwotniacza. Kot jest żywi-
cielem ostatecznym Toxoplasma gondii.
Badamy kał w celu stwierdzenia siew-
stwa oocyst, kształtu owalnego, dłu-
gości 9-14 μm. Jest ono ograniczone
do okresu ostrego choroby wynoszące-
go 2-3 tygodnie od zarażenia, po tym
okresie znalezienie oocyst w kale jest
trudne i często przypadkowe.

Wygodnym i miarodajnym badaniem

jest wykonanie testu SNAP po pobra-
niu krwi kota. Do badań immunolo-
gicznych można użyć między innymi
metod aglutynacji bezpośredniej, aglu-
tynacji lateksowej, testu Sabina-Feldma-
na, immunoﬂ uorescencji pośredniej,
testu ELISA oraz innych testów komer-
cyjnych, np. Feline Toxo IgG/IgM Sen-
sPERT One Step Rapid Test Kit.

PARAZYTOLOGIA

WETERYNARIA W PRAKTYCE

www.weterynaria.elamed.pl

MARZEC • 3/2014

Cytauxzoon felis
Pasożyta wykrywa się w rozmazie
krwi, barwionym metodą Giemsy (me-
rozoity  wewnątrz krwinek czerwo-
nych). Badanie to ma ograniczoną czu-
łość, gdy inwazja znajduje się w fazie
schizogonii (faza przederytrocytarna).
Morfologicznie  C. felis podobny jest
do Babesia felis. Do różnicowania nie-
zbędne są badania serologiczne lub
molekularne. Techniką diagnostycz-
ną o najwyższej czułości jest badanie
metodą PCR.

Toksokaroza, toksaskaridioza
W kale (świeżym) znajdziemy jaja za-
wierające jedną komórkę (rzadziej
dwie), różnicujemy po obecności war-
stwy lipidowej, która u Toxascaris jest
grubsza, a jajo ma gładką skorupkę.
Jajo Toxocara ma żółtobrązową barwę
oraz skorupkę z ornamentacją.

W przypadku wydalenia przez zwie-

rzę całych glist (o średniej długości
7-10 cm) badający w zasadzie nie
ma trudności z diagnozą, można na-
wet po umieszczeniu pojedynczych
osobników pod mikroskopem rozpo-
znać gatunek lub płeć pasożyta (4).

Teniozy (echinokokoza)
W kale można wykrywać jaja oraz czło-
ny tasiemców. Badamy również czło-
ny przyklejone w okolicy krocza, które
mogą być zdeformowane, ze zmienio-
ną barwą. Należy je umieścić w dużej
kropli wody, rozprostować na szkieł-
ku podstawowym, nakryć drugim
szkiełkiem i oglądać pod małym po-
większeniem w celu wstępnej identy-
ﬁ kacji. Przy większym powiększeniu
najczęściej w prostokątnym członie
możemy zobaczyć pojedynczy bocz-
ny otwór płciowy oraz prześwitujące
przez ścianki macicy jaja.

Jaja Taeniidae mają kształt zbliżony

do koła lub są kuliste, otoczone prąż-
kowaną błoną, wewnątrz zawierają
onkosferę posiadającą 3 pary haków
(jeśli ich nie widać, można nacisnąć
ostrzem igły na szkiełko nakrywkowe,
spowoduje to pęknięcie prążkowanej
błony otaczającej jaja, co uwidacznia
haki). Uwaga! Jaja Echinococcus trud-
no odróżnić od jaj Taenia. Ponieważ
są one dużym zagrożeniem dla zdro-
wia ludzi, należy zachować ostrożność
i rygorystycznie przestrzegać zasad hi-
gieny w trakcie wykonywanego bada-

nia kału. W przypadku wykrycia jaj
z rodziny Taeniidae kał należy zutyli-
zować z zachowaniem środków ostroż-
ności, a zwierzę poddać natychmiasto-
wej kuracji (4, 5).

Dipylidioza
Człony Dipylidium caninum kształtem
przypominają nasiona ogórka, posia-
dają otwory płciowe na każdym brze-
gu i zawierają jaja zgromadzone w gru-
pach w torebkach macicznych, nawet
do 29 sztuk w jednej.

Mesocestoides lineatus
Człony t asiemca porównywane
są do nasion sezamu, mają otwór
płciowy grzbietowy, jaja zgromadzone
są w grubościennym narządzie przy-
macicznym. Jaja Mesocestoides są owal-
ne, mają cienką skorupkę i zawierają
wewnątrz larwę (4).

Difylobotrioza
–

Diphyllobotrium latum

Jaja tego tasiemca są nieprzerwa-
nie wydalane przez otwory macicz-
ne znajdujące się w każdym członie
i w ten sposób są rozsiewane z ka-
łem niezależnie od odłączających
się fragmentów strobili. Jaja są owal-
ne, z wieczkiem na jednym biegunie
i guziczkiem na drugim, żółtawego
koloru (trudne do odróżnienia od jaj
przywr). Po prześwietleniu członu ma-
cicznego widać charakterystyczną ma-
cicę w kształcie rozetki lub liścia ko-
niczyny (4).

W przypadku inwazji tasiemców

można w kale stwierdzić obecność an-
tygenów za pomocą testu ELISA (czu-
łość do 92%).

Ancylostomoza/Uncinarioza
(Ancylostoma caninum/Uncinaria
stenocephala)
W kale metodą ﬂ otacji stwierdza się
jaja tęgoryjców o cienkiej skorupce.
U kilku-, kilkunastodniowych szcze-
niąt badanie koproskopowe może
być negatywne pomimo wyraźnych
objawów klinicznych powodowanych
przez niedojrzale nicienie. Jaja tych
nicieni w momencie wydalania po-
siadają 2-8 blastomerów. Ancylostoma
caninum posiadają jaja o wymiarach
75-84 x 48-54 μm. Uncinaria steno-
cephala posiadają jaja o wymiarach
63-76 x 32-38 μm (6).

Trichurioza (Trichuris vulpis)
W kale metodą ﬂ otacji stwierdza się
charakterystyczne jaja, kształtu be-
czułkowatego, z dwoma czopkami
na biegunach o zabarwieniu żółto-
brązowym.

Kapilarioza (

Capillaria plica)

Głównie rozpoznawane są przez
stwierdzenie charakterystycznych jaj
w osadzie moczu po odwirowaniu. Jaja
są beczułkowate, szarawe, o wymia-
rach 55-67 x 26-29 μm, z guziczkami
na obu biegunach. Przy poszukiwaniu
jaj w kale jednokrotne badanie może
być negatywne, skuteczność wykrycia
podnosi zastosowanie ﬂ otacji z uży-
ciem ZnSO

(7).

Angiostrongylus vasorum
Poszukujemy w kale metodą Baer-
manna larw o długości ok. 330 μm.
Larwy mają ostro zakończony, fali-
sto załamany ogon i wyrostek po jego
grzbietowej stronie. Larwy Angio-
strongylus vasorum można pomylić
z larwami Crenosoma vulpis oraz z lar-
wami wolno żyjącymi. Przy badaniu
świeżych próbek pobranych bezpo-
średnio z odbytu lub bezpośrednio
z powierzchni podłoża (gruntu) na-
leży unikać zanieczyszczeń larwami
wolno żyjącymi.

Czułość metody Baermanna będzie

większa przy codziennym pobieraniu
próbek kału, bowiem liczba larw może
się zmieniać w zależności od dnia
i w przypadku badania pojedynczej
próbki można przeoczyć pasożyta.
Czasami potwierdzenie diagnozy przy
zastosowaniu metody Baermanna nie
jest możliwe. W takich przypadkach
prawidłowe rozpoznanie może umożli-
wić badanie płynu otrzymanego w wy-
niku płukania oskrzelowo-pęcherzyko-
wego (BAL) (8).

Diroﬁ lariozy

Diroﬁ laria repens
Rozpoznanie inwazji u zwierząt po-
lega na stwierdzeniu obecności doro-
słych nicieni w guzkach podskórnych
lub stwierdzeniu obecności mikro-
ﬁ larii (larw nicienia) we krwi obwo-
dowej. Testem diagnostycznym słu-
żącym do wykrywania mikrofilarii
we krwi obwodowej jest zmodyﬁ ko-
wany test Knotta. Do wykonania zmo-
dyﬁ kowanego testu Knotta należy po-

PARAZYTOLOGIA

WETERYNARIA W PRAKTYCE

www.weterynaria.elamed.pl

MARZEC • 3/2014

brać 1 ml krwi żylnej do probówki
z EDTA. Ważna jest w tym przypad-
ku pora pobierania krwi. W porze że-
rowania komarów znacznie zwiększa
się koncentracja mikroﬁ larii we krwi
obwodowej, w związku z czym pobie-
ranie krwi o zmroku znacznie zwięk-
sza czułość testu.

Przy podejrzeniu diroﬁ lariozy pod-

skórnej warto również pamiętać o dłu-
gości okresu prepatentnego, który
w tym wypadku wynosi od 27 do 34 ty-
godni. Zatem przed upływem tego cza-
su nie jest możliwe stwierdzenie mi-
kroﬁ larii we krwi.

Diroﬁ laria immitis
Możliwe jest stwierdzenie mikrofi-
larii we krwi w rozmazach lub ba-
dając krople krwi lub kroplę krwi
zhemolizowanej. W krajach, gdzie
diroﬁ larioza jest problemem klinicz-
nym, dostępne są komercyjne testy
diagnostyczne. We krwi widoczne
są swobodnie pływające mikrofila-
rie. Dostępne są metody serologicz-
ne do wykrywania diroﬁ larii. U psów
i kotów szukamy antygenów produko-

wanych przez dojrzałe samice (ponad
6 miesięcy). Mikroﬁ larie mają długość
270-325 μm i szerokość 6,7-7,0 μm.
Poszukuje się ich w rozmazach krwi
z użyciem metody Knotta (9).

Opistorchoza
Objawy kliniczne nie stanowią pod-
stawy do rozpoznania choroby. Na-
leży zbadać kał metodą dekantacji
i stwierdzić w nim obecność charak-
terystycznych jaj. Można także badać
ryby na obecność w ich mięśniach me-
tacerkarii. W tym celu tniemy na cien-
kie paski mięśnie grzbietu, układamy
je na szkiełko kompresora, ściskamy
drugim i oglądamy pod lupą dwu-
oczną.

Inwazja pcheł
Przeglądając skórę i sierść, wykry-
wamy obecność dorosłych pcheł.
Zwierzęta dotknięte inwazją są nie-
spokojne, często drapią się i liżą
podrażnione miejsca. Na posłaniu,
gdzie śpią lub odpoczywają zwierzę-
ta, można wykryć jaja pcheł i sporą
ilość ich odchodów. Dużą popular-

nością w wykryciu pchlicy, szczegól-
nie jako przyczyny APZS, cieszy się
tzw. test mokrej bibuły, wykrywający
odchody pcheł.

Sarkoptoza i notoedroza
Świerzb drążący psów i kotów – cho-
robę rozpoznajemy w oparciu o bada-
nie zeskrobin skóry. Próbki naskórka
pobieramy z kilku miejsc (najlepiej
na szkiełko zegarkowe), zawsze na gra-
nicy miejsc chorobowo zmienionych
ze zdrowymi oraz do tzw. „pierwszej
kropli krwi”, i badamy je metodą Ste-
fańskiego z użyciem 5-10-proc. roz-
tworu KOH lub NaOH. Do oceny
przebiegu choroby i powodzenia jej
zwalczania należy brać pod uwagę
warunki utrzymania psów, żywienie
i kontakty z ewentualnym źródłem za-
rażenia (10).

Otodektoza
Świerzb uszny – przy rozpoznawaniu
choroby należy wziąć pod uwagę ob-
jawy kliniczne oraz badanie mikro-
skopowe zeskrobin skóry z małżowi-
ny ucha metodą Stefańskiego. Można

PARAZYTOLOGIA

WETERYNARIA W PRAKTYCE

www.weterynaria.elamed.pl

MARZEC • 3/2014

także badać na obecność świerzbow-
ców wysięk pobrany wacikiem z prze-
wodu słuchowego.

Cheyletielloza
Rozpoznanie stawia się poprzez mi-
kroskopowe badanie skóry i sierści,
w której stwierdza się pasożyty. „Wę-
drujący łupież” – to dosłowne tłu-
maczenie nazwy angielskiej, trafnie
opisującej zachowanie roztoczy wy-
czesanych z sierści wespół z drobina-
mi nadmiernie łuszczącego się naskór-
ka. Próbki do badań mikroskopowych
można pobierać:
• wyczesując gęstym grzebieniem

sierść i łupież na ciemne tło (czarny
papier, folia), widać wtedy pod lupą
poruszające się wśród łupieżu roz-
tocza;

• pobierając materiał ze skóry i wło-

sów za pomocą przezroczystej
taśmy samoprzylepnej przyklejonej
na chwilę do skóry po rozchyle-
niu włosów; po oderwaniu taśmy
od skóry przykleja się ją do szkiełka
podstawowego i ogląda pod mikro-
skopem;

• zwilżając naskórek olejem mineral-

nym i pobrać zeskrobię skalpelem,
następnie przenieść ją na szkiełko
podstawowe, nakryć szkiełkiem
nakrywkowym i oglądać pod mikro-
skopem;

• wyskubując włosy z miejsca po-

brania zeskrobin, wyrwane włosy
należy umieścić pomiędzy dwoma
szkiełkami podstawowymi i oglą-
dać pod mikroskopem, poszukując
na włosach charakterystycznych
jaj roztoczy owiniętych kokonem;
metoda ta jest szczególnie polecana
w przypadku badania kotów.
W diagnostyce różnicowej należy

brać pod uwagę inwazję świerzbow-
ców, nużeńców, wszołów oraz grzybi-
cę i alergiczne zapalenie skóry.

Demodekoza – nużyca
Inwazję rozpoznajemy na podstawie
obrazu klinicznego i stwierdzenia nu-
żeńców w zeskrobinie skóry lub za-
wartości krost. Za „złoty” standard
diagnostyczny w przebiegu nużycy
uważana jest analiza głębokich, mno-
gich (3-5) zeskrobin skórnych. Uciśnię-
cie fałdu skóry w trakcie pobierania
materiału diagnostycznego pomaga
przemieścić nużeńce z mieszków wło-

sowych i gruczołów łojowych ku po-
wierzchni. Materiał należy pobie-
rać ze stosunkowo świeżych zmian
skórnych, do momentu pojawienia
się pierwszej kropli krwi włośniczko-
wej. Ocena zeskrobin daje możliwość
określenia liczby oraz wzajemnego
stosunku poszczególnych form roz-
wojowych pasożyta, jak również roz-
różnienia osobników żywych od mar-
twych. Nakroplenie (i pozostawienie
na 15-20 minut) zeskrobin 10-proc.
roztworem KOH lub NaOH, ewentu-
alnie chlorolaktofenolem, ułatwi oce-
nę preparatu (wybiórcze rozpuszcze-
nie mas keratynowych i łojowych).
W przypadkach nużycy uogólnionej
wieku dorosłego kluczowe jest pod-
jęcie próby zdiagnozowania choroby
pierwotnej, takiej jak niedoczynność
tarczycy, cukrzyca, zespół Cushinga
czy proces nowotworowy. W tym celu
powinno się przeprowadzić m.in. oce-
nę statusu hormonalnego pacjenta,
ze szczególnym uwzględnieniem pro-
ﬁ lu hormonów tarczycy i nadnerczy.

W przebiegu nużycy kotów w roz-

poznawaniu różnicowym należy brać
pod uwagę: zaburzenia psychogenne,
alergię pokarmową, AZS, kontaktowe
zapalenie skóry, świerzb notoedrycz-
ny, nadwrażliwość na alergeny pcheł.
Alternatywną metodą diagnostyczną
przy podejrzeniu nużycy jest badanie
mikroskopowe włosów – trichoskopia.
Jej podstawowe zalety to znikoma in-
wazyjność oraz łatwość wykonania.
Pozyskanie (wyrwanie) włosów do ba-
dania ułatwia użycie kleszczyków
hemostatycznych. Dalsza część ba-
dania przebiega analogicznie do ana-
lizy zeskrobiny. Oprócz różnych form
rozwojowych nużeńców widocznych
w bliskim sąsiedztwie pobranych ło-
dyg włosowych w badaniu trichosko-
powym w przebiegu nużycy dość czę-
sto stwierdza się obecność odlewów
mieszkowych jako wyraz towarzyszą-
cych chorobie zaburzeń rogowacenia
mieszkowego.

Trichoskopia jest przydatna szcze-

gólnie w przypadku obecności zmian
skórnych w przestrzeniach międzypal-
cowych, wokół oczu, warg oraz w sy-
tuacjach, kiedy pacjent jest bardzo
niespokojny. Można również prze-
prowadzić badanie histopatologiczne
bioptatu skóry oraz badanie cytolo-
giczne (10-12).

Neotrombikuloza (inwazja larw
swędzika jesiennego)
Rozpoznanie polega na poszukiwa-
niu czerwonopomarańczowych, szyb-
ko poruszających się larw swędzika
jesiennego. Pomocny może być test
z taśmą samoprzylepną.

Piśmiennictwo
1. Zynger W., Sobków K.: Diagnostyka babe-

szjozy psów w praktyce. „Życie Wet.”, 2012,
87(9), 755-757.

2. Sparkes A.: Przewlekła zakaźna biegunka

kotów. „Magazyn Wet.”, 2011, 20(167),
338-345.

3. Cardozo L.: Leiszmanioza psów: najnowsze

informacje. „Magazyn Wet.”, 2007, 16 (122),
59-61.

4. Borecka A.: Występowanie nicieni jelitowych

u psów. „Magazyn Wet.”, 2005, 14 (99), 64-66.

5. Karamon J. i wsp. Echinococcus spp. biologia

i rozpoznawanie. „Życie Wet.”, 2008, 83 (12),
996-998.

6. Stefański W, Żarnowski E.: Rozpoznawanie

inwazji pasożytniczych u zwierząt. PWRiL,
Warszawa 1971.

7. Klockiewicz M. i wsp.: Zwalczanie trudno

leczących się inwazji – przypadek kapilariozy
pęcherza moczowego u psa. „Magazyn Wet.”,
2008, 17, (132) 200-204.

8. Fagasiński A., Zalewski A.: Angiostrongylo-

za- nowa groźna inwazja. „Magazyn Wet.”,
2009, (151), 18, 1257-1258.

9. Fagasiński A.: Diroﬁ laria imitis – narastające

niebezpieczeństwo. „Magazyn Wet.”, 2008,
(137) 17, 882-883.

10. Wilkołek P., Szczepanik M., Adamek Ł.:

Dermatozy kotów przebiegające z łojotokiem.
„Magazyn Wet.”, 2011, 20(164), 18-22.

11. Karaś-Tęcza J., Czogała J.: Nużyca niejedno

ma imię, czyli o różnorodności jej obrazu
klinicznego u psów. cz. I. „Magazyn Wet.”,
2012, 21(179), 322-328.

12. Karaś-Tęcza J., Czogała J.: Nużyca niejedno

ma imię. cz. II. Co warto wiedzieć o efektyw-
ności poszczególnych testów diagnostycznych
w przebiegu tej choroby u psów. „Magazyn
Wet.”, 2012, 21(181), 760-765.

13. Połozowski A., Piekarska J., Kantyka M.:

Diagnosis and treatment of Tritrichomonas
foetus infections in cats from South-West Po-
land (2006-2013). „Annals of Parasitology”,
2013, 59, supplement, 148.

14. Zygner W.: Diagnostyka i zwalczanie rzęsist-

kowicy u kotów. „Życie Wet.”, 2013, 88(2),
132-135.

15. Ziomko I, Cencek T.: Inwazje pasożytnicze

zwierząt gospodarskich. Drukarnia Piotra
Włodarskiego, Warszawa 1999.

dr hab. Rajmund Sokół, prof. nadzw.

Katedra Parazytologii

i Chorób Inwazyjnych

Wydział Medycyny Weterynaryjnej

Uniwersytet Warmińsko-Mazurski

10-719 Olsztyn

ul. M. Oczapowskiego 13

Document Outline