Uniwersytet Przyrodniczy we Wrocławiu

Wydział Nauk o Żywności

Kierunek: Technologia Żywności i Żywienie Człowieka

Specjalność: Technologia Drobiu i Jaj

Justyna Linowska

WŁA

ŚCIWOŚCI PRZECIWUTLENIAJĄCE

WYBRANYCH MI

ĘŚNI KURCZĄT

ANTYOXIDATIVE PROPERTIES OF SELECTED

CHICKEN MUSCLES

Praca magisterska

wykonana pod kierunkiem

dr inż. Małgorzaty Korzeniowskiej

w Katedrze Technologii
Surowców Zwierzęcych

i Zarządzania Jakością

Wrocław 2010

2

Dziękuję Pani

dr inż. Małgorzacie Korzeniowskiej

za życzliwość,

pomoc i cenne

uwagi w czasie

pisania pracy magisterskiej.

3

Dziękuję Rodzicom

za wsparcie i pomoc

w trakcie

pięcioletniej nauki.

4

Spis treści

1. Streszczenie........................................................................................................5

2. Przegląd literatury...............................................................................................6

2.1 Wstęp.............................................................................................................6

2.2 Zagadnienie w świetle piśmiennictwa..........................................................6

2.2.1 Potencjał oksydo – redukcyjny. Wolne rodniki...................................6

2.2.2 Autooksydacja. Czynniki wywołujące reaktywne formy tlenu

............7

2.2.3 Peroksydacja składników zawartych w mięśniach.............................10

2.2.4 Przeciwutleniacze naturalne i syntetyczne oraz enzymy

przeciwutleniające..............................................................................11

2.2.5 Histologiczna budowa mięśni tuszki drobiowej.................................23

2.2.6 Skład chemiczny mięsa tuszki drobiowej...........................................28

3. Cel pracy............................................................................................................32

4. Metodyka badań.................................................................................................33

4.1 Materiał badawczy........................................................................................33

4.2 Przebieg doświadczenia................................................................................34

4.3 Metody analityczne.......................................................................................35

3.3.1 Przygotowanie prób do analiz.............................................................35

3.3.2.Oznaczenie aktywności antyoksydacyjnej metodą ABTS .................35

3.3.3 Oznaczenie aktywności antyoksydacyjnej metodą DPPH................37

3.3.4. Pomiar substancji reagujących z kwasem 2-tiobatbiturowym ..........38

3.4. Analiza statystyczna....................................................................................41

5. Omówienie wyników.........................................................................................42

6. Dyskusja wyników.............................................................................................50

7. Wnioski..............................................................................................................54

8. Literatura............................................................................................................55

Spis tabel..................................................................................................................58

Spis wykresów.........................................................................................................64

5

Streszczenie

W pracy analizowano zmiany właściwości przeciwutleniających wybranych

mięśni drobiu w czasie zamrażalniczego przechowywania.

Materiałem badawczym był „Świeży kurczak patroszony bez podrobów kl. A”

oraz „Świeże skrzydła z kurczaka kl. A” wyprodukowane w firmie DROSED S.A.

Tuszki dzielono na skrzydło, filet z piersi, udo, podudzie i część grzbietową,

a następnie

poddawano zamrażalniczemu przechowywaniu przez okres do 90 dni

w temperaturze –18ºC. W dniu zamrożenia, a także po 30, 60 i 90 dniach

przechowywania wykonano analizę zawartości dialdehydu malonowego (TBARS)

wskazującego stan zaawansowania oksydacji tłuszczu oraz oznaczenia zdolności

do zmiatania pozostałych w próbie wolnych rodników DPPH i ABTS.

Na podstawie zebranych w doświadczeniu wyników i przeprowadzonej analizy

statystycznej

wykazano,

że

podczas

przechowywania

zamrażalniczego

tj. w temperaturze -18

°

C w wybranych mięśniach drobiowych zachodzą niekorzystne

procesy oksydacyjne, których następstwem są zmiany jakościowe mięsa oraz

wyrobów z niego wytworzonych. Procesy utleniania składników zawartych

w mięśniach

drobiu

uzależnione

są

zarówno

od

czasu

przechowywania

zamrażalniczego, jak i od rodzaju analizowanego mięśnia. Najbardziej podatne

na niekorzystne procesy oksydacji składników mięśni kurcząt są mięśnie podudzia

i uda, najprawdopodobniej ze względu na między innymi większy udział tłuszczu

i barwników hemowych w porównaniu do innych analizowanych mięśni drobiu.

Natomiast najmniej narażone na działanie reaktywnych form tlenu są filety z mięśni

piersiowych, zarówno wewnętrzny, jak i zewnętrzny.

6

1. Przegląd literatury

1.1. Wstęp

Tlen jest jednym z najważniejszych pierwiastków szeroko rozpowszechnionych

na naszej planecie. Jego podstawową funkcją jest podtrzymywanie życia organizmów

tlenowych, podczas gdy w stosunku do organizmów beztlenowych przejawia działanie

toksyczne.

Cząsteczka tlenu ulega reakcji redukcji. Może to być zarówno redukcja całkowita

do cząsteczki wody, jak i stopniowa w etapach jednoelektronowych lub przy

wzbudzeniu. W wyniku tych procesów tworzą się reaktywne formy tlenu (RFT).

Reagują one ze składnikami komórek, prowadząc do ich modyfikacji oraz

uszkodzenia. Efektem tych reakcji jest zapoczątkowanie schorzeń, których ostateczną

konsekwencją mogą być stany chorobowe w organizmie (Bartosz, 2009;Bartnikowska,

2004).

1.2. Zagadnienie w świetle piśmiennictwa

1.2.1 Potencjał oksydo-redukcyjny. Wolne rodniki

Tlen, jako pierwiastek dający życie, może także wykazywać działanie toksyczne

tworząc reaktywne formy tlenu. Rozpoczynając opisywanie tego zjawiska należy

wykazać jak zachowują się elektrony w środowisku, w którym przebiegają reakcje

biochemiczne.

Nieumiejętność występowania elektronów w postaci wolnej przyczynia się do ich

ciągłej wymiany pomiędzy formą zredukowaną a formą utlenioną cząsteczki. Formy te

tworzą układy zwane układami oksydacyjno-redukcyjnymi (Kleczkowski i in., 1998).

Reakcje oksydacyjno-redukcyjne to reakcje z przeniesieniem elektronów, przy

czym jeden z substratów jest donorem natomiast drugi akceptorem elektronów.

7

Miernikiem, który określa zdolność lub siłę systemu do przyjmowania elektronów jest

potencjał oksydoredykcyjny (Bałasińska, 2004).

Podczas jednoelektronowej redukcji wieloetapowej cząsteczki tlenu, powstają

reaktywne formy tlenu zwane wolnymi rodnikami. Dzieje się to w warunkach

podwyższonego stężenia i ciśnienia tlenu (Barowicz, 2000; Kleczkowski i in., 1998).

Wolne rodniki to cząsteczki tlenu bądź ich fragmenty, które są zdolne

do samodzielnego istnienia i mające na swojej orbicie walencyjnej jeden lub kilka

niesparowanych elektronów. Wolne rodniki tlenowe tworzą się również w organizmie

podczas przemian metabolicznych i są produktami ubocznymi tych przemian.

Powstałe rodniki są zazwyczaj neutralizowane przez enzymy lub antyoksydanty

naturalnie występujące w organizmie (Kerr i in., 1996).

Ponadto wywołują one wiele różnych reakcji, między innymi reakcję

autooksydacji (Kleczkowski i in.,1998).

1.2.2 Autooksydacja. Czynniki wywołujące reaktywne formy tlenu.

Autooksydacja to proces wolnorodnikowy, w którym niezbędny jest kontakt z tlenem

atmosferycznym (Wawrzeńczyk, 2001).

W mechanizmie wolnorodnikowym autooksydacji rozróżniamy trzy etapy:

a) inicjację

b) propagację

c) terminację

a

) LH

Inicjator

L • + H •

Inicjacja to zapoczątkowanie reakcji wolnorodnikowej. Na tym etapie jest oderwany

atom wodoru znajdujący się przy wiązaniu podwójnym kwasu tłuszczowego (LH).

W wyniku czego powstają rodniki lipidowe (L•). RFT są jednymi z czynników

inicjujących autooksydację.

8

b)

L • + O2 LOO •

LOO • + LH LOOH + L •

Podczas etapu propagacji rodniki lipidowe (L • ) powstałe w procesie inicjacji reagują

z tlenem cząsteczkowym (O

2

). Prowadzi to do powstania rodników nadtlenkowych

(LOO

•

), które następnie reagując z wielonienasyconymi kwasami tłuszczowymi (LH)

tworzą wodoronadtlenki (LOOH) oraz nowe rodniki lipidowe (L

•

). Powstałe rodniki

lipidowe reagują z tlenem cząsteczkowym i reakcja powtarza się.

c)

L • + L • LL

L • + LOO • LOOL

LOO • + LOO • LOOL + O2

W ostatnim etapie autooksydacji, którym jest terminacja, następuje rekombinacja

reakcji pomiędzy nagromadzonymi formami wolnorodnikowymi (L

•

i LOO

•

) oraz

powstanie reaktywnych produktów tych reakcji

(Pisulewski i in., 2007; Oldman, 1998)

Produktami wyżej wymienionych reakcji są reaktywne formy tlenu (RTF).

Powstają one w skutek działania zewnętrznych czynników fizycznych. Do takich

czynników możemy zaliczyć między innymi światło, ultradźwięki, promieniowanie

nadfioletowe oraz jonizację (Barowicz, 2000).

Promieniowanie jonizujące, jako jeden z czynników fizycznych tworzących

reaktywne formy tlenu, powoduje rozpad cząsteczek wody. W pierwszym etapie

radiolizy następuje jonizacja oraz wzbudzenie cząsteczek wody. Następnie wzbudzone

cząsteczki rozkładają się na atomy wodoru oraz rodniki hydroksylowe.

Kolejno swobodne elektrony ulegają przekształceniu w elektrony uwodnione (e

-

aq

)

oraz zostają wytworzone cząsteczki wodoru H

2

i nadtlenku wodoru H

2

O

2

.

W przypadku, gdy w roztworze znajduje się rozpuszczony tlen, następuje jego szybka

reakcja zarówno z uwodnionymi elektronami, jak i z wodorem. W wyniku tych reakcji

powstaje anionorodnik ponadtlenkowy oraz rodnik wodoronadtlenkowy(Bartosz,

2009).

9

Promieniowanie nadfioletowe, podobnie jak radioliza również powoduje

wzbudzenie,

jonizację

bądź

rozpad

cząsteczek.

Pod

wpływem

działania

promieniowania nadfioletowego następuje rozpad cząsteczek tlenu na wolne atomy,

które kolejno reagują z innymi cząsteczkami tlenu, w wyniku czego powstaje ozon O

3

(Bartosz, 2009).

Kolejnym wyznacznikiem fizycznym przyczyniającym się do powstawania RFT

są ultradźwięki. W wyniku sonikacji powstają atomy H

•

oraz rodniki

•

OH.

Przegrupowanie rodników

•

OH powoduje powstanie H

2

O

2,

natomiast atomy wodoru

reagując z tlenem tworzą HO

•

2

. Ponadto sonikacja mieszanin zawierających tlen

przyczynia się także do rozpadu cząsteczek tlenu na atomy oraz powstania tlenu

singletowego (Bartosz, 2009).

Światło, to kolejny determinant powstawania reaktywnych form tlenu.

Cząsteczka fotosensybilizatora U po zaabsorbowaniu kwantu światła, staje się bardziej

reaktywna przechodząc w stan wzbudzony U

*

. Wzbudzona cząsteczka ulega

jednoelektronowej redukcji, gdy związek redukujący znajdzie się w pobliżu

fotosensybilizatora. Powstała zredukowana cząsteczka wchodzi kolejno w reakcje

z tlenem i ulega utlenieniu, w wyniku czego tworzy się anionorodnik ponadtlenkowy.

Zredukowana forma fotosensybilizatora może ponownie zaabsorbować kwant światła,

przez co następuje jego fotoredukcja i utlenienie (Bartosz, 2009).

U

promieniowanie

U

*

fotosensybilizator

wzbudzony

fotosensybilizator

U

*

+ SH

HU

•

+ S

•

HU

•

+ O

2

U

•

+ O

2

•

-

+ H

+

Wymienione wyżej czynniki, takie jak światło widzialne oraz promieniowanie

nadfioletowe powodują powstanie tlenu singletowego. Dzieję się to w wyniku

wzbudzenia cząsteczki tlenu będącej w stanie podstawowym, inaczej zwanym tlenem

trypletowym. Tlen trypletowy może również reagować ze związkami chemicznymi.

10

Produktem tych reakcji jest anionorodnik ponadtlenkowy, który po kolejnych

przyłączeniach tworzy rodnik wodorotlenowy

•

OH. Rodnik ten jest jednym

z najbardziej reaktywnych utleniaczy (Bartosz, 2009; Wójcik- Przybyłko, 1997).

Reaktywne

formy

tlenu

w

organizmie

powstają

także

podczas

reakcji

zapoczątkowanych przez anionorodnik ponadtlenkowy (Bartosz, 2009).

Anionorodnik ponadtlenkowy to cząsteczka, która powstaje podczas

niecałkowitej redukcji tlenu. Posiada on ładunek elektryczny oraz niesparowany

elektron na swojej orbicie walencyjnej (Bałasińska, 2004).

1.2.3 Peroksydacja składników zawartych w mięśniach.

Jednym z najbardziej znanych procesów wolnorodnikowych jest peroksydacja

lipidów. Jest to proces niszczenia błon komórkowych w wyniku działania wolnych

rodników. Polega na utlenianiu nienasyconych kwasów tłuszczowych bądź innych

lipidów, z których powstają nadtlenki. Proces peroksydacji lipidów jest nasilony

w komórkach nabłonkowych, a szczególnie w ich błonach, ponieważ zawierają wiele

nienasyconych kwasów tłuszczowych oraz mają ułatwiony dostęp do tlenu

(Kleczkowski i in.,1998; Szczypka, 1997).

Reakcjom peroksydacji ulegają także aminokwasy, białka, zasady kwasów

nukleinowych oraz kwasy nukleinowe. Wynikiem peroksydacji białek jest ich

agregacja, fragmentacja bądź modyfikacja reszt aminokwasowych lub prostetycznych

(Wójcik- Przybyłko,1997).

Wymienione modyfikacje zazwyczaj przebiegają równolegle, a ich udział

w procesie utleniania białek zależy między innymi od źródła RFT. Prekursorem

uszkodzeń białek może być rodnik hydroksylowy, anionorodnik ponadtlenkowy oraz

nadtlenek wodoru. Nadtlenki białek powstają w wyniku działania promieniowania

jonizującego. Są one jednak nietrwałe. W przypadku braku obecności innych

substancji oraz w temperaturze pokojowej zanikają.

Skutkiem działania aktywnych form tlenu na białka jest ich uszkodzenie,

co w efekcie prowadzi do utraty aktywności biologicznej białek (Wójcik-

Przybyłko,1997; Bartosz,2009).

11

Reaktywne formy tlenu mogą także oddziaływać na kwasy nukleinowe.

Związki te są jednak mniej podatne na działanie wolnych rodników niż lipidy i białka.

Nadtlenek wodoru i anionorodnik ponadtlenkowy nie wpływają destrukcyjnie

na składniki kwasów nukleinowych. Negatywne skutki działania reaktywnych form

tlenu na kwasy nukleinowe to przede wszystkim uszkodzenie struktury DNA czy RNA

przez rodnik wodorotlenowy. Uszkodzenia mogą powodować wytworzenie

przeciwciał, które są skierowane przeciwko własnemu DNA (Wójcik - Przybyłko,

1997).

Działanie aktywnych form tlenu również negatywnie wpływa na cukrowce,

bowiem powodują depolimeryzację kwasu hialuronowego, co przejawia się

obniżeniem lepkości roztworów (Wójcik - Przybyłko, 1997).

Reakcje peroksydacji przebiegają często lawinowo. Pod wpływem większej ilości

wolnych rodników w komórkach, a także przyspieszonych reakcji wolnorodnikowych

powstaje stan, który nazywamy stresem oksydacyjnym. Metaboliczne skutki stresu

oksydacyjnego to przede wszystkim obniżenie poziomu ATP, zmniejszenie stosunku

stężeń GSH/GSSG oraz całkowitego stężenia glutationu w komórkach. Następstwem

zwiększonego narażenia komórek na RFT może być także zwiększenie stężenia Ca

2+

w cytoplazmie oraz zwiększenie przepuszczalności błony plazmatycznej. Działanie

stresu oksydacyjnego prowadzi do uszkodzenia cytoszkieletu oraz zmian

morfologicznych powierzchni komórek. Ostatecznym wynikiem tego procesu,

poprzedzającym śmierć komórki, może być uszkodzenie DNA (Kleczkowski i in.,

1998; Bartosz, 2009).

1.2.4.

Przeciwutleniacze

naturalne

i

syntetyczne

oraz

enzymy

przeciwutleniające

Działanie reaktywnych form tlenu na lipidy, białka, kwasy nukleinowe oraz

cukrowce prowadzi do zaburzeń funkcjonowania organelli komórkowych,

co w ostateczności prowadzi do powstawania schorzeń. Nie ma więc wątpliwości,

że RFT przyczyniają się do powstawania wielu chorób.

12

Natomiast lekami mogą być niskocząsteczkowe antyoksydanty oraz enzymy

rozkładające RFT (Wójcik - Przybyłko,1997; Bartosz, 2009).

Do schorzeń, do których powstania mogą się przyczynić aktywne formy tlenu,

możemy między innymi zaliczyć cukrzyce, miażdżycę, astmę, grypę a także chorobę

Parkinsona oraz Alzheimera (Szczypka, 1997).

Przyczyną starzenia się organizmu oraz powstawania nowotworów u ludzi także

może być wzrost ilości wolnych rodników. U podstaw procesu starzenia się organizmu

znajduje się wiele schorzeń, takich jak arterioskleroza czy nowotwory, które również

powstają w wyniku działania reaktywnych form tlenu. Podczas starzenia dochodzi

do peroksydacji lipidów, uszkodzeń DNA oraz utlenienia kolagenu (Malinowska,

1992).

W walce o zdrowie człowieka ma tutaj ogromne znaczenie obecność

mechanizmów obronnych organizmu oraz destrukcyjne działanie reaktywnych form

tlenu. Bardzo duże znaczenie mają także przeciwutleniacze pochodzenia endogennego

oraz ochronne układy enzymatyczne. Naturalne substancje organiczne pełnią dwie

najważniejsze funkcje, wygaszają wzbudzone cząsteczki tlenu w komórkach oraz

redukują rodnik ponadtlenkowy (Malinowska, 1992).

Substancje naturalne, które redukują rodnik ponadtlenkowy do nadtlenku wodoru

zaliczane są do przeciwutleniaczy. Są otrzymywane z surowców naturalnych bądź

przez syntezę. Antyoksydanty posiadają pierścień aromatyczny z grupą hydroksylową

lub aminową. Mechanizm działania antyutleniaczy polega na hamowaniu

rozprzestrzeniania się reakcji autooksydacji poprzez łączenie wolnych rodników

z cząsteczką

przeciwutleniacza.

W

rezultacie

tworzy

się

wolny

rodnik

przeciwutleniacza, który nie posiada zdolności do wytrącenia się lub wejścia w reakcję

prolongacji.

Przeciwutleniacz – H + R

•

Przeciwutleniacz

•

+ RH

Wolny rodnik przeciwutleniacza kolejno reaguje z innym wolnych rodnikiem,

w konsekwencji czego powstaje nowy związek chemiczny nie będący wolnym

13

rodnikiem. Cząsteczka przeciwutleniacza w tym procesie traci właściwości

przeciwutleniające.

Przeciwutleniacz

•

+ R

•

Przeciwutleniacz – R

lub

Przeciwutleniacz

•

+ Przeciwutleniacz

•

Przeciwutleniacz – Przeciwutleniacz

W konsekwencji tego procesu powstają trwałe związki i następuje przerwanie

reakcji prolongacji (Wójcik-Przybyłko, Dębski, 1998).

Najważniejsze przeciwutleniacze naturalne to alfa tokoferol, kwas askorbinowy

oraz zredukowany glutation (Malinowska, 1992).

Jednymi z najistotniejszych antyoksydantów błon komórkowych są tokoferole,

a zwłaszcza alfa-tokoferol. Działanie alfa tokoferolu polega na usuwaniu

drugorzędowych wolnych rodników i terminacji reakcji utleniania lipidów. Następuje

tu także przejście wit. E w formę rodnikową (Szczypka, 1997; Bartnikowska, 1992).

Lipid - OO

•

+ T – OH

lipid – OOH + T - O

•

Rodniki tokoferylowe są mało reaktywne, przez co nie uczestniczą w etapie

prolongacji reakcji autooksydacji. Mogą natomiast reagować z innymi wolnymi

rodnikami lub ulegać redukcji wywołanej przez inne przeciwutleniacze:

TO

•

+ lipid - OO

•

H+

lipid – OOH + T = O

Ponadto, terminacja reakcji autooksydacji przez wolny rodnik tokoferylowy

może być także spowodowana przegrupowaniem rodników tokoferylowych lub

addycją do rodnika nadtlenkowego:

TO

•

+ TO

•

TO –OT

TO

•

+ lipid - OO

•

lipid – OO – OT

14

Witamina E dodatkowo jest skutecznym wygaszaczem tlenu singletowego

(Bartosz, 2009).

Ponadto, witamina E jest składnikiem błon komórkowych i lizosomalnych.

Podstawowym jej działaniem jest stabilizacja struktury tych błon oraz zwiększenie

odporności przeciw peroksydazie glutationowej. Witamina E także współdziała

z selenem, stymulując tworzenie przeciwciał, dzięki czemu zwiększa się odporność

organizmu na choroby.

Współdziałanie witaminy E z glutationem oraz ubichinonem powoduje

wzmocnienie działania alfa-tokoferolu oraz jego regenerację. Alfa-tokoferol jest więc

jednym z najskuteczniejszych antyutleniaczy hydrofobowych (Świerczewska,

Siennicka, 2005; Różański, 2004).

Do naturalnych związków przeciwutleniających o charakterze hydrofobowym

oprócz witaminy E możemy zaliczyć także karotenoidy oraz ubichinon (Bartosz,

2009)

Koenzym Q10, czyli ubichinon jest przeciwutleniaczem fazy lipidowej.

Występuje w błonach mitochondrialnych i plazmatycznych oraz w lipoproteinach

krwi. Odpowiada za metabolizm komórek. Ponadto jest aktywatorem dehydrogenaz

i cytochromu

oraz

posiada

zdolność

przerywania

łańcuchowych

reakcji

wolnorodnikowych i osłabiania tlenu singletowego. Związek ten także przyczynia się

do regeneracji rodnika

α

-tokoferylowego (Pisulewski i in.,2007).

Do naturalnych antyoksydantów możemy także zaliczyć karoteny. Są to związki

o charakterze prowitaminy A posiadające podobna aktywność biologiczną.

Największe działanie przeciwutleniające wykazuje

β

-karoten, który pełni funkcję

ochronną błon komórkowych i cytoplazmatycznych przed działaniem aktywnych form

tlenu (Świerczewska, Siennicka, 2005; Wójcik - Przybyłko,1997).

Karotenoidy maja zbliżone właściwości do tokoferoli, gdyż mogą zarówno

wygaszać tlen singletowy jak i reagować z organicznymi wolnymi rodnikami, które

powstają podczas utlenienia lipidów. W reakcji addycji rodnika nadtlenku lipidu do

β-karotenu (K) tworzy się wolny rodnik:

LOO

•

+ K LOO - K

•

15

Powstały wolny rodnik może kolejno reagować z rodnikiem nadtlenku lipidu:

LOO -

K

•

+ LOO

•

LOO – K – OOL

Następnie addukt karotenowy dwóch rodników nadtlenkowych może wchodzić

w reakcję z innymi rodnikami, w wyniku czego mogą powstawać wielokrotne

addukty:

LOO – K – OOL + LOO

•

(LOO)

2

– K - OOL

•

(LOO)

2

– K - OOL

•

+

LOO

•

(LOO)

2

– K – (OOL)

2

Ponadto, karotenoidy mogą reagować z organicznymi wolnymi rodnikami, które

tworzą się podczas peroksydacji lipidów. Podobnie jak tokoferole chronią organizm

przed działaniem tlenu singletowego, wygaszając go.

Karotenoidy przerywają łańcuchową reakcje autooksydacji na etapie propagacji

przez niszczenie rodnika peroksylowego (Pisulewski i in.,2007; Bartnikowska, 1992;

Bartosz, 2009).

Właściwości redukcyjne ma także kwas askorbinowy. Witamina ta jest silnym

antyoksydantem w stosunku do wolnych rodników, między innymi do anionorodnika

ponadtlenkowego, nadtlenku wodoru i tlenu singletowego. Kwas askorbinowy należy

do grupy antyoksydantów hydrofilowych. Głównie działa w płynach ustrojowych oraz

cytoplazmie

komórek.

Antyoksydacyjne

działanie

witaminy

C

dotyczy

jednoelektronowej redukcji wolnego rodnika. Redukcja ta prowadzi do powstania

wolnego rodnika askorbylowego. Rodnik ten jest mało reaktywny, a po dalszym

utlenieniu ulega przekształceniu do kwasu dehydroaskorbinowego (Wójcik-Przybyłko,

1997).

Kwas askorbinowy w wysokich stężeniach jest przeciwutleniaczem, natomiast

w niskich stężeniach jest prooksydantem, czyli wykazuje działanie negatywne.

Prooksydacyjna aktywność askorbinianu wykazuje, iż w obecności jonów metali

przejściowych wit. C może stymulować powstawanie rodnika hydroksylowego

•

OH

16

z nadtlenku wodoru oraz inicjować proces peroksydacji lipidów (Malinowska, 1992;

Bartosz, 2009).

Rys. 1 Kwas askorbinowy (Witamina C) (Nawrot, Goździcka- Józefiak, 2002)

Do związków hydrofilowych wykazujących działanie przeciwutleniające oprócz

witaminy C możemy także zaliczyć glutation (GSH) oraz pochodne adeniny.

(Pisulewski i in.,2007).

Glutation to tripeptyd, który jest zbudowany z glutaminianu, cysteiny oraz

glicyny. Występuje w komórkach organizmów prokariotycznych i eukariotycznych.

Jest syntetyzowany w wątrobie, natomiast w komórkach jest głównie gromadzony

w mitochondriach, gdzie wytwarzane są reaktywne formy tlenu. Podstawową funkcją

glutationu jest unieszkodliwienie reaktywnych form tlenu oraz uczestniczenie

w procesie rozkładu nadtlenków lipidowych.

Ponadto

γ

- glutamylocysteinyloglicyna w reakcji z askorbinianem powoduje

usuwanie H

2

O

2

. Proces ten chroni przed powstawaniem rodnika hydroksylowego.

γ

- glutamylocysteinyloglicyna ma zdolność do regeneracji utlenionego rodnika

α

-tokoferylowego do wit. E oraz współdziałania w odbudowie wit. C. Glutation

w obecności wolnych rodników może ulec utlenieniu. Prowadzi to do powstania

disulfidu glutationu (GSSG), który może być regenerowany do pierwotnej formy GSH

przez reduktazę glutationową.

17

Utlenienie glutationu odbywa się na drodze nieenzymatycznej. Jednak proces ten

może być przyspieszony przez peroksydazę glutationową. Dzieje się to w przypadku

gdy czynnikiem utleniającym jest nadtlenek wodoru bądź nadtlenki organiczne

(Malinowska, 1992; Nawrot, Goździcka-Józefiak, 2002; Świerczewska, Siennicka,

2005; Łata, 1998; Pisulewski i in.,2007; Bartosz, 2009).

Podobnie jak w przypadku witaminy C również zredukowane związki tiolowe

mogą wykazywać działanie prooksydacyjne. Właściwość ta przejawia się w reakcjach

przy udziale zredukowanych jonów metali przejściowych (Pisulewski i in., 2007).

Pochodne adeniny, czyli ksantyna, hipoksantyna oraz kwas moczowy także

należą do antyoksydantów hydrofilowych. Kwas moczowy jest najbardziej poznanym

przeciwutleniaczem spośród pochodnych adeniny. Posiada zdolność przerywania

reakcji autooksydacji lipidów poprzez inaktywację rodnika hydroksylowego oraz

rodników

nadtlenkowych,

a

także

nadtlenoazotynu

(RFA).

Właściwości

antyoksydacyjne tego kwasu dotyczą zdolności wiązania prooksydacyjnych jonów

żelaza (Pisulewski i in.,2007).

Mięso kurcząt posiada także składniki antyoksydacyjne. Są one niezwykle

ważne, gdyż stanowią naturalną barierę ochronną przed reaktywnymi formami tlenu.

Należy tu wyróżnić przede wszystkim dipeptydy (karnozynę oraz anserynę), koenzym

Q10, glutation, witaminę E a także karotenoidy (Pisulewski i in.,2007).

Związki hydrofilowe oraz hydrofobowe o znaczeniu przeciwutleniającym,

również obecne w mięśniach drobiu, zostały opisane wcześniej (patrz str. 11-13),

dlatego w dalszym opisie skupiono się na związkach o charakterze dipeptydów

tj. karnozynie i anserynie.

Pierwszym z dipeptydów o działaniu przeciwutleniającym jest karnozyna, czyli

β

-alanylo-L-histydyna. Związek ten jest zbudowany z dwóch aminokwasów tj. alaniny

i histydyny. Karnozyna występuje w niektórych tkankach oraz w mięśniach, przede

wszystkim znaczne jej ilości są w mięśniach szkieletowych (Bartnikowska, 2004;

Bartosz,2009).

18

Ten endogennie występujący dipeptyd jest odpowiednikiem przeciwuteniaczy

o charakterze lipofilowym, takich jak α- tokoferol. Jego głównym zadaniem jest

redukowanie rodnika hydroksylowego i nadtlenkowego, a także tlenu singletowego,

chloraminy i rodnika peroksynitrylowego. Ponadto hamuje peroksydację lipidów oraz

zmniejsza stężenie dialdehydu malonowego. Karnozyna wykazuje także działanie

buforujące. Właściwość ta jest wynikiem obecności pierścienia imidazolowego

histydyny w cząsteczce dipeptydu (Zięba, 2007).

Drugą właściwością karnozyny jest zdolność do chelatowania jonów metali

takich jak żelazo, miedź czy cynk. Pozwala to na regulowanie stężenia jonów metali

w tkankach i płynach ustrojowych, a także zmniejszenia ich toksyczności.

Ponadto, karnozyna ma właściwości lecznicze w schorzeniach, w których

patogenezie mogą uczestniczyć stres oksydacyjny i karbonylowy (Zięba, 2007).

Karnozyna ma wiele zastosowań, stosuje się miedzy innymi jako dodatek

do mięsa w czasie przetwarzania, w celu zapobiegania zmianom oksydacyjnym

podczas przechowywania. W tych procesach można stosować karnozynę syntetyczną

bądź naturalną, otrzymaną z mięsa wieprzowego lub wołowego po uprzednim

usunięciu jonów żelaza (Bartnikowska, 2004).

Podobne właściwości do karnozyny posiada anseryna, która jest także

dipeptydem. Anseryna czyli β-alanylo-N-metylo-L-histydyna składa się z dwóch

aminokwasów: β-alaniny i L-histydyny rozbudowanej o grupę metylową (-CH3).

Anseryna występuje głównie w mięśniach szkieletowych i mózgu. W organizmie

ssaków pełni rolę antyoksydantu (Bartosz, 2009).

Oprócz

antyoksydantów

naturalnych

hamujących

proces

autooksydacji

rozróżniamy także przeciwutleniacze syntetyczne. Do przeciwutleniaczy tych

zaliczmy estry kwasu galusowego: propylowy, oktylowy i dodecylowy, a także TBHQ

(tert-butylohydrochinon),

BHA

(butylohydroksyanizol)

oraz

BHT

(butylohydroksytoluen) (Sicińska, 2008).

Przeciwutleniacze syntetyczne działają w małych stężeniach i wykazują większą

skuteczność w stosunku do tłuszczów zwierzęcych niż roślinnych (Grabowski,

Kijowski, 2004).

19

Główny cel dla którego stosuje się dodatek antyoksydantów sztucznych,

to przede wszystkim zapobieganie utlenieniu i polimeryzacji tłuszczu a także

utrwalenie smażonego produktu (Sicińska, 2008).

Charakterystyka przeciwutleniaczy syntetycznych opisana według Sicińskiej

(2008) przedstawia się następująco:

Estry kwasy galusowego wykazują małą odporność termiczna, co przede wszystkim

można

zaobserwować

w

środowisku alkalicznym. Należą do silnych

przeciwutleniaczy. Najczęściej są stosowane w połączeniu z BHA, BHT, TBHQ.

Rys. 2 Kwas galusowy (Niewiarowicz, 1993)

Tert-butylohydrochinon należy do substancji trudno rozpuszczalnych w wodzie,

natomiast w tłuszczach jest łatwo rozpuszczalny. Wykazuje wysoka skuteczność

w stosunku do wysoko nienasyconych olejów roślinnych oraz tłuszczów zwierzęcych.

Ponadto zapewnia większą stabilność olejów roślinnych podczas przechowywania.

Rys. 3 Tert-butylohydrochinon (Wójcik-Przybyłko, Dębski, 1998

20

Butylohydroksyanizol jest przeciwutleniaczem bardzo skutecznym w tłuszczach

zwierzęcych, mniej natomiast w tłuszczach roślinnych. Dobrze rozpuszcza się

w etanolu oraz w tłuszczach. Wykazuje działanie synergistyczne w połączeniu

z innymi przeciwutleniaczami, między innymi BHT.

Rys. 4 Butylohydroksyanizol (Bartosz, 2009)

Butylohydroksytoluen podobnie jak BHA dobrze rozpuszcza się w tłuszczach oraz

w etanolu, natomiast w wodzie jest nierozpuszczalny. BHT najczęściej stosuje się

w połączeniu z BHA, galusanami oraz synergentami.

Rys. 5 Butylohydroksytoluen (Bartosz, 2009)

Nie wszystkie wyżej wymienione przeciwutleniacze syntetyczne wykazują

działanie zgodne z oczekiwanym, bowiem niektóre z nich są toksyczne czy

kancerogenne. Do tych antyutleniaczy należą BHA i BHT. Ich kancerogenne działanie

jest wynikiem metabolicznego przekształcenia w pochodne chinonowe.

21

Dalsze przemiany powodują, że taki przeciwutleniacz wytwarza reaktywne

formy tlenu (Bartosz, 2009).

Enzymy przeciwutleniające

Organizm

broniąc

się

przed

działaniem

wolnych

rodników

oprócz

przeciwutleniaczy hydrofobowych i hydrofilowych wyposażony jest w enzymy

niszczące wolne rodniki tlenowe. Do enzymów tych należą: katalaza, dysmutaza

ponadtlenkowa oraz peroksydaza glutationowa (Bartnikowska, 2004).

Katalazy są enzymami katalizującymi rozkład nadtlenku wodoru wytwarzanego

przez dysmutazę ponadtlenkową (SOD). Mogą wykazywać zarówno aktywność

katalazową, jak i peroksydazową (Malinowska, 1992; Gajewski i in.,2005).

Właściwości peroksydazowe katalazy wykazują utleniając między innymi etanol,

azotyny oraz chinony. Aktywność katalazowa występuje przy wysokich stężeniach

H

2

O

2

(Bartosz, 2009; Malinowska, 1992).

Mechanizm działania katalazy przedstawia się następująco:

Katalaza + H

2

O

2

Kompleks I

Kompleks I + H

2

O

2

Katalaza + 2 H

2

O + O

2

W procesie tym po przyłączeniu do centrum katalitycznego katalazy cząsteczki

H

2

O

2

powstaje kompleks I. Następnie kompleks ten ponownie reaguje z cząsteczką

nadtlenku wodoru, co w ostateczności prowadzi do powstania wody i tlenu. Katalazy

poprzez rozkład nadtlenku wodoru do tlenu i wody zapobiegają przenikaniu H

2

O

2

do komórek, który może być dla nich toksyczny (Malinowska, 1992; Łata, 1998).

Drugim czynnikiem obok katalazy, który wpływa na detoksykację reaktywnych

form tlenu jest peroksydaza glutationowa.

Rozróżniamy dwa rodzaje peroksydazy glutationowej - selenozależną oraz

selenoniezależną.

Enzym

selenozależny

zawiera

selenocysteinę.

Wpływa

na detoksykację

H

2

O

2

oraz

redukcję

wodoronadtlenków

lipidowych

i hydroksykwasów. Natomiast enzym niezależny od selenu nie powoduje rozkładu

22

H

2

O

2

, lecz jedynie jest aktywny w obecności wodoronadtlenków lipidowych.

Aktywność enzymu selenoniezależnego jest połączona z transferazą glutationową

(Malinowska, 1992). Substratem dla peroksydazy glutationowej jest zredukowany

glutation (GSH), który zostaje utleniony do disulfidu glutationu (GSSG). Proces ten

przedstawia poniższa reakcja (a) (Malinowska, 1992).

(a) 2GSH + H

2

O

2

GSSG + 2 H

2

O

Powstający disulfid glutationu jest związkiem niepożądanym, gdyż może

tworzyć dwusiarczki z białkami, które zawierają grupy tiolowe (b) lub powodować

utlenienie tych grup w wyniku czego powstają mostki disulfidowe (c). Proces ten

prowadzi do inaktywacji białek (Bartosz, 2009).

(b) białko – SH + GSSG

białko – S – SG + GSH

(c) białko + GSSG

białko + 2GSH

S S

S – S

H H

Kolejnym komponentem, który jest ściśle powiązany z peroksydazą glutationową

jest reduktaza glutationowa. Enzym ten występuje w stromie chloroplastów, a także

w cytosolu i mitochondriach. Ma ona duże znaczenia w systemie ochronnym, bowiem

redukuje utlenioną formę glutationu, powodując utlenienie NADPH. Utleniony

NADPH ponownie może ulec regeneracji w wyniku działania enzymów

katalizujących reakcję utleniania, gdzie ko-substratem jest NADP

+

. Może to być

np. deydrogenaza izocytrynianowa. Proces ten jest przebiega według poniższej reakcji

(a) (Bartosz, 2009; Malinowska, 1992; Łata, 1998).

(a) GSSG + NADPH + H

+

reduktaza glutationowa

2 GSH + NADP

+

23

Do enzymów rozkładających reaktywne formy tlenu możemy także zaliczyć

dysmutazę ponadtlenkową (SOD).

SOD jest enzymem bardzo stabilnym i niezwykle aktywnym. Zawiera w swojej

budowie metale Cu, Zn, Fe, i Mn. Powstają zatem CuZnSOD, FeSOD i MnSOD.

Poszczególne formy dysmutazy ponadtlenkowej są rozlokowane w określonych

miejscach, czyli CuZnSOD występuje w cytoplazmie i chloroplastach. MnSOD

zlokalizowana jest w mitochondriach, chloroplastach i peroksysomach. Natomiast

FeSOD występuje w stromie chloroplastów (Gajewski i in., 2005; Malinowska, 1992;

Gwóźdź, 1996).

Dysmutaza ponadtlenkowa przekształca anion ponadtlenkowy do O

2

oraz H

2

O

2

.

Proces ten przedstawia poniższa reakcja (Łata, 1998).

O

2

-

•

+ O

2

-

•

+ 2H

+

H

2

O

2

+ O

2

Główną funkcją dysmutazy ponadtlenkowej jest redukcja i utlenienie metalu,

które przebiega dwuetapowo. W początkowej fazie rodnik ponadtlenkowy redukuje

metal, który jest związany z enzymem, co powoduje uwolnienie cząsteczki tlenu.

Następnie rodnik ten utlenia metal i powstaje nadtlenek wodoru. Przebieg tych reakcji

jest następujący (Malinowska, 1992).

SOD – Me

n

+ O

2

-

•

SOD - Me

n-1

+ O

2

SOD - Me

n-1

+ O

2

-

•

SOD – Me

n

+ H

2

O

2

1.2.4 Histologiczna budowa mięśni tuszki drobiowej

Mięśnie ptaków oraz zwierząt odpowiedzialne są za prawidłowe funkcjonowanie

ich organizmów w środowisku. Umożliwiają im nie tylko utrzymywanie prawidłowej

pozycji ciała, ale także poruszanie się czy pobieranie pokarmu. Do najważniejszych

mięśni ptaka, które wykorzystano w przeprowadzonych badaniach własnych, możemy

zaliczyć mięśnie piersiowe, udowe, podudzia oraz mięsień skrzydłowy i grzbietowy.

24

Rys. 6 Umięśnienie kurczęcia (Grabowski, Kijowski, 2004)

25

Histologiczna budowa mięśnia dotyczy przede wszystkim mięśni szkieletowych,

bowiem to właśnie one stanowią po uboju mięso. Oprócz mięśni szkieletowych należy

jednak wymienić także mięsień sercowy oraz mięśnie gładkie (Pawlak, 1998).

W strukturze mięśni szkieletowych rozróżniamy część ścięgnową, którą

stanowi tkanka łączna oraz część mięśniową. Część mięśniowa otoczona jest

z zewnątrz omięsną zewnętrzną (perimysium externum), czyli tkanką łączną.

Wewnątrz natomiast mieszczą się wiązki włókien, które są poprzedzielane

przegrodami zbudowanymi z omięsnej wewnętrznej (perimysium internum). Każde

pojedyncze włókno z zewnątrz otoczone jest omięsną własną, czyli błoną tkanki

łącznej, a w następnej kolejności błoną komórkową zwaną sarkolemmą. Włókno

mięśniowe jest wielojądrzastą komórka, w której podłużnym przekroju widoczny jest

obraz poprzecznego prążkowania mięśni szkieletowych. Jest to spowodowane

charakterystycznym ułożeniem miofibryli oraz Z-linii. Miofibryle są ułożone wzdłuż

włókna, natomiast Z-linia w poprzek włókna mięśniowego. Miofibryle są niezbędnymi

składnikami każdej komórki mięśniowej, bowiem odpowiadają za czynności ruchowe.

Są zbudowane z grubych i cienkich filamentów oraz z M-linii, Z-linii i N-linii.

Ponadto w komórce mięśniowej oprócz miofibryli znajduje się także system struktur

zwany cytoszkieletem. Do zadań cytoszkieletu możemy zaliczyć nadawanie

i utrzymywanie odpowiedniego kształtu komórki mięśniowej, łączenie ze sobą

organelii komórkowych, a następnie wiązanie ich z sarkolemmą (Grabowski,

Kijowski, 2004; Pawlak, 1998).

W mięśniach szkieletowych możemy rozróżnić włókna czerwone oraz białe.

Poszczególne typy włókien różnią się między innymi składem, metabolizmem,

szybkością kontrakcji mięśni oraz zawartością enzymów glikolitycznych i enzymów

fosforylacji oksydatywnej, a także ich substratów. W zależności od takich czynników

jak ilości enzymów metabolicznych i izoform miozyny, a także działania ATP-azy

miozynowej włókna mięśniowe możemy podzielić na szybko i wolno kurczące się.

Włókna białe, to włókna szybko kurczące się o charakterze glikolitycznym bądź

oksydacyjnym i glikolitycznym, natomiast włókna wolno kurczące się o

właściwościach oksydacyjnych to włókna czerwone. Większa część włókien

szkieletowych ma charakter heterogeniczny i zawiera wszystkie wymienione typy

26

włókien. Wyjątkiem są mięśnie piersiowe, które są mięśniami białymi i działają w

oparciu o przemiany glikolityczne, beztlenowe. Włókna białe kurczą się intensywniej,

a ich wydolność zależy od szybkości eliminowania metabolitów. Ponadto, zawierają

większą ilość glikogenu, a także mają wyższą aktywność fosforylaz, ATP-az oraz

enzymów glikolitycznych. Włókna czerwone w odróżnieniu do włókien białych

kurczą się wolniej, a ich wydolność uzależniona jest między innymi od szybkości

dostarczania tlenu. Ponadto zawierają znacznie więcej mitochondriów i mają wyższą

aktywność enzymów z grupy oksydaz (Grabowski, 2004).

Rys. 7 Budowa mięśnia szkieletowego (www.elemiah.pl/homo1.php)

27

Według Grabowskiego oraz Kijowskiego (2004) najlepiej wykształconymi

mięśniami u ptaków są mięśnie piersiowe, które wraz z mięśniami nóg stanowią

najcenniejsze źródło mięsa. Rozróżniamy tutaj mięsień piersiowy powierzchniowy

i mięsień piersiowy głęboki. Mięsień powierzchniowy jest znacznie większy, niż

głęboki.

Mięśnie skrzydłowe obejmują mięsień łokciowy długi oraz mięsień dwugłowy

ramienia.

W skład mięśnia udowego wchodzi mięsień pośladkowy powierzchniowy,

napinacz powięzi szerokiej oraz przednia część dwugłowego uda.

Kość piszczelowa i strzałkowa jest pokryta przez mięśnie podudzia. Do tych

mięśni zaliczamy miedzy innymi mięsień płaszczkowy i strzałkowy długi oraz mięsień

brzuchaty doboczny.

Mięśnie zwierząt, w tym drobiu, ulegają przemianom do mięsa w czasie

niezwykle złożonych procesów dojrzewania poubojowego. Dojrzewanie opiera się

o przemiany właściwości chemicznych i fizycznych mięśni, w tym ptaków. W toku

przekształcenia tkanki mięśniowej w mięso rozróżniamy trzy etapy: prerigor, rigor

mortis i post rigor. W czasie prerigor mięsień po uboju może się kurczyć i rozkurczać,

bowiem w tym okresie przebieg glikolizy jest taki sam jak w mięśniu żywym.

Wymienione procesy mogą być odwracalne, do momentu wyczerpania zasobów tlenu

związanego z mioglobiną i ATP. Skutkiem nieodwracalnych procesów glikolizy jest

brak zdolności przemiany kwasu mlekowego w glikogen, co jest spowodowane

wykrwawieniem zwierzęcia. Kolejnym etapem dojrzewania mięsa jest stężenie

pośmiertne zwane rigor mortis. Na tym etapie następuje skrócenie długości

sarkomerów oraz obniżenie wartości końcowego pH. Mięsień charakteryzuje się dużą

sztywnością i utratą elastyczności, a po ugotowaniu stanowi suche i pozbawione

pożądanego smaku oraz zapachu mięso. Ostatnią fazą procesu zmian poubojowych

jest dojrzewanie mięsa, czyli okres post rigor. Na tym etapie sztywność i łykowatość

mięsa zanika. Osiąga ono odpowiednią, pożądaną kruchość i soczystość oraz

charakterystyczny smak i zapach (Grabowski, 2004 ; Niewiarowicz i in., 1993).

28

Proces utleniania lipidów w mięśniach kurcząt zaczyna się bezpośrednio

po uboju. Nowe warunki, jakie są stworzone w wyniku zmian biochemicznych

zachodzących w tkankach zwierzęcia po uboju, a także podczas dojrzewania mięsa

powodują niezdolność do kontrolowania procesu oksydacji lipidów, jak to ma miejsce

za życia zwierzęcia. Również zostaje zachwiana równowaga pomiędzy czynnikami

pro i anty-oksydacyjnymi. Jest większe nasilenie składników pro-oksydacyjnych.

Aktywność metaboliczna bezpośrednio po uboju zwierzęcia zostaje zachowana, lecz

w wyniku wykrwawienia końcowym produktem rozkładu glikogenu jest kwas

mlekowy. Obecność kwasu mlekowego w tkankach powoduje obniżenie wartości

pH do 5,5.

W czasie zmian poubojowych przestaje funkcjonować naturalny układ

antyoksydacyjny chroniący komórki przed procesami oksydacyjnymi za życia

zwierzęcia. Jest to spowodowane wieloma zmianami metabolicznymi. Do takich

czynników możemy między innymi zaliczyć zahamowanie krążenia krwi

w organizmie, obniżenie wartości pH do około 5,5, niezdolność do funkcjonowania

ochronnych układów enzymatycznych w nowych poubojowych warunkach. Ponadto

stopień oraz szybkość oksydacji tłuszczów mięsa zależy od czynników przyżyciowych

jak np. stres bądź czynników poubojowych, którym jest np. temperatura tuszek (Pikul,

1997).

1.2.7. Skład chemiczny mięsa tuszki drobiowej

Jednym z najważniejszych wyróżników jakości mięsa drobiowego jest jego

wartość odżywcza. Mięso drobiu cechuje się wysokimi walorami odżywczymi.

Przeciętny skład chemiczny mięsa przedstawia się następująco: największą ilość,

bo aż 75% stanowi woda, następnie kolejno białko 18,5%, tłuszcz mięśniowy 3%,

związki azotowe 1,5% oraz węglowodany i składniki mineralne po 1%. Ponadto mięso

zawiera witaminy które są procentowo niewymierne (Litwińczuk i in. ,2004).

Białka

są

materiałem

budulcowym

niezbędnym

do

prawidłowego

funkcjonowania organizmu. Mięso drobiowe jest dobrym źródłem tego składnika

żywnościowego. Zawartość białka w tuszkach kur i kurcząt, w zależności od rasy,

29

wieku, płci, gatunku, systemu chowu, sposobu żywienia oraz części tuszki mieści się

w przedziale 18,0-22,5%. W samych mięśniach ilość ta jest różna i zależy od rodzaju

mięśnia. Na przykład mięśnie piersiowe kurcząt brojlerów zawierają 23,0% białka,

natomiast mięśnie udowe 19,5% białka. Mięśnie piersiowe są bogatsze w białko niż

mięśnie nóg o 1,5%-2,0% białka (Niewiarowicz i in., 1993; Zawadzka i in.,2002).

Tłuszcz to kolejny składnik mięsa drobiu. Lipidy pełnią dwie podstawowe

funkcje, stanowią główne źródło energii oraz są składnikiem membran komórkowych.

U ptaków największe ilości tłuszczu znajdują się pod skórą, mniej natomiast jest

go pomiędzy mięśniami. Jest to tzw. tłuszcz między mięśniowy. Tłuszcz tkankowy

natomiast znajduje się w układzie struktur komórkowych. W skład lipidów

zapasowych wchodzą przede wszystkim triacyloglicerole, lecz także można

wyodrębnić fosfolipidy, wolne kwasy tłuszczowe oraz mono i diacyloglicerole.

W tłuszczach zapasowych natomiast przeważającą ilość stanowią fosfolipidy.

Zawartość triacylogliceroli i fosfolipidów w lipidach jest zróżnicowana

w poszczególnych mięśniach. Mięśnie piersiowe zawierają większą ilość fosfolipidów

(56,7%) niż triacylogliceroli (36,4%). Odwrotna sytuacja jest w przypadku mięśni uda,

podudzia oraz skrzydła, tutaj jest większy udział procentowy triacylogliceroli. Udział

procentowy kwasów nasyconych, nienasyconych oraz NNKT w przypadku mięśni

piersiowych i mięśni nóg różni się nieznacznie (Niewiarowicz i in., 1993; Świderski

i in.,1999). Proporcje kwasów nasyconych i nienasyconych decydują między innymi

o konsystencji i odporności na utlenienie.

Fosfolipidy łatwo ulegają oksydacji, której skutkiem jest jełczenie w czasie

przechowywania. Ponadto w odróżnieniu od triacylogliceroli mają znacznie większe

powinowactwo do wody, w której pęcznieją. Skład kwasów tłuszczowych w dużej

mierze zależy od gatunku kurczęcia i może być zmieniany w zależności od dodatków

paszowych (Grabowski, 2004).

Poza wyżej wymienionymi składnikami występującymi w mięsie drobiowym

należy wymienić także witaminy i substancje mineralne. Ilość ich nie jest zbyt

wysoka, ale należy wyodrębnić takie składniki mineralne jak: potas, fosfor, sód,

magnez, wapń, które między innymi wpływają na równowagę elektrolityczną tkanek

i komórek. Spośród witamin mięso drobiowe zawiera znaczne ilości witamin z grupy

30

B, czyli tiaminy (B

1

), ryboflawiny (B

2

), niacyny (B

3

) oraz pirydoksyny (B

6

) a także

witaminy A, D, E, które są rozpuszczalne w tłuszczach. Z tych witamin największe

znaczenie ma witamina E, bowiem w procesach utleniania lipidów pełni rolę

ochronną. Jest jednym ze składników antyoksydacyjnych mięsa (Świderski i in.,1999;

Zawadzka i in., 2002).

Tworzenie RFT w organizmie jest niebezpieczne ze względu na szereg chorób

i stanów zapalnych, jakie powstają w wyniku działania wolnych rodników. Dlatego

tak ważne jest zapewnienie jak najwyższej jakości spożywanej żywności.

Jedną z możliwości poprawy jakości mięsa jest wzbogacenie mieszanek

paszowych dla drobiu związkami witaminowo- E- aktywnymi. W paszach zwykle

podawane są w postaci octanu alfa-tokoferolu (alfa–T). Związki te zapobiegają

utlenieniu tłuszczów mięsa, co wpływa korzystnie na przedłużenie okresu

przydatności do spożycia zarówno mięsa, jak i przetworów z mięsa drobiu. Główną

funkcją alfa-T jest przerywanie rodnikowej reakcji autooksydacji pomiędzy

cząsteczkami nienasyconych kwasów tłuszczowych. Badania wykazały, że niska

podatność tłuszczów mięsa na proces autooksydacji jest w dużej mierze uzależniony

od obecności w tkankach octanu alfa - tokoferolu. Ponadto dodatek tego składnika

wpływa na zmniejszenie tworzenia się ilości nadtlenków w tłuszczu oraz zachowanie

prawidłowego zapachu i smaku mięsa podczas wydłużonego czasu przechowywania.

Należy jednak zaznaczyć, że zarówno skład jak i jakość tłuszczów

w mieszankach paszowych ma ogromne znaczenie w zachowaniu stabilności lipidów

mięsa podczas przetwarzania i przechowywania, czy to chłodniczego czy

zamrażalniczego. Dodatek w paszy tłuszczów o zwiększonym stopniu nienasycenia

lub tłuszczów zjełczałych, a tym samym zmniejszenie ilości związków witaminowo –

E aktywnych powoduje zwiększenie zdolności lipidów mięsa na procesy oksydacyjne.

Natomiast wzbogacenie pasz w tokoferole jest konsekwencja odkładania się tych

składników w tkankach, co w ostateczności wpływa na zmniejszenie szybkości

procesu oksydacji tłuszczów mięsa. Należy zaznaczyć, iż skuteczność działania

tokoferoli jest proporcjonalna do ilości nienasyconych tłuszczów dodawanych

do paszy.

31

Kolejnym składnikiem, o który może być wzbogacona pasza dla drobiu jest olej

rybny. Składnik ten powoduje zwiększenie ilości długołańcuchowych kwasów

tłuszczowych z rodziny n-3 w mięsie, a zmniejszenie kwasów z rodziny n-6,

co wpływa na zachowanie odpowiednich proporcji kwasów z rodziny n-6 do n-3.

Jednakże zbyt duża ilość podawanego oleju rybnego do paszy jest przyczyną

powstawania w mięsie obcego smaku i zapachu (Pikul, 1997).

Selen jest kolejnym związkiem przeciwutleniającym, dla którego zostały

przeprowadzone próby wzbogacenia mięsa o ten składnik. Poziom selenu w tkance

mięśniowej, podobnie jak witaminy E jest proporcjonalny do stężenia ich w paszy.

Pierwiastek ten bierze udział w regeneracji witaminy E. Niestety duża toksyczność Se,

powoduje konieczność ograniczenia dawki tego pierwiastka jako składnika

wzbogacającego pasze dla drobiu (Pisulewski i in., 2007).

Wzbogacenie pasz dla zwierząt jest przedmiotem badań wielu autorów i mimo,

iż wyniki wskazują na korzyści jakie płyną z dodatku wyżej wymienionych

składników, to należy jednak ciągle poddawać je analizom.

32

2. Cel pracy

Celem pracy było rozpoznanie właściwości przeciwutleniających (potencjału oksydo-

redukcyjnego) wybranych mięśni kurcząt w czasie przechowywania zamrażalniczego.

33

3. Metodyka badań

3.1 Materiał badawczy

Materiałem badawczym był „Świeży kurczak patroszony bez podrobów kl. A”

oraz „Świeże skrzydła z kurczaka kl. A”

Materiał badawczy został wyprodukowany w firmie DROSED S.A.

w Siedlcach. Zakupiony w sklepie „Piotr i Paweł” we Wrocławiu.

Z tuszki drobiowej pozyskano następujące elementy:

- skrzydło – element tuszki drobiowej obejmujący kończynę przednią odciętą

od tuszki w stawie barkowym (PN-92A-86521)

- filet z piersi – element tuszki drobiowej obejmujący mięsień piersiowo

powierzchniowy i/lub głęboki bez przylegającej skóry w całości lub podzielony

na części (PN-92A-86521)

- udo – element tuszki drobiowej obejmujący kość udową wraz z przylegającymi

mięśniami i skórą (PN-92A-86521)

- podudzie – element tuszki drobiowej obejmujący kość piszczelową i kość

strzałkową wraz z przylegającymi mięśniami i skórą (PN-92A-86521)

- część grzbietowa (część tylna tuszki) – element tuszki drobiowej patroszonej

otrzymany w wyniku cięcia przebiegającego poprzecznie do osi kręgosłupa

(PN-92A-86521)

Materiał pozyskano i przekazano do dalszych analiz w stanie schłodzonym (+4

°

C).

34

3.2 Schemat doświadczenia:

Podział tuszki drobiowej na elementy

skrzydło, filet z piersi,

udo, podudzie, część grzbietowa

0 dni

30 dni

60 dni

90 dni

uzyskanie supernatantu

przechowywanie w stanie zamrożonym -18

°

C

rozdrobnienie surowca z dodatkiem wody destylowanej (1:3)

odwirowanie roztworu na wirówce 3K30 (15 min.,15

°

C, 15 tyś. x g)

wykonanie oznaczeń

ABTS

TBARS

DPPH

35

3.3 Metody analityczne:

3.3.1. Przygotowanie prób do analiz

Tuszkę drobiową podzielono na elementy - skrzydło, udo, filet z piersi,

podudzie i część grzbietową. Następnie oddzielono mięśnie od skóry i kości.

50 gram każdego surowca tj. mięśnie ze skrzydła, uda, fileta z piersi, fileta

z piersi głębokiej, podudzia i części grzbietowej, rozdrobniono w blenderze

z dodatkiem wody destylowanej w stosunku 1:3 w czasie 3 minut. Następnie

otrzymaną zawiesinę odwirowano w wirówce 3K30 Sigma POLYGEN przez 15

minut, w temperaturze 4

°

C przy prędkości 15 tyś x g. Uzyskany supernatant

przekazano do dalszych analiz właściwości przeciwutleniających mięśni drobiu.

3.3.2 Oznaczenie aktywności antyoksydacyjnej metodą ABTS wg Re i in.

(1999)

Rys. 8 ABTS [2,2 –azynobis (3-etylobenzotiazolino-6-sulfonian)] (Zhao i in., 2008)

Metoda ABTS polega na oznaczeniu całkowitej zdolności antyoksydacyjnej

na zasadzie redukcji kationorodnika ABTS

•

+

(Bartosz, 2009).

36

Rys. 9 Jedno-elektronowy produkt oksydacji ABTS (Lee, Yoon, 2008)

Zasada oznaczenia:

Uzyskany z mięśni drobiu supernatant, zawierający substancje o charakterze

antyoksydacyjnym, dodano do roztworu, w którym znajduje się nadmiar

kationorodnika ABTS

•

+

charakteryzujący się zielononiebieską barwą. Związki

przeciwutleniające redukują barwny kationorodnik ABTS

•

+

do bezbarwnego ABTS

[2,2 –azynobis (3-etylobenzotiazolino-6-sulfonian)]

. Zmiany absorbancji roztworu

zawierającego ABTS

•

+

są kompatybilne do liczby przeciwutleniaczy znajdujących się

w danej próbie (Bartosz, 2009)

Uzyskane wyniki przeliczono na podstawie krzywej wzorcowej otrzymanej

dla kolejnych rozcieńczeń standardowego roztworu Trolox.

Przygotowanie roztworu ABTS

ABTS (a) 76,8 mg / 20 ml

Sulfonian potasu 132,4 mg/20 ml + woda destylowana

2 ml roztworu sulfonianu + ABTS (a)

uzupełnić wodą do 20 ml

pozostawić na 16 h bez dostępu światłą

37

Oznaczenie aktywności antyoksydacyjnej metodą ABTS wg Re i in. (1999)

Do kuwetek odmierzono 2,97 ml odczynnika ABTS oraz 30

µ

l uprzednio

przygotowanej próby (supernatant mięśni drobiu) i energicznie wymieszano.

Pozostawiono na 5 minut, w celu przereagowania składników mieszaniny. Po upływie

założonego czasu zmierzono absorbancję roztworów przy długości fali

λ

=532 nm przy

użyciu spektrofotometru Thermo electron corporation Nicolet evolution 100. Próbę

ślepą stanowiła woda destylowana. Analiza została wykonana w 3 powtórzeniach.

3.3.3. Oznaczenie zdolności zmiatania wolnych rodników metodą DPPH

według Yen i Chen (1995)

Rys. 10 DPPH [ 1,1-difenylo-2-pikrylo-hydrazyl] (Zhao i in., 2008)

Metoda DPPH polega na oznaczeniu stopnia redukcji ilości wolnych rodników.

Rys. 11 Reakcja wolnego rodnika DPPH z innym wolnym rodnikiem (Milardović i in., 2006)

Zasada oznaczenia:

Alkoholowy roztwór DPPH (1,1-difenylo-2-pikrylo-hydrazyl) jest wolnym rodnikiem

o stosunkowo dużej trwałości. Ma barwę fioletową, która w czasie reakcji redukcji

zmienia się na żółtą. Zmiana barwy zostaje zarejestrowana na spekrtofotometrze przy

długości fali 517 nm.

38

Wyniki otrzymane przez pomiar absorbancji są obliczone na podstawie krzywej

wzorcowej otrzymanej dla kolejnych rozcieńczeń standardowego roztworu Trolox.

Przygotowanie roztworu DPPH

Do zlewki miarowej dodano 100 ml etanolu 98% oraz 12 mg 1,1-Difenylo-2-pikrylo-

hydrazyl (DPPH). Po wymieszaniu roztwór poddano działaniu ultradźwięków w czasie

15 minut w celu całkowitego rozpuszczenia odczynnika.

Oznaczenie aktywności antyoksydacyjnej metodą DPPH według Yen i Chen

(1995)

Do probówek Eppendorfa dodano po 0,5 ml rozcieńczonej uprzednio przygotowanej

próby (supernatant z mięśni drobiu) oraz 1,5 ml 98% etanolu. Po wymieszaniu

zawartości, próby odwirowano w wirówce 3K15 przez 10 minut, w temperaturze 4

°

C

przy prędkości 15300 tyś x g. Po odwirowaniu otrzymany przesącz przeniesiono do

kuwetek plastikowych i dodano 0,5 ml odczynnika DPPH. Po wymieszaniu

składników mierzono absorbancję przy długości fali

λ

= 517 nm. Próbę ślepą stanowiła

woda destylowana. Analiza została wykonana w 3 powtórzeniach.

3.3.4. Pomiar substancji reagujących z kwasem 2-tiobatbiturowym według

zmodyfikowanej metody Mei i wsp. (1998)

Metoda TBARS jest podstawową metodą badania stopnia zaawansowania

peroksydacji lipidów. Metoda oparta jest na reakcji aldehydu malonowego (MDA)

z kwasem tiobarbiturowym.

Rys. 12 Reakcja kwasu tiobarbiturowego z aldehydem malonowym (Fernandez i in., 1997)

39

Zasada oznaczenia:

Podstawą oznaczenia metodą TBARS jest powstanie barwnego roztworu w reakcji

pomiędzy kwasem tiobarbiturowym i produktami utleniania lipidów, głównie

aldehydu malonowego. Reakcja ta przebiega w kwaśnym środowisku i podwyższonej

temperaturze, a jej produkt ma różowe zabarwienie (Bartosz,2009).

Wyniki otrzymane przez pomiar absorbancji są obliczone na podstawie krzywej

wzorcowej.

Przygotowanie roztworu TBA

W celu sporządzenia odczynnika TBA przygotowano roztwór A i B.

Roztwór A:

Do kolby miarowej o pojemności 100 ml dodano wodę destylowaną. Następnie

rozpuszczono 1 g kwasu 2-tiobarbiturowego, dodano 1,65 ml 4 M roztworu

wodorotlenku sodu i ogrzewano do rozpuszczenia się. Po ochłodzeniu dodano 0,35 ml

4 M roztworu kwasu solnego i uzupełniono wodą do kreski.

Roztwór B:

Do kolby miarowej o pojemności 500 ml dodano 300 ml wody destylowanej 73,75 g

cytrynianu sodu Na

3

C

3

H

5

O

7

x 2H

2

O. Następnie dodano 62,5 ml stężonego kwasu

solnego i uzupełniono wodą do kreski.

Po przygotowaniu roztworów A i B, właściwy odczynnik uzyskano przez zmieszanie

dwóch objętości roztworu A i jednej objętości roztworu B. Następnie ustalono

pH odczynnika na 2,5 za pomocą 1M roztworu HCL.

Pomiar

substancji

reagujących

z

kwasem

2-tiobatbiturowym

według

zmodyfikowanej metody Mei i wsp. (1998)

Do probówek szklanych o pojemności 10 ml dodano 5 ml uprzednio przygotowanej

próby (supernatant z mięśni drobiu) oraz 2 ml odczynnika TBA. Próbę odczynnikową

40

stanowiło 2 ml odczynnika TBA. Po wymieszaniu , wstawiono probówki do wrzącej

łaźni wodnej na 20 minut. Po upływie tego czasu szybko schłodzono probówki

z roztworami w wodzie wodociągowej, a następnie uzupełniono wodą destylowaną

do objętości 10 ml. Odwirowano w wirówce 3K15 Sigma POLYGEN, wirowania

przez 15 minut, w temperaturze 15

°

C stosując 5500 x g. Próbę ślepą stanowiła próba

odczynnikowa.

Analiza została wykonana w 3 powtórzeniach.

41

3.4 Analiza statystyczna

Uzyskane w doświadczeniu wyniki poddano analizie statystycznej z wykorzystaniem

jednoczynnikowej i wieloczynnikowej analizy wariancji ANOVA testem Duncana

p≤0,05.

42

4. Omówienie wyników

4.1. Oznaczenie aktywności antyoksydacyjnej metodą ABTS wg Re i in.

(1999)

Wieloczynnikowa analiza wariancji przy poziomie ufności p≤0,05 (tabela nr 2)

wyników uzyskanych w badaniach własnych wykazała statystycznie istotny wpływ

dnia przechowywania na zdolność mięśni kurcząt do wygaszania kationorodnika

ABTS. Przeprowadzona analiza statystyczna wykazała również istotny wpływ rodzaju

analizowanego mięśnia z pozyskanego z tuszki kurczęcej na zdolność do zmiatania

syntetycznego kationorodnika ABTS. Nie wykazano natomiast występowania

interakcji pomiędzy okresem przechowywania zamrażalniczego a rodzajem mięśnia

drobiu w odniesieniu do aktywności przeciwutleniającej mierzonej zdolnością

do zmiatania kationorodnika ABTS.

Jednoczynnikowa analiza wariancji wykonana testem Duncana przy poziomie

ufności p ≤ 0,05 wykazała istotne różnice w zdolności do zmiatania syntetycznego

rodnika ABTS w analizowanych próbach mięśni kurcząt w zależności od dnia

przechowywania zamrażalniczego (-18ºC) oraz od rodzaju badanego mięśnia.

Powyższą zależność przedstawiono w tabeli nr 1.

W każdym z analizowanych elementów tuszki drobiowej zdolność do zmiatania

syntetycznego rodnika ABTS przez składniki mięśni w poszczególnych dniach

przechowywania zamrażalniczego kształtowała się na zbliżonym poziomie (14,27 –

23,04 µM Trolox/g) (tabela nr 1), jedynie filet z mięśnia piersiowego

powierzchniowego charakteryzował się zdecydowanie mniejszymi wartościami

analizowanego wyróżnika (14,90 – 21,05 µM Trolox/g) (tabela nr 1).

Najwyższą wartość wskaźnika ABTS uzyskano w mięśniu skrzydłowym po w 30

dniu mrożenia (23,04 µM Trolox/g)

Najniższy wynik oznaczenia ABTS uzyskano dla mięśnia piersiowego

zewnętrznego po 90 dniach mrożenia (14,90µM Trolox/g)

Jak już wspomniano wcześniej, obecność oraz ilość w poszczególnych mięśniach

tuszki drobiowej przeciwutleniaczy naturalnych zależy od długości okresu

43

przechowywania zamrażalniczego. Do 60 dnia zamrażalniczego przechowywania

ilość

antyoksydantów w badanych mięśniach

jest na poziomie umożliwiającym

spowolnienie niekorzystnych zmian o charakterze oksydacyjnych. Jednakże w 90 dniu

przechowywania zawartość przeciwutleniaczy naturalnych obecnych w mięśniach

drobiu gwałtownie spada i osiąga wartości w przedziale (14,27 – 15,84 µM Trolox/g)

(tabela nr 1). Na tym etapie rozpoczyna się istotny wzrost tempa utleniania lipidów.

Świadczy o tym spadek intensywności zabarwienia próby będące proporcjonalne

do zawartości antyoksydantów w badanym roztworze.

Na podstawie uzyskanych w doświadczeniu wyników stwierdzono, że zdolność

do zmiatania syntetycznego kationorodnika ABTS przez składniki wybranych,

schłodzonych i nieprzechowywanych w warunkach zamrażalniczych mięśni kurcząt

kształtowała się na zbliżonym poziomie (21,0 - 21,6 µM Trolox/g) (tabela nr 1).

Najniższą aktywnością antyoksydacyjną charakteryzowały się mięśnie pozyskane

z części grzbietowej oraz mięśni piersiowych zewnętrznych (musculus pectoralis

superficialis) (21,05 µM Trolox/g), podczas gdy najwyższe wartości w analizie

zmiatania rodnika ABTS zanotowano dla mięśni piersiowych wewnętrznych

(musculus pectoralis profundus) (21,58 µM Trolox/g).

Po 60 dniach przechowywania mięśni w stanie zamrożonym tj. w temperaturze

-18

°

C, nie stwierdzono istotnych (p ≤ 0,05) różnic w zdolności składników tkanki

mięśniowej analizowanych elementów tuszki kurczęcej do zmiatania syntetycznego

rodnika ABTS w odniesieniu do mięśni w stanie świeżym schłodzonym. Jakkolwiek,

zaobserwowano tendencję obniżania się zdolności przeciwutleniających w miarę

wydłużania czasu przechowywania mięśni w temperaturze zamrażalniczej. Ponownie

najniższą zdolność do zmiatania rodników wykazano dla mięśni piersiowych

zewnętrznych (18,84 µM Trolox/g) oraz mięśni pozyskanych z części grzbietowej

(19,94 µM Trolox/g) (tabela nr 1).

Dalsze

tj.

90-dniowe,

przechowywanie

elementów

tuszki

kurczęcej

w temperaturze -18

°

C doprowadziło do istotnego (p ≤ 0,05) obniżenia zdolności

zmiatania syntetycznego kationorodnika ABTS przez składniki wszystkich

analizowanych mięśni.

44

Pod

koniec

okresu

badawczego

stwierdzono

obniżenie

aktywności

przeciwutleniającej mięśni kurcząt nawet o 30% w stosunku do wartości początkowej

tj. dla mięśni schłodzonych, nie poddanych jeszcze procesowi mrożenia

.

Najniższą

zdolnością zmiatania rodnika ABTS charakteryzowały się mięśnie piersiowe

wewnętrzne (14,27 µM Trolox/g) oraz mięśnie podudzia (14,36 µM Trolox/g),

podczas gdy wyższe wartości zaobserwowano dla mięśni części grzbietowej oraz

mięśni ud (odpowiednio, 15,67 µM Trolox/g i 15,84 µM Trolox/g) (tabela nr 1).

Jakkolwiek, analiza statystyczna uzyskanych wyników nie wykazała istotnych

(p ≤ 0,05) różnic pomiędzy analizowanymi grupami mięśni pozyskanych z tuszki

kurczęcej na zdolność do zmiatania kationorodnika ABTS. Największą dynamikę

zmian

pojemności

antyoksydacyjnej

mierzonej

zdolnością

do

wygaszania

syntetycznego rodnika ABTS wykazano dla składników części hydrofilowej mięśni

piersiowych zewnętrznych, wewnętrznych oraz mięśni podudzia (odpowiednio

21,05-

14,90 µM Trolox/g, 21,58-14,27 oraz 21,53-14,36).

Istotne (p ≤ 0,05) zmniejszenie zdolności zmiatania wolnych rodników przez

składniki zawarte w mięśniach drobiu w wyniku długotrwałego przechowywania

zamrażalniczego można wiązać z zachodzącymi w trakcie składowania procesami

oksydacyjnymi,

jak

również

ze

zmianami

komponentów

o

działaniu

antyoksydacyjnym naturalnie występującymi w tkance mięśniowej np. tokoferole,

Brak różnic statystycznych pomiędzy poszczególnymi partiami mięśniowymi tuszki

drobiowej w zdolności do wygaszania syntetycznego kationorodnika ABTS mógł być

również wynikiem analizowania tylko części hydrofilowej składników tkanki mięsnej.

45

4.2. Oznaczenie aktywności antyoksydacyjnej metodą DPPH według Yen

i Chen (1995)

Z zestawienia wyników w tabeli nr 4, które uzyskano w badaniach własnych dla

wieloczynnikowej analizy wariancji przy p ≤ 0,05 wnioskujemy, iż z dwóch

parametrów

będących

podstawą

badań,

jedynie

dzień

przechowywania

zamrażalniczego w temperaturze -18ºC ma statystycznie istotny wpływ na zdolność

poszczególnych mięśni tuszki drobiowej do zmiatania niezredukowanego rodnika

DPPH. Przeprowadzona analiza statystyczna wykazała natomiast, iż rodzaj mięśnia

nie wpływa istotnie (p≤0,05) na ilość przeciwutleniaczy zawartych w surowcu.

Ponadto, nie wykazano interakcji pomiędzy dniem przechowywania zamrażalniczego

a rodzajem mięśnia drobiu w nawiązaniu do aktywności przeciwutleniającej mierzonej

zdolnością do zmiatania pozostałego niezredukowanego rodnika DPPH.

Podobną sytuację zaobserwowano w przypadku jednoczynnikowej analizy

wariancji wykonanej za pomocą testu Duncana przy poziomie ufności p ≤ 0,05, której

wyniki zestawiono w tabeli nr 3. Zawartość pozostałego niezredukowanego rodnika

DPPH obecnego w oznaczanej próbie, była uzależniona jedynie od dnia

przechowywania zamrażalniczego. Nie zależała natomiast od rodzaju mięśnia tuszki

drobiowej.

W dniu zamrożenia wykazano niskie wartości pozostałego w próbie

niezredukowanego rodnika DPPH w każdym z poszczególnych elementów tuszki

drobiowej (0,58 - 0,66µM Trolox/g) (tabela nr 3). Oznacza to, że ilość

przeciwutleniaczy w tym okresie jest na stosunkowo wysokim poziomie i mięśnie

mogą pozostać względnie oporne na procesy oksydacji.

W trakcie wydłużania się okresu przechowywania zamrażalniczego ilości

niezredukowanego rodnika DPPH ulegały zwiększeniu i w 90 dniu mrożenia osiągnęły

wartość w przedziale od 0,82 µM Trolox/g dla mięśni udowych do 0,98 µM Trolox/g

dla mięśni piersiowych wewnętrznych (tabela nr 3).

Wzrostowa tendencja otrzymywanych wartości DPPH podczas przechowywania

zamrażalniczego jest odwrotnie proporcjonalna do stężenia antyoksydantów

46

w próbach, które mają zdolność do zmiatania pozostałego niezredukowanego rodnika

DPPH. Ilość przeciwutleniaczy wraz z wydłużającym się okresem mrożenia zmniejsza

się, co powoduje zwiększenie podatności mięśnia tuszki drobiowej na zmiany

oksydacyjne objawiające się m. in. jełczeniem surowca. Ponadto, w 90 dniu

przechowywania zamrażalniczego w temperaturze -18ºC występuje różnica istotna

statystycznie (p ≤ 0,05) w zawartości pozostałego niezredukowanego rodnika DPPH

dla mięśni części grzbietowej oraz dla mięśnia piersiowego, zarówno wewnętrznego,

jak i zewnętrznego.

Najniższe wartości pozostałego niezredukowanego rodnika DPPH uzyskano dla

mięśnia skrzydłowego w dniu zamrożenia (0,58µM Trolox/g), natomiast najwyższe

dla mięśnia piersiowego wewnętrznego w 90 dniu przechowywania zamrażalniczego

(0,98µM Trolox/g ).

47

4.3. Ilość substancji reagujących z kwasem 2-tiobatbiturowym według

zmodyfikowanej metody Mei i wsp. (1998)

Na podstawie przeprowadzonej wieloczynnikowej analizy wariancji (p ≤ 0,05)

wyników uzyskanych w oznaczeniu TBARS, czyli ilości dialdehydu malonowego

powstającego w czasie oksydacji tłuszczów, stwierdzono, iż zarówno dzień

przechowywania zamrażalniczego, jak i rodzaj mięśnia, miały statystycznie istotny

wpływ na proces utleniania lipidów w poszczególnych elementach tuszki drobiowej,

w czasie mrożenia (tabela nr 6). Zaobserwowano również występowanie interakcji

pomiędzy rodzajem mięśnia a dniem przechowywania zamrażalniczego w ilości

substancji reagujących z kwasem 2- tiobarbiturowym zawartych w wybranych

mięśniach kurcząt (tabela nr 5).

Podobnie jednoczynnikowa analizy wariancji w przedziale ufności p

≤

0,05

wykazała

, iż zarówno rodzaj mięśnia, jak i dzień przechowywania zamrażalniczego

wpływał istotnie na różnice w ilości substancji wchodzących w reakcje z kwasem 2-

tiobarbiturowym, które są końcowymi produktami oksydacji tłuszczu.

Zmienność zawartości dialdehydu malonowego w zależności od rodzaju mięśnia

oraz od dnia przechowywania zamrażalniczego zestawiono w tabeli nr 5.

Z uzyskanych w doświadczeniu rezultatów wynika, iż każdy z badanych

elementów mięśniowych tuszki drobiowej był narażony na niekorzystne zmiany

tłuszczu czyli utlenianie, o czym świadczył proporcjonalny wzrost wartości wskaźnika

TBARS do dnia przechowywania zamrażalniczego.

Mięsnie podudzia były najbardziej narażone na działanie reaktywnych form

tlenu, bowiem już w dniu zamrożenia wykazywały najwyższy poziom wskaźnika

TBARS

różniący się istotnie od wartości wskaźnika otrzymanego dla pozostałych

badanych mięśni drobiu, tj. 58,72 µg/g mięśni (tabela nr 5). W ciągu pierwszego

miesiąca

przechowywania

zaobserwowano

nasilenie

zmian

oksydacyjnych,

a w okresie od 60 do 90 dni składowania zamrażalniczego nie stwierdzono istotnych

różnic w ilości dialdehydu malonowego w analizowanych mięśniach podudzia.

Ponadto, wartość wskaźnika TBARS w mięśniach podudzia w dniu mrożenia była

48

ponad dwukrotnie wyższa (58,72 µg/g mięśni) (tabela nr 5) od wartości tego

wskaźnika dla obu filetów piersiowych, zewnętrznego (16,93 µg/g mięśni) (tabela

nr 5) i wewnętrznego (16,06 µg/g mięśni) (tabela nr 5) po trzymiesięcznym

przechowywaniu zamrażalniczym.

Podobna sytuacja wystąpiła w przypadku zespołu mięśni udowych, tutaj również

niekorzystne zmiany rozpoczynają się w dniu zamrożenia, a następnie pogłębiają się

w 30

, 60 i 90 dniu przechowywania wykazując tendencję wzrostową dla wskaźnika

TBARS. Dynamicznie przebiegająca oksydacja tłuszczu w mięśniach uda oraz

podudzia mogła być w znacznym stopniu spowodowana wysoką zawartością tłuszczu

oraz rozmieszczeniem pomiędzy poszczególnymi włóknami mięśniowymi. Mięśnie

nóg kurcząt zawierają około 10% tłuszczu, co stanowi znacznie większą ilość tłuszczu

niż np. mięśni piersiowych, które zawierają ok. 0,86% tłuszczu. Niższa zawartość

tłuszczu w mięśniach piersiowych, jak również charakterystyczne umiejscowienie

kuleczek tłuszczowych w strukturach włókienek, powoduje mniejszą podatność tego

składnika na działanie reaktywnych form tlenu. Z przeprowadzonych badań własnych

wynika, iż przechowywanie zamrażalnicze w ciągu czterech miesięcy nie stanowi

zagrożenia oksydacyjnego dla mięśnia piersiowego zewnętrznego. W mięśniu

piersiowym wewnętrznym sytuacja jest zbliżona do mięśnia zewnętrznego i zmiany

oksydacyjne zachodzą w nim na podobnym poziomie. Jednakże dynamika zmian

oksydacyjnych w mięśniu piersiowym wewnętrznym jest nieco wyższa (16,06 µg/g –

26,06 µg/g mięśnia) w porównaniu z mięśniem piersiowym zewnętrznym (16,93 µg/g

– 21,75 µg/g mięśnia) (tabela nr 5). Ponadto, w mięśniu piersiowym wewnętrznym

w 90 dniu mrożenia zachodzą istotne statystycznie zmiany w ilości substancji

reagujących z kwasem 2-tiobarbiturowym

w porównaniu z wcześniejszymi dniami

badawczymi tj. w 0, 30 i 60 dniu mrożenia.

.

Statystycznie istotne różnice (p ≤ 0,05) w zaawansowaniu zmian oksydacyjnych

w takich elementach tuszki drobiowej, jak mięśnie skrzydłowe oraz mięśnie części

grzbietowej

zaobserwowano

dopiero

po

90

dniowym

przechowywaniu

zamrażalniczym. Należy jednak podkreślić fakt, stosunkowo wysokiej zawartości

substancji reagujących z kwasem 2-tiobarbiturowym już w mięśniach schłodzonych

49

(nieprzechowywanych w stanie zamrożonym) w odniesieniu do mięśni filetów

piersiowych, w których podobną ilość di aldehydu malonowego zaobserwowano

dopiero po 3 miesiącach przechowywania w temperaturze -18

°

C.

Okres przechowywania zamrażalniczego to drugi z wyróżników mających wpływ

na status oksydo-redukcyjny mięśni drobiu.

Na podstawie uzyskanych wyników można wnioskować, iż mięśnie kurcząt już

w stanie schłodzonym są narażone na zachodzenie zmian oksydacyjnych, bowiem

we wszystkich analizowanych mięśniach wykryto obecność dialdehydu malonowego.

Najwyższy poziom substancji reagujących z kwasem 2-tiobarbiturowym w dniu

mrożenia stwierdzono w mięśniach podudzia (58,72 µg/g mięśni) i uda (32,15 µg/g

mięśni) (tabela nr 5). Podobne zależności stwierdzono również po pierwszym miesiącu

przechowywania zamrażalniczego.

Po dwumiesięcznym przechowywaniu mięśni podudzia i uda stwierdzono istotne

(p

≤

0,05)

zwiększenie ilości di aldehydu malonowego, podczas gdy stan

zaawansowania zmian oksydacyjnych tłuszczu w pozostałych analizowanych

mięśniach tuszki drobiowej nie ulegał istotnym zmianom.

Analiza

ilości

substancji

reagujących

z

kwasem

2-tiobarbiturowym

przeprowadzona w mięśniach kurcząt przechowywanych zamrażalniczo przez 90 dni

wykazała istotny (p

≤

0,05)

wzrost stopnia zaawansowania zmian oksydacyjnych

w mięśniach skrzydłowych, piersiowym wewnętrznym, udowych oraz części

grzbietowej (tabela nr 5). Nie stwierdzono natomiast w mięśniach piersiowych

zewnętrznych istotnego (p

≤

0,05)

zwiększenia ilości dialdehydu malonowego,

jakkolwiek zaobserwowano lekką tendencję wzrostową.

50

5. Dyskusja wyników

Przechowywanie zamrażalnicze jest jedną z podstawowych i jednocześnie

najważniejszych metod zabezpieczenia mięsa, jak i produktów mięsnych przed

zepsuciem, albowiem w porównaniu z innymi ta metoda utrwalania prowadzi

do minimalnych strat jakości żywności w czasie długiego okresu przechowywania

(Soyer i in., 2010).

Trwałość produktów mrożonych jest uzależniona od dwóch czynników,

a mianowicie od uzyskania niskich temperatur oraz od przemiany wody w lód.

Wielkość i rozmieszczenie kryształków powstałego lodu jest uzależnione od przebiegu

zamrażania, natomiast ilość lodu zależy od temperatury, jaka zostanie osiągnięta

podczas tego procesu. Ponadto w czasie zamrażania następuje zmiana właściwości

cieplnych mięsa tuszki drobiowej. Jest to spowodowane utworzeniem się kryształków

lodu, których ciepło właściwe jest dwukrotnie mniejsze niż wody (Barbut i in., 1990).

Jednakże, podczas mrożenia mięso tuszek drobiowych ulega niekorzystnym zmianom

chemicznym, które prowadzą do skrócenia czasu przechowywania. Do tych

czynników możemy zaliczyć między innymi niepożądane zmiany oksydatywne czy

powstawanie obcego smaku i zapachu. Przemiany te można jednak ograniczyć

poprzez obniżenie temperatury zamrażania (Grabowski, Kijowski, 2004).

Ciągłe ulepszanie procesu przechowywania zamrażalniczego jest niezwykle

ważne zarówno z technologicznego punktu widzenia, jak również z uwagi na końcową

jakość żywności i sprostanie rosnącym wymaganiom konsumentów, którzy stają się

coraz bardziej świadomi tego co kupują i spożywają. Badania statusu

oksydoredukcyjnego mięsa drobiu mogą przyczynić się do polepszenia zarówno

jakości mięsa i jego przetworów, jak również dzięki analizie przemian zachodzących

w tkance mięśniowej w czasie przechowywania może się ona przyczynić do ustalenia

optymalnego czasu i warunków składowania produktów w niskich temperaturach,

w tym zamrażalniczych. Rozpoznanie zdolności składników mięsa do zmiatania

wolnych rodników, jak również analiza zachodzących przemian oksydacyjnych może

także zapoczątkować wprowadzenie do produkcji różnorodnych, w tym nowoczesnych

rozwiązań w dziedzinie opakowalnictwa, stosowania modyfikowanej atmosfery czy

51

nawet

modyfikacji

żywieniowych mających na celu poprawę statusu

oksydoredukcyjnego mięsa oraz zachowanie stosunkowo wysokich właściwości

przeciwutleniających przy zastosowaniu optymalnych warunków przechowywania

produktów. Ponadto wzbogacenie żywności w antyoksydanty, szczególnie

pochodzenia naturalnego oraz pozyskanie informacji o procesie zmiatania wolnych

rodników jest niezwykle ważne dla zwiększenia zdrowotności żywności.

W badaniach własnych dotyczących określenia właściwości przeciwutleniających

w wybranych mięśniach drobiu podczas przechowywania zamrażalniczego

z wykorzystaniem metod ABTS, DPPH oraz TBARS wykazano, iż zarówno dzień

przechowywania zamrażalniczego, jak i rodzaj mięśnia uzyskanego z tuszki drobiowej

ma statystycznie istotny wpływ na zdolność składników tkanki mięśniowej

do zmiatania wolnych rodników, jak również na dynamikę procesów utleniania

składników mięsa, głównie lipidów. Utlenianie tłuszczy zawartych w poszczególnych

mięśniach tuszki drobiowej jest spowodowane tworzeniem się wolnych rodników,

które przyczyniają się do powstawania zjełczałego smaku i zmian koloru mięsa.

Również utlenianie białek powoduje niekorzystne zmiany w produktach mięsnych,

amianowicie utratę koloru, rozpuszczalności, a także wartości odżywczych (Fasseas

i in., 1998). Każdy z badanych mięśni tuszki drobiowej jest narażony na niekorzystne

zmiany podczas procesu mrożenia, ale szczególnie jest to nasilone w czasie

długotrwałego przechowywania w niskich temperaturach. Świadczy o tym między

innymi

wzrost

wartości

wskaźnika

TBARS

w

czasie

przechowywania

zamrażalniczego w temperaturze -18

°

C oraz wzrost wartości pozostałego w próbie

niezredukowanego DPPH, co może wiązać się ze zmniejszeniem ilości

antyoksydantów w badanej próbie w czasie przechowywania, a tym samym

zwiększoną podatność na zmiany oksydacyjne żywności. Podobne do uzyskanych

w badaniach własnych wyniki otrzymał Soyer i in. (2010) prowadząc analizy mięśni

nóg oraz mięśni piersiowych kurcząt. Wartość wskaźnika TBARS w tych mięśniach

zwiększała się podczas wydłużającego się okresu przechowywania zamrażalniczego.

Badania własne przeprowadzone metodą TBARS wykazały, iż każdy z badanych

mięśni jest narażony na działanie reaktywnych form tlenu, bowiem już w dniu

zamrożenia wykryto obecność dialdehydu malonowego (MDA).

52

Podobnie, jak w badaniach Soyer i in. (2010), badania własne wykazały,

iż zmiany te są bardziej intensywne w mięśniach nóg, tj. podudzia i uda niż

w pozostałych mięśniach. Podobne wyniki uzyskał również Pikul i in. (1984), który

w swych

badaniach

odnotował

znaczny

wzrost

ilości

MDA

podczas

sześciomiesięcznego przechowywania w stanie zamrożenia mięśni nóg i mięśni

piersiowych kurcząt. Również Abdel– Kader (1996) wykazał wzrost tempa utleniania

frakcji

lipidowej

mięsa

podczas

sześciomiesięcznego

przechowywania

zamrażalniczego. Podobnie jak w badaniach własnych, również Abdel – Kader (1996)

oraz Pikul i in. (1984) odnotowali wyższy wzrost utleniania lipidów w mięśniach nóg

w porównaniu z mięśniami piersiowymi kurcząt. Jest to między innymi spowodowane

większą ilością barwników hemowych w mięśniach nóg oraz wyższą zawartością

tłuszczów. Odmienne obserwacje wykazała w swoich badaniach Malczyk (1999),

określając znacznie większą wartość wskaźnika TBA w lipidach mięśni piersiowych

w porównaniu z mięśniami nóg. Jest to inicjowane znacznie większą obecnością

wysoko nienasyconej frakcji fosfolipidowej, będącej składnikiem budulcowym błon

komórkowych, w mięśniach piersiowych w porównaniu z mięśniami ciemnymi.

Ponadto, wyniki oznaczeń zdolności zmiatania syntetycznego kationorodnika

ABTS przeprowadzonych

w badaniach własnych wykazały tendencję obniżania się,

co wskazuje na spadek zdolności do wygaszania wolnych rodników przez składniki

zawarte w mięśniach drobiu w czasie przechowywania zamrażalniczego. Może to być

spowodowane zmniejszającą się zawartością i/lub aktywnością naturalnych

antyoksydantów obecnych w mięśniach tuszki drobiowej. Podczas wydłużającego się

okresu przechowywania aktywność przeciwutleniaczy egzogennych mięsa zmniejsza

się i w 90 dniu składowania zamrażalniczego może prowadzić do wystąpienia sporego

zaawansowania niekorzystnych zmian oksydacyjnych.

Proces utleniania składników zawartych w mięśniach tuszki drobiowej zachodzi

znacznie szybciej i na wyższym poziomie w ciemnych mięśniach w porównaniu

z mięśniami białymi. W mięśniach ciemnych, do których należą mięśnie nóg, zarówno

podudzia, jak i uda, jest znacznie większa ilość składników prooksydacyjnych,

przyczyniających się do zapoczątkowania reakcji wolnorodnikowych. Podobne wyniki

53

uzyskali Eymard i in. (2009) oraz Srinivasan i Hultin (1995), którzy wykazali,

że mięśnie ciemne są bardziej podatne na utlenianie, gdyż zawierają znacznie większą

ilość lipidów, białek hemowych oraz enzymów mikrosomalnych. Także Sacchetti

i wsp. (2008) potwierdzili w swoich badaniach nad antyoksydacyjną aktywnością

mięśni drobiu, że mięśnie piersiowe charakteryzują się większą aktywnością

w zmiataniu wolnych rodników w porównaniu z mięśniami nóg. Wiąże się

to z faktem, że mięśnie udowe zawierają w swoim składzie więcej tłuszczu i

lipofilnych przeciwutleniaczy posiadających znacznie niższe RSA (ang. radical

scavenging activity).

W hamowaniu niekorzystnych procesów oksydacji mięsa i jego wyrobów

niezwykle ważne jest dobranie odpowiednich procesów oraz ich parametrów, które

mogą skutecznie zapobiegać lub w znacznym stopniu ograniczyć powstawanie

reaktywnych form tlenu, które przyczyniają się do zapoczątkowania reakcji

autooksydacji.

54

6. Wnioski

Na podstawie wyników uzyskanych w trakcie realizacji badań oraz

przeprowadzonej analizy statystycznej można stwierdzić, że:

1. Podczas przechowywania zamrażalniczego tj. w temperaturze -18

°

C, w mięsie

drobiu zachodzą niekorzystne procesy oksydacyjne oraz zmniejsza się

aktywność naturalnych związków przeciwutleniających obecnych w tkankach

do zmiatania wolnych rodników.

2. Procesy utleniania składników zawartych w analizowanych mięśniach kurcząt

są uzależnione zarówno od dnia przechowywania zamrażalniczego, jak

i od rodzaju mięśni drobiu.

3. Oksydacja składników zawartych w mięśniach, głównie lipidów, rozpoczyna

się tuż po śmierci zwierzęcia, a operacje technologiczne tj. schładzanie

i mrożenie, a w szczególności długotrwałe przechowywanie prowadzą

do zaawansowania zmian oksydacyjnych w mięsie kurcząt.

4. W czasie przechowywania zamrażalniczego w poszczególnych mięśniach

kurcząt zmniejsza się aktywność antyoksydantów egzogennych, a zwłaszcza

ich zdolność do zmiatania wolnych rodników, co prowadzi do ograniczenia

możliwości kontrolowania procesów oksydacji składników mięsa tj. lipidów,

barwników czy białek.

5. Najbardziej podatne na procesy oksydacji są mięśnie kurcząt pozyskane

z podudzi i ud. Natomiast, najmniej narażone na procesy oksydacji wywołane

działaniem reaktywnych form tlenu są mięśnie piersiowe, zarówno

powierzchniowy, jak i głęboki.

55

7. Spis literatury

1. Abdel – Kader Z. M. 1996. Lipid oxidation in chicken as affected by cooking

and frozen storage. Nahrung: 40, 21 – 24.

2. Bałasińska B. 2004. Ocena stanu oksydo – redukcyjnego w żywych

organizmach. Medycyna Weterynaryjna: 60 (6), 579 – 583.

3. Barbut S., Mittal, G. S. 1990. Influence of the freezing rate on the rheological

and gelation properties of dark poultry meat. Poultry Science; 69, 827–832.

4. Barowicz T. 2000. Wolne rodniki tlenowe, przeciwutleniacze oraz jakość mięsa

wieprzowego. Trzoda Chlewna: 12, 53 – 55.

5. Bartnikowska E. 1992. Powstawanie wolnych rodników tlenowych i skutki ich

działania u zwierząt. Medycyna Weterynaryjna: 48 (4), 173 – 176.

6. Bartnikowska E. 2004. Przeciwdziałanie procesom utleniania w mięsie

i przetworach mięsnych. Przemysł Spożywczy: 5, 52 – 56.

7. Bartnikowska E., zawadzka K., Szymańska M. 2002. Wartość odżywcza mięsa

zwierząt rzeźnych i drobiu. Przemysł Spożywczy: 7, 17 – 20.

8. Bartosz G. 2009. Druga twarz tlenu. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa.

9. Eymard S., Baron C. P., Jakobsen C. 2009. Oxidation of lipid and protein

in horse mackered (Trachurus trachurus) mince and wasched minces during

processing and storage. Food Chemistry: 114, 57- 65.

10. Fasseas M.K.,

K.C. Mountzouris, P.A. Tarantilis, M. Polissiou, G. Zervas,

1998. Antioxidant activity in meat treated with oregano and sage essential oils.

Food Chemistry; 106 , 1188

–

1194

11. Gajewski M., Kamińska E., Wysocki Ł., Szczepanik Sz., Sygitowicz G.,

Wojciechowski M., Pachecka J., Maśliński S. 2008. Gospodarka tlenowa

w organizmie. Część I. Życie Weterynaryjne: 80 (7),380 – 386.

12. Grabowski T., Kijowski J. 2004. Mięso i przetwory drobiowe. Wydawnictwa

Naukowo- Techniczne, Warszawa

56

13. Kamińska E., Gajewski M., Wysocki Ł., Szczepanik Sz., Sygitowicz G.,

Wojciechowski M., Pachecka J., Maśliński S. 2008. Gospodarka tlenowa

w organizmie. Część II. Życie Weterynaryjne: 80 (8),473 - 480.

14. Kleczkowski M., Kluciński W., Sikora J., Kasztelan R. 2004. Rola wybranych

składników mineralnych w procesach oksydacyjnych organizmu. Medycyna

Weterynaryjna: 60 (3), 242 – 245.

15. Kleczkowski M., Kluciński W., Sitarska E., Sikora J. 1998. Stres oksydacyjny

i wybrane

wskaźniki

stanu

antyoksydacyjnego

zwierząt.

Medycyna

Weterynaryjna: 54 (3), 166 – 171.

16. Kozłowska – Wojciechowska M. 2002. Antyoksydanty – sprzymierzeńcy

zdrowia. Wiadomości Zielarskie: 5, 8-9.

17. Łata B. 1998. Mechanizmy chroniące roślinę przed stresem oksydacyjnym,

wywołanym niekorzystnymi warunkami środowiska. Postępy Nauk

Rolniczych: 6, 115 – 132.

18. Malczyk E., 1999. Wpływ systemu żywienia kurcząt na procesy oksydacyjne

zachodzące w mięsie przechowywanym chłodniczo. Żywność Nauka

Technologia Jakość; 3 (20),136-150

19. Malinowska a. 1992. Skutki toksycznego działania aktywnych form tlenu

i ochrona przed nimi. Nowości Weterynarii: 22, 3 – 16.

20. Nawrot R., Goździcka – Józefiak A. 2002. Biotechnologia w walce

z reaktywnymi formami tlenu. Biotechnologia: 2 (57), 88 – 101.

21. Niewiarowicz A., Grabowski T. 1993. Technologia mięsa drobiowego.

Wydawnictwa Naukowo- Techniczne, Warszawa.

22. Panczenko – Kresowska B. 1997. Wolne rodniki a żywienie. Wiadomości

Zielarskie: 10, 17- 18.

23. Pawlak M. 1998. Dyskretny urok mięśnia. Polskie Drobiarstwo: 12, 6 – 8.

24. Pikul J., Leszcyński D.E., Bechtel P.J., Kummerow F.A. 1984. Effects of rozen

storage and cooking on lipid oxidation in chicken meat. Journal of Food

Science: 49, 838- 843.

25. Pisulewski P., Kostogrys R., Franczyk – Żarów M. 2007. Przeciwutleniacze

w żywności. Wydawnictwo Naukowo – Techniczne, Warszawa.

57

26. Giampiero Sacchetti , Carla Di Mattia, Paola Pittia, Giuseppe Martino, 2008;

Application of a radical scavenging activity test to measure the total antioxidant

activity of poultry meat. Meat Science: 80, 1081 - 1085

27. Sicińska E. 2008. Przeciwutleniacze w żywności. Przemysł Spożywczy: 5, 36-

38, 45.

28. Soyer A., A zalp B., DalmAąs A., Bilgin V. 2010. Effects of feezing

temperature and duration of frozen storage on lipid and protein oxidation

in chicken meat. Food Chemistry: 120, 1025- 1030.

29. Srinivasan S., Hultin H. O. 1995. Hydroxyl radical odyfication of fish muscle

proteins. Journal of Food Biochemistry: 18,405 – 425.

30. Świerczewska E., Siennicka A. 2005. Antyoksydanty – skuteczna broń przeciw

wolnym rodnikom. Polskie Drobiarstwo:12, 40 – 44.

31. Szczypka M. 1997. Wolne rodniki i obrona antyoksydacyjna – udział

czynników dietetycznych. Przemysł Spożywczy: 4,16- 18.

32. Wójcik – Przybyłko E. 1997. Rola witamin w usuwaniu skutków działania

aktywnych form tlenu a organizm zwierzęcy. Nowa weterynaria:4, 32 – 37.

33. Wójcik – Przybyłko E., Dębski B. 1998. Zapobieganie skutkom działania

wolnych rodników w paszach dla zwierząt. Magazyn Weterynaryjny:1 (33),

26– 28.

34. Zięba R. 2007. Karnozyna – aktywność biologiczna i perspektywy

zastosowania w farmakoterapii. Wiadomości Zielarskie; 1- 2, 73 – 79.

35. Norma PN-92A-86521

36. www.elemiah.pl/homo1.php

58

Tab. 1 Zdolność do zmiatania syntetycznego kationorodnika ABTS przez składniki wybranych mięśni pozyskanych z tuszki

kurczęcej w czasie przechowywania zamrażalniczego

Element tuszki drobiowej

Mi

ęś

nie

skrzydła

Mi

ęś

nie piersiowe

zewn

ę

trzne

Mi

ęś

nie piersiowe

wewn

ę

trzne

Mi

ęś

nie

podudzia

Mi

ęś

nie

ud

Mi

ęś

nie cz

ęś

ci

grzbietowej

0

21,34 c d

21,05 b c d

21,58 c d

21,53 c d

21,36 c d

21,05 b c d

30 23,04 d

19,94 b c

21,20 b c d

21,80 c d

20,33 b c

22,08 c d

60

22,11 c d

18,84 b

20,22 b c

20,36 b c

21,60 c d

19,94 b c

D

z

ie

ń

p

rz

e

c

h

o

w

y

w

a

n

ia

90

15,21 a

14,90 a

14,27 a

14,36 a

15,84 a

15,67 a

a, b, c, d - wystąpienie wspólnej litery przy indeksach średnich oznacza brak statystycznie istotnej różnicy przy p ≤ 0,05

ilość powtórzeń n = 9

59

Tab.2 Wieloczynnikowa analiza wariancji wyników oznaczenia zdolności do zmiatania syntetycznego kationorodnika ABTS

przez składniki wybranych mięśni tuszki kurczęcej w czasie przechowywania zamrażalniczego

Materiał
badawczy

Zmienno

ść

Warto

ść

F

Prawdopodobie

ń

stwo (p)

Dzie

ń

przechowywania

107,16

0,000

Rodzaj mi

ęś

nia

2,52

0,041

E

le

m

e

n

t

tu

s

z

k

i

d

ro

b

io

w

e

j

Interakcja dzie

ń

przechowywania x rodzaj
mi

ęś

nia

1,21

0,298

p≤0,05 – zależność istotna statystycznie

60

Tab. 3 Zdolność do zmiatania nie zredukowanego rodnika DPPH przez składniki wybranych mięśni pozyskanych z tuszki

kurczęcej w czasie przechowywania zamrażalniczego

Element tuszki drobiowej

Mi

ęś

nie

skrzydła

Mi

ęś

nie

piersiowe zewn

ę

trzne

Mi

ęś

nie

piersiowe wewn

ę

trzne

Mi

ęś

nie

podudzia

Mi

ęś

nie

ud

Mi

ęś

nie

cz

ęś

ci grzbietowa

0

0,58 a

0,61 a

0,63 a b

0,66 a b

0,65 a b

0,65 a b

30

0,83 c d e

0,81 c d

0,81 c d

0,75 b c

0,79 c d

0,75 b c

60

0,83 c d e

0,83 c d e

0,82 c d

0,83 c d e

0,81 c d

0,81 c d

D

z

ie

ń

p

rz

e

c

h

o

w

y

w

a

n

ia

90

0,89 c d e f

0,97 f

0,98 f

0,93 d e f

0,82 c d

0,96 e f

a, b, c, d, e, f - wystąpienie wspólnej litery przy indeksach średnich oznacza brak statystycznie istotnej różnicy przy p ≤ 0,05

ilość powtórzeń n = 9

61

Tab.4 Wieloczynnikowa analiza wariancji wyników oznaczenia zdolności do zmiatania niezredukowanego rodnika DPPH

przez składniki wybranych mięśni tuszki kurczęcej w czasie przechowywania zamrażalniczego

Materiał
badawczy

Zmienno

ść

Warto

ść

F

Prawdopodobie

ń

stwo (p)

Dzie

ń

przechowywania

50,237

0,000

Rodzaj mi

ęś

nia

0,474

0,793

E

le

m

e

n

t

tu

s

z

k

i

d

ro

b

io

w

e

j

Interakcja dzie

ń

przechowywania x rodzaj
mi

ęś

nia

0,988

0,482

p≤0,05 – zależność istotna statystycznie

62

Tab. 5 Ilość substancji reagujących z kwasem 2-tiobatbiturowym w zależności od rodzaju mięśnia i dnia przechowywania

zamrażalniczego

Element tuszki drobiowej

Mi

ęś

nie

skrzydła

Mi

ęś

nie

piersiowe zewn

ę

trzne

Mi

ęś

nie

piersiowe wewn

ę

trzne

Mi

ęś

nie

podudzia

Mi

ęś

nie

ud

Mi

ęś

nie

cz

ęś

ci grzbietowa

0 29,42 d e f g

16,93 a

16,06 a

58,72 j 32,15 f g

25,00 c d

30 30,31 e f g

18,81 a b

16,48 a

67,96 k 41,21 h

27,66 d e f

60 33,87 g

19,12 a b

19,33 a b

75,00 ł l 50,24 i

29,45 d e f g

D

z

ie

ń

p

rz

e

c

h

o

w

y

w

a

n

ia

90 42,33 h

21,75 b c

26,06 c d e

78,75 ł 73,36 k

54,60 j

a, b, c, d, e, f, g, h, i, j, k, l, ł - wystąpienie wspólnej litery przy indeksach średnich oznacza brak statystycznie istotnej różnicy przy

p ≤ 0,05

ilość powtórzeń n = 9

63

Tab.6 Wieloczynnikowa analiza wariancji wyników oznaczenia ilość substancji reagujących z kwasem 2-tiobatbiturowym w

czasie przechowywania zamrażalniczego

Materiał badawczy

Zmienno

ść

Warto

ść

F

Prawdopodobie

ń

stwo (p)

Dzie

ń

przechowywania

203,84

0,000

Rodzaj mi

ęś

nia

704,38

0,000

E

le

m

e

n

t

tu

s

z

k

i

d

ro

b

io

w

e

j

Interakcja dzie

ń

przechowywania x rodzaj
mi

ęś

nia

18,97

0,000

p≤0,05 – zależność istotna statystycznie

64

Wykres 1. Zdolność do zmiatania syntetycznego kationorodnika ABTS przez składniki wybranych mięśni pozyskiwaych z
tuszki kurcząt w czasie przechowywania zamrażalniczego

0

5

10

15

20

25

Il

o

ś

ć

s

y

n

te

ty

c

z

n

e

g

o

ro

d

n

ik

a

A

B

T

S

u

g

T

ro

lo

x

u

/g

0

30

60

90

Dzie

ń

przechowywania zamra

ż

alniczego

Zdolno

ść

do zmiatania syntetycznego kationorodnika ABTS przez składniki

wybranych mi

ęś

ni pozyskanych z tuszki kurcz

ą

t w czasie przechowywania

zamra

ż

alniczego

Skrzydło

Filet z piersi

Filet z piersi gł

ę

bokiej

Podudzie

Udo

Cz

ęść

grzbietowa

65

Wykres 2. Zdolność do zmiatania niezredukowanego rodnika DPPH przez składniki wybranych mięśni pozyskiwaych z tuszki
kurczęcej w czasie przechowywania zamrażalniczego

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1

Il

o

s

c

n

ie

z

re

d

u

k

o

w

a

n

e

g

o

r

o

d

n

ik

a

D

P

P

H

u

g

T

ro

lo

x

u

/g

0

30

60

90

Dzie

ń

przechowywania zamra

ż

alniczego

Zdolno

ść

do zmiatania niezredukowanego rodnika DPPH przez składniki

wybranych mi

ęś

ni pozyskanych z tuszki kurcz

ę

cej w czasie

przechowywania zamra

ż

alniczego

Skrzydło

Filet z piersi

Filet z piersi gł

ę

bokiej

Podudzie

Udo

Cz

ęść

grzbietowa

66

Wykres 3. Zależność ilości substancji zawartych w wybranych mięśniach tuszki kurczęcej reagujących z kwasem 2-
tiobarbiturowym w czasie przechowywania zamrażalniczego

0

10

20

30

40

50

60

70

80

Il

o

ś

ć

s

u

b

s

ta

n

c

ji

re

a

g

u

ja

c

y

c

h

z

T

B

A

R

S

u

g

M

D

A

/

g

m

i

ę

ś

n

ia

0

30

60

90

Dzie

ń

przechowywania zamra

ż

alniczego

Zale

ż

no

ść

ilo

ś

ci substancji zawatrych w wybranych mi

ęś

niach tuszki

kurcz

ę

cej reaguj

ą

cych z kwasem 2-tiobarbiturowym w czasie

przechowywania zamra

ż

alniczego

Skrzydło

Filet z piersi

Filet z piersi gł

ę

bokiej

Podudzie

Udo

Cz

ęść

grzbietowa